CC BY
612
Для корреспонденции
Аксенов Илья Владимирович - кандидат медицинских наук,
старший научный сотрудник лаборатории энзимологии питания
ФГБУН «ФИЦ питания и биотехнологии»
Адрес: 109240, г. Москва, Устьинский проезд, д. 2/14
Телефон: (495) 698-53-65
E-mail: aksenov@ion.ru
https://orcid.org/0000-0003-4567-9347
Аксенов И.В.1, Авреньева Л.И.1, Гусева Г.В.1, Трусов Н.В.1, Балакина А.С.1, Мжельская К.В.1, Сото С.Х.1, Кравченко Л.В.1, Тутельян В.А.1, 2
Влияние кверцетина на защитный потенциал крыс при повышенном содержании фруктозы в рационе
1 ФГБУН «ФИЦ питания и биотехнологии», Москва
2 ФГАОУ ВО «Первый Московский государственный медицинский университет им. И.М. Сеченова» Минздрава России (Сеченовский университет)
1 Federal Research Centre of Nutrition, Biotechnology and Food Safety, Moscow
2 I.M. Sechenov First Moscow State Medical University
Целью исследования было изучение в эксперименте на крысах влияния кверцетина на показатели защитного потенциала организма при повышенном содержании фруктозы в рационе. Крысы контрольной группы в течение 20 нед получали полусинтетический (п/с) рацион и воду; животные 1-й опытной группы - п/с рацион и 20% раствор фруктозы вместо питьевой воды; 2-й опытной группы - п/с рацион с кверцетином (0,1% от массы корма) и 20% раствор фруктозы вместо питьевой воды. В плазме крови и печени крыс изучали показатели антиоксидантного статуса [общая антиоксидантная активность (АОА), содержание малонового диальдегида (МДА) и гидроперекисей липидов, уровень восстановленного и окисленного глутатиона, активность супероксиддисмутазы, каталазы, глутатионпероксидазы, параоксоназы-1, гемоксигеназы-1, ЫЛВ(Р)И-хиноноксидоредуктазы], активность ферментов метаболизма ксенобиотиков [CYP1A1, CYP1A2, CYP2B1, CYP3A, UDP-глюкуро-нозилтрансферазы (UDP-ГТ) и глутатионтрансферазы]. Потребление рациона с высоким содержанием фруктозы приводило к изменениям отдельных показателей: уменьшению АОА в плазме крови, снижению АОА и уровня МДА, неседи-ментируемой активности лизосомальных ферментов, повышению активности UDP-ГТ в печени. Включение кверцетина в рацион не оказывало воздействия на изученные показатели, кроме более выраженного понижения неседименти-руемой активности ферментов лизосом в печени крыс. Результаты исследо-
Для цитирования: Аксенов И.В., Авреньева Л.И., Гусева Г.В., Трусов Н.В., Балакина А.С., Мжельская КВ., Сото С.Х., Кравченко Л.В., Тутельян В.А. Влияние кверцетина на защитный потенциал крыс при повышенном содержании фруктозы в рационе // Вопр. питания. 2018. Т. 87, № 5. С. 6-12. doi: 10.24411/0042-8833-2018-10047. Статья поступила в редакцию 04.07.2018. Принята в печать 13.09.2018.
For citation: Aksenov I.V., Avren'eva L.I., Guseva G.V., Trusov N.V., Balakina A.S., Mzhel'skaya K.V., Soto C.J., Kravchenko L.V., Tutelyan V.A. Effects of quercetin on protective capacity in rats fed a high-fructose diet. Voprosy pitaniia [Problems of Nutrition]. 2018; 87 (5): 6-12. doi: 10.24411/0042-8833-2018-10047. (in Russian) Received 04.07.2018. Accepted for publication 13.09.2018.
Effects of quercetin on protective capacity in rats fed a high-fructose diet
Aksenov I.V.1, Avren'eva L.I.1, Guseva G.V.1, Trusov N.V.1, Balakina A.S.1, Mzhel'skaya K.V.1, Soto C.J.1, Kravchenko L.V.1, Tutelyan V.A.1, 2
вания свидетельствовали об отсутствии существенного влияния кверцетина на защитный потенциал крыс на начальной стадии ожирения, вызванного повышенным содержанием фруктозы в рационе.
