CC BY
67
ФИЗИОЛОГИЯ И БИОХИМИЯ ПИТАНИЯ
Для корреспонденции
Аксенов Илья Владимирович - кандидат медицинских наук, старший научный сотрудник лаборатории энзимологии питания ФГБНУ «НИИ питания»
Адрес: 109240, г. Москва, Устьинский проезд, д. 2/14 Телефон: (495) 698-53-65 E-mail: [email protected]
И.В. Аксенов, Н.В. Трусов, Л.И. Авреньева, Г.В. Гусева, Н.В. Лашнева, Л.В. Кравченко, В.А. Тутельян
Влияние рутина на активность ферментов антиоксидантной защиты и метаболизма ксенобиотиков в печени крыс при разном содержании жира в рационе
#
Effects of rutin on the activity of antioxidant enzymes and xenobiotic-metabolizing enzymes in liver of rats fed diets with different level of fat
I.V. Aksenov, N.V. Trusov, L.I. Avreneva, G.V. Guseva, N.V. Lashneva, L.V. Kravchenko, V.A. Tutelyan
ФГБНУ «НИИ питания», Москва Institute of Nutrition, Moscow
Исследования проведены на 6 группах крыс-самцов линии Вистар, которые в течение 28 дней получали полусинтетические рационы: 1-я и 4-я группы - безжировой; 2-я и 5-я группы - стандартный (10% жира по весу, 26% - по калорийности; лярд/подсолнечное масло - 1/1); 3-я и 6-я группы - высокожировой (30% жира по весу, 56% - по калорийности). В течение последних 14 дней эксперимента крысы 4, 5 и 6-й групп получали рутин в дозе 40 мг/кг массы тела в сутки. Была изучена общая антиоксидантная активность (АОА) плазмы крови, содержание в ней малонового диальдегида (МДА), активность в ней параоксоназы-1. В печени наряду с показателями антиоксидантного статуса (уровнем МДА, активностью параоксо-назы-1, хинонредуктазы, гемоксигеназы-1) исследовали активность ферментов метаболизма ксенобиотиков (ФМК) (CYP1A1, CYP1A2, CYP3A1, CYP2B1, UDP-глюкуронозилтрансферазы и глутатион-рансферазы), а также неседиментируемую активность лизосомаль-ных ферментов (арилсульфатаз А и В, р-галактозидазы и р-глюку-ронидазы). Было установлено возрастание активности ферментов антиоксидантной защиты и ФМК при увеличении количества жира в рационе. Рутин не оказывал выраженного влияния на показатели антиоксидантного статуса и снижал неседиментируемую активность лизосомальных ферментов независимо от содержания жира в рационе. Рутин в составе стандартного рациона стимулировал в разной степени активность всех изученных ФМК, но практически не влиял на их активность при использовании безжирового и высокожирового рационов. Полученные результаты позволяют заключить, что независимо от уровня жира в рационе крыс рутин в дозе, сопоставимой с дозами, применяемыми в клинических исследованиях, не оказывает существенного влияния на активность анти-оксидантных ферментов, в то время как снижение или увеличе-
4
И.В. Аксенов, Н.В. Трусов, Л.И. Авреньева и др.
ние содержания жира модулирует (подавляет) действие рутина на активность ФМК.
Ключевые слова: рутин, безжировой рацион, высокожировой рацион, ферменты метаболизма ксенобиотиков, ферменты антиоксидантной защиты, ферменты лизосом
The study has been carried out on 6 groups of male Wistar rats, which received semi-synthetic diets within 28 days. Rats of 1st and 4th group received fat-free diet, 2nd and 5th - diet containing standard amount of fat (10% by weight, 26% by caloric content; lard/sunflower oil - 1/1); 3rd and 6th group - a high-fat diet (30% by weight, 56% by caloric content). During the last 14 days of the experiment rats received rutin in the dose of 40 mg/kg b.w. AOA, MDA level and the activity of paraoxonase 1 have been evaluated in blood serum. In rat liver along with the parameters of the antioxidant status (MDA level, activity of paraoxonase 1, quinone reductase, heme oxygenase-1) the activity of xenobiotic-metabolizing enzymes (XME) (CYP1A1, CYP1A2, CYP3A1, CYP2B1, UDP-glucuronosyl transferase and glutathione transferase) and the activity of lysosomal enzymes (arylsulfatase A and B, fi-galactosidase and fi-glucuronidase) have been investigated. Elevation of the activity of antioxidant enzymes and XME in liver with the increase of diet fat content has been noted. Rutin administration had no effect on parameters of antioxidant status and decreased unsedimentable activity of lysosomal enzymes that did not depend on fat content in the diet. Rutin receiving increased the activity of all studied XME in rats fed standard diet, but practically did not effect on their activity in rats fed by fat-free and high-fat diets. Thus, rutin in pharmacological dose has no effect on the activity of antioxidant enzymes that doesn't depend on the level of fat in the diet, while the decrease or increase of diet fat content modulates (weakens) the influence of rutin on the XME activity.
