CC BY
42УДК 563.12:562: 582.28
DOI: 10.24412/1999-6780-2021-2-14-19
ОДНОКЛЕТОЧНЫЕ И БЕСПОЗВОНОЧНЫЕ КАК МОДЕЛЬНЫЕ ОРГАНИЗМЫ ДЛЯ ИЗУЧЕНИЯ ПАТОГЕННЫХ ГРИБОВ (ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ)
Суркова P.C. (н.с.)*, Шергина O.A. (н.с.), Лип-ницкий A.B. (г.н.с.), Половец Н.В. (с.н.с.), Викторов Д.В. (зам. директора по научно-экспериментальной работе), Топорков A.B. (директор института)
Волгоградский научно-исследовательский противочумный институт, Волгоград, Россия
В обзоре литературы представлены современные данные об использовании некоторых видов одноклеточных и беспозвоночных для моделирования взаимодействия человека и других млекопитающих с патогенными грибами в npoifecce инфекции. Охарактеризованы одноклеточные амебы (Acanthamoeba castellana (Volkonski), Dictyostelium discoideum (Rape?-)), свободноживущая нематода (Caenorhabditis elegans (Brenner)), большая восковая моль (Galleria mellonella (Linnaeus)) и плодовая муха (Drosophila melanogaster (Meigen)). Показано, что эти организмы могут быть успешно применены для ог\енки вирулентности патогенных грибов, характеристики фа-гоцитоза и иммунологических реакций макроорганизма при инфицировании ими.
Ключевые слова: патогенные грибы, одноклеточные, свободноживущие, организмы
UNICELLULAR AND NON-VERTEBRATES AS MODEL ORGANISMS FOR THE STUDY OF PATHOGENIC FUNGI (LITERATURE REVIEW)
Surkova R.S. (scientific researcher), Shergina O.A. (scientific researcher), Lipnitsky A.V. (chief scientific researcher), Polovetz N.V. (senior scientific researcher), Victorov D.V. (assistant director of science and experiment issues), To-porkov A.V. (director of the institute)
Volgograd Plague Control Research Institute, Volgograd, Russia
A literature review presents current date about use of some species of unicellular and non-vertebrates as biological models for modeling the interaction of humans and other mammals with pathogenic fungi during infection. Unicellular
* Контактное лицо: Суркова Раиса Сергеевна, e-mail: raya09.94@mail.ru
amoebas (A. castellanii, D. discoideum), free-lived nematode (C. elegans), greater wax moth (G. mellonella) and fruit fly (D. melanogaster) were characterized. It is demonstrated that these organisms can be successfully used to assess the virulence of pathogenic fungi, characteristics of phagocytosis and immunological reactions of a macroorganism when infected with them.
Key words: pathogenic fungi, unicellular, free-lived, organisms
ВВЕДЕНИЕ
В последнее десятилетие для изучения патогенных и вирулентных свойств бактерий и микроскопических грибов (микромицетов) все чаще в качестве биологических моделей применяют простейших, нематод и насекомых. Исследования показывают, что в природных биоценозах амебоподобные выступают в роли естественных резервуаров для возбудителей некоторых инфекционных заболеваний, а также могут быть подходящими объектами для моделирования процессов межклеточных взаимодействий патогенов и организма хозяина в различных экспериментах [1,2].
Подобные системы обладают уникальными свойствами, позволяющими изучать патологические процессы, вызываемые микромицетами, в том числе возбудителями особо опасных микозов (ООМ): кок-цидиоидомикоза, гистоплазмоза, бластомикоза и па-ракокцидиоидомикоза, а также эндемического пени-циллиоза (таларомикоза) и споротрихоза, которые относятся к группе диморфных грибов. Представители данной группы существуют в сапротрофной (мицелиальной) фазе в окружающей среде (при температуре 24-28 °С) и в паразитической (дрожжепо-добной) фазе (при 37 °С) [3]. В настоящее время большинство работ посвящено применению простейших и беспозвоночных для изучения биологических свойств возбудителей оппортунистических микозов (аспергиллеза, кандидоза и криптококкоза) [4].