Ключевые слова: кверцетин, фруктоза, ферменты антиоксидантной защиты, ферменты метаболизма ксенобиотиков, ферменты лизосом
The purpose of the study was to determine effects of quercetin on protective capacity parameters in the experiment on rats fed a high fructose diet. Rats of the control group received a semi-synthetic (s/s) diet and water; animals from the 1st experimental group -s/s diet and20% fructose solution instead of drinking water; rats of the 2nd experimental group- s/s diet with quercetin (0.1% indiet) and 20% fructose solution instead of drinking waterfor 20 weeks. Parameters of antioxidant status [total antioxidant activity (AOA), the content of malondialdehyde (MDA) and lipids hydroperoxides, the level of reduced and oxidized glutathione, activity of superoxide dismutase, catalase, glutathione peroxidase, paraoxonase-1, hemeoxygenase-1, NAD(P)H-quinone oxidoreductase], the activity of xenobiotic-metabolizing enzymes [CYP1A1, CYP1A2, CYP2B1, CYP3A, UDP-glucuronosyltransferase (UDP-GT) and glutathione transferase] were studied in plasma and liver of rats. Consumption of the high-fructose diet led to changes in some parameters: diminution of AO A in blood plasma, decrease of AO A and MDA level, unsedimentable activity of lysosomal enzymes, increase of the UDP-GT activity in liver. The inclusion of quercetin in the diet did not affect the studied parameters, except for a more pronounced decrease of the unsedimentable activity of lysosomal enzymes in rat liver. The results of the study indicated that there was no significant effect of quercetin on the protective capacity of rats at the initial stage of obesity caused by high-fructose diet. Keywords: quercetin, fructose, antioxidant enzymes, xenobiotic-metabolizing enzymes, lysosomal enzymes
Избыточное поступление фруктозы с рационом, как полагают, является одной из основных причин высокой распространенности метаболических заболеваний (в том числе ожирения, сахарного диабета 2 типа, неалкогольной жировой болезни печени) среди населения развитых стран мира. Фруктоза по химической структуре относится к моносахаридам и в наибольшем количестве поступает в организм человека с сахаром, медом и пищевыми продуктами, изготовленными с использованием высокофруктозного кукурузного сиропа (газированные напитки, зерновые завтраки и др.). Один из возможных механизмов метаболических нарушений, вызванных повышенным поступлением фруктозы с рационом, может быть связан с развитием окислительного стресса [1].
Основными элементами защиты клетки от развития окислительного стресса являются ферменты антиокси-дантной защиты и низкомолекулярные антиоксиданты. Супероксиддисмутазу (СОД), каталазу (КАТ) и глутатион-пероксидазу (ГП) относят к ключевым антиоксидант-ным ферментам, обеспечивающим защиту клетки от действия активных форм кислорода. Параоксоназа-1 (ПОН-1) препятствует окислению липидов, входящих в состав липопротеинов высокой и низкой плотности. Гемоксигеназа-1 (ГО-1) катализирует превращение гема, который является прооксидантным соединением, в билирубин, оказывающий антиоксидантное действие в отношении супероксидных и пероксильных радикалов. ЫА0(Р)Н-хиноноксидоредуктаза (ХР) участвует в восстановлении хинонов до гидрохинонов, предотвращая образование активных форм кислорода вследствие
окислительно-восстановительных циклических трансформаций хинонов. Глутатион является одним из наиболее важных внутриклеточных антиоксидантов, участвующих в поддержании окислительно-восстановительного равновесия в клетке.
Наряду с системой антиоксидантной защиты важную роль в обеспечении защитного потенциала организма играют ферменты метаболизма ксенобиотиков, которые осуществляют детоксикацию и метаболическую активацию поступающих с рационом чужеродных соединений. Основными ферментами I фазы метаболизма ксенобиотиков являются обладающие различной субстратной специфичностью изоформы цитохрома Р450 ^Р1Д1, CYP1A2, CYP2B1, CYP3A), II фазы - 1ЮР-глюкуронозилтрансфераза (1ЮР-ГТ) и глутатионтранс-фераза (ГТ).
Полагают, что выраженное влияние на антиоксидант-ный статус и ферменты метаболизма ксенобиотиков могут оказывать полифенольные соединения растительного происхождения. Кверцетин является одним из наиболее распространенных полифенолов пищи. Величина его поступления с рационом (черный и зеленый чай, яблоки, репчатый лук и др.) зависит от национальных традиций и индивидуальных особенностей питания. Расчетное среднее потребление кверцетина значительно варьирует у жителей различных стран и составляет от 0,16 до 32,79 мг/сут [2]. Эффекты кверцетина на антиоксидантный статус и ферменты метаболизма ксенобиотиков активно изучают, при этом результаты исследований часто являются противоречивыми.
Цель работы - изучение в эксперименте на крысах влияния кверцетина на показатели защитного потенциала организма при повышенном содержании фруктозы в рационе.
Материал и методы
Исследование проводили на 3 группах крыс-самцов Вистар (по 8 животных в группе с исходной массой тела 135-165 г), полученных из питомника филиала «Столбовая» ФГБУН «Научный центр биомедицинских технологий» ФМБА. В работе с крысами придерживались рекомендаций «Международные руководящие принципы биомедицинских исследований на животных», разработанных Советом международных научных медицинских организаций (2012 г.), и соответствующего руководства [3]. Животных содержали по 2 особи в пластиковых клетках при температуре 20-24 °С и искусственном освещении с равной продолжительностью ночного и дневного периодов.
