Підбір стерилізатора, введення в культуру та розмноження рослинного матеріалу виду Ailantus altissima (Mill. ) Swingle Текст научной статьи по специальности «Биологические науки»

НЛТУ

ы КРАЖИ

»mutet*

Науковий в1сник НЛТУ УкраТни Scientific Bulletin of UNFU http://nv.nltu.edu.ua

https://doi.org/10.15421/40270412

Article received 25.04.2017 р. Article accepted 24.05.2017 р. УДК 630*232:581.[16+164]:582.746.26(477.4)

ISSN 1994-7836 (print) ISSN 2519-2477 (online)

@ EE3 Correspondence author V. V. Mamchur mamcurvalentina@gmail.com

В. В. Мамчур

Уманський нащональний ушверситет садiвництва, м. Умань, Украша

П1ДБ1Р СТЕРИЛ1ЗАТОРА, ВВЕДЕННЯ В КУЛЬТУРУ ТА РОЗМНОЖЕННЯ РОСЛИННОГО

МАТЕР1АЛУ ВИДУ AILANTUSALTISSIMA (MILL.) SWINGLE

Дослщжено особливосп мкроклонального розмноження Ailanthus altissima (Mill.) Swingle в умовах in vitro, стерилiзацiï рослинного матерiалу, пiдбору та модифкацй живильних середовищ. Встановлено залежшсть морфогенезу експлантiв вiд гормонального складу живильних середовищ. Дослщження проведено у лабораторй мiкроклонального розмноження Уманського национального унiверситету садiвництва. Як первиннi експланти використовували пагони A. altissima завдовжки 1,0-1,5 см. Матерiал вiдбiдрано у Национальному дендропарку "Софй'вка" НАНУ з рослин, що не досягли генеративно!' ста-дй', упродовж активного росту ïx пагонiв. Технологiчний процес мкроклонального розмноження рослин A. altissima у куль-турi in vitro складався з кiлькоx послiдовниx етапiв: стерилiзацiя рослинного матерiалу, введення в культуру in vitro, та оптишзащя живильних середовищ, отримання рослин-регенерантiв. Стерилiзацiю проведено в кiлька етапiв (попереднш та основний). Для пiдвищення ефективност дй' стерилiзатора експланти попередньо обробляли 1,0 % розчином комерцшно-го препарату "Манорм" (В1К-А, Украша) упродовж одше'1 хв. Як основнi стерилiзацiйнi речовини використано: 2,5 % гшох-лорит натрiю, 0,1 % дихлорид ртутi (HgCl2) та 1,0 % штрат срiбла (AgNO3). Життeздатнiсть введених експлантiв оцiнювали через 25 дiб. Умови культивування: температура 25±1oC, фотоперюд 16 год, освiтленiсть 1500-3000 лк, ввдносна вологiсть повiтря 70 %. Посуд, матерiали, iнструменти та живильш середовища готували згiдно зi загальноприйнятими методиками. Оптимальним для введення експланпв в культуру in vitro виявився такий режим стерилiзацiï: 1,0 % розчин комерцшного препарату "Манорм" упродовж 1 хв та 0,1 %-й розчин HgCl2-4 хв. Оцшювання ефективносп середовищ та облiк коефiцieнта розмноження проводили шсля другого пасажу. Численш дослiдження дали змогу вiдiбрати оптимальш середовища, якi за-безпечували коефщент розмноження бiльше двох. Використання МС2 з 1,0 мг/л БАП без додавання ауксинiв сприяло утво-ренню максимально!' кiлькостi пагонiв, середня довжина яких становила 1,19 см. Унаслщок проведених дослiджень встановлено, що на середовищах МС3 (БАП - 0,5 мг/л, 1ОК - 0,1 мг/л) та МС5 (БАП - 0,5 мг/л, НОК - 0,1 мг/л) коефщент розмноження становив 7,35 та 5,05 % ввдповщно. На живильному середовищi МС7 з додаванням 0,8 мг/л БАП та 0,3 мг/л 1МК спос-тер^али максимальний прирiст мiкропагонiв, високу морфогенну здатнiсть, збiльшення кiлькостi мiжвузлiв, а коефщент розмноження становив 8,5 %. Дослiдження органогенезу A. altissima в умовах in vitro та методiв укоршення отриманих паго-нiв для подальшо'1 адапгацй' рослин в умовах ex vitro та 1'х вирощування у вiдкритому rрунтi тривають.