Цель обзора: оценить возможности использования некоторых представителей одноклеточных (А. castellanii, D. discoideum) и беспозвоночных (С. elegans, G. mellonella и I), melanogaster) в качестве моделей изучения биологических свойств патогенных грибов.
Амебоподобные
Амебоподобные или амебозоа - это группа одноклеточных или колониальных микроорганизмов, обитающих повсеместно в почве, водоемах и даже в воздухе. Среди представителей данного таксона в качестве основы для модельных систем обычно используют Acanthamoeba castellanii и Dictyostelium discoideum [5, 6].
A. castellanii - одноклеточная амеба, которая в стадии трофозоита поглощает различные грибы: Blastomyces dermatitidis (Gilchrist), Histoplasma capsulatum (Darling), Cryptococcus neoformans (Vuil-
lcmin), Sporothrix schenckii (Schenck) и Aspergillus fumigatus (Fresenius). Кроме того, A. castellana применяют для изучения патогенных свойств различных бактерий: Salmonella enterica (Kauffmann and Edwards) [7], Yersiniapestis (Yersin) [1, 8], Legionella pneumophila (Brenner) [9, 10], а также вирусов семейства Mimiviridae [4].
Культивирование A. castellanii возможно в широком диапазоне температур (от 25-37 °С), что позволяет исследовать патогены, требующие высокой температуры культивирования, например, такие как клетки дрожжевой фазы возбудителей ООМ [11, 12].
При изучении взаимодействия A. castellanii и диморфного гриба В. dermatitidis, Singulani J.L. и соавторы [4] показали, что один из главных факторов патогенности возбудителя бластомикоза — адгезии Badl (Blastomyces adhesin-1) воздействует на мембрану A. castellanii, благодаря чему происходит прикрепление гриба к поверхности амебы. Далее он проникает в цитоплазму, где Badl проявляет цито-токсический эффект на организм хозяина.
При совместном культивировании A. castellanii и микромицетов рода Paracoccidioides наблюдается увеличение вирулентности данных грибов за счет накопления а-глюканов клеточной стенки, которые предотвращают распознавание молекулярных паттернов патогена клетками амеб. После взаимодействия A. castellanii и Paracoccidioides spp. возрастает способность грибов выживать и убивать не только клетки амеб и макрофаги мышей, но и целые организмы, например, личинки Galleria mellonella и мышей [13].
Еще одним широко используемым в качестве модели организмом является D. discoideum. Это подвижная амеба, обитающая в почве и листве. Она питается бактериями и микромицетами. Оптимальной температурой для роста и размножения D. discoideum является 21-23 °С. При температуре выше или ниже этого предела амебы значительно хуже размножаются, а при 37 °С погибают. Эта особенность сужает область применения данной модели, особенно, при работе с диморфными микромицетами. В то же время 1). discoideum сегодня широко используют для исследования вирулентных свойств условно-патогенных грибов Cryptococcus sp. и Aspergillus sp. [14, 15]. В недавней работе Hillmann F. и др. [16] обнаружили, что при взаимодействии А. fumigatus с D. discoideum гриб способен препятствовать захвату клеткой Dictyostelium за счет действия такого фактора патогенности, как DHN-меланин (1,8-дигидроксинафталин меланин). Он блокирует распознавание антигенных структур клеточной поверхности микромицета, что предотвращает фагоцитоз. Если захват и поглощение амебой клетки А. fumigatus все же произошло, то гриб выделяет глио-токсин и фумагиллин, которые обладают амебоцид-ным действием, вызывая склеивание клеток 1).
discoideum, изменение их морфологии и последующий лизис клеточных структур [17].
