CC BY
49
Биология
Вестник Нижегородского университета им. Н.И. Лобачевского, 2011, № 1, с. 110-116
УДК 612.173.3 + 612.123 + 612.392.83
ВЛИЯНИЕ ЛИЗОФОСФАТИДИЛХОЛИНА И ЯИЧНОГО ЖЕЛТКА НА АМПЛИТУДУ ВЫЗВАННЫХ СОКРАЩЕНИЙ МИОКАРДА КРЫСЫ
© 2011 г. К.Н. Коротаева 1, В.И. Циркин 2
'Вятский государственный гуманитарный университет, Киров 2Кировская государственная медицинская академия
tsirkin@list.ru
Поступила в редакцию 24.09.2010
Лизофосфатидилхолин в концентрациях 2^10-9-2^10-4 М достоверно и обратимо уменьшает амплитуду вызванных электростимулами сокращений миокарда правого желудочка сердца крысы и снижает способность кардиомиоцитов к расслаблению. Это объясняется избыточным накоплением ионов Са2+ внутри кардиомиоцитов, что уменьшает длину саркомера и тем самым уменьшает силу сердечных сокращений.
Ключевые слова: лизофосфатидилхолин, миокард крысы, сократимость.
Введение
Известно, что лизофосфатидилхолин (ЛФХ) образуется из фосфатидилхолина под влиянием различных изоформ фосфолипазы А2, а также при участии лецитинхолестерин -ацилтрансферазы [1, 2]. Многие факторы и воздействия активируют процесс образования ЛФХ. Например, содержание ЛФХ в кардио-миоцитах желудочка сердца кролика уже через 1 минуту возрастает в 6 раз после введения тромбина [3]. Содержание ЛФХ в крови возрастает при многих видах патологии [1, 2], в том числе при стрессе, активации перекис-ного окисления липидов (ПОЛ) [2], гипоксии, ишемии миокарда [4], инфаркте миокарда [5]. Поэтому большой интерес представляют данные литературы о влиянии ЛФХ на сократимость сердечной мышцы. Но они во многом неоднозначны. Одни авторы утверждают, что ЛФХ повышает сократимость миокарда крысы [6, 7] и кролика [3, 8], а другие говорят о том, что ЛФХ снижает ее у миокарда лягушки [7] и крысы [9, 10]. Учитывая важность этого вопроса для клиники, в работе была поставлена цель - изучить влияние различных концентраций ЛФХ (2• 10-9-2• 10-4 М), а также 50-кратного разведения желтка куриного яйца (как источника ЛФХ) на сократимость полосок миокарда правого желудочка сердца крысы. Возможность использования яичного желтка с подобными целями была показана ранее в опытах с гладкими мышцами желудка крысы [11].
Материалы и методы
Регистрацию вызванных сокращений миокарда крыс осуществляли по методике Пенки-ной Ю.А. и соавт. [7].
