CC BY
64
БИОХИМИЯ ПИТАНИЯ
Для корреспонденции
Кравченко Лидия Васильевна - кандидат медицинских наук, ведущий научный сотрудник лаборатории энзимологии питания ФГБНУ «НИИ питания»
Адрес: 109240, г. Москва, Устьинский проезд, д. 2/14 Телефон: (495) 698-53-65 E-mail: [email protected]
Л.В. Кравченко, Л.И. Авреньева, И.В. Аксенов, А.С. Балакина, Г.В. Гусева, Н.В. Трусов
Изучение влияния рутина на защитный потенциал крыс
Effects of rutin on protective capacity in rats
L.V. Kravchenko, L.I. Avren'eva, I.V. Aksenov, A.S. Balakina, G.V. Guseva, N.V. Trusov
#
ФГБНУ «НИИ питания», Москва Institute of Nutrition, Moscow
Цель работы - изучение влияния рутина в составе рациона на активность ферментов метаболизма ксенобиотиков и антиоксидантной защиты. Исследования проводили на 3 группах (п=8 в каждой) крыс-самцов Вистар с исходной массой тела 100-120 г. Животные контрольной группы (1-я группа) получали стандартный полусинтетический рацион, крысы опытных групп - тот же рацион с добавлением рутина в количестве 40 мг на 1 кг массы тела (2-я группа) или 400 мг на 1 кг массы тела (3-я группа). Длительность эксперимента составила 2 нед. В печени крыс определяли активность ЫАБ(Р)И-хиноноксидоредуктазы (ХР), гемоксигеназы-1 (ГО-1), параоксоназы-1 (ПОН-1), глутатионтранс-феразы (ГлТ), этоксирезоруфиндеалкилазную (ЭРОД) активность СУР1А1, метоксирезоруфиндеалкилазную (МРОД) активность СУР1А2, вр-тестостеронгидроксилазную (вр-ТГ) активность СУР3А, общую антиоксидантную активность (АОА) и содержание малонового диаль-дегида (МДА). Экспрессию генов СУР1А1, СУР1А2 и СУР3А определяли методом полимеразной цепной реакции с обратной транскрипцией (ОТ-ПЦР). Стабильность мембран лизосом оценивали по изменению неседи-ментируемой активности лизосомальных ферментов - арилсульфа-таз, р-галактозидазы и р-глюкуронидазы. Введение рутина приводило к дозозависимому возрастанию активности ферментов антиоксидантной защиты. У крыс 3-й группы, получавших рацион с максимальным количеством рутина, активность ХР, ГО-1, ПОН-1 и ГлТ возрастала соответственно на 68,29, 17 и 22% по сравнению с контролем (1-я группа). При этом не обнаруживали изменений АОА печени и содержания в ней МДА. Активность ЭРОД и МРОД в микросомах печени крыс, получавших рутин в дозе 40 мг на 1 кг массы тела (2-я группа), возрастала на 33 и 58% соответственно при умеренном увеличении уровня мРНК СУР1А1 и СУР1А2. Увеличение дозы рутина до 400 мг на 1 кг массы тела (3-я группа) приводило к снижению степени активации ЭРОД и МРОД соответственно на 18 и 15% по сравнению со 2-й группой. Рутин не оказывал достоверного влияния на активность вр-ТГ и на экспрессию гена СУР3А1. Поступление рутина с рационом приводило к дозозависимому снижению неседиментируемой активности ферментов лизосом, что свидетельствует об усилении стабильности лизосомальных мембран. Таким образом, полученные результаты показали, что у здоровых,
22
Л.В. Кравченко, Л.И. Авреньева, И.В. Аксенов и др.
интактных крыс большие дозы рутина в составе рациона умеренно, но достоверно активируют ферментные системы, в значительной степени определяющие защитно-адаптационный потенциал организма. Ключевые слова:рутин, ферменты метаболизма ксенобиотиков, ферменты антиоксидантной защиты, ферменты лизосом
The purpose of the study was to determine effects of rutin dietary administration on the activity of xenobiotic-metabolizing enzymes and antioxidant status. The study has been carried out on 3 groups of male Wistar rats (n=8 in each), with initial body weight 100-120 g. Animals of the control group (1st group) received standard semi-synthetic diet, the experimental groups - the same diet with rutin in the amount of 40 mg/kg b.w. (2nd group) or 400 mg/kg b.w. (3rd group). The duration of the experiment was 2 weeks. In rat liver the activity of quinone reductase (QR), heme oxygenase-1 (HO-1), paraoxonase-1 (PON-1), glutathione-S-transferase (GST), ethoxyresorufin-O-dealkylase (EROD) activity of CYP1A1, methoxyresorufin-O-dealkylase (MROD) activity of CYP1A2, testosterone 6ft-hydroxylase (6ft-TG) activity of CYP3A, total antioxidant activity (AOA) and malondialdehyde (MDA) content have been investigated. The expression of genes CYP1A1, CYP1A2 and CYP3A has been measured by reverse transcription-polymerase chain reaction (RT-PCR). The stability of lysosome membranes was estimated by the change of unsedimentable activity of lysosomal enzymes - arylsulfatase, ft-galactosidase and ft-glucuronidase. Rutin administration led to dose-dependent increase in the activity of antioxidant enzymes. In rats of the 3rd group received high-rutin diet the activity of QR, HO-1, PON-1 and GST increased by 68, 29, 17 and 22%, respectively, compared to the control (1st group); MDA level and AOA have not changed. Activity of EROD and MROD in liver microsomes of rats treated with rutin at a dose of 40 mg/kg b.w. (2nd group) increased by 33 and 58%, respectively, with a moderate increase in mRNA level of CYP1A1 and CYP1A2. Increasing the dose of rutin up to 400 mg/kg b.w. (3rd group) resulted in the decrease of the degree of EROD and MROD activation by 18 and 15%, respectively, compared to the 2nd group. Rutin had no significant effect on the activity of 6ft-TG and on the expression of CYP3A1 gene. Rutin dietary administration led to dose-dependent reduction of the unsedimentable activity of lysosomal enzymes, indicating the strengthening of the stability of lysosomal membranes. Thus, the obtained results showed that in healthy, intact rats high doses of rutin in the diet moderately but statistically significantly activate enzyme systems responsible for the protective and adaptive capacity of the organism.