Kni040ei слова: експланти; стерилiзатори; живильне середовище; морфогенез; регулятори росту.

Вступ. Ailanthus altissima (Mill.) Swingle (айлант найвищий) - вид деревних листопадних рослин, поши-рений у природi майже по всш територп Китаю, Швшч-но! Коре!, Тайваню i Швшчного В'етнаму, росте на ви-сотах 100-2500 м н. р. м. на рiзних субстратах (Basnou & Vila, 2009). П1зшше вид потрапив в Шiвнiчну i Ш1в-денну Америку, Австралто i Нову Зеландто (Weber & Gut, 2004). Шоширенню A. altissima за межi природних середовищ iснування сприяли китайськi робггники, як1, подорожуючи в пошуках роботи, брали з собою його насiння (Hu, 1979). У Кита! вш мае культурне, медичне i господарське значения, наприклад, у виготовлент де-ревного вуг1лля, як корм для шовкопряда й ш. (Hu, 1979; Tang & Eisenbrand, 1992).

Швидке зростання, невибагливiсть i декоративнiсть крони стали причинами широкого запровадження A. altissima в насадження европейських мiст уже в середин XIX ст. Висока насшнева продуктивнiсть, вегетативна рухливiсть i невибагливкть до умов зростання привели до виходу виду за межi культури. На цей час A. altissi-

ma е частиною флори багатьох регюшв планети з по-MÎpHKM i субтропiчним клiматом як швазшний вид (Er-jomenko & Ostapko, 2013; Espenschied-Reilly & Runkle, 2008; Knapp & Canham, 2007; Kowarik, 1995). Проте де-якi автори розглядають його як господарсько щнний вид для озеленения техногенно трансформованих тери-тоpiй (Tsao et al, 2002). Поеднання високо!' толерантнос-ri до аеро- i грунтового полютанта, ущiльнения i бщ-ностi грунту, посухостшкосп (Espenschied-Reilly & Runkle, 2008; Trifilo, et al., 2004) роблять цей вид при-датним для висаджування на докоpiнно змiнених i зруйнованих теpитоpiях. Однак для ефективно!' рекуль-тивацп i прогнозування збиьшення площi насаджень A. altissima внаслвдок вегетативного розмноження потpiб-но додатковi дослiджения його бiологiчних i фiзiологiч-них особливостей, а саме у культуpi in vitro. Розмноження рослин у культуpi in vitro дае змогу за мшмаль-но1 кiлькостi маточних рослин у коротю теpмiни отри-мати велику юльюсть моpфологiчно виpiвияного та ге-нетичного одноpiдного садивного матеpiалу.

Цитування за ДСТУ: Мамчур В. В. ni^6ip стерилiзатора, введення в культуру та розмноження рослинного матерiалу виду

Ailantus Altissima (Mill.) Swingle. Науковий вкник НЛТУ Украши. 2017. Вип. 27(4). С. 56-59. Citation APA: Mamchur, V. V. (2017). Selection of Sterilizer, Introduction to the Culture and Propagation of Plant Material of Ailantus Altissima (Mill.) Swingle Species. Scientific Bulletin of UNFU, 27(4), 56-59. https://doi.org/10.15421/40270412

Мета дослвдження - дослвдити метод мшрокло-нального розмноження A. altissima, досягти збшьшення морфогенного потенцiалу рослин. Дослвдити оптималь-нi варiанти стерилГзаци рослинного матерiалу, провести пiдбiр живильних середовищ для успiшного культиву-вання експланпв. У зв'язку з цим дослвдження впливу стерилГзанл, умов культивування експланпв та склад живильних середовищ на морфогенний розвиток рослин A. altissima е актуальним i мае як науковий, так i практичний iнтерес.

Методи та матер!ал дослвдження. Дослвдження проведено у лаборатори мжроклонального розмноження Уманського национального утверситету садГвництва.

Як первиннi експланти використовували пагони A. altissima завдовжки 1,0-1,5 см. Матерiал вiдбирали у Национальному дендропарку "Софивка" НАНУ з рослин, що не досягли генеративно'! стадГ!, впродовж активного росту 1х пагонiв.

Технологiчний процес мжроклонального розмноження рослин A. altissima у культурi in vitro охоплював декГлька послiдовних етапiв: стерилiзацiя рослинного матерiалу, введения в культуру in vitro, тдбГр та опти-мiзацiя живильних середовищ, отримання рослин-реге-неранпв.