Выполнено 11 серий опытов на 42 крысах. В сериях 1-6 исследовали влияние ЛФХ на амплитуду вызванных сокращений полосок в зависимости от концентрации ЛФХ в среде. Эти серии проводили по схеме: раствор Кребса (РК) ^ ЛФХ в концентрации 2-10-9 М (серия 1) ^ РК ^ ЛФХ, 2-10-8 М (серия 2) ^ ... ^ ЛФХ, 2-10-4 М (серия 6). Таким образом, на одной и той же полоске миокарда оценивали влияние шести возрастающих по величине концентраций ЛФХ, чередуя каждое воздействие перфузией полоски раствором Кребса. В следующих трех сериях изучали влияние ЛФХ, используемого в концентрациях 2-10-6 М (серия 7), 2-10-5 М (серия 8) и 2-10-4 М (серия 9) на инотропный эффект ацетилхолина. Эти серии проводили по схеме: РК ^ АХ ^ РК ^ ЛФХ ^ ЛФХ + АХ ^ РК ^ АХ^- РК. В каждой серии ЛФХ использовался лишь в одной из указанных концентраций. Таким образом, в отличие от серий 1-6, в этих сериях, по существу, оценивали однократное влияние ЛФХ на фоновую сократительную активность. В остальных двух сериях (10 и 11) исследовали влияние 50-кратного разведения желтка куриного яйца (как источника ЛФХ) на проявление инотропного эффекта ацетилхолина (серия 10), а также оценивали способность гистидина восстанавливать М-холинореактивность миокарда, изменяемую под влиянием яичного
желтка (серия 11). Серию 10 проводили по схеме РК — АХ — РК — желток 1:50 — желток 1:50 + АХ — РК — АХ — РК, а серию 11 - по схеме: РК — АХ — РК — желток 1:50 — желток 1:50 + АХ — желток 1:50 + АХ + гистидин — РК—— АХ — РК. В данной статье мы излагаем только те результаты серий 7-11, которые касаются влияния ЛФХ (серии 7-9) или яичного желтка (серии 10 и 11) на фоновую сократимость миокарда. Остальные результаты, полученные в сериях 7-11, излагаются в других наших работах.
Во всех сериях полоску миокарда крысы помещали в рабочую камеру (объемом 1 мл) «Миоцитографа». Ее непрерывно перфузирова-ли с помощью шприцевого дозатора оксигенированным раствором Кребса при 37оС со скоростью 1.7 мл/мин. Этот раствор (рН - 7.4), содержал (мМ): NaCl - 136; KCl - 4.7; CaCl2 -2.52; MgCl2 - 1.2; KH2PO4 - 0.6; NaHCO3 - 4.7; C6H12O6 - 11. Сокращения миокарда вызывали непрерывной стимуляцией от электростимулятора ЭСЛ-01 (1 Гц, 5 мс, 25-30 В) на протяжении всех этапов эксперимента. Регистрацию сокращений миокарда проводили с помощью датчика силы FSL05N2C фирмы Honeywell (США), аналого-цифрового преобразователя (ЛА-70) и компьютера. Во всех сериях началу эксперимента предшествовал период 30минутной адаптации миокарда, а длительность каждого этапа во всех сериях составляла 5 минут. Амплитуду сокращений выражали в мН и в процентах к значениям амплитуды сокращений, генерируемых до воздействия ацетилхолина (фоновый уровень). Анализ результатов исследования проводили общепринятым методом на персональном компьютере Pentium-Ш с помощью статистической программы «Biostat», рассчитывая среднее арифметическое (М) и ошибку среднего (m), а различия показателей оцени-
вали по критерию Уилкоксона, считая их достоверными приp < 0.05 [12].
Результаты и их обсуждение
Влияние ЛФХ на фоновую сократимость миокарда при многократном его воздействии в возрастающих концентрациях (серии 1-6). Показано (рис. 1, табл. 1), что исходно при перфузии полоски миокарда крысы раствором Кребса амплитуда её вызванных сокращений в разных сериях варьировала от 2.35 до 2.55 мН, а на протяжении одного опыта была стабильна. Это позволяло оценивать влияние ЛФХ на сократимость миокарда. Установлено (рис. 1, табл. 1), что при воздействии ЛФХ в концентрации 2-10"9 М амплитуда вызванных сокращений к окончанию 5-минутного периода воздействия достоверно снижается до 77.6% от фонового уровня. При этом в ряде опытов, как видно из рис. 1а, на механограмме наблюдался подъем изолинии, указывающий на снижение степени диастолического расслабления полоски. Удаление ЛФХ сопровождалось полным и достаточно быстрым восстановлением амплитуды вызванных сокращений - к концу 5-минутного периода перфузии она составляла 91.8% от фона, т.