Keywords: rutin, xenobiotic-metabolizing enzymes, antioxidant enzymes, lysosomal enzymes
Известно, что для защитно-адаптационного потенциала организма большое значение имеют связанные общими путями регуляции и взаимодействующие между собой полифункциональные системы, обеспечивающие защиту клетки от повреждающего действия экзогенных и эндогенных токсикантов, - система ферментов метаболизма ксенобиотиков (ФМК) и система антиокси-дантной защиты. В настоящее время установлено, что ключевыми регуляторами активности ферментов и других белковых компонентов этих систем являются транскрипционные факторы АИЯ и №12 [3, 4, 7]. Фактор АИЯ инициирует экспрессию генов, содержащих в промоторной области регулятор-
ный элемент XRE (ксенобиотик-чувствительный элемент). Это в первую очередь гены цитохромов Р450 (CYP) - CYP1A1, CYP1A2, CYP1B1 и ряда ферментов, выполняющих функции как ФМК, так и антиоксидантных ферментов - глутатионтранс-фераз (ГлТ), NAD(P)H-хиноноксидоредуктазы (ХР), параоксоназы-1 (ПОН-1). Фактор транскрипции Nrf2 контролирует экспрессию ARE (антиоксидант-чувствительный элемент), содержащих гены большого числа антиоксидантных ферментов и ФМК, в том числе ГлТ, ХР, гемоксигеназы-1 (ГО-1).
Данные, полученные главным образом в исследованиях in vitro, свидетельствуют о том, что многие природные биологически активные вещества,
23
БИОХИМИЯ ПИТАНИЯ
#
в том числе флавоноиды, могут опосредованно, через факторы AhR и Nrf2, модулировать экспрессию и активность ФМК и антиоксидантных ферментов [4, 23, 26]. Одним из наиболее распространенных в растительном мире флавоноидов является кверцетин, на долю которого, по данным L.S. Chua [10], приходится 50-70% суточного потребления флавоноидов человеком. В природе кверцетин встречается преимущественно в форме рутина - кверцетин-3-рутинозида. Полагают, что в организме большая часть рутина поступает в неизмененном виде в толстую кишку, где подвергается действию бактериальных ферментов с образованием кверцетина, последующая фар-макокинетика и фармакодинамика которого не отличаются от таковых поступающего в организм агликона кверцетина [13, 21]. Рутин не обнаруживали ни в крови экспериментальных животных, ни в крови человека при исследованиях на добровольцах. Как кверцетин, так и рутин проявляют высокую антирадикальную и антиоксидант-ную активность в различных модельных системах in vitro, но в концентрациях, значительно превышающих определяемые в физиологических условиях [25, 37]. Следует отметить, что биологическая активность рутина и кверцетина может быть тесно связана с их способностью взаимодействовать с биологическими мембранами. В исследованиях с использованием искусственных мембран и некоторых линий клеток показано, что кверце-тин уменьшает жидкостность мембран, усиливает их стабильность и защищает от окислительного стресса не только за счет антирадикального действия, но и препятствуя проникновению и взаимодействию оксидантов с липидным бислоем [22, 33]. Изменение физических свойств мембран как следствие их взаимодействия с кверцетином может сопровождаться изменением многих функций мембран, в том числе активности связанных с ними ферментов.
Цель работы - изучение влияния потребления рутина на активность ферментов, выполняющих защитные функции, и на показатели стабильности мембран лизосом печени крыс.
Материал и методы
Исследования проводили на крысах-самцах Вис-тар с исходной массой тела 100-120 г. Животные были разделены на 3 группы по 8 крыс в каждой. На протяжении всего эксперимента животные находились по 2 особи в клетке при естественном освещении. В работе придерживались нормативов содержания лабораторных животных в соответствии с Европейской конвенцией по защите позвоночных животных, используемых в экспериментах и других научных целях (Совет Европы, Страсбург, 1986).
Крысы 1-й (контрольной) группы получали стандартный полусинтетический рацион, крысы 2-й группы - тот же рацион с добавлением рутина («Lianyungang Samin Food Additives Со. LTD», Китай) в количестве, соответствующем дозе 40 мг на 1 кг массы тела; рацион животных 3-й группы содержал рутин в дозе 400 мг на 1 кг массы тела. Использованная в работе меньшая доза рутина -40 мг на 1 кг массы тела с учетом коэффициента конверсии значительно ниже количества рутина и кверцетина, применяемых в клинических исследованиях и в лечебных целях [36]. Крысы получали корм в режиме свободного доступа в количестве 25-30 г на крысу, что соответствовало 15 г сухой смеси. Длительность эксперимента составила 14 дней. Наблюдение за состоянием животных и поедаемостью корма проводили ежедневно, определение массы тела - через день. Для оценки антиоксидантного статуса крыс в печени определяли активность ХР, ГО-1, ПОН-1, общую активность ГлТ с 1-хлор-2,4-динитробен-золом (ХДНБ) в качестве субстрата, содержание МДА и общую антиоксидантную активность (АОА) с использованием тест-системы FRAP, как указано в [2]. В микросомах, выделенных из печени, определяли этоксирезоруфин-О-деалкилазную (ЭРОД) активность CYP1A1, метоксирезоруфин-О-деалки-лазную (МРОД) активность CYP1A2 и 6ß-тестосте-ронгидроксилазную (6ß-Tr) активность CYP3A [5]. Определение экспрессии мРНК CYP1A1, CYP1A2 и CYP3A проводили методом ПЦР с обратной транскрипцией (ОТ-ПЦР), как описано в [5]. Последовательность праймеров для изучаемых генов: для CYP1A1 - прямой 5'-CCATGACCAGGAACTATGGG-3', обратный 5'-TCTGGTGAGCATCCAGGACA-3'; для CYP1A2- прямой 5'-TAGTGAAGCAGGGGGATGAC-3', обратный 5'-GACCGGAAAGAAGTCCACAG-3'; для CYP3A1 - прямой 5'-GG AAATTCGATGTGGAGTGC-3', обратный 5' - AGGTTTGCCTTTCTCTTGCC-3'; для ß-актина - прямой 5'-TGCAGAAGGAGATTACTGCC-3', обратный 5'-GCAGCTCAGTAACAGTCCG-3'. Продукты ОТ-ПЦР разделяли стандартным электро-форетическим методом при напряжении 180 В в 2,5% агарозном геле, электрофореграммы денси-тометрировали. При анализе гелей использовали программу Quantity One, версия 4.5. Стабильность мембран лизосом оценивали по изменению неседиментируемой активности лизосомальных ферментов - арилсульфатаз, ß-галактозидазы и ß-глюкуронидазы [1]. Общую активность ферментов определяли в гомогенатах печени, неседи-ментируемую - во фракции цитозоля и выражали в процентах от общей.