Перед стерилiзацiею з пагошв видаляли листки, шс-ля чого рослинний матерiал промивали у проточнiй во-допровiднiй та дистильованiй водi, протирали марле-вою серветкою, змоченою у 70 %-му етанолГ Шдготов-леш експланти помещали у стерильний посуд i посль довно обробляли розчинами стержтзащйних реагенпв.

Стерилiзацiю проводили в кГлька еташв (попереднiй та основний). Для пвдвищення ефективностi ди стериль затора експланти попередньо обробляли 1,0 % розчи-ном комерцiйного препарату "Манорм" (В1К-А, Укра-ша) упродовж 1 хв. Як основы стерилiзацiйнi речовини використовували: 2,5 % гшохлорит натрiю, 0,1 % дих-лорид ртуп (HgCl2) та 1,0 % нГтрат срiбла (AgNO3). Для ефектившшо! ди до кожного Гз реагентв додавали емульгатор "ТвГн 80". Шсля стерилГзаци експланти три-чГ промивали стерильною дистильованою водою (по 15 хв) та висаджували !х на модифГкованГ живильнГ се-редовища. Упродовж 7 дГб у кожному з варГанпв визна-чали ефектившсть стерилГзаци, тдраховуючи вГдсоток стерильних та шфшованих експлантГв. ЖиттездатнГсть введених експлантГв ощнювали через 25 дГб.

Умови культивування: температура 25±1 °C, фотопе-рГод 16 год., освГтленГсть 1500-3000 кЛюкс, вГдносна вологГсть повГтря 70 %. Посуд, матерГали, Гнструменти та живильнГ середовища готували згГдно загальноп-рийнятих методик (Kalynyn, 1980; Kunakh, 2005).

Результати обговорення. На ефектившсть введен-ня рослин в культуру in vitro впливають рГзнГ фактори, зокрема: тип стерилГзацшно! речовини, тривалкть об-роблення нею та фаза росту донорсько'! (материнсько'!) рослини. АналГзуючи кГлькГсть стерильних та шфжова-них експлантГв, тсля застосування стерилГзаторГв, вста-новлено, що найменш ефективним е гшохлорид натргю (рис. 1).

Шд час його застосування (експозицгя 1 -5 хв) отри-мали 7,8-43,5 % стерильних експлантГв. Найбшьшу час-тку стерильних мГкропагонГв (63,6-89,7 %) отримано внаслГдок стерилГзанл у 0,1 % HgCl2, з них 50,4-78,0 % було життездатними, в яких спостерГгали явище прямо-

го органогенезу. Шсля ди нирату срiбла цей показник становив 22,7-41,0 %, а для гшохлориту натрта - 1,230,8 %. Треба зазначити, що 3i збшьшенням часу дй' HgCl2 понад 5 хв експланти втрачали свою життездат-нiсть i були непридатш для подальшого культивування.

100 90 80 701 60 50 40 30 20 10 0

■Стерши,ni експланти Життездатш експланти г

L L

4

5 О.

<3

- — N n ^f in " N п ч

2,5% NaOCl 0,1 % HgCl2 1,0% AgN03

Xiiviiqm реагента та i'x експозицй' Рис. 1. Ефективнiсть стерилiзащí експланпв A. altissima залежно вiд форми creprai3aropa та експозицй'

Оптимальним для введения експланпв в культуру in vitro виявився такий режим стеритзапл: 1,0 % розчин комерцшного препарату "Манорм" упродовж 1 хв та 0,1 %-й розчин HgCl2 - 4 хв (рис. 2). При цьому ура-ження грибковою та бaктеpiaльною iнфекцiями було незначне (10 %) i некрозу рослинних тканин не спосте-piгaли.

Отримат життездaтнi, стеpильнi пагони pоздiляли на експланти завдовжки 10-15 мм i висаджували для ак-тиваци морфогенезу на живильне середовище Мурась ге-Скуга (МС) (Murashige, 1962). Revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures, Phu-siol. Plant, 13, 473-479), iз вмiстом агар-агару 0,7 % та сахарози 3 % i додаванням 6-бензиламшопурину (6-БАП) у комбшацп з iншими регуляторами росту: ß-ш-долилоцтова кислота (ß-ИУК), ß-шдолилмасляна кислота (ß-ИМК), а-нафтилоцтова кислота (а-НУК), 2,4-ди-лорфеноксиоцтова кислота (2,4 Д).