В течение 20 нед крысы контрольной группы получали стандартный полусинтетический рацион [энергетическая ценность - 4,2 ккал/г; содержание белков : жиров (лярд : подсолнечное масло - 1:1) : углеводов -19:22:59 (%) по калорийности] и воду; животные
1-й опытной группы - стандартный рацион и 20% раствор фруктозы вместо питьевой воды; крысы
2-й опытной группы - стандартный рацион с добавлением кверцетина ^4951, Б1дта-А1с1пс1'1, США) в количестве 0,1% от массы сухого корма и 20% раствор фруктозы вместо питьевой воды. Расчетное среднесуточное поступление кверцетина составило 34 мг/кг массы тела, что было эквивалентно дозе я400 мг для человека [4] и сопоставимо с дозами полифенола, используемыми в модельных экспериментах на животных и исследованиях на добровольцах. Корм, воду и раствор фруктозы животные получали
ad libitum. Животных выводили из эксперимента де-капитацией под эфирной анестезией с предварительным (за 16 ч) лишением корма и заменой раствора фруктозы на питьевую воду. Количество висцерального жира оценивали по массе эпидидимальной и забрюшинной жировой ткани.
Для оценки антиоксидантного статуса в плазме крови и печени определяли с использованием стандартных методик общую антиоксидантную активность (АОА), активность ПОН-1, уровень маркеров перекисного окисления липидов [малонового диальдегида (МДА) и гидроперекисей липидов]; в печени изучали содержание восстановленной (GSH) и окисленной (GSSG) форм глутатиона, активность КАТ, СОД, ГП, ГО-1, ХР [5-12]. Определение концентрации мочевой кислоты в плазме крови проводили с помощью автоматического биохимического анализатора «Konelab 20i» (Thermo Fisher Scientific Oy, Финляндия) и реактивов фирмы «Spinreact» (Испания).
В печени определяли активность ферментов I фазы метаболизма ксенобиотиков [этоксирезоруфиндеалки-лазы (CYP1A1), метоксирезоруфиндеалкилазы (CYP1A2), пентоксирезоруфиндеалкилазы (CYP2B1), бр-тестосте-ронгидроксилазы (CYP3А)] и II фазы (ГТ и UDP-ГТ) [13, 14].
Стабильность мембран лизосом оценивали по уровню неседиментируемой активности лизосомальных ферментов в печени - арилсульфатаз А и В, ß-галактози-дазы и ß-глюкуронидазы [6].
Полученные данные представляли в виде среднего арифметического (M) и стандартной ошибки среднего (m) - (M±m). Для установления статистически значимых (р<0,05) различий между группами применяли однофак-торный дисперсионный анализ (ANOVA) и метод Tukey в качестве post-hoc теста после предварительной проверки на нормальность распределения (тест Shapiro-Wilk) и равенство дисперсий (тесты Brown-Forsythe и Bartlett).
Таблица 1. Среднесуточное поступление энергии с рационом, в ккал
Показатель Группа животных
контроль 1-я опытная (фруктоза) 2-я опытная (фруктоза + кверцетин)
Корм 81,0±1,7a 64,8±1,2ь 67,2±1,0Ь
20% раствор фруктозы - 55,9±2,5 54,2±1,9
Рацион (итого) 81 ±2а 123±3Ь 122±3Ь
Показатель Группа животных
контроль 1-я опытная (фруктоза) 2-я опытная (фруктоза + кверцетин)
Масса тела, г
- исходная 153±3 147±3 147±3
- конечная 540±14а 606±20Ь 610±24Ь
Относительная масса печени, % 2,32±0,06а 2,67±0,11 ь 2,62±0,05Ь
Относительная масса висцерального жира, % 5,18±0,67 6,29±0,74 6,18±0,70
П р и м е ч а н и е. Здесь и в табл. 2-5: разными буквами (а, Ь, с) обозначены показатели, имеющие статистически значимые различия.