Key words: rutin, fat-free diet, high-fat diet, antioxidant enzymes, xenobiotic-metabolizing enzymes, lysosomal enzymes
Согласно данным эпидемиологических исследований, регулярное употребление в пищу растительных продуктов, богатых флавоноидами, способствует снижению риска развития сердечнососудистых и онкологических заболеваний. Одним из наиболее распространенных в природе флаво-ноидов является кверцетин. В пищевых продуктах кверцетин находится, как правило, в виде гликози-дов, среди которых рутин (кверцетин-3-О-рутино-зид) относится к числу основных. Источники рутина в питании человека - фрукты (яблоки), овощи (помидоры, чеснок, лук), ягоды (черника, клюква и др.), чай, гречиха. Рутин в отличие от кверцетина не всасывается в верхних отделах желудочно-кишечного тракта и в неизменном виде поступает в толстую кишку, где подвергается действию бактериальных р-глюкозидаз и а-рамнозидазы с образованием кверцетина. Полагают, что благоприятное действие рутина на здоровье связано в основном с его антиоксидантными свойствами и, возможно, с его влиянием на активность ферментов метаболизма ксенобиотиков (ФМК). Включение в корм крыс рутина в количестве 1,0% от рациона в течение 20 дней приводило
к снижению содержания в печени продукта пере-кисного окисления липидов (ПОЛ) - малонового диальдегида (МДА) и повышению общей антиоксидантной активности (АОА) [18], а в количестве 0,4% от рациона в течение 14 дней - к возрастанию активности хинонредуктазы в печени и АОА плазмы крови [5]. Введение крысам рутина в дозе 60 мг/кг массы тела на протяжении 5 дней вызывало повышение активности СУР1А1 [22]. Усиление экспрессии белка СУР1А1 в печени крыс обнаруживали при введении им кверцетина в дозе 60 мг/кг массы тела в течение 3 дней [21].
Имеются данные о том, что состав рациона может значительно влиять на эффекты биологически активных компонентов пищи. Так, в наших предыдущих исследованиях было показано, что изменение количества и качества липидного компонента рациона модулирует индуцибельность индол-3-карбинолом ФМК в печени крыс [4].
Исходя из вышеизложенного целью работы явилось изучение влияния рутина на активность ферментов антиоксидантной защиты и ФМК в печени крыс, получавших рационы с разным содержанием жира.
5
Материал и методы
В работе придерживались нормативов содержания лабораторных животных в соответствии с Европейской конвенцией по защите позвоночных животных, используемых в экспериментах и других научных целях (Совет Европы, Страсбург, 1986 г.).
Исследования проводили на 6 группах (по 8 животных в группе) крыс-самцов линии Вистар со средней массой тела 88,6±0,8 г, которые в течение 28 дней получали полусинтетические рационы с разным содержанием жира (состав рационов см. [3]). Крысы 1-й и 4-й групп получали безжировой рацион, в котором содержание липидов (1% по массе, 3% по калорийности) обеспечивалось за счет липидов казеина, крахмала и смеси жирорастворимых витаминов. Рацион крыс 2-й и 5-й групп содержал стандартное (оптимальное) количество жира - 10% по массе (26% -по калорийности; лярд/подсолнечное масло - 1/1), а высокожировой рацион 3-й и 6-й групп содержал 30% жира по массе (56% - по калорийности; лярд/подсолнечное масло - 1/1). В течение последних 14 дней эксперимента крысы 4, 5 и 6-й групп получали рутин («LIANYUNGANG SAMIN FOOD ADDITIVES CO. LTD», Китай) в дозе 40 мг/кг массы тела в сутки, которая с учетом коэффициента конверсии [29] была эквивалентна для человека массой тела 70 кг употреблению 454 мг рутина. Такая доза примерно соответствовала количеству флавоноида, использованному при изучении его антиоксидантных свойств в исследовании на добровольцах [9].
В плазме крови и печени крыс определяли содержание МДА [26, 28] и активность параоксоназы-1 [6]. АОА плазмы крови оценивали в тест-системе Ferric Reducing Antioxidant Power (FRAP) [8]. В микросомах, выделенных из печени крыс [23], определяли этоксирезоруфиндеалкилазную (ЭРОД) активность CYP1A1 [27], метоксирезоруфиндеал-килазную (МРОД) активность CYP1A2 и пенток-сирезоруфиндеалкилазную (ПРОД) активность CYP2B1 [11], 6ß -тестостеронгидроксилазную (6ß-Tr) активность CYP3A [34], активность UDP-глю-
куронозилтрансферазы [10] и гемоксигеназы-1 [25]. Наряду с этим в цитозоле печени [23] изучали активность хинонредуктазы [7] и глутатионтранс-феразы [20], а также неседиментируемую активность ферментов лизосом [2]: арилсульфатаз А и В, р-глюкуронидазы и р-галактозидазы.
Статистическую обработку полученных данных проводили методом дисперсионного анализа ANOVA. Различия считали достоверными при р<0,05.
Результаты и обсуждение
Как видно из табл. 1, снижение уровня жира в рационе крыс 1-й группы приводило к уменьшению суточных прибавок массы (на 23%) и конечной массы тела (на 16%) по сравнению со 2-й группой, получавшей рацион со стандартным содержанием жира (10%). Увеличение содержания жира в рационе крыс 3-й группы вызывало повышение суточных прибавок массы (на 12%) и конечной массы тела (на 7%). Относительная масса печени у крыс 1-3-й групп достоверно не различалась. Рутин не оказывал влияния на зависимые от рациона изменения массы тела, а также на относительную массу печени крыс 4-6-й групп.
