CC BY
5
держателе. После отбора проб фильтр складывают пополам, загрязненной стороной внутрь, переносят в фарфоровую чашку и расправляют стеклянной палочкой. Для устранения гидрофобности материал смачивают 2—3 каплями этанола и дважды промывают горячей водой по 5 мл. Промывную жидкость переливают в отдельные колориметрические пробирки, при применении фильтров АФА-ХА их предварительно не смачивают спиртом.
Стандартный раствор, содержащий в 1 мл 0,01 мг ЫаОН, готовят из 0,1 н. раствора путем предварительного разбавления его точно до 0,01 н. концентрации.
Стандартный раствор при хранении в полиэтиленовой посуде и защите от действия углекислого газа устойчив в течение 2 недель.
Готовят шкалу стандартов (см. таблицу).
Шкала стандартов
Номера пробирок
0 1 2 3 4 5 6 в
Стандартный раствор с содержани- 0,6 0,8 1,5
ем ЫаОН 0,1 мг!мл (в мл) 0 0,4 1 2 3 ь
Дистиллированная вода (в мл) 5 4,6 4,4 4,2 4 3,5 3 2 0
Смешанный индикатор По 2 капли во все пробирки
Содержание ЫаОН (в мкг) .... 0 4 6 8 10 15 20 30 ьо
Приливают по 2 капли индикатора во все пробирки с пробами, тщательно перемешивают содержимое пробирок и через 20 мин. проводят визуальное колориметрирование, пользуясь шкалой стандартов. Окраска шкалы изменяется от желто-оранжевого цвета (нулевая пробирка) до зеленого и с переходом на фиолетовый цвет (в случае сильнощелочной среды).
Чувствительность метода 4 мкг ЫаОН в 5 мл пробы.
При аспирации 50 л воздуха второй пробирке шкалы соответствует концентрация на уровне 1/ 4 ПДК.
Поступила 7/1V 1971 г.
УДК 576.8.083.3:[57в.851.48.078.14:576.851.1
КОМБИНИРОВАННАЯ СРЕДА ДЛЯ ОДНОВРЕМЕННОГО УЧЕТА БАКТЕРИЙ ГРУППЫ КИШЕЧНЫХ ПАЛОЧЕК И ДИФФЕРЕНЦИАЦИИ ИХ ОТ СЕМЕЙСТВА РБЕШОМОМОАСЕАЕ 1
Проф. Г. П. Калина Московский научно-исследовательский институт гигиены им. Ф. Ф. Эрисмана
При исследовании воды открытых водоемов и источников водоснабжения на наличие кишечных палочек на средах Эндо, Левина и пр. наряду с колониями кишечных палочек нередко развиваются сходные с ними колонии водных микробов — сапрофитов, фитопатогенных или патогенных для холоднокровных животных. Эти микроорганизмы обладают некоторыми общими с кишечными палочками признаками: помимо сходной морфологии (грамотрицательные небольшие полиморфные палочки), они дают сходный рост на плотных и в жидких средах и способны сбраживать глюкозу при 37° (есть указания, что часть их способна сбраживать глюкозу и при 43°). В практической санитарно-бактериологической работе колонии этих микро-
1 Доложено на итоговой конференции лаборатории санитарной микробиологии Московского научно-исследовательского института гигиены им. Ф. Ф. Эрисмана совместно с секцией Московского городского общества гигиенистов 25/1II 1971 г.
бов могут быть приняты за колонии кишечных палочек и завышать индекс последних. Поэтому целесообразна разработка методов, которые без усложнения и удлинения анализа позволят выделять колонии таких микроорганизмов, что значительно облегчит работу санитарного бактериолога.
Наиболее многочисленными обитателями воды открытых водоемов, сходными с кишечными палочками, являются представители семейства Pseudomonadaceae. От кишечных палочек они отличаются расположением жгутиков (полярные, а не перитрихиальные) и наличием у большинства видов этого семейства протеолитической активности. Первый признак вряд ли может быть широко использован в практической работе, поэтому большего внимания заслуживает протеолитический тест.
Как показал анализ материала по таксономии семейства Pseudomonadaceae (см. определитель бактерий Bergey), подавляющее большинство представителей этого семейства — родов Pseudomonas, Xanthomonas и Aero-monas, сбраживающих глюкозу с образованием газа, проявляет протеоли-тическую активность. Немногочисленные представители первых двух родов, лишенные протеолитических свойств, встречаются крайне редко и в нашей стране экзотичны. Таким образом, анализ таксономии и экологии микробов семейства Pseudomonadaceae показывает, что протеолитическая активность может служить тестом, позволяющим дифференцировать представителей этого семейства и бактерий группы кишечных палочек. Необходимо только выбрать наиболее надежный, простой и быстрый метод определения протеолитической активности.
