CC BY
5
шкафу, взвешивали фильтр на аналитических весах, проверяли фон фильтра под излучением изотопа «Фи, готовили эталоны, содержащие мышьяк. Фильтры с отобранными пробами воздуха помещали в сучильный шкаф на 1 ч при 105 °С, после чего опять взвешивали. Затем фильтр с отобранной пробой подвергали облучению изотопом и измеряли рентгеновскую флюоресценцию. Содержание мышьяка определяли по калибровочному графику. Для его построения использовали Na3As03 или As203. Навески разбавляли активированным углем, предварительно промытым ацетоном и просушенным. Навески мышьяка и угля перемешивали в фарфоровой ступке. Пробы воздуха отбирали через алонж. Диаметр алонжа (4 см) равен диаметру фильтра для отбора проб воздуха и кюветы для проб. Отбор проводили со скоростью 20—25 л/мин в течение 5— 10 мин в зависимости от концентрации мышьяка в воздухе. После отбора фильтры сохраняли в бумажных пакетиках, где они могут храниться долгое время без потери пробы [31.
Аналогично определяли содержание мышьяка в пищевых продуктах, биологических материалах, растениях, товарной продукции и твердых отходах. Для этих щоб необходимо также высушивание, размельчение навески пробы (5 г) и приготовление из нее таблетки путем прессования. Проба должна быть тщательно размешена. Далее аналогично определяли интенсивность рентгеновской флюоресценции. Для проверки правильности измерения содержания элемента в пробе геометрическое положение пробы изменяли па 180° и снова определяли количество импульсов. Оценку числа импульсов от пробы проводили с учетом количества импульсов фона. Определение содержания мышьяка в пробе осуществляли в те-
чение 3—5 мин. Варьирование высоким напряжением позволяет снизить влияние фона и флюоресценции других элементов. Перед анализом проб прибор для повышения стабильности работы He^f обходимо прогревать не менее 30 мин.
Главными достоинствами флюоресцентного рентгенорадиометрического определения мышьяка являются высокая специфичность и экспрес-сность. Чувствительность анализа 0,2 мкг. При объеме пробы 40—200 л минимальные определяемые концентрации мышьяка в воздухе 0,001 —
0.005.мг/м3. Точность определения 1,5—2%. Fla результаты анализа не влияют свойства химических соединений, в состав которых входит мышьяк. Другие элементы и токсичные соединения определению не мешают, за исключением свинца, несколько завышающего определяемые количества при его значительном содержании в пробах (более чем в 103—10* раз по сравнению с мышьяком). Разработанный метод определения мышьяка широко апробирован и использован в гигиенических исследованиях.
Литература
1. Анализатор рентгенорадиометрический РПСЧ-01. Инструкция по эксплуатации. М., 1980.
2. Дмитриев М. Т.— В кн.: Физико-химические методы» исследования окружающей среды. М.. 1980, с. 15. Л
3. Дмитриев М. Т., Григорьева Ф. М. — Гиг. и сан., 1978, Л'з 7, с. 65.
4. Руководство по контролю загрязнения атмосферы. Л., 1979, с. 171.
5. Унифицированные методы определения атмосферных загрязнений / Под ред. Г. И. Сидоренко, М. Т. Дмитриева. М.. 1976. с. 214.
6. Якубович Л. Л.. Зайцев Е. //.. Г1 ржиялговский С. М. Ядёрнофизические методы анализа минерального сырья. М.. 1969.