е. от амплитуды сокращений, наблюдаемых до воздействия ЛФХ. Таким образом, ЛФХ в концентрации 2-10-9 М оказывал обратимый отрицательный инотропный эффект. Введение на этой же полоске миокарда ЛФХ в концентрации, равной 2-10-8 М, т.е. превышающей предыдущую в 10 раз, также вызывало развитие обратимого отрицательного инотропного эффекта с повышением изолинии в ряде опытов (рис. 1 б, табл. 1) - амплитуда вызванных сокращений достоверно снижалась до 85.1% от амплитуды сокращений, наблюдаемой при перфузии полоски раствором Кребса. Введение на следующих этапах экспери-
Таблица 1
Амплитуда вызванных сокращений изолированного миокарда правого желудочка сердца крыс (М±т) при действии раствора Кребса (РК, фон) или лизофосфатидилхолина (ЛФХ) в концентрациях 2-10"9 - 2-10"4 М (серии 1-6)
Серии n Концентрация ЛФХ (2-10-n М) Амплитуда сокращений
при действии РК (фон) при действии ЛФХ после удаления ЛФХ
мН мН % к фону мН % к фону
1 10 10-9 2.55±0.4 2.Q4±Q.4# 77.6±3.5# 2.35±Q.4 91.8±4.9#
2 10 10-8 2.35±0.4 1.98±Q.3# 85.1±4.2# 2.52±Q.5 1Q8.4±9.8#
3 10 10-/ 2.52±0.5 1.86±Q.3# 78.9±6.Q# 2.35±Q.4# 95.7±6.Q
4 10 10-6 2.35±0.4 1.9Q±Q.4# 8Q.5±4.9# 2.46±Q.5 1Q5.5±9.2#
5 10 10-5 2.46±0.5 2.18±Q.5 85.5±8.8 2.44±Q.5 98.8±6.4
6 10 10-4 2.44±0.5 2.15±Q.5 93.3±7.7 2.38±Q.5 98.8±4.6
Примечание: # - отличие от фона достоверно (p < 0.05) по критерию Уилкоксона.
д
РК
+
ЛФХ4
РК
Рис. 1. Результаты серий 1-6. Механограммы полосок миокарда правого желудочка сердца крысы, демонстрирующие влияние лизофосфатидилхолина в концентрациях 2• 10-9 М (ЛФХ 9; панель а), ... 2 • 10-4 М (ЛФХ 4, панель е) на амплитуду вызванных сокращений. РК - раствор Кребса. Калибровка 1 мН, 1 мин
мента ЛФХ в концентрациях 2-10"7 и 2-10"6 М вы-
зывало такой же эффект - амплитуда сокраще-
ний обратимо снижалась соответственно до 78.9
и 80.5% от фонового уровня. При этом в ряде опытов на механограмме наблюдался подъем изолинии. Введение ЛФХ в концентрациях 2^10"
5 и 2 • 10-4 М не сопровождалось достоверным изменением амплитуды вызванных сокращений (она составляла соответственно 85.5 и 93.3%), в том числе и после удаления ЛФХ (на фоне перфузии полосок миокарда раствором Кребса она в обоих случаях составляла 98.8%). Но и при действии этих концентраций достаточно часто наблюдался подъем изолинии, что особенно выражено при использовании ЛФХ в концентрации 2-10-4 М (рис. 1е).
Таким образом, при многократном воздействии ЛФХ в возрастающих концентрациях (чередующихся перфузией раствора Кребса) это вещество вызывает отрицательный инотропный эффект, выраженность которого в диапазоне концентраций от 2 • 10-9 до 2 • 10-6 М не зависела от его концентрации (различия между эффектами различных концентраций ЛФХ носили недо-
стоверный характер, р > 0.5). Снижение способности ЛФХ в концентрациях 2-10"5 (серия 5) и 2-10"4 М (серия 6) вызывать отрицательный инотропный эффект мы объясняем тем, что в процессе длительного многократного воздействия ЛФХ на кардиомиоциты происходит их адаптация к действию ЛФХ, т.е. десенситиза-ция. Это предположение, с одной стороны, подтверждается данными литературы о том, что ЛФХ воздействует на клетки через так называемые орфановые рецепторы типа ОРЯ4 и 02Л [13, 14]. С другой стороны, наше предположение подтверждается результатами серий 7-9.