Таблица 2. Масса тела и относительная масса печени и висцерального жира
Таблица 3. Показатели антиоксидантного статуса в плазме крови и печени
Показатель Группа животных
контроль 1-я опытная (фруктоза) 2-я опытная (фруктоза + кверцетин)
Плазма крови
АОА, мкМ Рэ2+-эквивалентов 380±11 a 318±15ь 346±14а, Ь
МДА, нмоль/мл 7,65±0,37 7,59±0,11 7,38±0,33
Гидроперекиси липидов, нмоль/мл 3,50±0,13 3,74±0,10 3,86±0,14
ПОН-1, мкмоль/минхмл 77,3±4,7 89,4±4,4 80,5±3,9
Мочевая кислота, мкмоль/л 103±10а 75±7b 54±1 ь
Печень
АОА, мМ Рэ2+-эквивалентов 11,5±0,1а 10,3±0,3Ь 9,5±0,4Ь
МДА, нмоль/г ткани 177±8а 156±4b 148±2Ь
Гидроперекиси липидов, нмоль/г ткани 389±22 381 ±16 385±16
GSH, мкмоль/г ткани 5,38±0,20 5,21±0,18 5,31 ±0,19
GSSG, нмоль/г ткани 174±7 162±4 179±4
ПОН-1, мкмоль/минхмг белка 3,85±0,39 4,92±0,48 4,27±0,18
КАТ, мкмоль/минхмг белка 514±37 546±27 552±27
СОД, ед/минхмг белка 1,07±0,16 1,25±0,12 1,27±0,10
ГП, нмоль/минхмг белка 95,9±5,0 85,0±5,7 83,8±5,0
ГО-1, мкмоль/минхмг белка 5,80±0,54 5,39±0,34 6,34±0,45
ХР, нмоль/минхмг белка 414±106 269±54 289±51
Показатель Группа животных
контроль 1-я опытная (фруктоза) 2-я опытная (фруктоза + кверцетин)
СYР1А1, пмоль/минхмг белка 2,96±0,27 2,75±0,15 3,97±0,62
СYР1А2, пмоль/минхмг белка 51,4±6,9 56,2±4,7 72,1±15,8
СYР2В1, пмоль/минхмг белка 12,6±2,1 14,0±3,0 18,2±2,8
СYР3А, нмоль/минхмг белка 87±10 89±16 125±19
иЭР-ГТ, нмоль/минхмг белка 8,6±0,8а 14,9±1,7Ь 16,9±1,4Ь
ГТ, нмоль/минхмг белка 829±31 798±29 849±29
Расшифровка аббревиатур дана в тексте.
Таблица 4. Активность ферментов метаболизма ксенобиотиков в печени
Результаты и обсуждение
Включение 20% раствора фруктозы в состав рациона крыс опытных групп приводило к повышению его общей энергетической ценности в 1,5 раза по сравнению с контрольной группой (табл. 1). При этом было отмечено снижение потребления корма (в том числе белка и жиров) на 20% в 1-й опытной группе и на 17% во 2-й.
Замена питьевой воды на 20% раствор фруктозы приводила к увеличению массы тела и относительной массы печени крыс вне зависимости от наличия кверце-тина в составе рациона (табл. 2). При этом повышение уровня висцерального жира (на 21%; р=0,48), не достигающее, однако, уровня статистической значимости, можно рассматривать в качестве начальных признаков развития ожирения.
У крыс 1-й опытной группы было выявлено снижение АОА (на 16%) и уровня мочевой кислоты (на 27%) в плазме крови, АОА (на 10%) в печени без значимого изменения активности изученных ферментов антиоксидантной защиты или содержания GSH и GSSG
по сравнению с показателями контрольной группы (табл. 3). Наряду с этим было отмечено снижение уровня МДА в печени (на 12%) при отсутствии существенных изменений в содержании гидроперекисей липидов. Полученные данные свидетельствовали об отсутствии выраженных признаков окислительного стресса у крыс при повышенном содержании фруктозы в рационе, что также было отмечено и в других работах, где не было установлено ее влияние на активность в печени СОД [15-17], КАТ [17, 18] и ГП [15, 17], а также на транскрипционный фактор N^2, стимулирующий экспрессию генов ферментов ГО-1 и ХР [18]. Выявленное снижение под действием фруктозы АОА плазмы крови, наиболее вероятно, было следствием уменьшения концентрации мочевой кислоты, с которой связывают около 60% величины данного показателя [19].
Фруктоза не оказывала существенного влияния на функциональное состояние ферментов метаболизма ксенобиотиков, за исключением 1ЮР-ГТ, активность которой повышалась на 73% у крыс 1-й опытной группы
Таблица 5. Неседиментируемая активность лизосомальных ферментов в печени (в % их общей активности)
Показатель Группа животных
контроль 1-я опытная (фруктоза) 2-я опытная (фруктоза + кверцетин)
Арилсульфатазы А и В 8,96±0,46а 7,59±0,35b 5,80±0,23с
ß-Галактозидаза 9,57±0,62а 8,29±0,66а, ь 6,83±0,31 ь
ß-Глюкуронидаза 6,54±0,30а 5,38±0,31 ь 4,73±0,13b
(табл. 4), что могло быть обусловлено более высоким содержанием гликогена в печени [20]. Сходные результаты были установлены и у крыс-самок Вистар, получавших вместо воды 30% раствор фруктозы: активность CYP1A1, CYP1A2, CYP2В1, CYP3A и ГТ значимо не отличалась от показателей контрольной группы на 133-е сутки эксперимента [14]. В настоящей работе было выявлено статистически значимое снижение не-седиментируемой активности арилсульфатаз (на 15%) и р-глюкуронидазы (на 18%) по сравнению с контролем (табл. 5).