Статистическую обработку результатов проводили с использованием f-критерия Стьюдента (р<0,05) и поправки Бонферрони (исходные данные имели нормальное распределение согласно критерию Шапиро-Уилка).
24
Л.В. Кравченко, Л.И. Авреньева, И.В. Аксенов и др.
Результаты и обсуждение
Обогащение рационов рутином в количестве 40 или 400 мг на 1 кг массы тела массы тела не вызывало существенных изменений общего состояния, а также массы тела и относительной массы печени животных. Лишь у крыс 3-й группы масса тела в конце эксперимента и прибавка массы тела статистически значимо превышали показатели контроля (1-я группа) соответственно на 3,7 и 6% (табл. 1).
Как видно из данных, представленных в табл. 2, в печени крыс, получавших рутин в дозе 40 мг на 1 кг массы тела (2-я группа), по сравнению с 1-й (контрольной) группой возрастали достоверно (р<0,05): активность ХР - на 20%, активность ПОН-1 - на 12%, активность ГлТ - на 12%, и недостоверно (р=0,20): активность ГО-1 - на 8%. Увеличение дозы рутина до 400 мг на 1 кг массы тела (3-я группа) сопровождалось дальнейшим возрастанием активности ферментов: ХР -до 168% от уровня контроля, ГО-1 - до 129%, ПОН-1 - до 117% и ГлТ - до 122%. При включении рутина в рацион крыс наблюдали некоторое увеличение уровня МДА в печени - на 6% у животных 2-й группы и на 16% - 3-й группы, но эти изменения не являлись статистически достоверными. Не было обнаружено также и существенного влияния рутина на уровень АОА цитозоля печени (табл. 2).
Результаты изучения влияния рутина на активность цитохромов Р450 (рис. 1, а) показали, что при
дозе 40 мг на 1 кг массы тела (2-я группа) активность ЭРОД в микросомах печени крыс возрастала до 133%, активность МРОД - до 158% от уровня контроля. Этому соответствовало умеренное, статистически недостоверное повышение уровня мРНК ОУР1Л1 - на 24% и мРНК 0УР1Л2 - на 16% (рис. 1, б). У крыс, получавших рутин в дозе 400 мг на 1 кг массы тела массы тела (3-я группа), степень активации ЭРОД и МРОД была ниже, чем во 2-й группе, на 18 и 15% и составляла соответственно 115 и 143% от показателя у животных контрольной группы (рис. 1, а). При этом экспрессия мРНК 0УР1Л1 уменьшалась до уровня ниже контроля, а экспрессия мРНК 0УР1Л2 соответствовала повышенному уровню активности МРОД (рис. 1, б).
Активность 6р-ТГ практически не изменялась при включении рутина в рацион, отмечалось лишь незначительное статистически недостоверное ее возрастание на 12% у крыс 2-й группы и на 14% -у крыс 3-й группы (см. рис. 1, а). Экспрессия гена 0УР3Л1 в печени животных 2-й группы не отличалась от контроля, а в 3-й группе, при максимальной дозе рутина, снижалась, как и экспрессия гена 0УР1Л1 (см. рис. 1, б).
Включение рутина в рацион не оказывало существенного влияния на общую активность ферментов лизосом печени крыс, но приводило к дозозави-симому снижению неседиментируемой активности, характеризующему повышение стабильности лизосомальных мембран (табл. 3). Так, активность арилсульфатаз А и В в цитозоле печени крыс 2-й группы незначительно отличалась от уров-
Таблица 1. Масса тела и печени крыс, получавших рутин в составе рациона (М±т)
Показатель Группа животных, количество рутина, мг на 1 кг массы тела
1-я, контроль 2-я, 40 3-я, 400
Масса тела, г
исходная 111±2 111 ±3 113±3
конечная 214±1 217±3 222±3*
Прибавка массы тела, г/сут 6,43±0,12 6,68±0,23 6,83±0,13*
Относительная масса печени, % 4,43±0,12 4,40±0,06 4,28±0,08
Примечание. Здесь и в табл. 2 и 3: * - достоверное отличие (р<0,05) от показателя контрольной группы.
Таблица 2. Активность антиоксидантных ферментов, антиоксидантная активность и содержание малонового диальдегида в печени крыс, получавших рутин в составе рациона (М±т)
Показатель Группа животных, количество рутина, мг на 1 кг массы тела
1-я, контроль 2-я, 40 3-я, 400
Хинонредуктаза, нмоль/минхмг белка 126±4 150±8* 234±15*, +
Гемоксигеназа-1, пмоль/мг белкахмин 12,2±0,5 13,2±0,6 15,7±1,3*
Параоксоназа-1, мкмоль/минхмг белка 8,45±0,31 9,46±0,19* 9,87±0,26*
Глутатионтрансфераза, мкмоль/минхмг белка 0,74±0,02 0,83±0,02* 0,90±0,03*
АОА, мМ Fe2+ эквивалентов 8,23±0,52 8,02±0,84 8,59±0,59
МДА, нмоль/г ткани 145±7 154±7 168±11
П р и м е ч а н и е. Здесь и в табл. 3: + - достоверное отличие (р<0,05) от показателя 2-й группы.