В целом процесс взаимодействия различных амебоподобных с клетками патогенных грибов аналогичен и состоит из нескольких стадий. На первой стадии амеба сближается с микромицетом. Далее происходит адгезия патогена к мембране хозяина, его погружение в клетку и образование фагосомы вокруг адегизированной частицы. Однако процесс слияния фагосомы с лизосомой и переваривание клетки микромицета блокируется, поскольку патогенные грибы способны подавлять образование фа-голизосомы и персистировать в цитоплазме амеб [18, 19]. Длительное нахождение в фагосоме может привести к повышению вирулентности патогена. Так, С. neoformans для защиты от действия антимикробных ферментов внутренней среды амеб формирует и увеличивает в объеме свою защитную капсулу. Этот процесс протекает за счет расщепления органелл хозяина фосфолипазой В до полярных липидов (в частности, фосфатидилхолина и его производных) и полисахаридов, которые используются в качестве строительных компонентов грибной клетки. Увеличение объема капсулы напрямую связано с вирулентностью микромицета: чем больше ее объем, тем выше вирулентные свойства патогена [20, 21]. Кроме того, С. neoformans синтезирует протеиназы, разрушающие органеллы амеб, обеспечивая гриб питательными веществами и защищая его от повреждающего действия организма хозяина [22].
Преимуществами амебоподобных при использовании в качестве модельных систем является сходство с макрофагами в плане клеточной структуры и физиологии, высокая скорость деления, низкая стоимость. Это позволяет применять их для изучения взаимодействия патогенных грибов и млекопитающих [23, 24].
Caenorhabditis elegans
С. elegans — свободноживущая нематода, обитающая в почве и на гниющих фруктах. С помощью С. elegans, которая является дифференцированным многоклеточным организмом, можно воспроизвести в экспериментах многие аспекты физиологии млекопитающих [25]. В частности, эпителиальные клетки кишечника нематод имеют большое сходство с аналогичными клетками пищеварительного тракта млекопитающих [26].
С помощью С. elegans изучают инфекционный процесс при заражении грибами и механизмы уклонения от иммунного ответа макроорганизма. Было показано, что в индукции иммунитета у нематоды участвуют несколько консервативных механизмов, которые соответствуют механизмам первой линии защиты от патогенов у млекопитающих. К ним относят активацию антимикробных путей, таких как ми-тоген-активированные протеинкиназы (МАПК), трансформирующий фактор роста ß (ТФР-ß), проду-
цирование активных форм кислорода (АФК) и секрецию антимикробных молекул [27].
Scorzoni L. и соавторы [28] провели изучение возбудителей паракокцидиоидомикоза — диморфных грибов Paracoccidioides brasiliensis (Lutz) и Paracoccidioides lutzii (Lutz) с использованием нематоды в качестве модельного организма. При развитии инфекции С. elegans начинает вырабатывать антимикробные пептиды (AMP) за счет экспрессии кластера генов cnc-4, nlpl-27 и nlp-31. Среди AMP выделяют две группы белков — нейтропептидопо-добные белки (NPLs) и каенацины (CNCs). AMP разрушают клеточную стенку и мембраны микромице-тов, приводя к гибели P. brasiliensis и P. lutzii.
Преимуществами С. elegans является небольшой размер, полностью секвенированный геном, короткий жизненный цикл продолжительностью в три недели и прозрачность тела, позволяющая получать флуоресцентные изображения в реальном времени и следить за развитием инфекции [29].
Gallería mellonella
G. mellonella (большая восковая моль) применяют в качестве модельного организма для исследования грибов, принадлежащих к Aspergillus spp., Candida spp. и Cryptococcus spp. Личинки насекомого обладают иммунной системой, которая является высококонсервативной и имеет значительное сходство с иммунной системой млекопитающих [30].
G. mellonella - член подсемейства Galleriinae, семейства Pyralidae, отряда Lepidoptera. Личинки живут в диапазоне температур от 25 °С до 37 °С, что позволяет изучать грибы, обитающие как в окружающей среде, так и в организме млекопитающих. Большая восковая моль имеет шесть типов гемоци-тов, которые участвуют в фагоцитозе, инкапсулировании и защите от патогенов. Кроме того, G. mellonella, как и С. elegans, синтезирует и выделяет AMP (цекропин, гловерин, галиомицин и галлери-мицин), которые повреждают клетки патогенных грибов и бактерий, вызывая их гибель [31].
При введении в полость личинки большой восковой моли микромицетов С. albicans наблюдаются клеточные и гуморальные реакции, сходные с теми, которые развиваются при инвазивном кандидозе у мышей [32].