Не было установлено достоверных различий в уровнях МДА, АОА и активности параоксоназы-1 в плазме крови крыс 1-й и 2-й групп (табл. 2). В печени крыс 1-й группы было выявлено снижение содержания МДА на 17%, активности параоксоназы-1 на 18%, хинонредуктазы на 43%, гемоксигеназы-1 на 20% по сравнению с показателями животных 2-й группы. В плазме крови крыс 3-й группы возрастало содержание МДА (на 14%), АОА и активность параоксоназы-1 достоверно не отличались от таковых у животных 2-й группы. В печени при этом повышались уровень МДА (на 17%) и активность параоксоназы-1 (на 28%), активность хинонредуктазы и гемоксигеназы-1 достоверно не изменялась по сравнению с параметрами 2-й группы. Рутин не оказывал статистически значимого влияния на изученные показатели антиоксидантного статуса в плазме крови
Таблица 1. Масса тела и относительная масса печени крыс, получавших рационы с разным содержанием жира (М±т)
Показатель Группа животных (содержание жира в рационе, %)
1-я 2-я 3-я 4-я 5-я 6-я
(1) (10) (30) (1 + рутин) (10 + рутин) (30 + рутин)
Масса тела, г
исходная 87,6±2,5 89,6±2,7 88,1 ±1,5 87,0±1,3 91,5±2,7 88,0±1,7
конечная 216±7а 257±4b 276±7c 220±6а 260±6bc 274±6bc
Прибавка массы тела, г/сут 4,53±0,27а 5,88±0,15b 6,60±0,24c 4,70±0,19а 5,91±0,20b 6,55±0,22c
Относительная масса печени, % 3,74±0,10 3,88±0,15 3,71 ±0,11 3,71 ±0,09 3,80±0,11 3,97±0,11
П р и м е ч а н и е. Здесь и в табл. 2-4 различия между значениями, обозначенными разными буквами (а, Ь, с и др.), статистически достоверны (р<0,05).
И.В. Аксенов, Н.В. Трусов, Л.И. Авреньева и др.
Таблица 2. Содержание малонового диальдегида, антиоксидантная активность и активность ферментов антиоксидантной защиты у крыс, получавших рационы с разным содержанием жира (М±т)
Показатель Группа животных (содержание жира в рационе, %)
1-я 2-я 3-я 4-я 5-я 6-я
(1) (10) (30) (1 + рутин) (10 + рутин) (30 + рутин)
Плазма крови
МДА, нмоль/мл 3^0^ 3,66±0,13ab 4,18±0,2^ 3,4^0,^ 3,85±0,15bc 3,80±0,№
АОА, мМ Fe2+ эквивалентов 0,36±0,02 0,34±0,01 0,35±0,01 0,35±0,02 0,34±0,01 0,35±0,01
Параоксоназа-1, мкмоль/минхмл 108±6 111 ±7 101 ±3 113±6 101 ±5 116±7
Печень
МДА, нмоль/г ткани 86±2a 104±5bc 122±6d 98±2ab 114±3cd 148±9в
Параоксоназа-1, мкмоль/минхмг белка 5,35±0,20a 6,56±0,35ь 8,40±0,54c 7,35±0,25bc
Хинонредуктаза, нмоль/минхмг белка 142±1^ 249±25ь 211±33ь 186±^ь 235±23ь 148±15a
Гемоксигеназа-1, пмоль/минхмг белка 12,9±0> 16,2±0,6ь 14^0^ 14^1^ 15,3±1,3ab
Таблица 3. Активность ферментов метаболизма ксенобиотиков в печени крыс, получавших рационы с разным содержанием жира (М±т)
#
Показатель Группа животных (содержание жира в рационе, %)
1-я 2-я 3-я 4-я 5-я 6-я
(1) (10) (30) (1 + рутин) (10 + рутин) (30 + рутин)
ЭРОД ^Р1А1), пмоль/минхмг белка 8,25±0,73ab 8,00±0,56ь 10,76±0,92c 8,88±0,54ab 10,04±0,40ac 9,20±0,57abc
МРОД (СYР1А2), пмоль/минхмг белка 63,5±8^ 61,0±6^ 92,2±11,4ь 68,2±5,8ac 71,4±5,3abc 87,4±8,1 bc
ПРОД ^Р2В1), пмоль/минхмг белка 9,14±0,75ab 6,96±0,23a 10,8±0,77ь 9,47±0,68ь 10,45±0,75ь
6р-ТГ (СYР3А), нмоль/минхмг белка 0,41 ±0,05a 0,58±0,08ab 0,83±0,10cd 0,48±0,06ab 0,63±0,06bc 0,87±0,11d
UDP-глюкуронозилтрансфераза, нмоль/минхмг белка 9,8^0^ 11,63±0,65ab 13,25±0,59ь 9,82±0,38a 18,13±1,73c 19,17±1,38c
Глутатионтрансфераза, мкмоль/минхмг белка 0,86±0,02a 1,15±0,05ь 1,34±0,05cd 0,93±0,06a 1,22±0,04bc 1,40±0,06d
Ф
и печени крыс, рацион которых содержал минимальное (4-я группа) или стандартное (5-я группа) количество жира. У крыс 6-й группы, получавших рутин в составе высокожирового рациона, повышался уровень МДА (на 21% относительно 3-й группы) и снижалась активность хинонредукта-зы (на 30%) в печени, другие показатели антиокси-дантного статуса в печени, а также в плазме крови достоверно не изменялись.
Активность изученных ФМК в печени крыс
1-й группы, получавших безжировой рацион, существенно не отличалась от показателей
2-й группы, за исключением активности глутатион-трансферазы, которая снижалась на 25% (табл. 3). Значительное возрастание активности ФМК было обнаружено в печени крыс 3-й группы, получавших высокожировой рацион: активность ЭРОД возрастала на 35%, МРОД - на 51%, ПРОД - на 55%, бр-ТГ - на 43%, глутатионтрансферазы - на 16%, UDP-глюкуронозилтрансферазы - на 14% (р=0,09) по сравнению с показателями животных 2-й группы. Рутин в составе рациона со стандартным содержанием жира (5-я группа) приводил к возрастанию по сравнению со 2-й группой активности всех изученных ФМК в печени, но только для ЭРОД
(на 26%) и UDP-глюкуронозилтрансферазы (на 56%) изменения носили статистически достоверный характер. У крыс 4-й группы, получавших безжировой рацион, рутин не оказывал влияния на активность изученных ФМК в печени: достоверных различий от параметров животных 1-й группы не выявлено. Рутин в составе высокожирового рациона (6-я группа) вызывал существенное возрастание активности только UDP-глю-куронозилтрансферазы - на 45% относительно уровня у крыс 3-й группы.