БИОХИМИЯ ПИТАНИЯ
£ 160 Él 140 1 120 5 100 ^ 80 5 60 1 40 1 20 0
Группы 1-я 2-я 3-я ЭРОД
1-я 2-я 3-я МРОД
1-я 2-я 3-я бр-ТГ
140 g 120 Í100
I—
1 80
I 60
40 1 20
Группы 1-я 2-я 3-я CYP1A1
1-я 2-я 3-я CYP1A2 б
1-я 2-я 3-я CYP3A1
Рис. 1. Активность ЭРОД, МРОД и бр-ТГ (а) и экспрессия генов CYP1A1, CYP1A2 и CYP3A1 (б) в печени крыс, получавших рутин в составе рациона
Таблица 3. Активность лизосомальных ферментов печени крыс, получавших рутин в составе рациона (M±m)
*
Ф
Показатель Группа животных, количество рутина, мг на 1 кг массы тела
1-я, контроль 2-я, 40 3-я, 400
Общая активность, мкмоль/минхг ткани
Арилсульфатазы А и В 2,89±0,13 3,00±0,20 2,62±0,11
р-Галактозидаза 2,44±0,17 2,63±0,09 2,53±0,14
р-Глюкуронидаза 2,19±0,10 2,32±0,03 2,31 ±0,05
Неседиментируемая активность, % от общей
Арилсульфатазы А и В 6,69±0,46 6,61 ±0,55 5,34±0,39
р-Галактозидаза 7,19±0,77 6,48±0,77 4,42±0,63*
р-Глюкуронидаза 5,39±0,28 4,99±0,22 3,56±0,32*, +
Ф
ня контроля, но достоверно снижалась на 20% в печени крыс 3-й группы, получавших рутин в дозе 400 мг на 1 кг массы тела. Неседиментиру-емая активность р-галактозидазы была снижена на 10% у крыс 2-й группы и почти на 40% - у крыс 3-й группы, активность p-глюкуронидазы - соответственно на 8 и 34%.
Таким образом, полученные результаты показали, что рутин в зависимости от дозы действует по-разному на активность изученных ферментов антиоксидантной защиты и ферментов метаболизма ксенобиотиков - активность антиоксидантных ферментов возрастала дозозависимо, в то время как активность цитохромов Р450 возрастала в большей степени при меньшей дозе рутина.
Следует отметить, что в большинстве исследований in vivo рутин в дозах, варьирующих от 10 до 100 мг на 1 кг массы тела, не оказывал существенного влияния на антиоксидантный статус и на активность антиоксидантных ферментов печени интактных крыс, но в условиях окислительного стресса разной этиологии нормализовал (индуцировал) сниженную стрессом активность антиоксидантных ферментов [8, 18, 27]. При этом, как правило, оценивали активность каталазы, СОД, глутатионпе-роксидазы, глутатионредуктазы и лишь в единичных случаях - активность ХР, ГО-1, ПОН-1, ферментов, имеющих большое значение для системы антиок-
26
сидантной защиты. Так, ХР блокирует окислительно-восстановительные циклические превращения хинонов с образованием активных форм кислорода (АФК) (супероксидного аниона и перекиси водорода), активирует природные хиноны-антиоксиданты, восстанавливая убихинон (коэнзим Q) в активный убихинол и хинон а-токоферола в гидрохинон с высокой антиоксидантной активностью. ГО-1 является лимитирующим звеном превращения проокси-дантного гема в билирубин, обладающим антирадикальным действием в отношении супероксидных и пероксильных радикалов. ПОН-1 изучается интенсивно как один из ключевых ферментов антиате-рогенного действия. Она препятствует окислению липидов в составе липопротеинов высокой и низкой плотности и клеточных мембран. ГлТ, являясь одним из главных ферментов II фазы метаболизма ксенобиотиков, выполняет и функции антиоксидан-тного фермента, восстанавливая более 50% гидроперекисей жирных кислот и фосфолипидов, образующихся в результате окислительного стресса.
В исследовании [6] в печени крыс Вистар, получавших в течение 2 нед рацион с 0,4% рутина, обнаруживали возрастание в 2,7 раза активности ХР при отсутствии изменений активности каталазы и глутатионпероксидазы. Способность кверцетина индуцировать активность, количество ферментного белка и мРНК ХР также показана
Л.В. Кравченко, Л.И. Авреньева, И.В. Аксенов и др.
in vitro на культурах клеток MCF-7 и HepG2 [31, 32]. В экспериментах in vitro получены доказательства связи индуцированной кверцетином активации ХР с усилением экспрессии гена и белка транскрипционного фактора Nrf2.
Избирательное возрастание почти в 3 раза активности ГО-1 обнаружено в печени крыс при длительном введении им кверцетина в дозе 100 мг на 1 кг массы тела [30]. Эти же авторы показали, что в первичных гепатоцитах человека кверцетин в концентрации от 10 до 100 мкМ индуцирует активность и экспрессию белка ГО-1. Имеются сведения о способности кверцетина индуцировать активность и экспрессию гена и белка ПОН-1 in vitro и in vivo, что сопровождается подавлением окисления ЛПНП [14, 17]. Полагают, что вызванное кверцетином усиление экспрессии гена ПОН-1 является AhR-опосредованным -в промоторе гена ПОН-1 обнаружен XRE, связывание которого с AhR избирательно активируется кверцетином [15].
Противоречивые результаты получены при изучении влияния кверцетина на активность ГлТ. У крыс Вистар, получавших в течение 22 дней рацион с 0,2% кверцетина, в печени избирательно снижались общая активность ХДНБ-ГлТ и количество мРНК отдельных ее изоформ [35]. В высоких дозах (0,5-2,0% в рационе) кверцетин индуцировал дозозависимо экспрессию мРНК тех же изоформ ГлТ и в наибольшей степени - экспрессию мРНК изоформ, гены которых содержат ARE [16, 24].
Результаты изучения молекулярных механизмов индуцирующего действия кверцетина (рутина) на активность антиоксидантных ферментов свидетельствуют о том, что оно опосредовано, главным образом, активирующим действием квер-цетина на транскрипционный фактор Nrf2 [26, 31]. По мнению ряда авторов [9, 20], активирующей Nrf2-способностью обладает не сам кверцетин, а его высокореактивные продукты окисления -хиноны, образующиеся при его взаимодействии с АФК. Как потенциальные субстраты ХР хиноны кверцетина [9], возможно, способствуют выявленной нами столь выраженной (на 68%) активации ХР.
