CC BY
9
Содержание препаратов [вычисляли по формуле А =—шгде С—
найденное путем визуального сравнения или по калибровочному графику количество вещества в пробе, мкг; V—объем пробы, мл.
Описанный метод применен при санитарно-химических исследованиях образцов полипропилена, применяемого при изготовлении изделий для водоснабжения, и анализе питьевой воды из скважины, оборудованной с использованием названных материалов.
ЛИТЕРАТУРА. Ахрем A.A., Кузнецова А. И. Тонкослойная кроматография. М., 1965.— Маслова И. П., Золотарева К. А., Глазунова Н. А. и др. Химические добавки к полимерам. М., 1973.
Поступила 22/XI 1976 г
УДК 614.3:576.851.252.07
С. И. Тетерин
ИССЛЕДОВАНИЕ НА ПАТОГЕННЫЕ СТАФИЛОКОККИ В САНИТАРНО-МИКРОБИОЛОГИЧЕСКОЙ ПРАКТИКЕ С ИСПОЛЬЗОВАНИЕМ СРЕД, СОДЕРЖАЩИХ АНТИБИОТИКИ
Линейная санэпидстанция Горьковской железной дороги, Красноуфимск Свердловской
области
В "настоящее время для выделения патогенных стафилококков в санитарной бактериологии в основном используются среды с гипертоническим содержанием хлористого натрия (Е. А. Гордеева и Е. Г. Войнарская), недостатками которых являются слабое подавление роста сопутствующей микрофлоры и позднее (через 48 ч) проявление на средах характерных свойств стафилококка.
Цель настоящей работы — испытание модифицированных нами питательных сред для выделения патогенных стафилококков.
В литературе имеются сообщения об устойчивости стафилококков к антибиотику — полимиксину М (С. М. Навашин и И. П. Фомина; П. Б. Остроумов).
Для выделения чистой культуры стафилококка П. Б. Остроумов предложил и апробировал на клиническом материале плотную среду с манни-том, полимиксином М и индикатором — феноловым красным.
Ввиду отсутствия фенолового красного мы заменили его индикатором Андреде и на клиническом материале (отделяемое из ран, промывные воды желудка, кал, мазки из зева и носа) получили хорошие результаты. Характерный рост стафилококка на этой среде наступает через 18—20 ч, что позволяет сократить срок исследования на 24 ч. Стафилококки растут на ман-нит-полимиксиновом агаре в виде блестящих плотных розоватых колоний диаметром от 2 до 4 мм, легко отличимых от сопутствующих микроорганизмов. Однако при исследовании объектов внешней среды (смывы с предметов обихода, продукты питания и др.) с применением данной среды мы получили неудовлетворительные результаты. На 10—20% пересеенных со сред обогащения проб рост стафилококка заглушался сливным ростом грибковых микроорганизмов.
Для более полного подавления роста сопутствующей микрофлоры мы ввели в состав среды противогрибковый антибиотик нистатин и испытали среду в санитарной практика. Характер роста стафилококка после добавления в среду нистатина не изменялся.
Всего сделано 250 параллельных посевов со среды обогащения — солевого бульона на молочно-солевой агар (МСА) и с маннит-полимиксина на нистатиновый агар (МПНА). Полученные данные представлены в табл. 1.
МСА и МПНА
«> Выделено культур
Питатель- и о с стафилококки
ная среда Число ВОВ всего сапрофитные патогенные
МСА МПНА 250 250 57 19 27 9 9
Таблица 1 Преимущество МПНА перед
Результаты параллельного исследования МСА очевидно: более чем в 3 раза
сокращается расход рабочего времени, сред, посуды на поиски патогенного стафилококка при одинаковом количестве положительных результатов.
Основным критерием патогеннос-ти стафилококка в станитарной бактериологии является его плазмоко-агулирующая активность (Г. Н. Чи-стович).
За время работы с полимиксиновыми средами нами выделено из различных субстратов (смывы с предметов обихода, продукты питания, лекарственные формы, воздух, клинический материал) 256 культур стафилококка, все они дали реакцию плазмокоагуляции с сухой плазмой кролика, изготовленной Белорусским институтом эпидемиологии, микробиологии и гигиены, т. е. полимиксин М полностью подавлял рост коагулазонегатив-ных стафилококков, что, на наш взгляд, является еще одним преимуществом сред, содержащих полимиксин.
При постановке реакции плазмокоагуляции мы пользуемся разработанной нами модификацией. Подозрительную колонию с чашки Петри снимаем бактериологической петлей и суспензируем в пробирке с 0,3 мл физиологического раствора. Не прожигая петли, наносим на предметное стекло часть взвеси культуры и оставшуюся на чашке часть колонии. Мазок на предметном стекле окрашиваем по Граму. В том случае, если в мазке обнаружены характерные клетки стафилококка, из микробной взвеси в пробирке делаем посев на скошенный агар для получения чистой культуры стафилококка, в оставшуюся часть взвеси вводим 0,25 мл кроличьей плазмы в разведении 1:2. В пробирке с культурой мы получаем требуемое разведение плазмы 1 : 4 и дальнейший учет реакции плазмокоагуляции проводим как обычно. Когда в мазке имеется постронняя микрофлора, культуру уничтожаем и реакцию плазмокоагуляции не ставим.