Включение в состав высокофруктозного рациона квер-цетина не вызывало выраженных изменений в показателях антиоксидантного статуса (см. табл. 3). Вместе с тем можно отметить некоторое повышение АОА в плазме крови крыс, потреблявших кверцетин.
В печени крыс 2-й опытной группы отмечено возрастание активности ферментов метаболизма ксенобиотиков (преимущественно цитохромов Р450: CYP1A1 - на 44%, CYP1A2 - на 28%, CYP2B1 - на 30%, CYP3A - на 40%), которое, однако, не являлось статистически значимым (см. табл. 4). При этом было отмечено более выраженное снижение неседиментируемой активности лизосомальных ферментов, в особенности арилсульфатаз (на 24%) (см. табл. 5), что подтверждает данные, полученные ранее [21].
Установленное в настоящем исследовании отсутствие выраженного влияния кверцетина на защитный потенциал организма было продемонстрировано и в других работах. Так, у интактных крыс, получавших кверцетин в дозе 200 мг/кг массы тела в течение 14 дней, не выявлено статистически значимых различий в концентрации МДА и гидроперекисей липидов в плазме крови, содержании вБН и вввв, активности ГО-1 и ХР в печени по сравнению с контрольной группой [21]. Поступление кверцетина в составе рациона (2 г/кг) в течение 22 дней не оказывало достоверного эффекта на маркеры перекисного окисления липидов, уровень вБН, активность КАТ, ГП, СОД и ХР в печени крыс [22].
Наряду с этим анализ данных литературы не позволяет сделать однозначный вывод о влиянии кверцетина на антиоксидантный потенциал организма и ферменты метаболизма ксенобиотиков. В исследованиях in vitro показано, что антиоксидантное действие полифенола может быть связано с непосредственной инактивацией свободных радикалов благодаря наличию в химической структуре кверцетина катехольной группы кольца В; 2,3-двойной связи, конъюгированной с 4-оксогруп-пой; гидроксильной группы в положении 3 и 5 [23], а также опосредованной транскрипционными факторами Nrf2 и АР-1 активацией ферментов антиоксидантной защиты [24]. Выступая в роли лиганда транскрипционного фактора AhR, кверцетин мог повышать экспрессию генов и активность отдельных ферментов метаболизма ксенобиотиков [25]. Следует отметить, что в экспериментах in vivo антиоксидантные эффекты кверцетина были обнаружены в основном на моделях индуцированного окислительного стресса [26, 27] в отличие от работ, проведенных на интактных животных [21, 22]. Различия в условиях проведения эксперимента (в том числе вид животных, доза полифенола, продолжительность кормления) также могли модулировать эффекты кверцетина.
Таким образом, на основании полученных в настоящем исследовании результатов можно сделать вывод об отсутствии существенного влияния кверцетина на защитный потенциал крыс на начальной стадии ожирения, вызванного повышенным содержанием фруктозы в рационе.
Конфликт интересов. Авторы декларируют отсутствие конфликтов интересов.
Научно-исследовательская работа по подготовке рукописи проведена за счет средств субсидии на выполнение государственного задания в рамках
Программы фундаментальных научных исследований государственных академий наук на 2013-2020 годы
(тема № 0529-2014-0051).