Влияние ЛФХ на фоновую сократимость миокарда при однократном его воздействии (серии 7-9). В этих сериях мы ограничились изучением влияния высоких концентраций ЛФХ (2-10"6, 2-10"5 и 2-10"4 М). Амплитуда вызванных сокращений при перфузии раствором Кребса в начале опыта, т.е. до воздействия ЛФХ, так же как и в сериях 1-6, была относительно стабильной (рис. 2, табл. 2) и составила, соответственно, 2.20, 2.49 и 2.50 мН. В концентрации 2-10"6 М ЛФХ не вызывал достоверного снижения амплитуды сокращений (она составила 93.3% от фона). Вместе с тем, в серии 4, как отмечалось выше, ЛФХ в этой же концентрации достоверно снижал амплитуду сокращений до 80.5%. Такое различие можно объяснить индивидуальными особенностями взятых в эксперимент животных. Мы не исключаем, что устойчивость кардиомиоцитов к действию ЛФХ зависит от наличия внутриклеточных факторов, восстанавливающих функциональную активность белков, т.е. от антиоксидантов и шаперо-нов. Вполне допустимо, что активность этих факторов зависит от метеоусловий, к которым крыса, очевидно, весьма чувствительна.
При исследовании влияния более высоких концентраций (2-10"5 и 2-10"4 М) установлено, что в обоих случаях ЛФХ достоверно снижает амплитуду сокращений (соответственно до 80.1 и 74.3% от фона). Таким образом, если в сериях 5 и 6, как уже отмечалось выше, эти концентрации, которые исследовались после воздействия четырех концентраций ЛФХ, не оказывали достоверного отрицательного инотропного эффекта, то при однократном воздействии они проявляют этот эффект. Это позволяет нам говорить об адаптации кардиомиоцитов к ЛФХ при многократном его воздействии. Нами также показано, что ЛФХ в концентрациях 2-10"5 и 2-10"4 М в ряде опытов вызывал повышение изолинии на механограмме, что отражено на рис. 2б,в. Это означает, что и при однократном воздействии ЛФХ нарушает процесс расслабле-
РК
ЛФХ6
РК
ЛФХ5
РК
ЛФХ4
РК
яж
д
РК
яж
Рис. 2. Результаты серий 7-11. Механограммы полосок миокарда правого желудочка сердца крысы, демонстрирующие влияние лизофосфатидил-холина в концентрациях 2• 10-6 (панель а), 2-10'5 (панель б), 2-10'4 М (панель в), яичного желтка в разведении 1:50, по данным серии 10 (панель г) и серии 11 (панель д) на амплитуду вызванных сокращений. РК - раствор Кребса. Калибровка -1 мН, 1 мин
а
б
в
г
ния кардиомиоцитов. Таким образом, результаты серий 7-9, как и результаты серий 1-6, свидетельствуют о том, что ЛФХ обратимо снижает сократимость кардиомиоцитов и нарушает процесс их расслабления.
Влияние 50-кратного разведения желтка куриного яйца как источника ЛФХ на фоновую сократимость миокарда (серии 10 и 11). В серии 10 показано (рис. 2г, табл. 2), что яичный желток в разведении 1:50 достоверно снижает
амплитуду вызванных сокращений (до 88.6%), а в отдельных опытах повышает изолинию механограммы, т.е. нарушает процесс расслабления. Это также подтверждает способность ЛФХ, который неферментативно образуется в яичном желтке, оказывать отрицательный инотропный эффект в отношении миокарда крысы и нарушать процесс расслабления. Однако в серии 11, начальные этапы которой проводились по такой же схеме, как и в серии 10, яичный желток не проявлял отрицательный инотропный эффект (рис. 2д, табл. 2) - при его воздействии амплитуда сокращений составила 92.8% от фонового уровня. Полагаем, что животные, используемые в серии 11, оказались более устойчивыми к действию ЛФХ, чем в серии 10. Таким образом, как и в сериях 1-9, мы наблюдаем непостоянство проявления отрицательного инотропного эффекта ЛФХ.