Неседиментируемая активность ферментов лизосом печени крыс 1-й и 3-й групп не отличалась достоверно от показателей 2-й группы крыс, получавших рацион со стандартным содержанием жира (табл. 4). При этом можно отметить некоторую общую тенденцию к снижению (статистически недостоверному) неседиментируемой активности всех изученных ферментов лизосом печени крыс при увеличении содержания жира в их рационе. Введение рутина приводило к существенному снижению неседиментируемой активности лизо-сомальных ферментов, которое практически не зависело от уровня жира в рационе. Так, в печени крыс 5-й группы, получавших рутин в соста-
7
Таблица 4. Неседиментируемая активность лизосомальных ферментов печени крыс, получавших рационы с разным содержанием жира (М±т)
Показатель Группа животных (содержание жира в рационе, %)
1-я 2-я 3-я 4-я 5-я 6-я
(1) (10) (30) (1 + рутин) (10 + рутин) (30 + рутин)
Арилсульфатазы А и В 9,53±0,28а 9,01±0,34аЬ 8,49±0,51аьс 7,75±0,50с 8,09±0,43ьс 8,00±0,45ьс
р-Галактозидаза 6,38±0,35а 5,99±0,42аЬ 5,71 ±0,34аь 5,33±0,24Ьс 4,74±0,19«| 4,16±0,30с|
р-Глюкуронидаза 9,56±0,46а 9,42±0,69а 8,88±0,50а 7,13±0,44ь 6,95±0,53ь 6,35±0,43ь
#
ве рациона со стандартным содержанием жира, неседиментируемая активность р-галактозидазы снижалась на 21% по сравнению с таковой у крыс 2-й группы, р-глюкуронидазы - на 26%. В 4-й группе крыс, которые получали рутин в составе безжирового рациона, активность в печени арилсульфатаз уменьшалась на 19% по сравнению с показателем 1-й группы, р-галактозидазы - на 16%, р-глюку-ронидазы - на 25%. В 6-й группе, крысы которой получали рутин в составе высокожирового рациона, активность р-галактозидазы в печени уменьшалась на 27%, р-глюкуронидазы - на 28% относительно активности ферментов у крыс 3-й группы.
Таким образом, проведенные исследования показали, что уровень жира в рационе может оказывать существенное влияние на активность ферментов антиоксидантной защиты и ФМК. Эти результаты подтверждают данные наших предыдущих работ [3], а также данные других исследователей [1, 13, 14], согласно которым у крыс, получавших высокожировой рацион, отмечалось повышение в печени активности ферментов антиоксидант-ной защиты (параоксоназы-1, гемоксигеназы-1, каталазы, глутатионпероксидазы, глутатионре-дуктазы), а также возрастание активности ФМК (ЭРОД, МРОД, UDP-глюкуронозилтрансферазы, глутатионтрансферазы) по сравнению с безжировым рационом. Анализ данных литературы позволяет предположить, что возрастание активности ферментов антиоксидантной защиты при увеличении содержания жира в рационе является следствием некоторого усиления ПОЛ и увеличения накопления МДА в печени. Как отмечалось ранее [3], более высокая активность ФМК у крыс, получавших высокожировой рацион, может быть результатом изменения состава и свойств микро-сомальных мембран, а также следствием усиления синтеза ферментов, опосредованного активацией полиненасыщенными жирными кислотами транскрипционных факторов РРАЯ и HNF4a [19, 30].
При оптимальном содержании жира в рационе рутин не оказывал статистически значимого воздействия на исследованные показатели анти-оксидантного статуса как в плазме, так и в печени крыс. Результаты изучения влияния рутина на активность антиоксидантных ферментов на фоне безжирового (4-я группа) и высокожирового
рациона (6-я группа) не выявили значительного изменения ферментативной активности (исключая хинонредуктазу) относительно 5-й группы, получавшей стандартный рацион. Данные литературы об антиоксидантном действии рутина и его агли-кона кверцетина носят неоднозначный характер. Результаты ряда исследований свидетельствуют об отсутствии существенного влияния рутина и кверцетина на антиоксидантный статус организма. Так, введение крысам рутина в дозе 100 мг/кг массы тела в течение 60 дней не влияло на содержание в печени МДА, гидроперекисей липидов и диеновых конъюгатов [31]. Рутин также не вызывал достоверных изменений активности каталазы и глутатионпероксидазы при длительном введении в дозе 50 мг/кг массы тела [24]. Не обнаружено влияния кверцетина на уровень МДА, активность каталазы, глутатионпероксидазы, супероксиддисмутазы и хинонредуктазы в печени крыс при его включении в рацион в количестве 0,2% в течение 22 дней [36]. Прием добровольцами рутина однократно и в течение 42 дней в количестве 500 мг не оказывал влияния на АОА плазмы крови и уровень МДА в ней [9]. В то же время, как уже отмечалось, результаты других работ свидетельствуют о выраженном действии рутина на показатели антиоксидантно-го статуса у экспериментальных животных. Так, у крыс поступление с рационом рутина в высокой концентрации (1% от рациона) в течение 20 дней приводило в печени к повышению АОА, снижению содержания МДА, возрастанию активности супероксиддисмутазы [18]. По данным [5], включение в корм крыс рутина в количестве 0,4% в течение 2 нед стимулировало активность хинонредуктазы в печени, повышало АОА плазмы крови и снижало в ней уровень МДА.