Личинки G. mellonella были использованы для исследования вирулентных свойств С. neoformans и С. gatii, в частности, такого фактора патогенности, как меланин [33]. Firacative С. и др. [34] в экспериментах установили, что меланизация клетки гриба обеспечивает его защиту от иммунных механизмов G. mellonella, подавляя реакции фагоцитоза и нейтрализуя действие активных форм кислорода, продуцируемых фагоцитами организма хозяина.
Недавно показано, что личинки G. mellonella являются перспективным модельным организмом для изучения факторов вирулентности диморфных мик-
ромицетов, таких как Н. capsulatum и Р. lutzii. При этом возможно учитывать результаты взаимодействия в системе патоген-хозяин, используя коэффициент выживаемости/смертности личинок, колебание числа и состава гемоцитов G. mellonella, интенсивность меланизации клеток микромицета [35]. Кроме того, с помощью G. mellonella De Oliveira Н.С. с соавторами [36] исследовали факторы адгезии - энолазу и белок 14-3-3 грибов рода Paracoccidioides. Данные адгезины опосредуют взаимодействие между микромицетами и организмом хозяина и подавляют его иммунные реакции. Клетки грибов обрабатывали антителами к адгезинам и вводили личинкам G. mellonella. Установлено значительное повышение выживаемости личинок G. mellonella по сравнению с заражением необработанными клетками грибов.
G. mellonella была применена для оценки вирулентности диморфного гриба Talaromyces marneffei (Segretain, Capponi, Sureau). При инкубации личинок и Т. marneffei при 37 °С сохранялся диморфизм с переходом данного патогена в дрожжевую фазу роста в течение 24-48 часов. Через 24-196 часов количество клеток дрожжей значительно увеличивалось, и наблюдали гибель личинок (>70% особей). После взаимодействия Т. marneffei с большой восковой молью также возможна его идентификация с помощью метода MALDI-TOF масс-спектрометрии [37].
Drosophila melanogaster
D. melanogaster (плодовая муха) относится к классу Insecta, порядку Diptera, семейству Drosophilidae и является отличной моделью для изучения иммунного ответа при заражении патогенными грибами. При этом исследуют не только пути выявления патогена и уклонения от иммунного ответа, но и механизмы тканевого гомеостаза организма хозяина. При введении микромицета в полость личинки происходит активация сигнальных путей Toll и Imd, которые запускают иммунные реакции. Дрозофилы, мутантные по генам Toll и Imd, в эксперименте характеризуются высоким процентом летальности. Кроме того, при заражении 1). melanogaster грибами С. neoformans у дрозофил запускаются альтернативные NFKB-независимые иммунные реакции против клеток микромицетов [38].
Исследовано взаимодействие дрозофил и микромицетов С. albicans и С. glabrata (Anderson). Взвеси грибов вводили в полость кишечника дрозофилы с помощью специальной иглы. Далее клетки микромицетов начинали продуцировать факторы патогенности - SAP-протеазы (секреторные аспартил-протеазы), которые повреждали кишечный барьер D. melanogaster, нарушая его функцию [39].
С помощью модельной системы D. melanogaster были изучены иммунопатологические механизмы и факторы микробной вирулентности при взаимодействии с различными патогенами [40].
ЗАКЛЮЧЕНИЕ
Таким образом, одноклеточные и беспозвоночные могут быть использованы для изучения биологических свойств различных патогенных грибов.
Простейшие наиболее применимы для исследования процессов фагоцитоза и механизмов повышения устойчивости возбудителей различных заболеваний к условиям окружающей среды. Нематоды, дрозофилы и большую восковую моль чаще используют для характеристики иммунных реакций макроорганизма на внедрение патогенов и оценки повреждающего действия веществ, выделяемых микро-мицетами.