Обобщая результаты всех одиннадцати серий опытов, мы заключаем, что ЛФХ и в больших (2-10-6, 2-10-5, 2-10-4 М), и в низких (2• 10-92 • 10-7 М) концентрациях вызывает обратимый отрицательный инотропный эффект, т.е. снижает силу вызванных сокращений кардиомиоци-тов. Выраженность этого эффекта не зависит от концентрации ЛФХ. Очевидно, что при многократном воздействии ЛФХ кардиомиоциты приобретают устойчивость к этому воздействию. Не исключено и наличие индивидуальной устойчивости миокарда животного к действию ЛФХ. Таким образом, нам не удалось выявить наличие положительного инотропного эффекта при действии ЛФХ, как это отмечено в литературе [7, 15, 16]. В большей степени результаты наших исследований согласуются с данными Биленко М.В. и соавт. [9], Hoque Е. е! а1. [10] и Пенкиной Ю.А. и соавт. [7]. Действительно, согласно данным Биленко М.В. и соавт. [9], окисленные яичные фосфолипиды (10-3 М), которые, как известно, богаты ЛФХ [1], прояв-
Таблица 2
Амплитуда вызванных сокращений изолированного миокарда правого желудочка сердца крыс (М±т) при действии раствора Кребса (РК, фон), лизофосфатидилхолина (ЛФХ, серии 7-9) или 50-кратного разведения куриного яичного желтка (серии 10, 11)
Серии Содержание серии ЛФХ (2-10-" М) Амплитуда сокращений
п при действии РК при действии ЛФХ
мН мН % к фону
7 10 10-6 2.20±0.1 2.03±0.2 93.3±6.4
8 10 10-5 2.49±0.3 1.93±0.2# 80.1±7.9#
9 10 10-4 2.50±0.2 1.76±0.1# 74.3±7.1#
10 10 1:50 3.31±0.3 2.96±0.4# 88.6±3.5#
11 10 1:50 3.62±0.5 3.1±0.3 92.8±7.8
Примечание: # - отличие от фона достоверно (р < 0.05) по критерию Уилкоксона.
ляли отрицательный инотропный эффект в отношении изолированного сердца крысы и изолированного миокарда лягушки. Hoque Е. е1 а1. [10] показали, что ЛФХ в концентрациях 3 • 10-6 и 5 • 10-6 М, вызывая механические, ультраструк-турные и биохимические повреждения, снижал систолическое давление и повышал конечное диастолическое давление в левом желудочке изолированного сердца крысы. Этот эффект связан с активацией Ка+-Н+-обменного механизма, так как его блокада 4-изопропил-3-метилсульфонилбензоил-гуанидин-метансульфо-натом уменьшает кардиотоксический эффект ЛФХ. Следует подчеркнуть, что согласно нашим данным, отрицательный инотропный эффект ЛФХ оказывает не только в концентрации 2-10-6 М, но и в более широком диапазоне концентраций (от 2-10-9 до 2• 10-4 М). Важно также отметить, что наши данные о способности ЛФХ снижать расслабление кардиомиоци-тов согласуются с данными Hoque Е. е! а1. [10] о повышении диастолического давления под влиянием ЛФХ. Мы можем утверждать, что эту способность ЛФХ может также проявлять при использовании его в широком диапазоне концентраций (от 2-10-9 до 2-10-4 М). Ранее в нашей лаборатории Пенкиной Ю.А. и соавт. [7] было показано, что ЛФХ (10-8-10-5 М) оказывает отрицательный инотропный эффект в отношении изолированного миокарда желудочка лягушки (он снижал амплитуду сокращений на 29-36% от фонового уровня), но не оказывал подобного эффекта в отношении миокарда правого желудочка сердца крысы. Более того, авторы показали, что в концентрации 10-9-10-6 М ЛФХ даже повышал амплитуду вызванных сокращений (в концентрациях 10-5 и 10-4 ЛФХ не влиял на нее, что объяснялось цитотоксичностью ЛФХ). Все это объяснялось авторами тем, что кардиомио-циты у крысы более устойчивы к повреждающему действию ЛФХ, чем у лягушки. В целом, обобщая данные литературы и результаты наших исследований, мы полагаем, что ЛФХ преимущественно снижает сократимость миокарда и нарушает процесс расслабления. При этом на начальных этапах воздействия, исходя из представлений о механизмах действия ЛФХ, рассмотренных ниже, он может вызывать временный рост сократимости, как это отмечено в ряде работ [7, 15, 16].