Поступила 0a.ll.S4
УДК 615.462:547.313.2].074
Н. И. Воронова, Б. А Рудснко. Т Я. .Чихтман
ГАЗОХРОМАТОГРАФ И Ч ЕС КОЕ ОПРЕДЕЛЕНИЕ МИКРОКОЛИЧЕСТВ ОКИСИ ЭТИЛЕНА В ПОЛИМЕРНЫХ ИЗДЕЛИЯХ МЕДИЦИНСКОГО НАЗНАЧЕНИЯ
ВНИИ дезинфекции и стерилизации Минздрава СССР, Москва
Полимерные материалы в последние десятилетия нашли широкое применение в медицине. Однако они не выдерживают стерилизации при высокой температуре. Поэтому медицинские изделия из полимерных материалов стерилизуют с помощью газообразных стерилизующих агентов, в том числе окиси этилена, формальдегида и др. Такие вещества обеспечивают высокий стерилизующий эффект при сохранении эксплуатационных свойств изделий из полимерных материалов. Стерилизующие газы являются ядовитыми веществами, поэтому простерилизованные изделия должны быть возможно более полно дегазирова-
ны. Контроль этого процесса требует определения остаточных микроколнчеств стерилизующих агентов в изделиях.
Для этой цели применяют колориметрический анализ [3], растворение полимера в подходящем растворителе с последующим газохроматографн-ческим определением как с непосредственным вводом в хроматограф жидких проб [5], так и с проведением анализа равновесного пара [1, 2, 4]. Однако колориметрические методы весьма трудоемки и требуют больших затрат времени, а растворение полимера затруднительно, при анализе же вулканизованных резин и других трех-
мерных полимеров обычно вообще неосуществимо. Высокая летучесть большинства стерилизующих агентов, в том числе окиси этилена (ОЭ), Делает целесообразным использование для ее определения газохроматографического анализа равновесного пара [1, 2].
Для определения микроколичеств ОЭ в просте-рилизованных изделиях медицинского назначения из полимерных материалов использован метод анализа равновесной паровой фазы. Для ускорения процесса достижения равновесия между исследуемым полимером и газовой фазой анализируемый образец перед проведением анализа выдерживали при повышенной температуре. Для этой цели использовали проточную камеру, обогреваемую до 90°С с помощью водяного термостата. Камеру соединяли с источником газа-носи-теля и хроматографом ЛХМ-8МД.
Камера представляет собой цилиндрический сосуд вместимостью 25 мл с резьбовой крышкой (рис. 1). Крышка со штуцерами для подвода га-за-носителя закрепляется на корпусе хроматографа или отдельном штативе. Камера герметизирована на 0,6 кПа. Для определения ОЭ анализируемый образец полимерного материала помещают в камеру, герметизируют ее, закрывают венти-ми 3 и 4 (см. рис. 1) и термостатируют камеру *«ри 90°С в течение 30 мин. Через 30 мин пробу равновесной газовой фазы, открыв краны 3 и 4, с помощью газа-носителя переносят в колонку хроматографа. Пробу вводят в колонку в несколько приемов, пока в коммуникациях и камере остаются определимые количества ОЭ. Затем камеру опять герметизируют и нагревают повторно 30 мин, а газовую пробу вновь переносят в колонку в несколько приемов. Эту процедуру повторяют до тех пор, пока все определимое количество ОЭ не перейдет в газовую фазу, а оттуда — в колонку хроматографа. Затем рассчитывают суммарное количество ОЭ в полимерном образце.
В работе использовали хроматограф ЛХМ-8МД с пламенно-ионизационным детектором. Для подачи водорода в детектор применяли генератор
3
Рис. 2. Типичная хроматограмма ОЭ.
водорода СГС-22, в качестве газа-носителя — азот, подаваемый из баллона или сжатый воздух от компрессора. Из того же источника подавали воздух для питания детектора. При использовании сжатого воздуха в качестве газа-носителя хроматограф не требовал сжатых газов в баллонах, что повышало автономность прибора и упрощало его эксплуатацию.
Газохроматографическую колонку длиной 1 м заполняли полисорбом-1 зернением 0,25—0,5 мм и стабилизировали путем прогрева до 250°С в течение 3 ч. ОЭ определяли при температуре колонки 60 °С и скорости газа-носителя 30 мл/мин. Для питания детектора подавали водород со скоростью 30 мл/мин и воздух по 300 мл/мин. Скорость диаграммной бумаги была 60 мл/мин, диапазон чувствительности усилителя 10 А. Типичная хроматограмма ОЭ приведена на рис. 2.