Преимуществами данных моделей являются разведение особей в больших количествах в короткие сроки, относительно простое поддержание в ла-
бораторных условиях, удобные методы введения в макроорганизм. Врожденная иммунная система насекомых сходна по структуре и функциям, осуществляемых на клеточном и гуморальном уровне, с иммунной системой млекопитающих, что позволяет экстраполировать полученные в ходе исследований результаты на процесс взаимодействия человека с патогенными грибами при инфицировании. Кроме того, фагоцитоз, осуществляемый гемоцитами насекомых, эквивалентен данному процессу в нейтрофи-лах. Использование перечисленных модельных организмов также не связано с этическими проблемами, возникающими при опытах на экспериментальных животных.
ЛИТЕРАТУРА
1. Кошель Е.И., Ерошенко Г.А., Анисимова JJ.B. и др. Оценка длительности сохранения штаммов Yersinia pestis в клетках почвенных амеб Acanthamoeba sp. в экспериментальных условиях. Проблемы особо опасных инфекций. 2016; 2: 69-74. [Koshel E.I., Eroshenko G.A., Anisimova L.V., et al. Evaluation of the duration of preservation of Yersinia pestis strains in the cells of soil amoebas Acanthamoeba sp. under experimental conditions. Problems of particularly dangerous infections. 2016; 2: 69-74 (In Russ)].
2. Casadevall A., Fu M. S., Guimaraes A. J., et al. The amoeboid predator-fungal animal virulence hypothesis. J. Fungi (Basel). 2019; 5 (1):10. doi: 10.3390/jof5010010
3. Gauthier G.M. Fungal dimorphism and virulence: molecular mechanisms for temperature adaptation, immune evasion, and in vivo survival. Mediators Inflamm. 2017. doi: 10.1155/2017/8491383
4. Singulani J.L., de Oliveira H.C., Marcos C.M., et al. Applications of invertebrate animal models to dimorphic fungal infections. J. Fungi (Basel). 2018; 4 (4): 118. doi: 10.3390/jof4040118
5. Anwar A., Khan N.A., Siddiqui R. Combating Acanthamoeba spp. cysts: what are the options? Parasit. Vectors. 2018; 11 (26). doi: 10.1186/sl3071-017-2572-z
6. Chrisman C.J., Alvarez M, Casadevall A. Phagocytosis of Cryptococcus neoformans by, and Nonlytic Exocytosis from, Acanthamoeba castellanii. Appl Environ Microbiol. 2010; 76: 6056-6062. doi: 10.1128/AEM.00812-10
7. Балкин A.C., Черкасов С.В. Модель взаимодействия Acanthamoeba castellanii с бактериями Salmonella enterica serovar Typhimurium 14028S. Вестник Оренбургского государственного университета. 2017; 9 (209): 47-50. [Balkin A.S., Cherkasov S.V. Model of interaction of Acanthamoeba castellanii with Salmonella enterica serovar Tourchimigium 14028S. Bulletin of the Orenburg State University. 2017; 9 (209): 47-50 (In Russ)].
8. Оглодин Е.Г., Морозов O.A., Никифоров К.А. и др. Видовая принадлежность, численность и динамика взаимодействия акантамеб из почв горно-алтайского высокогорного очага чумы со штаммами Yersinia pestis. Проблемы особо опасных инфекций. 2017; 4: 56-61. [Oglodin E.G., Morozov O.A., Nikiforov K.A., et al. Spccics, abundancc, and dynamics of interaction of acanthamoebae from the soils of the Gorno-Altaian high-altitude plague focus with Yersinia pestis strains. Problems of particularly dangerous infections. 2017; 4: 56-61 (In Russ)].
9. Mameri R., Bodennec J., Bezin /.., et al. Mitigation of expression of virulance genes in Legionella pneumophila internalized in the free-living amoeba Willaertia magna C2c Maky. Pathogens. 2020; 9 (6): 447. doi: 10.3390/pathogens9060447
10. Mengue /.., Richard F.J., Caubet Y., et al. Legionella pneumophila decreases velocity of Acanthamoeba castellanii. Exp. Parasitol. 2017; 183: 124-127. doi: 10.1016/j.exppara.2017.07.013
11. Dodangeh S., Kialashaki /.'., Daryani A., et al. Isolation and molecular identification of Acanthamoeba spp. from hot springs in Mazandaran province, northern Iran. J. Water Health. 2018; 16 (5): 807-813. doi.org/10.2166/wh.2018.098
12. Siddiqui R., Khan N.A. Biology and pathogenesis of Acanthamoeba. Parasit & Vectors. 2012; 5: 6. doi: 10.1186/1756-3305-5-6
13. Albuquerque Г., Nicola A.M., Magnabosco D.A. et al. A hidden battle in the dirt: soil amoebae interactions with Paracoccidioides spp. Plos. Negl. Trap. Dis. 2019; 13 (10): e0007742. doi:10.1371/journal.pntd.0007742.