Каков же возможный механизм, посредством которого ЛФХ вызывает отрицательный инотропный эффект и нарушение процесса расслабления? Данные литературы показывают, что ЛФХ способен повышать натриевую проницаемость кардиомиоцитов и тем самым уве-
личивать вход в них ионов К+ [17]. Этот эффект ЛФХ проявляет в концентрациях 10-9-10-6 М [17]. Известно также, что ЛФХ повышает проницаемость Са2+-каналов Ь-типа [10, 15, 16] и Т-типа [16, 18] и увеличивает выход ионов Са2+ из сар-коплазматического ретикулюма через рианоди-новые каналы [16]. ЛФХ повышает интенсивность Ка+-Са2+-обменного механизма [10, 19, 20], Ка+-Н+-обменного механизма [10, 21] и одновременно снижает интенсивность работы Ка -К -насоса [10]. Все вместе это, как известно [10, 15, 16, 18-21], способствует накоплению внутри кардиомиоцитов свободных ионов Са2+. Это, с одной стороны, должно повышать силу сокращения кардиомиоцитов, а с другой стороны - уменьшать скорость их расслабления в диастолу и повышать вероятность развития аритмии. Вероятность последнего возрастает еще и в связи с тем, что ЛФХ, как отмечено в литературе [8], повышает проницаемость быстрых калиевых каналов, или каналов задержанного выпрямления (1кг). Как известно, аритмия является одним из типичных признаков накопления в миокарде избытка ЛФХ [10, 15, 16, 1821].
Накопление внутри кардиомиоцитов ионов
гл 2+
Са , по нашему мнению, приводит к уменьшению длины саркомеров, что, в соответствии с известным законом Франка-Старлинга [22], должно приводить к снижению силы сокращения. Исходя из такой трактовки данных, мы полагаем, что на начальных этапах воздействия ЛФХ, активируя орфановые рецепторы типа
ОРЯ4 и 02Л за счет повышения внутриклеточ-
2+
ной концентрации ионов Са , вызывает кратковременный положительный инотропный эффект, как это наблюдали отдельные авторы [7,
15, 16]. Однако в последующем ЛФХ за счет существенного уменьшения длины саркомера вызывает отрицательный инотропный эффект, что наблюдалось в наших опытах и в исследованиях других авторов [7, 9, 10]. Как нами неоднократно отмечалось, отрицательный инотропный эффект ЛФХ нередко протекает на фоне нарушения процессов расслабления. Мы
полагаем, что повышение тонуса связано с
2+
инактивацией Са -насосов плазматической мембраны кардиомиоцитов и их саркоплазма-тического ретикулюма под влиянием ЛФХ.
По мнению ряда исследователей [1, 10, 17, 18], все отмеченные выше изменения активности ионных каналов и ионных насосов, вызываемые ЛФХ, обусловлены тем, что ЛФХ активирует протеинкиназу С, которая фосфорилирует указанные структуры и тем самым изменяет их активность. Мы полагаем, что гипотеза о при-
частности протеикиназы С к реализации ино-тропных эффектов ЛФХ вполне допустима. Более того, ее доказывают и данные литературы о том, что ЛФХ способен изменять не только сократимость миокарда, но и снижать эффективность активации бета-адренорецепторов [7, 23] и М-холинорецепторов [1], что, скорее всего, связано с фосфорилированием этих рецепторов.