Особый интерес представляют результаты влияния рутина на активность ФМК в печени при разном содержании жира в рационе. Рутин в составе полноценного рациона (5-я группа) стимулировал в разной степени активность всех изученных ФМК, но практически не влиял на их активность при использовании безжирового (4-я группа) и высокожирового (6-я группа) рационов (исключение составляла активность UDP-глюкуронозилтранс-феразы). Имеющиеся в литературе эксперимен-
8
□ □□□ ВП 5 2014 □ПаППа.тМ 8
16.10.2014 13:26:46
И.В. Аксенов, Н.В. Трусов, Л.И. Авреньева и др.
тальные данные о влиянии рутина на ФМК носят противоречивый характер. Как один из возможных механизмов индукции рутином активности ФМК рассматривают способность его агликона квер-цетина стимулировать экспрессию их генов [35] в результате активации транскрипционного фактора AhR [17]. Так, введение крысам кверцетина (60 мг/кг массы тела, 3 дня) приводило к индукции в печени экспрессии белка CYP1A1 [21]. Повышение ЭРОД активности CYP1A1 обнаруживали у крыс, получавших в течение 5 дней ту же дозу рутина [22]. В других исследованиях кверцетин ингибировал активность ФМК или не оказывал на нее действие. Например, в работе in vitro с использованием изолированного цитохрома Р450 человека было отмечено ингибирование квер-цетином активности CYP3A4 [16]. По данным [12, 32], включение в рацион крыс кверцетина в количестве 0,3% в течение 14 дней не оказывало значимого влияния на ЭРОД активность CYP1A1, ПРОД актив-
ность СУР2В1, а также активность СУР3А, глутати-онтрансферазы и UDP-глюкуронозилтрансферазы в печени. У добровольцев, получавших кверцетин в количестве 500 мг на протяжении 13 дней, было установлено ингибирование активности CYP1А2 при использовании кофеина в качестве субстрата [15].
Следует отметить выявленное снижение несе-диментируемой активности лизосомальных ферментов в печени крыс, получавших рутин, что подтверждает данные о его мембраностабилизи-рующем действии [33].
Полученные результаты позволяют заключить, что независимо от уровня жира в рационе крыс рутин в количестве, сопоставимом с применяемыми в клинических исследованиях дозами, не оказывает существенного влияния на активность антиоксидантных ферментов, в то время как снижение или увеличение содержания жира модулирует (подавляет) действие рутина на активность ФМК.
Сведения об авторах
ФГБНУ «НИИ питания» (Москва):
Аксенов Илья Владимирович - кандидат медицинских наук, старший научный сотрудник лаборатории энзимологии питания E-mail: [email protected]
Трусов Никита Вячеславович - научный сотрудник лаборатории энзимологии питания E-mail: [email protected]
Авреньева Людмила Ивановна - кандидат медицинских наук, старший научный сотрудник лаборатории энзимологии питания E-mail: [email protected]
Гусева Галина Владимировна - кандидат биологических наук, научный сотрудник лаборатории энзимо-логии питания E-mail: [email protected]
Лашнева Нина Васильевна - кандидат медицинских наук, ведущий научный сотрудник лаборатории энзимологии питания E-mail: [email protected]
Кравченко Лидия Васильевна - кандидат медицинских наук, ведущий научный сотрудник лаборатории энзимологии питания E-mail: [email protected]
Тутельян Виктор Александрович - доктор медицинских наук, профессор, академик РАН, директор E-mail: [email protected]
Литература
Герич О.Х., Пентюк О.О. Влияние перегрузки рациона жирами на энзиматические системы метаболизма у крыс // Укр. биохим. журн. - 2008. - Т. 80, № 1. - С. 73-82.
Дингл Д. Лизосомы. Методы исследования. - М., 1980. -344 с.
Кравченко Л.В., Аксенов И.В., Трусов Н.В. и др. Влияние количества жира в рационе на активность ферментов метаболизма ксенобиотиков и антиоксидантной защиты у крыс // Вопр. питания. - 2012. - Т. 81, № 1. - С. 24-29. Тутельян В.А., Трусов Н.В, Гусева Г.В. и др. Индукция индол-3-карбинолом активности и экспрессии генов СУР1Л1, 0УР1Л2
и CYP3A1 в печени крыс при разном содержании жира в их рационе // Бюл. экспер. биол. - 2012. - Т. 154, № 8. -С. 215-220.
Ускова М.А., Кравченко Л.В., Авреньева Л.И, Тутельян В.А. Влияние пробиотика Lactobacillus casei 114001 на биологическую активность рутина // Бюл. экспер. биол. - 2010. - Т. 149, № 5. -С. 510-515.
Beltowski J., Jamroz-Wisniewska A, Borkowska E, Wyjcicka G. Differential effect of antioxidant treatment on plasma and tissue paraoxonase activity in hyperleptinemic rats // Pharmacol. Res. -2005. - Vol. 51. - P. 523-532.
5
3
6
4.
9
ФИЗИОЛОГИЯ И БИОХИМИЯ ПИТАНИЯ
#
7. Benson A.M., Hunkeler M.J., Talalay P. Increase of NAD(P)H:qui-none reductase by dietary antioxidants: possible role in protection against carcinogenesis and toxicity // Proc. Natl Acad. Sci. USA. -1980. - Vol. 77, N 9. - P. 5216-5220.