Параллельная проверка указанной модификации с классическим методом показала полное совпадение результатов.
Используемые в практике среды обогащения для стафилококков не позволяют после соответствующей инкубации определить возможное наличие в пробе патогенного стафилококка, что приводит к трате дополнительного времени при пересевах проб на плотные дифференциальные среды. Для устранения этого недостатка мы разработали среду обогащения, содержащую индикатор, многоатомный спирт и ингибитор сопутствующей микрофлоры. После выдержки в термостате при 37° С изменение цвета индикатора указывает на предполагаемое загрязнение пробы патогенными стафилококками. В дальнейшем для исследования берут только пробы с изменившимся цветом индикатора, а пробы без его изменения отбрасывают.
Мы провели 457 параллельных исследований смывов с предметов оби-
Таблица 2
Результаты сравнительного изучения солевых сред и сред, содержащих антибиотики
Методика Число анализов Число пересевов на плотные среды Выделено Поставлено реакций плазмокоагуляции % высе-ваемостн патогенного стафилококка
культур всего оказались положительными
Солевой бульон, МСА 457 457 168 78 14 3
Предлагаемая индикаторная 5,4
среда обогащения, МПНА 457 68 49 25 25
хода (инвентарь пищеблоков, столовых и детских дошкольных учреждений) для сравнения высеваемости при использовании разных сред обогащения. Смывы брали двумя тампонами, которые помещали в среды обогащения. После инкубации в термостате при 37° С делали пересев со сред обогащения на плотные дифференциальные среды: с солевого бульона наМСА и с предлагаемой нами среды обогащения на МПНА.
Данные параллельных исследований приведены в табл. 2.
Из табл. 2 видно, что индикаторная среда обогащения повышает вы-севаемость патогенного стафилококка почти в 2 раза по сравнению с солевыми средами, одновременно сокращается расход времени и материалов на выделение патогенного стафилококка.
Индикаторную среду обогащения для стафилококков готовят следующим образом. На 100 мл воды берут 1 г пептона, 0,5 г хлористого натрия, 1,5 г маннита, кипятят, добавив 1 мл индикатора Андреде, и стерилизуют при 0,5 атм 20 мин. Перед употреблением вводят 40 000 ЕД водного раствора полимиксина М. Среда имеет слегка розоватый цвет. Стафилококк, развиваясь, изменяет ее цвет на ярко-малиновый, четкие результаты получают через 48 ч инкубации.
Приготовление МПНА: к 100 мл воды добавляют 5 г сухого питательного агара производства Дагестанского института питательных сред, после его расплавления вводят 1,5 г маннита, 1 мл индикатора Андреде и стерилизуют при 1 атм 30 мин. После охлаждения до 50° С в агар вводят 40 000 ЕД водного раствора полимиксина М и 8000 ЕД водной взвеси антибиотика нистатина, тщательно перемешивают и разливают в чашки Петри по 20 мл. Перед посевом чашки подсушивают в термостате.
ЛИТЕРАТУРА. Гордеева Е. А., Войнарская Е. Г.—«Лабор. дело», 1973, № 3, с. 174—175.— Навашин С. М., Фомина И. П. Справочник по антибиотикам. М., 1968, с. 205—206.— Остроумов П. Б— «Лабор. дело», 1971, № 3, с. 185.— Чистович Г. Н.— В кн.: Санитарная микробиология. Под ред. Г. П. Калины и Г. Н. Чистович. М., 1969, с. 95—102.
Поступила 5/111 1977 г.
УДК 616-002.5-092.9:613.2
М. Г. Чистяков, Р. Д. Ильинская, О. В. Боровиков, А. П. Парахонский,
Г. М. Синицина
МЕТОД ОЦЕНКИ РЕЗИСТЕНТНОСТИ ОРГАНИЗМА К ДЕЙСТВИЮ НЕБЛАГОПРИЯТНЫХ ФАКТОРОВ
Кубанский медицинский институт им. Красной Армии, Краснодар
При изучении биологической ценности продуктов питания, получаемых от сельскохозяйственных животных, в корм которых включается определенное количество биомассы дрожжей, выращенных на основе нефтяных дистиллятов, представлялось целесообразным исследование влияния этих продуктов на резистентность организма белых крыс к экспериментальной туберкулезной инфекции.
Опыты проводили на 120 белых крысах линии Вистар с исходным весом 100—120 г, разделенных на 2 равные группы в зависимости от рационов. Животных 1-й группы содержали на рационе, включающем 10 г молока, 10 г обезжиренного творога, 1,5 г сливочного масла и Юг яиц. Продукты получали от коров и кур, в корме которых 25% белка было заменено белком углеводородных дрожжей, выращенных на основе дизельного топлива1. Контролем служили крысы 2-й группы, в рацион которых включались в таком же количестве аналогичные молочные продукты и яйца, получаемые от
1 Состав дрожжей: 67,2% белка, 0,7% жиров, 16,1% углеводов и 0,1% остаточных углеводородов