Таким образом, результаты наших экспериментов демонстрируют, что накопление ЛФХ (даже в небольших концентрациях) в миокарде может приводить к опасным нарушениям в деятельности сердца. Поэтому становится актуальной разработка методов эффективной профилактики избыточного накопления ЛФХ в миокарде.
Заключение
Лизофосфатидилхолин в концентрациях 2 • 10-9—2 • 10-4 М, в том числе содержащийся в 50-кратном разведении желтка куриного яйца, достоверно и обратимо уменьшает амплитуду вызванных электростимулами сокращений миокарда правого желудочка сердца крысы и снижает способность кардиомиоцитов к расслаблению. Эти изменения объясняются избыточным 2+
накоплением ионов Са внутри кардиомиоци-тов под влиянием ЛФХ, что уменьшает длину саркомера и тем самым ослабляет силу сердечных сокращений.
Авторы выражают признательность за помощь в работе Н.В. Проказовой - кандидату химических наук, ведущему научному сотруднику, зав. отделом биохимии липидов Института экспериментальной кардиологии РКНПК (Москва).
Список литературы
1. Проказова Н.В., Звездина Н.Д., Коротаева А.Л. Влияние лизофосфатидилхолина на передачу трансмембранного сигнала внутрь клетки. Обзор // Биохимия. 1998А. Т. 63. Вып. 1. С. 38-46.
2. Fuchs B., Schiller J. Lysophospholipids: their generation, physiological role and detection. Are they important disease markers? // Mini Rev. Med. Chem. 2009. V. 9. № 3. Р. 368-378.
3. Park T., McHowat J., Wolf R., Corr P. Increased lysophosphatidylcholine content induced by thrombin receptor stimulation in adult rabbit cardiac ventricular myocytes // Cardiovasc. Res. 1994. V. 28. № 8. Р. 12631268.
4. Hashizume H., Hoque A., Magishi K. et al. A new approach to the development of anti-ischemic drugs. Substances that counteract the deleterious effect of lyso-phosphatidylcholine on the heart // Jpn. Heart. 1997. V. 38. № 1. Р. 11-25.
5. Торкунов П.А., Сапронов Н.С., Новоселова Н.Ю. и др. Фосфолипиды сердца в динамике экспериментального инфаркта миокарда у крыс // Пат. физ. и эксп. терапия. 1997. № 2. С. 21-23.
6. Ferrara N., Abete P., Leosco D. et al. Arrhythmo-genic age-related effects of lysophosphatidylcholine in the rat heart // Cardioscience. 1990. V. 1. № 2. Р. 99104.
7. Пенкина Ю.А., Ноздрачев А.Д., Циркин В.И. Влияние сыворотки крови человека, гистидина, триптофана, тирозина, милдроната и лизофосфатидилхолина на инотропный эффект адреналина в опытах с миокардом лягушки и крысы // Вест. СПб. унив. Серия 3 (Биология). 2008. Вып. 1. С. 55-68.
8. Bai Y., Wang J., Lu Y. et al. Phospholipid lysophosphatidylcholine as a metabolic trigger and HERG as an ionic pathway for extracellular K accumulation and "short QT syndrome" in acute myocardial ischemia // Cell Physiol. Biochem. 2007. V. 20. № 5. Р. 417-428.
9. Биленко М.В., Булгаков В.Г., Моргунов А.А. Отрицательный инотропный и вазоконстрикторный эффект окисленных фосфолипидов // Кардиол. 1989. Т. 29. № 6. С. 88-93.