8. Benzie I.F.F., Strain J.J. The ferric reducing ability of plasma (FRAP) as a measure of «antioxidant power»: the FRAP assay // Anal. Bio-chem. - 1996. - Vol. 239. - P. 70-76.
9. Boyle S.P., Dobson V.L., Duthie S.J. et al. Bioavailability and efficiency of rutin as an antioxidant: a human supplementation study // Eur. J. Clin. Nutr. - 2000. - Vol. 54, N 10. - P. 774-782.
10. Burchell B, Weatherill P. 4-Nitrophenol UDPglucuronyltransferase (rat liver) // Methods Enzymol. - 1981. - Vol. 77. - P. 169-177.
11. Burke M.D., Mayer R.T. Differential effects of phenobarbitone and 3-methylcholanthrene induction on the hepatic microsomal metabolism and cytochrome P-450-binding of phenoxazone and a homologous series of its n-alkyl ethers (alkoxyresorufins) // Chem. Biol. Interact. - 1983. - Vol. 45, N 2. - P. 243-258.
12. Canivenc-Lavier M.C., Vernevaut M.F., Totis M. et al. Comparative effects of flavonoids and model inducers on drug-metabolizing enzymes in rat liver // Toxicology. - 1996. - Vol. 114. - P. 19-27.
13. Chen H.W., Tsai C.W, Yang J.J. et al. The combined effects of garlic oil and fish oil on the hepatic antioxidant and drug-metabolizing enzymes of rats // Br. J. Nutr. - 2003. - Vol. 89, N 2. -P. 189-200.
14. Chen H.W., Yang J.J., Tsai C.W. et al. Dietary fat and garlic oil independently regulate hepatic cytochrome P(450)2B1 and the placental form of glutathione S-transferase expression in rats. // J. Nutr. -2001. - Vol. 131, N 5. - P. 1438-1443.
15. Chen Y., Xiao P., Ou-Yang D.S. et al. Simultaneous action of the flavonoid quercetin on cytochrome P450 (CYP) 1A2, CYP2A6, N-acetyltransferase and xanthine oxidase activity in healthy volunteers // Clin. Exp. Pharmacol. Physiol. - 2009. - Vol. 36, N 8. -P. 828-833.
16. Choi J.S., Piao Y.J., Kang K.W. Effects of quercetin on the bio-availability of doxorubicin in rats: role of CYP3A4 and P-gp inhibition by quercetin // Arch. Pharm. Res. - 2011. - Vol. 34, N 4. -P. 607-613.
17. Ciolino H.P., Daschner P.J., Yeh G.C. Dietary flavonols quercetin and kaempferol are ligands of the aryl hydrocarbon receptor that affect CYP1A1 transcription differentially // Biochem. J. - 1999. -Vol. 340, Pt 3. - P. 715-722.
18. Gao Z., Xu H., Chen X., Chen H. Antioxidant status and mineral contents in tissues of rutin and baicalin fed rats // Life Sci. - 2003. -Vol. 73, N 12. - P. 1599-1607.
19. Gonzalez F.J. Regulation of hepatocyte nuclear factor 4a-medi-ated transcription // Drug Metab. Pharmacokinet. - 2008. - Vol. 23, N 1. - P. 2-7.
20. Habig W.H., Pabst W.J., Jacoby W.B. Glutathione S-transferases. The first enzymatic step in mercapturic acid formation // J. Biol. Chem. - 1974. - Vol. 249, N 22. - P. 7130-7139.
21. Hodek P., Hanustiak P., KmzkovS J. et al. Toxicological aspects of flavonoid interaction with biomacromolecules // Neuro Endocrinol. Lett. - 2006. - Vol. 27, suppl. 2. - P. 14-17.
22. Krizkova J., Burdova K., Stiborova M. et al. The effects of selected flavonoids on cytochromes P450 in rat liver and small intestine // Interdiscip. Toxicol. - 2009. - Vol. 2, N 3. - P. 201-204.
23. Lake B.G. Preparation and characterisation of microsomal fractions for studies on xenobiotic metabolism // Biochemical Toxicology: A Practical Approach. - Oxford, 1987. - P. 183-215.
24. Mahmoud A.M. Influence of rutin on biochemical alterations in hyperammonemia in rats // Exp. Toxicol. Pathol. - 2012. - Vol. 64, N 7-8. - P. 783-789.
25. McNally S.J., Ross J.A., James Garden O., Wigmore S.J. Optimization of the paired enzyme assay for heme oxygenase activity // Anal. Biochem. - 2004. - Vol. 332, N 2. - P. 398-400.
26. Mihara M., Uchiyama M. Determination of malonaldehyde precursor in tissues by thiobarbituric acid test // Anal. Biochem. - 1978. -Vol. 86. - P. 271-278.
27. Nakajima M., Nakamura S., Tokudome S. et al. Azelastine N-demethy-lation by cytochrome P-450 (CYP)3A4, CYP2D6, and CYP1A2 in human liver microsomes: evaluation of approach to predict the contribution of multiple CYPs // Drug Metab. Dispos. - 1999. -Vol. 27, N 12. - P. 1381-1391.
28. Ohkawa H., Ohishi N., Yagi K. Assay for lipid peroxides in animal tissues by thiobarbituric acid reaction // Anal. Biochem. - 1979. -Vol. 95, N 2. - P. 351-358.
29. Reagan-Shaw S., Nihal M., Ahmad N. Dose translation from animal to human studies revisited // FASEB J. - 2008. - Vol. 22, N 3. -P. 659-661.