Классический метод определения протеолитической активности — способность разжижать желатину. Предложено много модификаций этого метода, начиная от широко рекомендуемого во всех руководствах посева в питательную 10—12—15% желатину с последующим культивированием при 30—37° и учетом результатов после получасового выдерживания при 4—6°. Можно также вводить 0,4% желатины в состав питательного агара (Frazier) или бульона (Willis и Hobbs), а также прибавлять 2% желатины в питательный агар, разливаемый в чашки (Вагег). Эти последние модификации требуют «проявления» действия желатиназы путем прибавления в полужидкие среды 15% раствора сулемы в 20% растворе соляной кислоты или наслаивания этого раствора на поверхность агаровой среды в чашке. Мы увеличивали содержание в агаре желатины до 5% и получали при этом зону преципитации вокруг колоний протеолитических микробов без применения раствора сулемы.
Основной недостаток всех этих методов — необходимость дополнительного этапа анализа (посев на соответствующие специальные среды), а также более продолжительное время выявления протеолитической активности, особенно посев в питательную желатину. В наших исследованиях с заведомо протеолитическими микробами только 8% разложили желатину через 24 часа, 41,7% — через 48 часов, 25% — только через 72 часа, 4,2% — через 6 суток, а почти 21% не разжижил желатину и через 6 суток, хотя по другим тестам эти штаммы обладали протеолитической активностью. При использовании 5% желатины в питательном агаре срок определения оказался более быстрым, но и здесь 12,5% испытанных штаммов выявили зону помутнения только через 2 суток (см. таблицу).
Протеолитическая активность может быть также определена при посеве культуры на 1% питательный агар с прибавлением 5% сыворотки человеческой крови. Перед разливкой в чашки среду нагревают до 80° в течение 10 мин.: сыворотка денатурируется, и среда становится мутной. Протеолиз выражается в образовании зоны просветления вокруг колоний протеолитических микробов. Тест положителен только для видов с высокой протеолитической активностью (Willis и Hobbs).
Впервые В. Л. Омелянский предложил выявлять протеолитические свойства посевом на поверхность питательного агара с 20% молока. Это предложение было забыто до 1941 г., когда Reed и Огг вновь ввели в практику
Сравнительная оценка разных методов выявления протеолитической активности
Род Всего Среда Эндо + 4- молоко 5% желатины в агаре 15% питательная желатина
проб 16—18 ча- сутки
сов 1 сутки 2 суток 1 2 3 4 6
Aero шоп as ...... 18 15 3 15 3 .2 6 1 2 1 1 4 1
Xanthomonas ..... 6 6 6 3 3
Группа кишечных пало- 24
чек .........
Примечание. При исследовании 12 проб сточных жидкостей и воды открытых водоемов все колонии, дававшие на среде Эндо + молоко казеолиз, были протеолитичны при посеве на питательный агар с 5% желатины.
молочный агар. В последующем для исследования молока на наличие протеолитических микробов была предложена среда с 30% молока (Smith, Gordon, Clark, цит. Druce и Thomas; Donovan и Vincent). Этот метод быстрого выявления протеолитических видов использован в стационарных методах исследования молочных продуктов (Standard Methods of examination о dairy products, USA, 12th ed., 1967) и был подтвержден рядом исследователей (Willis и Hobbs; Brown и соавт.; Zaadhof и Terplan). Среда с молоком была использована и для определения протеолитических свойств энтерококков (А. П. Калина), а в последнее время та же среда с добавлением ингибиторов предложена нами для количественного учета протеолитических энтерококков в молоке. По приведенным выше данным литературы и по нашим наблюдениям (см. таблицу), питательный агар с молоком, как и агар Эндо, полностью заменяет тест разжижения желатины, а также имеет то преимущество, что его можно учитывать через 14—16 часов, а при необходимости и раньше. Однако и этот тест как таковой требует дополнительного этапа исследований и усложняет повседневный учет кишечных палочек в воде, почве и других объектах внешней среды.