10. Hoque E., Haist J., Karmazyn M. Na+-H+ exchange inhibition protects against mechanical, ultrastruc-tural, and biochemical impairment induced by low concentrations of lysophosphatidylcholine in isolated rat hearts // Circ. Res. 1997. V. 80. № 1. Р. 95-102.
11. Куншин А.А., Циркин В.И., Проказова Н.В. Влияние лизофосфатидилхолина, фосфатидилхолина и куриного яичного желтка на сократительные эффекты ацетилхолина в опытах с гладкими мышцами желудка крысы // Бюл. эксп. биол. и мед. 2007. Т. 143. № 6. С. 4-7.
12. Гланц С. Медико-биологическая статистика / Пер. с англ. М.: Практика, 1999. 459 с.
13. Lum H., Qiao J., Walter R. et al. Inflammatory stress increases receptor for lysophosphatidylcholine in human microvascular endothelial cells //Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 2003. V. 285. № 4. Р. 1786-1789.
14. Matsumoto T., Kobayashi T., Kamata K. Role of lysophosphatidylcholine (LPC) in atherosclerosis // Curr. Med. Chem. 2007. V. 14. № 30. Р. 3209-3220.
15. Fearon I. OxLDL enhances L-type Ca2+ currents via lysophosphatidylcholine-induced mitochondrial reactive oxygen species (ROS) production // Cardiovasc. Res. 2006. V. 69. № 4. Р. 855-864.
16. Nakamura Y., Yasukochi M., Kobayashi S. et al. Cell membrane-derived lysophosphatidylcholine activates cardiac ryanodine receptor channels // Pflugers. Arch. 2007. V. 453. № 4. Р. 455-462.
17. Watson C., Gold M. Lysophosphatidylcholine modulates cardiac INa via multiple protein kinase pathways // Circ. Res. 1997. V. 81. № 3. Р. 387-395.
18. Zheng M., Wang Y., Kang L. et al. Intracellular Ca2+- and PKC-dependent upregulation of T-type Ca2+ channels in LPC-stimulated cardiomyocytes // J. Mol. Cell. Cardiol. 2010. V. 48. № 1. P. 131-139.
19. Yu L., Netticadan T., Xu Y. et al. Mechanisms of lysophosphatidylcholine-induced increase in intracellular calcium in rat cardiomyocytes // J. Pharmacol. Exp. Ther. 1998. V. 286. № 1. Р. 1-8.
20. Maeda S., Matsuoka I., Kimura J. Modulation pathways of NCX mRNA stability: involvement of RhoB // Ann. NY Acad. Sci. 2007. V. 1099. P. 193194.
21. Goel D., Ford L., Pierce G. Lysophospholipids do not directly modulate Na+-H+ exchange // Mol. Cell. Biochem. 2003. V. 251. № 1-2. P. 3-7.
22. Гайтон А.К., Холл Д.Э. Медицинская физиология. М.: Логосфера, 2008. 1296 с.
23. Торопов А.Л., Коротаева К.Н., Самоделкина Е.О., Циркин В.И. и др. Влияние лизофосфатидилхо-лина, яичного желтка и гистидина на адрено- и М-хо-линорактивность мышц // Вятск. мед. вестник. 2010. № 1. С. 69-75.
THE EFFECT OF LYSOPHOSPHATIDYLCHOLINE AND EGG YOLK ON THE AMPLITUDE OF INDUCED CONTRACTIONS IN RAT MYOCARDIUM
K.N. Korotaeva, V.I. Tsirkin
Lysophosphatidylcholine (LPC) in concentrations 2 ■ 10-9 M - 2 ■ 10-4 M reliably and reversibly reduces the amplitude of electrically stimulated contractions in myocardium of rat heart right ventricle and reduces the ability of cardiomyocytes to relaxation. These changes are explained by excessive accumulation of Ca2 + ions inside cardio-myocytes that reduces the sarcomere length and thus reduces the force of heart contraction.
Keywords: lysophosphatidylcholine, rat myocardium, contractility.