30. Runge-Morris M., Kocarek T.A. Regulation of sulfotransferase and UDP-glucuronosyltransferase gene expression by the PPARs // PPAR Res. - 2009. - Vol. 2009. - N 728941.
31. Shenbagam M., Nalini N. Dose response effect of rutin a dietary antioxidant on alcohol-induced prooxidant and antioxidant imbalance - a histopathologic study // Fundam. Clin. Pharmacol. - 2011. -Vol. 25, N 4. - P. 493-502.
32. Siess M.H., Guillermic M., Le Bon A.M., Suschetet M. Induction of monooxygenase and transferase activities in rat by dietary administration of flavonoids // Xenobiotica. - 1989. - Vol. 19, N 12. -P. 1379-1386.
33. Stanely Mainzen Prince P., Priya S. Preventive effects of rutin on lysosomal enzymes in isoproterenol induced cardio toxic rats: biochemical, histological and in vitro evidences // Eur. J. Pharmacol. -2010. - Vol. 649. - P. 229-235.
34. Umegaki K., Saito K., Kubota Y. et al. Ginkgo biloba extract markedly induces pentoxyresorufin O-dealkylase activity in rats // Jpn. J. Pharmacol. - 2002. - Vol. 90, N 4. - P. 345-351.
35. Vrba J., Kren V., Vacek J. et al. Quercetin, quercetin glycosides and taxifolin differ in their ability to induce AhR activation and CYP1A1 expression in HepG2 cells // Phytother. Res. - 2012. - Vol. 26, N 11. - P. 1746-1752.
36. Wiegand H., Boesch-Saadatmandi C., Regos I. et al. Effects of quercetin and catechin on hepatic glutathione-S transferase (GST), NAD(P)H quinone oxidoreductase 1 (NQO1), and antioxidant enzyme activity levels in rats // Nutr. Cancer. - 2009. - Vol. 61, N 5. -P. 717-722.
References
Gerych E.F., Pentyuk A.A. Influence of ration overload by fats on the enzymic systems of metabolism in rats // Ukr. Biokhim. Zh. -2008. - Vol. 80, N 1. - P. 73-82.
Dingle J.T. Lysosomes: a Laboratory Handbook. - Moscow, 1980. - 344 p.
Kravchenko L.V., Aksenov I.V., Trusov N.V. et al. Effects of dietary fat level on the xenobiotic metabolism enzymes activity and antioxidant enzymes in rats // Vopr. Pitan. - 2012. - Vol. 81, N 1. -P. 24-29.
Tutelyan V.A., Trusov N.V., Guseva G.V. et al. Indole-3-carbinol induction of CYP1A1, CYP1A2, and CYP3A1 activity and gene expression
in rat liver under conditions of different fat content in the diet // Bull. Exp. Biol. Med. - 2012. - Vol. 154, N 8. - P. 215-220. Uskova M.A., Kravchenko L.V., Avrenjeva L.I., Tutelyan V.A. Effect of Lactobacillus casei 114001 probiotic on bioactivity of rutin // Bull. Exp. Biol. Med. - 2010. - Vol. 149, N 5. - P. 510-515. Beltowski J., Jamroz-Wisniewska A, Borkowska E., Wyjcicka G. Differential effect of antioxidant treatment on plasma and tissue paraoxonase activity in hyperleptinemic rats // Pharmacol. Res. -2005. - Vol. 51. - P. 523-532.
Benson A.M., Hunkeler M.J., Talalay P. Increase of NAD(P)H:qui-none reductase by dietary antioxidants: possible role in protection
10
5
2.
3
6
4.
7.
M.B. AKceHOB, H.B. TpycoB, A.M. ABpeHbeBa u gp.
against carcinogenesis and toxicity // Proc. Natl Acad. Sci. USA. - 22. 1980. - Vol. 77, N 9. - P. 5216-5220.
8. Benzie I.F.F., Strain J.J. The ferric reducing ability of plasma (FRAP)
as a measure of «antioxidant power»: the FRAP assay // Anal. Bio- 23. chem. - 1996. - Vol. 239. - P. 70-76.
9. Boyle S.P., Dobson V.L., Duthie S.J. et al. Bioavailability and efficiency of rutin as an antioxidant: a human supplementation study // 24. Eur. J. Clin. Nutr. - 2000. - Vol. 54, N 10. - P. 774-782.
10. Burchell B, Weatherill P. 4-Nitrophenol UDPglucuronyltransferase
(rat liver) // Methods Enzymol. - 1981. - Vol. 77. - P. 169-177. 25.
11. Burke M.D., Mayer R.T. Differential effects of phenobarbitone and 3-methylcholanthrene induction on the hepatic microsomal metabolism and cytochrome P-450-binding of phenoxazone and a 26. homologous series of its n-alkyl ethers (alkoxyresorufins) // Chem.
Biol. Interact. - 1983. - Vol. 45, N 2. - P. 243-258.
12. Canivenc-Lavier M.C., Vernevaut M.F., Totis M. et al. Comparative 27. effects of flavonoids and model inducers on drug-metabolizing enzymes in rat liver // Toxicology. - 1996. - Vol. 114. -
P. 19-27.
13. Chen H.W., Tsai C.W., Yang J.J. et al. The combined effects of garlic oil and fish oil on the hepatic antioxidant and drug-metabo- 28. lizing enzymes of rats // Br. J. Nutr. - 2003. - Vol. 89, N 2. -
P. 189-200.
14. Chen H.W., Yang J.J, Tsai C.W. et al. Dietary fat and garlic oil inde- 29. pendently regulate hepatic cytochrome P(450)2B1 and the placental
form of glutathione S-transferase expression in rats // J. Nutr. - 30. 2001. - Vol. 131, N 5. - P. 1438-1443.