Данные о влиянии рутина (кверцетина) на функциональное состояние ФМК I фазы - цитохромов Р450 - получены преимущественно в исследованиях in vitro, чаще с использованием клеток различных линий. Особое внимание в этих исследованиях уделяется цитохромам Р450 подсемейств CYP1A и CYP3A. Основная функция CYP1A, отличающихся широкой субстратной специфичностью и экспрессией во многих органах и тканях - биотрансформация и детоксикация ксенобиотиков и метаболизм небольшого числа лекарственных средств. Подсемейство CYP3A наиболее много-
численное и отвечает за метаболизм 50-60% лекарственных средств. Полученные нами результаты показали, что рутин в дозе 40 мг на 1 кг массы тела приводит к достоверному повышению активности ЭРОД и в еще большей степени активности МРОД в печени крыс. Увеличение дозы рутина до 400 мг на 1 кг массы тела не сопровождалось дальнейшим возрастанием активности CYP1A1 и CYP1A2 и вызывало даже небольшое снижение их активности относительно уровня у крыс, получавших рутин в дозе 40 мг на 1 кг массы тела. При этом изменения активности ЭРОД, в отличие от МРОД, коррелировали с характером изменений экспрессии гена CYP1A1, что свидетельствует о том, что активация ЭРОД рутином (кверцетином) происходит на транскрипционном уровне.
Близкие результаты получены и в исследованиях других авторов. Так, в печени крыс Вистар, получавших рутин per os в дозе 60 мг на 1 кг массы тела в течение 5 дней, возрастала активность ЭРОД и МРОД, что коррелировало с усилением экспрессии белка CYP1A1 и CYP1A2 [19]. Введение кверцетина крысам в дозах 10, 50 и 250 мг на 1 кг массы тела в течение 10 дней приводило к дозо-зависимой индукции экспрессии мРНК и белка CYP1A2, но не оказывало влияния на экспрессию белка CYP3A [12].
Индуцирующее действие кверцетина на активность CYP1A1 и CYP1A2 наблюдали и в культурах клеток разных линий [11, 34]. Например, в культуре клеток линии MCF-7 кверцетин вызывал зависимое от концентрации возрастание уровня мРНК CYP1A1 и активности ЭРОД, и этот эффект квер-цетина был опосредован через транскрипционный фактор AhR, играющий основную роль в регуляции индуцируемой активности CYP1A1 [11]. В исследованиях [34] получены доказательства наличия у кверцетина свойств лиганда (с низким сродством) рецептора AhR.
Это позволяет предположить, что обнаруженное в настоящей работе активирующее действие рутина в дозе 40 мг на 1 кг массы тела на активность CYP1A1 (ЭРОД) и CYP1A2 (МРОД) происходит на транскрипционном уровне, по крайней мере для CYP1A1. Снижение индуцирующего действия рутина при увеличении его дозы может быть следствием снижения экспрессии гена (CYP1A1) и изменения каталитических свойств фермента (CYP1A2). Анализ данных литературы свидетельствует о том, что in vitro кверцетин в высоких концентрациях проявляет свойства как агониста, так и антагониста AhR и может подавлять индуцированную активность CYP1A1 [23]. Кроме этого в исследованиях с использованием ферментных препаратов цитохромов Р450 показана способность флавоноидов связываться с активным центром CYP1A1 и CYP1A2 и подавлять их активность [28].
27
БИОХИМИЯ ПИТАНИЯ
Обнаруженное стабилизирующее действие рутина на мембраны лизосом согласуется с данными, полученными с использованием искусственных мембран, показавшими, что кверцетин способен изменять физические свойства мембран и повышать их стабильность [22]. В одном исследовании in vivo [29] рутин в дозе 80 мг на 1 кг массы тела стабилизировал мембраны лизосом миокарда крыс с индуцированным инфарктом (миокарда) и подавлял выход в цитозольную фракцию лизосо-мальных ферментов - р-галактозидазы, р-глюку-ронидазы, катепсина D.
Таким образом, полученные результаты показали, что рутин в дозах 40 и 400 мг на 1 кг массы тела приводит к дозозависимой активации ферментов антиоксидантной защиты и прежде всего ХР и ГО-1, а также к избирательному возрастанию активности и транскрипции генов цитохромов Р450 подсемейства 1А. Это позволяет заключить, что у здоровых, интактных крыс большие дозы рутина в составе рациона умеренно, но достоверно активируют ферментные системы, в значительной степени определяющие защитно-адаптационный потенциал организма.
Сведения об авторах
ФГБНУ «НИИ питания» (Москва):
Кравченко Лидия Васильевна - кандидат медицинских наук, ведущий научный сотрудник лаборатории энзимологии питания E-mail: [email protected]
Авреньева Людмила Ивановна - кандидат медицинских наук, старший научный сотрудник лаборатории энзимологии питания E-mail: [email protected]
Аксенов Илья Владимирович - кандидат медицинских наук, старший научный сотрудник лаборатории энзимологии питания E-mail: [email protected]
Балакина Анастасия Станиславовна - аспирант E-mail: [email protected]
Гусева Галина Владимировна - кандидат биологических наук, научный сотрудник лаборатории энзимологии питания E-mail: [email protected]
Трусов Никита Вячеславович - научный сотрудник лаборатории энзимологии питания E-mail: [email protected]
Литература
Дингл Д. Лизосомы. Методы исследования. М. : Мир, 1980. 344 с. Кравченко Л.В., Аксенов И.В., Авреньева Л.И. и др. Влияние полиненасыщенных жирных кислот ю-3 на некоторые показа- 9. тели антиоксидантного потенциала крыс // Вопр. питания. 2013. Т. 82, № 2. С. 4-9.
Турпаев К.Т. Сигнальная система Кеэр1-1\1г!2. Механизм регуля- 10. ции и значение для защиты клеток от токсического действия ксенобиотиков и элктрофильных соединений // Биохимия. 2013. Т. 78, вып. 2. С. 147-166. 11.
Тутельян В. А., Гаппаров М.М., Телегин Л.Ю. и др. Флавоноиды и резвератрол как регуляторы активности Ah-рецептора: защита от токсичности диоксина // Бюл. экспер. биол. и медицины. 2003. Т. 136, № 12. С. 604-611. 12.