14. Bozzaro S., Eichinger L. The professional phagocyte Dictyostelium discoideum as a model host for bacterial pathogens. Curr. Drug. Targets. 2011; 7: 942-54. doi: 10.2174/138945011795677782
15. Koller В., Schramm С., Siebert S., et al. Dictyostelium discoideum as a novel host system to study the interaction between phagocytes and yeasts. Front. Microbiol. 2016; 7: 1665. doi: 10.3389/fmicb.2016.01665
16. Hiümann F., Novohradská S., Mattern D.J., et al. Virulence determinants of the human pathogenic fungus Aspergillus fumigatus protect against soil amoeba predation. Environ. Microbiol. 2015; 17 (8): 2858-69. doi: 10.1111/1462-2920.12808
17. Chai L. }'., Netea M. G., Sugui J., et al. Aspergillus fumigatus conidial melanin modulates host cytokine response. Immunobiology. 2010; 215 (11): 915-20. doi: 10.1016/j.imbio.2009.10.002
18. Novohradska S., Ferling I., Hillmann F. Exploring virulence determinants of filamentous fungal pathogens through interactions with soil amoebae. Front. Cell. Infect. Microbiol. 2017; 7: 497. doi: 10.3389/fcimb.2017.00497
19. Vij R., Danchik C., Crawford C.t et al. Variation in cell surface hydrophobicity among Cryptococcus neoformans strains influences interaction with amoebas. mSphere. 2020; 98 (2): e00310-20. doi.org/10.1128/mSphere.00310-20
20. Chrisman C.J., Albuquerque P., Guimaraes A.J., et al. Phospholipids trigger Cryptococcus neoformans capsular enlargement during interactions with amoebae and macrophages. PLoS Pathog. 2011; 5: el002047. doi.org/10.1371/journal.ppat. 1002047
21. Guimaraes A.J., Gomes K.X., Cortines J.R., et al. Acanthamoeba spp. as a universal host for pathogenic microorganisms: one bridge from environment to host virulence. Microbiol. Res. 2016; 193: 30-38. doi.org/10.1016/j.micres.2016.08.001
22. Park Y., Williamson P.R. Masking the pathogen: evolutionary strategies of fungi and their bacterial counterparts. J. Fungi (Basel). 2015; 1 (3): 397-421. doi.org/10.3390/jofl030397
23. Kjellin J., Pranting M., Bach F., et al. Investigation of the host transcriptional response to intracellular bacterial infection using Dictyostelium discoideum as a host model. BMC Genomics. 2019; 20: 961. doi: 10.1186/s 12864-019-6269-
24. Maisonneuve E., Cateau E., Leveque N. Acanthamoeba castellanii is not be an adequate model to study human adenovirus interactions with macrophagic cells. PLoS One. 2017; 12 (6): e0178629. doi.org/10.1371/journal.pone.0178629
25. Плотникова Ю.М., Камзолкина О.В., А у су бел Ф.М. Новая модельная система для изучения иммунитета животных к грибным инфекциям. Вестник Московского университета. 2014; 2: 3-9. [Plotnikova Yu.M., Kamzolkina O.V., Ausubel F.M. A new model system for studying animal immunity to fungal infections. Bulletin of the Moscow University. 2014; 2: 3-9 (In Russ)].
26. Ahamefule C.S. Caenorhabditis elegans-based Aspergillus fumigatus infection model for evaluating pathogenicity and drug efficacy. Front. Cell. Infect. Microbiol. 2020; 10: 320. doi.org/10.3389/fcimb.2020.00320
27. Jiang H., Wang D. The microbial zoo in the C. elegans intestine: bacteria, fungi and viruses. Viruses. 2018; 10 (2). doi: 10.3390/vl0020085.