15. Chen Y., Xiao P., Ou-Yang D.S. et al. Simultaneous action of the flavonoid quercetin on cytochrome P450 (CYP) 1A2, CYP2A6, 31. N-acetyltransferase and xanthine oxidase activity in healthy volunteers // Clin. Exp. Pharmacol. Physiol. - 2009. - Vol. 36, N 8. -
P. 828-833.
16. Choi J.S., Piao Y.J, Kang K.W. Effects of quercetin on the bio- 32. availability of doxorubicin in rats: role of CYP3A4 and P-gp inhibition by quercetin // Arch. Pharm. Res. - 2011. - Vol. 34, N 4. -
P. 607-613.
17. Ciolino H.P., Daschner P.J., Yeh G.C. Dietary flavonols quercetin and 33. kaempferol are ligands of the aryl hydrocarbon receptor that affect CYP1A1 transcription differentially // Biochem. J. - 1999. - Vol. 340,
Pt 3. - P. 715-722.
18. Gao Z., Xu H., Chen X., Chen H. Antioxidant status and mineral 34. contents in tissues of rutin and baicalin fed rats // Life Sci. - 2003. -
Vol. 73, N 12. - P. 1599-1607.
19. Gonzalez F.J. Regulation of hepatocyte nuclear factor 4a-medi- 35. ated transcription // Drug Metab. Pharmacokinet. - 2008. - Vol. 23,
N 1. - P. 2-7.
20. Habig W.H., Pabst W.J, Jacoby W.B. Glutathione S-transferases.
The first enzymatic step in mercapturic acid formation // J. Biol. 36. Chem. - 1974. - Vol. 249, N 22. - P. 7130-7139.
21. Hodek P., Hanustiak P., Kwzkovô J. et al. Toxicological aspects of flavonoid interaction with biomacromolecules // Neuro Endocrinol. Lett. - 2006. - Vol. 27, suppl. 2. - P. 14-17.
Krizkova J, Burdova K., Stiborova M. et al. The effects of selected flavonoids on cytochromes P450 in rat liver and small intestine // Interdiscip. Toxicol. - 2009. - Vol. 2, N 3. - P. 201-204. Lake B.G. Preparation and characterisation of microsomal fractions for studies on xenobiotic metabolism // Biochemical Toxicology: A Practical Approach. - Oxford, 1987. - P. 183-215. Mahmoud A.M. Influence of rutin on biochemical alterations in hyperammonemia in rats // Exp. Toxicol. Pathol. - 2012. - Vol. 64, N 7-8. - P. 783-789.
McNally S.J., Ross J.A, James Garden O., Wigmore S.J. Optimization of the paired enzyme assay for heme oxygenase activity // Anal. Biochem. - 2004. - Vol. 332, N 2. - P. 398-400. Mihara M., Uchiyama M. Determination of malonaldehyde precursor in tissues by thiobarbituric acid test // Anal. Biochem. - 1978. -Vol. 86. - P. 271-278.
Nakajima M., Nakamura S., Tokudome S. et al. Azelastine N-demethy-lation by cytochrome P-450 (CYP)3A4, CYP2D6, and CYP1A2 in human liver microsomes: evaluation of approach to predict the contribution of multiple CYPs // Drug Metab. Dispos. - 1999. -Vol. 27, N 12. - P. 1381-1391.
Ohkawa H., Ohishi N., Yagi K. Assay for lipid peroxides in animal tissues by thiobarbituric acid reaction // Anal. Biochem. - 1979. -Vol. 95, N 2. - P. 351-358.
Reagan-Shaw S., Nihal M., Ahmad N. Dose translation from animal to human studies revisited // FASEB J. - 2008. - Vol. 22, N 3. - P. 659-661. Runge-Morris M., Kocarek T.A. Regulation of sulfotransferase and UDP-glucuronosyltransferase gene expression by the PPARs // PPAR Res. - 2009. - Vol. 2009, N 728941. Shenbagam M., Nalini N. Dose response effect of rutin a dietary antioxidant on alcohol-induced prooxidant and antioxidant imbalance - a histopathologic study // Fundam. Clin. Pharmacol. - 2011. -Vol. 25, N 4. - P. 493-502.
Siess M.H., Guillermic M., Le Bon A.M., Suschetet M. Induction of monooxygenase and transferase activities in rat by dietary administration of flavonoids // Xenobiotica. - 1989. - Vol. 19, N 12. - P. 1379-1386.
Stanely Mainzen Prince P., Priya S. Preventive effects of rutin on lysosomal enzymes in isoproterenol induced cardio toxic rats: biochemical, histological and in vitro evidences // Eur. J. Pharmacol. - 2010. - Vol. 649. - P. 229-235. Umegaki K., Saito K., Kubota Y. et al. Ginkgo biloba extract markedly induces pentoxyresorufin O-dealkylase activity in rats // Jpn. J. Pharmacol. - 2002. - Vol. 90, N 4. - P. 345-351. Vrba J., Kren V., Vacek J. et al. Quercetin, quercetin glycosides and taxifolin differ in their ability to induce AhR activation and CYP1A1 expression in HepG2 cells // Phytother. Res. - 2012. - Vol. 26, N 11. - P. 1746-1752.
Wiegand H., Boesch-Saadatmandi C., Regos I. et al. Effects of quercetin and catechin on hepatic glutathione-S transferase (GST), NAD(P)H quinone oxidoreductase 1 (NQO1), and antioxidant enzyme activity levels in rats // Nutr. Cancer. - 2009. - Vol. 61, N 5. - P. 717-722.
11