Ощнювання ефективностi середовищ та облж коефь цiентa розмноження проводили шсля другого пасажу. Числент до^дження дали змогу вiдiбpaти оптимaльнi середовища, як забезпечували коефiцiент розмноження бшьше двох (табл. 1).

Табл. 1. Ф^огормональний склад живильного

Середовище Цитоюнши Ауксини

6-БАП юне-тин ß-IOK а-НОК ß-IMK 2,4 Д

МС1 2,0 - - - - -

МС2 1,0 - - - - -

МС3 0,5 - 0,1 - - -

МС4 2,0 - - - - 0,05

МС5 0,5 - - 0,1 - -

МС6 2,5 - - - - -

МС7 0,8 - - - 0,3 -

МС8 1,0 1,0 - - - -

МС9 (контроль) - - - - - -

Додавання до живильного середовища БАП у висо-ких концентращях (2,0-2,5 мг/л) збiльшyвaло коефь щент розмноження, але таю концентраци негативно впливали на aнaтомiчнy структуру експланпв через ви-соку частку вприфшованих пaгонiв (табл. 2). На сере-довищi МС6 зaфiксовaно 62 % експланпв з ознаками вирифжацп.

Табл. 2. Залежшсть пагоноутворення вщ регуляторiв

Середовище Довжина пагошв, см Юлькють пагошв, шт. Коефщент розмножен-ня Вггрифь кацiя, %

MCi 3,83±и,19 4,62±0,23 8,85±0,44 42,7

МС2 1 19±0,06 6,42±0,32 3,82±0,19 -

МС3 2 94±0Д5 5,00±0,25 7,35±0,37 -

МС4 3,24±",10 5,78±0,29 9,36±0,47 18,9

МС5 2 72±0,14 3,71±0,19 5,05±0,25 -

МС6 2,78±0,14 6,ОО±0,30 8,34±0,42 62,0

МС7 3,38е0,1' 5,03±0,25 8,50±0,43 -

МС8 2,52±0,13 4,59±0,23 5,78±0,29 -

МС9 (контроль) 2,34±оД2 1,44±0,07 1,68±0,08 -

Культивування експлантгв на середовищГ МС8 з до-даванням БАП -1,0 мг/л та кшетину - 1,0 мг/л спричи-няло розвиток незначно! кщькосп пагонГв та придатко-вих бруньок, що характеризувались уповгльненим ростом.

Використання МС2 з 1,0 мг/л БАП без додавання ауксингв сприяло утворенню максимально! кГлькостГ пагонГв, середня довжина яких становила 1,19 см. Унас-лГдок проведених дослГджень встановлено, що на сере-довищах МС3 (БАП - 0,5 мг/л, 1ОК - 0,1 мг/л) та МС5 (БАП - 0,5 мг/л, НОК - 0,1 мг/л) коефщГент розмножен-ня становив 7,35 та 5,05 % ввдповщно.

На живильному середовищГ МС7 з додаванням 0,8 мг/л БАП та 0,3 мг/л 1МК спостерГгали максималь-ний прирГст мшропагошв, високу морфогенну здат-нГсть, збгльшення юлькосп мГжвузлГв, а коефГцГент роз-множення становив 8,5 %. Культивування експлантгв на цьому середовищГ забезпечило активний рГст як центрального, так i формування додаткових адвентивних пагонГв на 18-24 добу (див. рис. 2).

Рис. 2. Морфогенез A. altissima: а - початок морфогенезу; б -сформован мщопагони на 25 добу культивування експланпв

У процесГ розмноження отриманГ пагони мжрокло-нували кожних 35-50 дГб, для цього експланти завдов-

жки 3-6 см вГдокремлювали вГд материнсько! рослини та роздГляли на частини близько 2-3 см завдовжки.

ДослГдження органогенезу A. altissima в умовах in vitro та методгв укоршення отриманих пагошв для по-дальшо! адаптаци рослин в умовах ex vitro та !х виро-щування у вГдкритому грунтГ тривають. Висновки:

1. Найбшьшу частку стерильних та життездатних експлантiв (78,0 %) отримано внаслiдок поверхнево! стерилiзацií 0,1 % водним розчином дихлориду ртут за експозици 2 хв.

2. Пщ час мiкророзмноження рослин A. altissima найефек-тивнiшим було живильне середовище МС7 з додаванням 0,8 мг/л БАП та 0,3 мг/л 1МК, де коефщент розмноження становив 8,5 %.