По аналогии с ранее предложенной нами молочной средой с ингибиторами для энтерококков мы предлагаем использовать комбинацию среды Эндо с молочной средой. Приготовление среды крайне просто: порошок сухой среды Эндо производства научно-исследовательского института по производству питательных сред (Махачкала) растворяют по рецепту, указанному на этикетке, но не в 100, а в 80 мл воды. После растворения при кипячении в водяной бане в среду прибавляли 20 мл снятого стерильного молока и 1,25 мл 0,01 % водного раствора кристаллического фиолетового (сухая среда Эндо обсеменена спорами аэробов и нуждается в стерилизации; во избежание последней к среде прибавляют кристаллический фиолетовый—ингибитор грамположительных микробов, в том числе спорных аэробов). Тотчас разливают в чашки возможно равномерным нетолстым слоем. При выполнении исследований воды бродильным методом из пробирок и флаконов со средой Эйкмана с глюкозой, в которых обнаружено кислото- и газообразование, производят высев не на обычную среду Эндо, а на комбинированную с молоком. Это позволяет одновременно учесть наличие кишечных палочек и здесь же обнаружить колонии протеолитических микробов по образовавшимся вокруг колоний прозрачным светлым зонам, очень отчетливо видным на фоне порозовевшей или покрасневшей среды.
При исследовании воды мембранным методом можно выборочно розовые или бесцветные колонии, развившиеся на фильтре, нанести на поверхность той же среды в виде небольшой «бляшки» или «укола» одновременно с требуемым по ГОСТ посевом в среду Эйкмана для определения бродильной способности. Чашка с фильтрами оставляется еще на сутки в термостате.
Можно также после фильтрации наложить фильтр фильтрующей поверхностью вниз на среду Эндо с молоком, после 20—30-минутной инкубации при 37° снять фильтр и положить его фильтрующей стороной вверх на ту же чашку, но в другом месте. На месте отпечатка вырастают колонии, принадлежность которых к группе кишечных палочек или к протеолитическнм микробам легко определить.
Вывод
Использование при исследовании на наличие кишечных; палочек вместо среды Эндо комбинированной среды Эндо с 20% молока позволяет одновременно определять кишечные палочки и протеолитические микроорганизмы.
ЛИТЕРАТУРА. Калина А. П. Ж. микробиол., 1965, № 10, с. 95. — Омелянский В. Л. Практическое руководство по микробиологии. Петроград, 1922. — Barer G., Mth Bull. Minist Hlth Lab. Serv., 1946, v. 5, p. 28. — В e r g e y D. H. et al.Bergey's Manuall of determinative bacteriology. London, 1939. — Brown R., S a n d -V i k O., Scherer R. et al. J. gen Microbiol., 1967, v. 47, 373. — Donovan K-» Vincent J., J. dairy Res., 1955, v. 22, p. 43. — D г u с e R., Thomas В., J. appl. Bact., 1959, v. 22, p. 52. — F г a z i e г W., J. infect. Dis., 1926, 39, 302. — Reed G., О r r J. Цит. A. Willis, G. Hobbs, 1959. — Willis A., H o b b s G., J. Path. Bact., 1959, v. 77, p. 511.—Zaadhof K., Terplan G., Arch. Lebensmitt-Hyg., 1967, Bb 18, S. 27.
Поступила 14/V 1971 r.
Обзоры
УДК 614.777: [628.312:5471(047)-
ТРУДНООКИСЛЯЕМЫЕ ОРГАНИЧЕСКИЕ ВЕЩЕСТВА В СТОЧНЫХ ВОДАХ И ПРОБЛЕМА САНИТАРНОЙ ОХРАНЫ ВОДОЕМОВ
Проф. Я' М. Грушко
Кафедра общей гигиены Иркутского медицинского института
К числу трудноокисляемых химических веществ относятся бензол, толуол, триэтиламин, меркаптан и десятки других. Эти соединения со сточными водами уносятся течением на большие расстояния и затрудняют использование населением воды рек не большом протяжении. В таких случаях для очистки сточных вод применяются там, где это возможно, технологические мероприятия, которые сводятся к утилизации ценных жидких отходов и уменьшению количества и загрязненности сточных вод.
На предприятиях по производству красок в ФРГ для уменьшения загрязненности сточных вод изменен технологический процесс и ежедневно 100 т хлорированных углеводородов, ранее сбрасываемых в реку со сточными водами, превращаются в хлор, являющийся ценным товарным продуктом. Введено прямое окисление этилена, который теперь не поступает в сточные воды; условно чистые воды используются повторно (ЗсЬаИаизеп). Воск описывает опыт утилизации вредных веществ, содержащихся в сточных во-