Сведения об авторах
Аксенов Илья Владимирович - кандидат медицинских наук, старший научный сотрудник лаборатории энзимологии питания ФГБУН «ФИЦ питания и биотехнологии» (Москва) E-mail: aksenov@ion.ru https://orcid.org/0000-0003-4567-9347
Авреньева Людмила Ивановна - кандидат медицинских наук, старший научный сотрудник лаборатории энзимо-логии питания ФГБУН «ФИЦ питания и биотехнологии» (Москва) E-mail: avrenyeva@ion.ru
Гусева Галина Владимировна - кандидат биологических наук, научный сотрудник лаборатории энзимологии питания ФГБУН «ФИЦ питания и биотехнологии» (Москва) E-mail: mailbox@ion.ru
Трусов Никита Вячеславович - научный сотрудник лаборатории энзимологии питания ФГБУН «ФИЦ питания и биотехнологии» (Москва) E-mail: nikkitosu@yandex.ru https://orcid.org/0000-0002-1919-9297
Балакина Анастасия Станиславовна - младший научный сотрудник лаборатории энзимологии питания ФГБУН «ФИЦ питания и биотехнологии» (Москва) E-mail: balakina.a.s@yandex.ru http://orcid.ogr/0000-0002-8559-5538
Мжельская Кристина Владимировна - лаборант-исследователь лаборатории энзимологии питания ФГБУН «ФИЦ питания и биотехнологии» (Москва) E-mail: kristik13@yandex.ru https://orcid.org/0000-0002-0723-5860
Сото Селада Хорхе - кандидат медицинских наук, главный специалист лаборатории метаболомного и протеомного анализа ФГБУН «ФИЦ питания и биотехнологии» (Москва) E-mail: jsotoc@mail.ru https://orcid.org/0000-0001-6622-5251
Кравченко Лидия Васильевна - кандидат медицинских наук, ведущий научный сотрудник лаборатории энзимологии питания ФГБУН «ФИЦ питания и биотехнологии» (Москва) E-mail: kravchenko@ion.ru
Тутельян Виктор Александрович - доктор медицинских наук, профессор, академик РАН, заведующий лабораторией энзимологии питания, научный руководитель ФГБУН «ФИЦ питания и биотехнологии», заведующий кафедрой гигиены питания и токсикологии Института профессионального образования ФГАОУ ВО «Первый Московский государственный медицинский университет им. И. М. Сеченова» Минздрава России (Сеченовский университет) E-mail: tutelyan@ion.ru http://orcid.ogr/0000-0002-4164-8992
Литература
Zhang D.M., Jiao R.Q., Kong L.D. High dietary fructose: direct or 9. indirect dangerous factors disturbing tissue and organ functions // Nutrients. 2017. Vol. 9, N 4. P. 335. 10.
Тутельян В.А., Лашнева Н.В. Биологически активные вещества растительного происхождения. Флаванолы и флавоны: рас- 11. пространенность, пищевые источники, потребление // Вопр. питания. 2013. № 1. С. 4-22.
National Research Council (US) Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. Guide for the Care 12. and Use of Laboratory Animals. 8th ed. Washington, DC : National Academies Press (US), 2011. URL: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/ books/NBK54050/ doi: 10.17226/12910. 13.
Руководство по экспериментальному (доклиническому) изучению новых фармакологических веществ. 2-е изд., перераб. и доп. / под общ. ред. Р.У. Хабриева. М. : Медицина, 2005. 832 с. Кравченко Л.В., Аксенов И.В., Авреньева Л.И., Бекетова Н.А., Тру- 14. сов Н.В., Гусева Г.В. Влияние полиненасыщенных жирных кислот ю-3 на некоторые показатели антиоксидантного потенциала крыс // Вопр. питания. 2013. № 2. С. 4-9. Аксенов И.В., Трусов Н.В., Авреньева Л.И., Гусева Г.В., Лашнева Н.В. и др. Влияние рутина на активность ферментов антиокси-дантной защиты и метаболизма ксенобиотиков в печени крыс 15. при разном содержании жира в рационе // Вопр. питания. 2014. № 5. С. 4-11.
Nishikimi M., Appaji N., Yagi K. The occurrence of superoxide anion 16. in the reaction of redusedphenazinemethosulfate and molecular oxygen // Biochem. Biophys. Res. Connum. 1972. Vol. 46, N 2. P. 849-854.
Aebi H. Catalase in vitro // Methods Enzymol. 1984. Vol. 105. 17. P. 121-126.
Flohe L., Gunzler W.A. Assays of glutathione peroxidase // Methods Enzymol. 1984. Vol. 105. P. 114-121.
Anderson M.E. Determination of glutathione and glutathione disulfide in biological samples // Methods Enzymol. 1985. Vol. 113. P. 548-555. Hermes-Lima M., Willmore W.G., Storey K.B. Quantification of lipid peroxidation in tissue extracts based on Fe(III)xylenol orange complex formation // Free Radic. Biol. Med. 1995. Vol. 19, N 3. P. 271-280.
Nourooz-Zadeh J. Ferrous ion oxidation in presence of xylenol orange for detection of lipid hydroperoxides in plasma // Methods Enzymol. 1999. Vol. 300. P. 58-62.
Трусов Н.В., Гусева Г.В., Аксенов И.В., Авреньева Л.И., Кравченко Л.В., Тутельян В.А. Эффекты комбинированного действия ресвератрола и индол-3-карбинола // Бюл. экспер. биол. 2010. № 2. С. 174 179.
Апрятин С.А., Мжельская К.В., Трусов Н.В., Балакина А.С., Сото С.Х. и др. Сравнительная оценка витаминного статуса и биохимических маркеров развития метаболического синдрома на моделях грызунов, получающих рационы с высокими квотами различных легкоусвояемых углеводов // Вопр. питания. 2017. № 6. С. 42-55.