Тутельян В.А., Трусов Н.В., Гусева Г.В. и др. Индукция индол-3-карбинолом активности и экспрессии генов CYP1A1, CYP1A2 и CYP3A1 в печени крыс при разном содержании жира в их раци- 13. оне // Бюл. экспер. биол. 2012. Т. 154, № 8. С. 215-220. Ускова М.А., Кравченко Л.В., Авреньева Л.И., Тутельян В.А. Влияние пробиотика Lactobacillus casei 114001 на биологичес- 14. кую активность рутина // Бюл. экспер. биол. 2010. Т. 149, № 5. С. 510-515.
Шабров А.В., Дадали В.А., Макаров В.Г. Биохимические основы действия микрокомпонентов пищи. М. : Аввалон, 2003. 184 с. 15. Al-Rejaie S.S., Aleisa A.M., Sayed-Ahmed M.M., Al-Shabanah O.A. et al. Protective effect of rutin on the antioxidant genes expression
in hypercholesterolemic Wistar rat // BMC Complement. Altern. Med. 2013. Vol. 13. P. 136.
Boots A.W., Haenen G.R.., Bast A. Health effects of quercetin: From antioxidant to nutraceutical // Eur. J. Pharmacol. 2008. Vol. 585, N 2-3. P. 325-337.
Chua L.S. A review on plant-based rutin extraction methods and its pharmacological activities // J. Ethnopharmacol. 2013. Vol. 150, N 3. P. 805-817.
Ciolino H.P., Daschner P.J., Yeh G.C. Dietary flavonols quercetin and kaempferol are ligands of the aryl hydrocarbon receptor that affect CYP1A1 transcription differentially // Biochem. J. 1999. Vol. 340, N 3. P. 715-722.
Deng Y., Bi H.C., Zhao L.Z. et al. Induction of cytochrome P450s by terpene trilactones and flavonoids of the Ginkgo biloba extract EGb 761 in rats // Xenobiotica. 2008. Vol. 38, N 5. P. 465-481. Erlund I., Kosonen T., Alfthan G., Maenpaa G. et al. Pharmacokinetics of quercetin aglycone and rutin in healthy volunteers // Eur. J. Clin. Pharmacol. 2000. Vol. 56, N 8. P. 545-553. Gong M., Garige M., Varatharajalu R., Marmillot P. et al. Quercetin up-regulates paraoxonase 1 gene expression with concomitant protection against LDL oxidation // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2009. Vol. 379, N 4. P. 1001-1004.
Gouedard C., Barouki R., Morel Y. Dietary polyphenols increase para-oxonase 1 gene expression by an aryl hydrocarbon receptor-dependent mechanism // Mol. Cell. Biol. 2004. Vol. 24, N 12. P. 5209-5222.
28
2
3
5
6
7.
8
A.B. KpaBHeHko, A.M. ABpeHbeBa, M.B. AKceHOB u np.
16. Hayes J.D., Elanagan J.U., Jowsey I.R. Glutathione transferases // Annu Rev. Pharmacol. Toxicol. 2005. Vol. 45. P. 51-88.
17. Jaiswal N., Rizvi S.I. Onion extract (Allium cepa L.), quercetin and catechin up-regulate paraoxonase 1 activity with concomitant protection against low-density lipoprotein oxidation in male Wistar rats subjected to oxidative stress // J. Sci Food Agric. 2014. Vol. 94, N 13. P. 2752-2757.
18. Khan R.A., Khan M.R., Sahreen S. Protective effects of rutin against potassium bromate induced nephrotoxicity in rats // BMC Complement Altern. Med. 2012. Vol. 12. P. 204.
19. Krizkova J., Burdova K., Stiborova M., Kren V. et al. The effects of selected flavonoids on cytochromes P450 in rat liver and small intestine // Interdiscip. Toxicol. 2009. Vol. 2, N 3. P. 201-204.
20. Lemmens K.J.A., Vrolijk M.F., Bouwman F.G. et al. The minor structural difference between the antioxidants quercetin and 4'O-methylquercetin has a major impact on their selective thiol toxicity // Int. J. Mol. Sci. 2014. Vol. 15, N 5. P. 7475-7484.
21. Manach C., Morand C., DemignM C., Texier O. et al. Bioavailability of rutin and quercetin in rats // FEBS Lett. 1997. Vol. 409. P. 12-16.
22. Margina D., Ilie M., Manda G., Neagoe I. et al. Quercetin and epigal-locatechin gallate effects on the cell membranes biophysical properties correlate with their antioxidant potential // Gen. Physiol. Biophys. 2012. Vol. 31, N 1. P. 47-55.
23. Moon Y.J., Wang X., Morris M.E. Dietary flavonoids: effects on xeno-biotic and carcinogen metabolism // Toxicol In Vitro. 2006. Vol. 20, N 2. P. 187-210.
24. Odbayar T.O., Kimura T., Tsushida T., Ide T. Isoenzyme-specific up-regulation of glutathione transferase and aldo-keto reductase mRNA expression by dietary quercetin in rat liver // Mol. Cell. Biochem. 2009. Vol. 325, N 1-2. P. 121-130.
25. Patil S.L., Mallaiah S.H., Patil R.K. Antioxidative and radioprotec-tive potential of rutin and quercetin in Swiss albino mice exposed to gamma radiation // J. Med. Phys. 2013. Vol. 38, N 2. P. 87-92.
26. Ramyaa P., Krishnaswamy R., Padma V.V. Quercetin modulates OTA-induced oxidative stress and redox signaling in HepG2 cells -up-regulation of Nrf2 expression and down regulation of NF-kB and COX-2 // Biochem. Biophys. Acta. 2014. Vol. 1840, N 1. P. 681-692.
27. Shenbagam M., Nalinini N. Dose response effect of rutin a dietary antioxidant on alcohol-induced prooxidant and antioxidant imbalance - a histopathologic study // Fund. Clin. Pharmacol. 2011. Vol. 25. P. 493-502.