28. Scorzoni /.., de Lucas M.P., Singulani J.L., et al. Evaluation of Caenorhabditis elegans as a host model for Paracoccidioides brasiliensis and Paracoccidioides lutzii. Pathog. Dis. 2018; 76 (1). doi: 10.1093/femspd/fty004.
29. Huang X., Li D., Xi /.., et al. Caenorhabditis elegans: a simple nematode infection model for Penicillium marneffei. PLoS One. 2014; 9 (9): el08764. doi.org/10.1371/journal.pone.0108764
30. HuangX., Li D., Xi /.., et al. Galleria mellonella larvae as an infection model for Penicillium marneffei. Mycopatho-logia. 2015; 180: 159-164. doi.org/10.1007/sl 1046-015-9897-y
31. De Lacorte Singulani J., De Lacorte Singulani J., Scorzoni /.. , et al. Evaluation of the efficacy of antifungal drugs against Paracoccidioides brasiliensis and Paracoccidioides lutzii in a Gallería mellonella model. Int. J. Antimicrob. Agents. 2016; 48 (3): 292-7. doi.org/10.1016/j.iiantimicag.2016.05.012
32. Borman A.M. Of mice and men larvae: Gallería mellonella to model the early host-pathogen interactions after fungal infection. Virulence. 2018; 9 (1): 9-12. doi.org/10.1080/21505594.2017.1382799
33. Velez /V, Alvarado M.t Parra-Giraldo C.M., et al. Genotypic diversity is independent of pathogenicity in Colombian strains of Cryptococcus neoformans and Cryptococcus gattii in Gallería mellonella. J. Fungi (Basel). 2018; 4 (3). doi: 10.3390/jof4030082.
34. Firacative ('., Duan S., Meyer W. Gallería mellonella model identifies highly virulent strains among all major molecular types of Cryptococcus gattii. PLoS One. 2014; 9 (8): el05076. doi.org/10.1371/journal.pone.0105076
35. Thomaz /.., García-Rodas R., Guimaraes A.J., et al. Gallería mellonella as a model host to study Paracoccidioides lutzii and Histoplasma capsulatum. Virulence. 2013; 4 (2): 139-146. doi.org/10.4161/viru.23047
36. De Oliveira H.C., da Silva J. de F., Scorzoni /.., et al. Importance of adhesins in virulence of Paracoccidioides spp. Front Microbiol. 2015; 6: 303. doi.org/10.3389/fmicb.2015.00303
37. Borman A.M., Fräser M., Szekely A., et al. Rapid and robust identification of clinical isolates of Talaromyces marneffei based on MALDI-TOF mass spectrometry or dimorphism in Gallería mellonella. Medical Mycology. 2019; 57: 969-975. doi.org/10.1093/mmy/myyl62
38. AL-Maliki H.S., Martinez S., Piszczatowski P., et al. Drosophila melanogaster as a model for studying Aspergillus fumigatus. Mycobiology. 2017; 45 (4): 233-239. doi.org/10.5941/MYCO.2017.45.4.233
39. Подопригора Г.И., Кафарская Л.И., Байнов H.A. и др. Бактериальная транслокация из кишечника: микробиологические, иммунологические и патофизиологические аспекты. Вестник РАМН. 2015; 70: 640-650. [Podoprigora
G.I., Kafarskaya L.I., BaynovN.A., et al. Bacterial translocation from the intestine: microbiological, immunological, and pathophysiological aspects. Vestnik RAMS. 2015; 70: 640-650 (In Russ)].
40. Panayidou S., Ioannidou E., Apidianakis Y. Human pathogenic bacteria, fungi, and viruses in Drosophilcr. Disease modeling, lessons, and shortcomings. Virulence. 2014; 5 (2): 253-269. doi.org/10.4161/viru.27524
Поступила в редакцию журнала 25.03.2021 Рецензент: И.А. Босак