3. Використання МС2 з 1,0 мг/л БАП без додавання аукси-шв сприяло утворенню максимально!' юлькост пагонiв, середня довжина яких становила 1,19 см.

Перелж використаних джерел

Basnou, C., & Vila, M. (2009). Ailanthus altissima (Mill.) Swingle, tree of Heaven (Simaroubaceae, Magnoliophyta). Handbook of alien species in Europe (Daisie ed.). Dordrecht: Springer, 460 p. Erjomenko, Yu. A., & Ostapko, V. M. (2013). Woody and shrub advents in the "Donetskyi Kryazh" regional landscape park. Industrial Botany, 13, 92-101. Retrieved from: http://dspace.nbuv.gov.ua/handle/123456789/67676 Espenschied-Reilly, A. L., & Runkle, J. R. (2008). Distribution and changes in abundance of Ailanthus altissima (Miller) Swingle in a Southwest Ohio Woodlot. Ohio J. Sci, 108(2), 16-22. Hu, S. Y. (1979). Ailanthus. Arnoldia, 39(2), 29-50. Kalynyn, F. L., Sarnatskaya, V., & Polishchuk, V. E. (1980). Methods of tissue culture in the physiology and biochemistry ofplants. Kyiv: Naukova Dumka. [in Russian]. Knapp, L. B., & Canham, C. D. (2000). Invasion of an old-growth forest in New York by Ailanthus altissima: sapling growth and recruitment in canopy gaps. J. Torrey Bot. Soc, 127()2, 307-315. Kowarik, I. (1995). Clonal growth in Ailanthus altissima on a natural site in West Virginia. J. Veg. Sci., 6(3), 853-856. https://doi.org/10.2307/3236399 Kunakh, V. A. (2005). Biotechnology herbs. Genetic and physiological and biochemical bases. Kyiv: Logos. [in Ukrainian]. Murashige, T. A., & Skoog, F. (1962). A Revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures. Phusiol. Plant., 15(13), 473-497. Tang, W., & Eisenbrand, G. (1992). Ailanthus altissima (Mill.) Swingle. Chinese drugs of plant origin. Berlin - Heidelberg: Springer-Verlag, 260 p. Trifilo, P., Raimondo, F., Nardini, A., Lo, G. M. A., & Salleo, S. (2004). Drought resistance of Ailanthus altissima: root hydraulics and water relations. Tree Physiol., 24(1), 107-114. Tsao, R., Romanchuk, F. E., Peterson, C. J., & Coats, J. R. (2002). Plant growth regulatory effect and insecticidal activity of the extracts of the Tree of Heaven (Ailanthus altissima). BMC Ecol., 2(1), 1-8. https://doi.org/10.1186/1472-6785-2-1 Weber, E., & Gut, D. (2004). Assessing the risk of potentially invasive plant species in central Europe. Journal for Nature Conservation, 123, 171-179. https://doi.org/10.1016/j.jnc.2004.04.002

В. В. Мамчур

Уманский национальный университет садоводства, г. Умань, Украина

ПОДБОР СТЕРИЛИЗАТОРА, ВВЕДЕНИЕ В КУЛЬТУРУ И РАЗМНОЖЕНИЕ РАСТИТЕЛЬНОГО

МАТЕРИАЛА ВИДА AILANTUSALTISSIMA (MILL.) SWINGLE

Исследованы особенности микроклонального размножения Ailanthus altissima (Mill.) Swingle в условиях in vitro, стерилизации растительного материала, подбора и модификации питательных сред. Установлена зависимость морфогенеза эксплантов от гормонального состава питательных сред. Исследования проведены в лаборатории микроклонального раз-