28. Shimada T., Tanaka K., Takenaka S. et al. Structure-function relationships of inhibition of human cytochromes P450 1A1, 1A2, 1B1, 2C9 and 3A4 by 33 flavonoid derivatives // Chem. Res. Toxicol. 2010. Vol. 23, N 12. P. 1921-1935.
29. Stanely Mainzen Prince P., Priva S. Preventive effects of rutin on lysosomal enzymes in isoproterenol induced cardio toxic rats: biochemical, histological and in vitro evidences // Eur. J. Pharmacol. 2010. Vol. 649, N 1-3. P. 229-235.
30. Tang Y., Tian H., Shi Y., Gao C. et al. Quercetin suppressed CYP2E1-dependent ethanol hepatotoxicity via depleting heme pool and releasing CO // Phytomedicine. 2013. Vol. 20, N 8-9. P. 699-704.
31. Tanigawa S., Fujii M., Hou D.-X. Action of Nrf2 and Keap1 in ARE-mediated NQO1 expression by quercetin // Free Radic. Biol. Med. 2007. Vol. 42, N 11. P. 1690-1703.
32. Valerio L.G. Jr, Kepa J.K., Pickwell G.V., Quattrochi L.C. Induction of human NAD(P)H:quinone oxidoreductase (NQO1) gene expression by flavonol quercetin // Toxicol. Lett. 2001. Vol. 119, N 1. P. 49-57.
33. Verstraeten S.V., Fraga C.G., Oteiza P.I. Flavonoids-membrane interactions: consequences for biological actions // Plant Phenolics and Human Health. Biochemistry, Nutrition, and Pharmacology / Ed. C.G. Fraga. USA : Wiley, 2010. P. 107-136.
34. Vrba J., Kren V., Vacek J., Papouskova B. et al. Quercetin, quercetin glycosides and taxifolin differ in their ability to induce AhR activation and CYP1A1 expression in HepG2 cells // Phytother. Res. 2012. Vol. 26, N 11. P. 1746-1752.
35. Wiegand H., Boesch-Saadatmandi C., Regos I., Treutter D. et al. Effects of quercetin and catechin on hepatic glutathione-S transferase (GST), NAD(P)H quinone oxidoreductase 1 (NQO1), and antioxidant enzyme activity levels in rats // Nutr. Cancer. 2009. Vol. 61, N 5. P. 717-722.
36. Williamson G., Manach C. Bioavailability and bioefficacy of polyphenols in humans. II Review of 93 intervention studies // Am. J. Clin. Nutr. 2005. Vol. 81, suppl. P. 243S-255S.
37. Yang J., Guo J., Yuan J. In vitro antioxidant properties of rutin // LWT Food Sci Technol. 2008. Vol. 41. P. 1060-1066.
References
Dingle J. Lysosomes: a laboratory handbook. Moscow, 1980: 344 p. 8. (In Russian)
Kravchenko L.V., Aksenov I.V., Avren'eva L.I. et al. Effects of omega-3 polyunsaturated fatty acids on antioxidant capacity in rats. Voprosy Pitaniia [Problems of nutrition]. 2013; Vol. 82, N 2: 9. 4-9. (In Russian)
Turpaev K.T. Keap1-Nrf2 signaling pathway: mechanisms of regulation and role in protection of cells against toxicity caused by xenobi- 10. otics and electrophiles. Biokhimiya [Biochemistry] (Moscow). 2013; Vol. 78, N 2: 111-26. (In Russian)
Tutelyan V.A., Gapparov M.M., Telegin L.Y. et al. Flavonoids and res- 11. veratrol as regulators of Ah-receptor activity: protection from dioxin toxicity. Byulleten' eksperimental'noy biologii i meditsiny [Bulletin of Experimental Biology and Medicine]. 2003; Vol. 136, N 6: 533-9. (In Russian) 12.
Tutelyan V.A., Trusov N.V., Guseva G.V. et al. Indole-3-carbinol induction of CYP1A1, CYP1A2, and CYP3A1 activity and gene expression in rat liver under conditions of different fat content in the diet. Byul- 13. leten' eksperimental'noy biologii i meditsiny [Bulletin of Experimental Biology and Medicine]. 2012; Vol. 154, N 2: 250-4. (In Russian) Uskova M.A., Kravchenko L.V., Avrenjeva L.I., Tutelyan V.A. Effect 14. of Lactobacillus casei 114001 probiotic on bioactivity of rutin. Byul-leten' eksperimental'noy biologii i meditsiny [Bulletin of Experimental Biology and Medicine]. 2010; Vol. 149, N 5: 578-82. (In Russian) Shabrov A.V., Dadali V.A., Makarov V.G. Biochemical basis 15. of dietary micronutrients activity. Moscow : Avvalon, 2003: 184 p. (In Russian)
Al-Rejaie S.S., Aleisa A.M., Sayed-Ahmed M.M., Al-Shabanah O.A. et al. Protective effect of rutin on the antioxidant genes expression in hypercholesterolemic Wistar rat. BMC Complement Altern Med. 2013; Vol. 13: 136.
Boots A.W., Haenen G.R., Bast A. Health effects of quercetin: From antioxidant to nutraceutical. Eur J Pharmacol. 2008; Vol. 585, N 2-3: 325-37.
Chua L.S. A review on plant-based rutin extraction methods and its pharmacological activities. J Ethnopharmacol. 2013; Vol. 150, N 3: 805-17.
Ciolino H.P., Daschner P.J., Yeh G.C. Dietary flavonols quercetin and kaempferol are ligands of the aryl hydrocarbon receptor that affect CYP1A1 transcription differentially. Biochem J. 1999; Vol. 340, N 3: 715-22.
Deng Y., Bi H.C., Zhao L.Z. et al. Induction of cytochrome P450s by terpene trilactones and flavonoids of the Ginkgo biloba extract EGb 761 in rats. Xenobiotica. 2008; Vol. 38, N 5: 465-81. Erlund I., Kosonen T., Alfthan G., Maenpaa G. et al. Pharmacokinet-ics of quercetin aglycone and rutin in healthy volunteers. Eur J Clin Pharmacol. 2000; Vol. 56, N 8: 545-53.