Francini F., Castro M.C., Schinella G. et al. Changes induced by a fructose-rich diet on hepatic metabolism and the antioxidant system // Life Sci. 2010. Vol. 86, N 25-26. P. 965 971. Giris M., Dogru-Abbasoglu S., Kumral A. et al. Effect of carnosine alone or combined with a-tocopherol on hepatic steatosis and oxidative stress in fructose-induced insulin-resistant rats // J. Physiol. Biochem. 2014. Vol. 70, N 2. P. 385-395. Yilmaz Demirtas C., Bircan F.S., Pasaoglu O.T., Turkozkan N. The effects of resveratrol on hepatic oxidative stress in metabolic syn-
2
3
4
5.
6.
7
drome model induced by high fructose diet // Bratisl. Lek. Listy. 2018. Vol. 119, N 1. P. 36-40.
18. Bagul P.K., Middela H., Matapally S. et al. Attenuation of insulin resistance, metabolic syndrome and hepatic oxidative stress by resveratrol in fructose-fed rats // Pharmacol. Res. 2012. Vol. 66, N 3. P. 260-268.
19. Benzie I.F., Strain J.J. The ferric reducing ability of plasma (FRAP) as a measure of «antioxidant power»: the FRAP assay // Anal. Biochem. 1996. Vol. 239, N 1. P. 70-76.
20. Banhegyi G., Garzo T., Antoni F., Mandl J. Glycogenolysis - and not gluconeogenesis - is the source of UDP-glucuronic acid for glucuronidation // Biochim. Biophys. Acta. 1988. Vol. 967, N 3. P. 429-435.
21. Балакина А.С., Аксенов И.В., Трусов Н.В., Гусева Г.В., Аврень-ева Л.И. и др. Влияние куркумина и кверцетина на показатели защитного потенциала крыс при их раздельном и совместном действии // Вопр. питания. 2017. № 2. С. 14-22.
22. Wiegand H., Boesch-Saadatmandi C., Regos I. et al. Effects of quercetin and catechin on hepatic glutathione-S transferase (GST),
NAD(P)H quinone oxidoreductase 1 (NQO1), and antioxidant enzyme activity levels in rats // Nutr. Cancer. 2009. Vol. 61, N 5. P. 717-722.
23. Bors W., Heller W., Michel C., Saran M. Flavonoids as antioxidants: determination of radical-scavenging efficiencies // Methods Enzy-mol. 1990. Vol. 186. P. 343-355.
24. Lee Y.J., Beak S.Y., Choi I.; Sung J.S. Quercetin and its metabolites protect hepatocytes against ethanol-induced oxidative stress by activation of Nrf2 and AP-1 // Food Sci. Biotechnol. 2018. Vol. 27, N 3. P. 809-817.
25. Ciolino H.P., Daschner P.J., Yeh G.C. Dietary flavonols quercetin and kaempferol are ligands of the aryl hydrocarbon receptor that affect CYP1A1 transcription differentially // Biochem. J. 1999. Vol. 340, N 3. P. 715-722.
26. Su J.F., Guo C.J., Wei J.Y. et al. Protection against hepatic ischemia-reperfusion injury in rats by oral pretreatment with quercetin // Biomed. Environ. Sci. 2003. Vol. 16, N 1. P. 1-8.
27. Olayinka E.T., Ore A., Adeyemo O.A. et al. Quercetin, a flavonoid antioxidant, ameliorated procarbazine-induced oxidative damage to murine tissues // Antioxidants (Basel). 2015. Vol. 4, N 2. P. 304-321.
References
1. Zhang D.M., Jiao R.Q., Kong L.D. High dietary fructose: direct or indirect dangerous factors disturbing tissue and organ functions. Nutrients. 2017; 9 (4): 335.
2. Tutel'ian V.A., Lashneva N.V. Biologically active substances of plant origin. Flavonols and flavones: prevalence, dietary sourses and consumption. Voprosy pitaniia [Problems of Nutrition]. 2013; 82 (1): 4-22. (in Russian)
3. National Research Council (US) Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. 8th ed. Washington, DC: National Academies Press (US), 2011. URL: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/ books/NBK54050/ doi: 10.17226/12910.
4. Khabriev R.U. (ed.). Guidelines for experimental (preclinical) studies of new pharmacological substances. 2nd ed. Moscow: Meditsina, 2005: 832 p. (in Russian)
5. Kravchenko L.V., Aksenov I.V., Avren'eva L.I., et al. Effects of omega-3 polyunsaturated fatty acids on antioxidant capacity in rats. Voprosy pitaniia [Problems of Nutrition]. 2013; 82 (2): 4-9. (in Russian)
6. Aksenov I.V., Trusov N.V., Avren'eva L.I., et al. Effects of rutin on the activity of antioxidant enzymes and xenobiotic-metabolizing enzymes in liver of rats fed diets with different level of fat. Voprosy pitaniia [Problems of Nutrition]. 2014; 83 (5): 4-11. (in Russian)
7. Nishikimi M., Appaji N., Yagi K. The occurrence of superoxide anion in the reaction of redusedphenazinemethosulfate and molecular oxygen. Biochem Biophys Res Connum. 1972; 46 (2): 849-54.