множения Уманского национального университета садоводства. Как первичные экспланты использованы побеги A.altissima длиной 1,0-1,5 см. Материал отобран в Национальном дендропарке "Софиевка" НАН из растений, не достигших генеративной стадии, в течение активного роста их побегов. Технологический процесс микроклонального размножения растений A. altissima в культуре in vitro включал несколько последовательных этапов: стерилизация растительного материала, введение в культуру in vitro, подбор и оптимизация питательных сред, получение растений-регенерантов. Стерилизацию проводили в несколько этапов (предварительный и основной). Для повышения эффективности стерилизатора экспланты предварительно обрабатывали 1,0 % раствором коммерческого препарата "Манорм" (ВИК-А, Украина) в течение 1 мин. В качестве основных стерилизующих веществ использованы: 2,5 % гипохлорит натрия, 0,1 % дихлорид ртути (HgCl2) и 1,0 % нитрат серебра (AgNO3). Жизнеспособность введенных эксплантов оценивали через 25 суток. Условия культивирования: температура 25 ± 1°С, фотопериод 16 ч, Освещенность 1500-3000 лк, относительная влажность воздуха 70 %. Посуда, материалы, инструменты и питательные среды готовили согласно общепринятых методик. Оптимальным для ввода эксплантов в культуру in vitro оказался такой режим стерилизации: 1,0 % раствор коммерческого препарата "Манорм" на протяжении 1 мин и 0,1 % раствор HgCl2-4 мин. Оценку эффективности сред и учет коэффициента размножения проводили после второго пассажа. Многочисленные исследования позволили отобрать оптимальные среды, обеспечивающие коэффициент размножения больше двух. Использование МС2 з 1,0 мг/л БАП без добавления ауксинов способствовало образованию максимального количества побегов, средняя длина которых составляла 1,19 см. В результате проведенных исследований установлено, что на средах МС3 (БАП - 0,5 мг/л, 1ОК - 0,1 мг/л) и МС5 (БАП 0,5 мг/л, НОК - 0,1 мг/л) коэффициент размножения составлял 7,35 % и 5,05 % соответственно. На питательной среде МС7 с добавлением 0,8 мг/л БАП и 0,3 мг/л ИМК наблюдали максимальный прирост микропагонов, высокую морфогенную способность, увеличение количества междоузлий, а коэффициент размножения составлял 8,5 %. Исследование органогенеза Ailantus altissima в условиях in vitro и методов укоренения полученных побегов для дальнейшей адаптации растений в условиях ex vitro и их выращивания в открытом грунте продолжаются.

Ключевые слова: экспланты; стерилизаторы; питательная среда; морфогенез; регуляторы роста.

V. V. Mamchur

Uman National University of Horticulture, Uman, Ukraine

SELECTION OF STERILIZER, INTRODUCTION TO THE CULTURE AND PROPAGATION OF PLANT

MATERIAL OF AILANTUSALTISSIMA (MILL.) SWINGLE SPECIES

The purpose of the research was to study features of microclonal reproduction of Ailanthus altissima (Mill.) Swingle in conditions in vitro, sterilization of plant material, selection and modification of nutritious environment. Studies are conducted in the laboratory of microclonal reproduction of Uman National University of Horticulture. As primary explants the authors used A. altissima twigs 1.0-1.5 cm long. Material was taken from the National Arboretum "Sofiyivka" NAS of Ukraine from plants that have not reached the generative stage during active growth of the shoots. The process of microclonal A. altissima plant propagation in vitro in culture includes several successive stages, namely: sterilization of plant material; introduction to culture in vitro; selection and optimization of the nutritious environment; receiving plants regenerants. Before sterilization shoots with leaves were removed, after that the plant material was washed in running tap and distilled water, wiped gauze cloth soaked in 70 % ethanol th. Prepared explants were placed in sterile dishes and treated sequentially with solutions of sterilizing agents. Sterilization was carried out in several stages (preliminary and main). After sterilization explants were washed three times with sterile distilled water (15 min.) And planted them in our modified nutritious environment. Within 7 days each option was determined by the effectiveness of sterilization, sterile and calculating the percentage of infected explants. Viability entered explants were evaluated after 25 day period. This defeat of fungal and bacterial infections was small (10 %) and necrosis of plant tissues were observed. Evaluating the effectiveness of environment and record multiplication factor was carried out after the second passage. To concluse, the dependence of explants morphogenesis on the hormonal composition of the nutritious environment is defined. Numerous studies have enabled selecting the optimum environment that provided the multiplication factor of more than two. As a result of studies we have found that in the environment MS3 (BAP - 0.5 mg/l IAA - 0.1 mg/l) and MS5 (BAP - 0.5 mg/l NOC - 0.1 mg/l) multiplication factor amounted to 7.35 % and 5.05 % respectively. In the environment MS7 with the addition of 0.8 mg/l BAP and 0.3 mg/l IMC we observed maximum growth of micro shoots, high morphogenic capacity, increasing the number of internodes and multiplication factor amounted to 8.5 %.

Keywords: explants; sterilizers; culture medium; morphogenesis; growth regulators.

1нформащя про автора:

Мамчур Валентина Bac^niBHa, астрант, Уманський нацюнальний ушверситет садiвництва, м. Умань, УкраУна.

Email: mamcurvalentina@gmail.com