Gong M., Garige M., Varatharajalu R., Marmillot P. et al. Quercetin up-regulates paraoxonase 1 gene expression with concomitant protection against LDL oxidation. Biochem Biophys Res Commun. 2009; Vol. 379, N 4: 1001-4.
Gouedard C., Barouki R., Morel Y. Dietary polyphenols increase paraoxonase 1 gene expression by an aryl hydrocarbon receptor-dependent mechanism. Mol Cell Biol. 2004; Vol. 24, N 12: 5209-22.
29
4
5
6.
7
БИОХИМИЯ ПИТАНИЯ
#
16. Hayes J.D., Elanagan J.U., Jowsey I.R. Glutathione transferases. 27. Annu Rev Pharmacol Toxicol. 2005; Vol. 45: 51-88.
17. Jaiswal N., Rizvi S.I. Onion extract (Allium cepa L.), quercetin and catechin up-regulate paraoxonase 1 activity with concomitant pro- 28. tection against low-density lipoprotein oxidation in male Wistar rats subjected to oxidative stress. J Sci Food Agric. 2014; Vol. 94, N 13: 2752-7.
18. Khan R.A., Khan M.R., Sahreen S. Protective effects of rutin against 29. potassium bromate induced nephrotoxicity in rats. BMC Complement Altern Med. 2012; Vol. 12: 204.
19. Krizkova J., Burdova K., Stiborova M., Kren V. et al. The effects
of selected flavonoids on cytochromes P450 in rat liver and small 30. intestine. Interdiscip Toxicol. 2009; Vol. 2, N 3: 201-4.
20. Lemmens K.J.A., Vrolijk M.F., Bouwman F.G. et al. The minor structural difference between the antioxidants quercetin and 4'O- 31. methylquercetin has a major impact on their selective thiol toxicity.
Int J Mol Sci. 2014; Vol. 15, N 5: 7475-84.
21. Manach C., Morand C., Demignfl C., Texier O. et al. Bioavailability 32. of rutin and quercetin in rats. FEBS Lett. 1997; Vol. 409: 12-6.
22. Margina D., Ilie M., Manda G., Neagoe I. et al. Quercetin and epigal-locatechin gallate effects on the cell membranes biophysical proper- 33. ties correlate with their antioxidant potential. Gen Physiol Biophys. 2012; Vol. 31, N 1: 47-55.
23. Moon Y.J., Wang X., Morris M.E. Dietary flavonoids: effects on xeno-biotic and carcinogen metabolism. Toxicol In Vitro. 2006; Vol. 20, 34. N 2: 187-210.
24. Odbayar T.O., Kimura T., Tsushida T., Ide T. Isoenzyme-specific up-regulation of glutathione transferase and aldo-keto reductase mRNA expression by dietary quercetin in rat liver. Mol Cell Biochem. 2009; 35. Vol. 325, N 1-2: 121-30.
25. Patil S.L., Mallaiah S.H., Patil R.K. Antioxidative and radioprotec-tive potential of rutin and quercetin in Swiss albino mice exposed
to gamma radiation. J Med Phys. 2013; Vol. 38, N 2: 87-92. 36.
26. Ramyaa P., Krishnaswamy R., Padma V.V. Quercetin modulates OTA-induced oxidative stress and redox signaling in HepG2 cells -up-regulation of Nrf2 expression and down regulation of NF-kB and 37. COX-2. Biochem Biophys Acta. 2014; Vol. 1840, N 1: 681-92.
Shenbagam M., Nalinini N. Dose response effect of rutin a dietary antioxidant on alcohol-induced prooxidant and antioxidant imbalance -a histopathologic study. Fund Clin Pharmacol. 2011. Vol. 25: 493-502. Shimada T., Tanaka K., Takenaka S. et al. Structure-function relationships of inhibition of human cytochromes P450 1A1, 1A2, 1B1, 2C9 and 3A4 by 33 flavonoid derivatives. Chem Res Toxicol. 2010; Vol. 23, N 12: 1921-35.
Stanely Mainzen Prince P., Priva S. Preventive effects of rutin on lysosomal enzymes in isoproterenol induced cardio toxic rats: biochemical, histological and in vitro evidences. Eur J Pharmacol. 2010; Vol. 649, N 1-3: 229-35.
Tang Y., Tian H., Shi Y., Gao C. et al. Quercetin suppressed CYP2E1-dependent ethanol hepatotoxicity via depleting heme pool and releasing CO. Phytomedicine. 2013; Vol. 20, N 8-9: 699-704. Tanigawa S., Fujii M., Hou D.-X. Action of Nrf2 and Keap1 in ARE-mediated NQO1 expression by quercetin. Free Radic Biol Med. 2007; Vol. 42, N 11: 1690-703.
Valerio L.G. Jr, Kepa J.K., Pickwell G.V., Quattrochi L.C. Induction of human NAD(P)H:quinone oxidoreductase (NQO1) gene expression by flavonol quercetin. Toxicol Lett. 2001; Vol. 119, N 1: 49-57. Verstraeten S.V., Fraga C.G., Oteiza P.I. Flavonoids-membrane interactions: consequences for biological actions. Plant Phenolics and Human Health. Biochemistry, Nutrition, and Pharmacology / Ed. C.G. Fraga. USA : Wiley, 2010: 107-36. Vrba J., Kren V., Vacek J., Papouskova B. et al. Quercetin, quercetin glycosides and taxifolin differ in their ability to induce AhR activation and CYP1A1 expression in HepG2 cells. Phytother Res. 2012; Vol. 26, N 11: 1746-52.
Wiegand H., Boesch-Saadatmandi C., Regos I., Treutter D. et al. Effects of quercetin and catechin on hepatic glutathione-S transferase (GST), NAD(P)H quinone oxidoreductase 1 (NQO1), and antioxidant enzyme activity levels in rats. Nutr Cancer. 2009; Vol. 61, N 5: 717-22. Williamson G., Manach C. Bioavailability and bioefficacy of polyphenols in humans. II Review of 93 intervention studies. Am J Clin Nutr. 2005; Vol. 81, suppl.: 243S-55S.
Yang J., Guo J., Yuan J. In vitro antioxidant properties of rutin. LWT Food Sci Technol. 2008; Vol. 41:1060-6.
30