8. Aebi H. Catalase in vitro. Methods Enzymol. 1984; 105: 121-6.
9. Flohe L., Gunzler W.A. Assays of glutathione peroxidase. Methods Enzymol. 1984; 105: 114-21.
10. Anderson M.E. Determination of glutathione and glutathione disul-fide in biological samples. Methods Enzymol. 1985; 113: 548-55.
11. Hermes-Lima M., Willmore W.G., Storey K.B. Quantification of lipid peroxidation in tissue extracts based on Fe(III)xylenol orange complex formation. Free Radic Biol Med. 1995; 19 (3): 271-80.
12. Nourooz-Zadeh J. Ferrous ion oxidation in presence of xylenol orange for detection of lipid hydroperoxides in plasma. Methods Enzymol. 1999; 300: 58-62.
13. Trusov N.V., Guseva G.V., Aksenov I.V., et al. Effects of combined treatment with resveratrol and indole-3-carbinol. Byulleten' eksperimental'noi biologii i meditsiny [Bulletin of Experimental Biology and Medicine]. 2010; 149 (2): 174-9. (in Russian)
14. Apryatin S.A., Mzhel'skaya K.V., Trusov N.V., et al. Comparative evaluation of vitamin status and biochemical markers of metabolic syndrome on the models of rodents receiving rations with high quotas of different sugars. Voprosy pitaniia [Problems of Nutrition]. 2017; 86 (6): 42-55. (in Russian)
15. Francini F., Castro M.C., Schinella G., et al. Changes induced by a fructose-rich diet on hepatic metabolism and the antioxidant system. Life Sci. 2010; 86 (25-26): 965-71.
16. Giris M., Dogru-Abbasoglu S., Kumral A., et al. Effect of carnosine alone or combined with a-tocopherol on hepatic steatosis and oxidative stress in fructose-induced insulin-resistant rats. J Physiol Biochem. 2014; 70 (2): 385-95.
17. Yilmaz Demirtas C., Bircan F.S., Pasaoglu O.T., Turkozkan N. The effects of resveratrol on hepatic oxidative stress in metabolic syndrome model induced by high fructose diet. Bratisl Lek Listy. 2018; 119 (1): 36-40.
18. Bagul P.K., Middela H., Matapally S., et al. Attenuation of insulin resistance, metabolic syndrome and hepatic oxidative stress by res-veratrol in fructose-fed rats. Pharmacol Res. 2012; 66 (3): 260-8.
19. Benzie I.F., Strain J.J. The ferric reducing ability of plasma (FRAP) as a measure of «antioxidant power»: the FRAP assay. Anal Biochem. 1996; 239 (1): 70-6.
20. Banhegyi G., Garzo T., Antoni F., Mandl J. Glycogenolysis - and not gluconeogenesis - is the source of UDP-glucuronic acid for glucuronidation. Biochim Biophys Acta. 1988; 967 (3): 429-35.
21. Balakina A.S., Aksenov I.V., Trusov N.V., et al. The influence of separate and combined supplementation with curcumin and quercetin on the protective capacity in rats. Voprosy pitaniia [Problems of Nutrition]. 2017; 86 (2): 14-22. (in Russian)
22. Wiegand H., Boesch-Saadatmandi C., Regos I., et al. Effects of quercetin and catechin on hepatic glutathione-S transferase (GST), NAD(P)H quinone oxidoreductase 1 (NQO1), and antioxidant enzyme activity levels in rats. Nutr Cancer. 2009; 61 (5): 717-22.
23. Bors W., Heller W., Michel C., Saran M. Flavonoids as antioxidants: determination of radical-scavenging efficiencies. Methods Enzymol. 1990; 186: 343-55.
24. Lee Y.J., Beak, S.Y., Choi I. Sung J.S. Quercetin and its metabolites protect hepatocytes against ethanol-induced oxidative stress by activation of Nrf2 and AP-1. Food Sci Biotechnol. 2018; 27 (3): 809-17.
25. Ciolino H.P., Daschner P.J., Yeh G.C. Dietary flavonols quercetin and kaempferol are ligands of the aryl hydrocarbon receptor that affect CYP1A1 transcription differentially. Biochem J. 1999; 340 (3): 715-22.
26. Su J.F., Guo C.J., Wei J.Y., et al. Protection against hepatic isch-emia-reperfusion injury in rats by oral pretreatment with quercetin. Biomed Environ Sci. 2003; 16 (1): 1-8.
27. Olayinka E.T., Ore A., Adeyemo O.A., et al. Quercetin, a flavonoid antioxidant, ameliorated procarbazine-induced oxidative damage to murine tissues. Antioxidants (Basel). 2015; 4 (2): 304-21.