Пламенно-ионизационный детектор хроматографа градуировали путем ввода последовательно увеличивающихся проб растворов ОЭ в ацетоне, приготовленных весовым методом.
Полученная градуировочная кривая показана на рис. 3. При проведении градуировки детектора параллельно в токе азота и сжатого воздуха результаты экспериментов совпали.
ОЭ определяли в образцах саженаполненной резины марки ИР-53-1 на основе натурального каучука, нарезанной в форме полосок толщиной 1 мм. Для определения микроколичеств ОЭ навеску резины 0,2 г герметично закрывали и термо-
200
А 150
0 5
100
0
X 50
Рис. 1. Камера для определения микроколичеств ОЭ.
/ — камера для определении ОЭ; 2 — резиновая прокладка: 3 — газовый вентиль (от газа-носителя): 1 — газовый вентиль (к колонке): 5 — штатив для крепления каперы.
0.,мнг
Рис. 3. Градуировочная кривая. По оси абсцисс — количество ОЭ (п ыкг): по оси ординат — площадь пика (в мм®).
Гигиена я санитария № 4
— 65 -
т
1
статировали при 90 °С в течение 1 ч с промежуточным анализом пробы через 30 мин; длительность хроматографнческого анализа не превышала 5 мин. Время удерживания ОЭ в указанных условиях 1 мин 50 с. Предельно обнаружимая концентрация окиси этилена 0,25 мкг/г.
Математико-статистическая обработка экспериментальных данных [31 показала, что при содержании ОЭ в исследуемом образце около 1,5 мкг/г стандартное отклонение не превышает 0,045 мкг/г, а довертительный интервал среднего значения при десяти параллельных .определениях и 95%
доверительной вероятности равен 0,0314 мкг/г» что соответствует коэффициенту вариации 2,14
Литература ф
1. Виттенберг А. Г., Иоффе Б. В. Газовая экстракция в. хроматографнческом анализе. Л., 1982.
2. лахенберг X., Шмидт А. Газохроматографическнй анализ равновесной паровой фазы. М., 1979.
3. Chrilchfield F. £., Johnson J. В. — Analyt. Chem., 1957. v. 29, p. 797—801; 1951, v. 23, p. 1835—1836.
4. Romano S. !.. Renner J. A.. Leitner P. M. — Ibid., 1973, v. 45, p. 2327—2329.
5. Sielichen R. J.— Ibid., 1976, v. 48, p. 1398—1402.
Поступила 02.08.84,
УДК 614.31:615.916:582.2821*07+612.017.1.014.46: (615.918:582.282
В. А. Тутельян, А. Б. Левицкая, В. А. Ляшенко, С. А. Сходова
сравнительное изучение влияния т-2 и нт-2 микотоксинов на клеточный и гуморальный
иммунитет
Институт питания АМН СССР; Институт иммунологии Минздрава СССР, Москва
Основным вопросом проблемы обеспечения безопасности пищевых продуктов является разработка научных подходов-к гигиеническому регламентированию содержания в них чужеродных веществ, в частности микотоксинов — вторичных метаболитов микроскопических плесневых грибов. В настоящее время в большинстве стран, в том числе СССР, введены ПДК афлактоксинов в пищевых продуктах и кормах fil и патулина во фруктовых и овощных соках и пюре [21. В то же время токсические свойства других микотоксинов, например трихотеценовых метаболитов — повсеместно распространенных грибов рода Fu: sarium, изучены недостаточно.
Т-2 и НТ-2 токсины являются основными представителями этой группы, в основе токсического действия которых лежит поражение кроветворных и иммунокомпетентных органов f5, 61. Поскольку отдельные токенгенные штаммы IL sporptrichiella могут продуцировать в природных условиях Т-2 и НТ-2 токсины одновременно, а также то, что в организме Т-2 подвергается метаболическому превращению в НТ-2, в настоящей работе проведено сравнительное изучение влияния обоих токсинов на клеточный и гуморальный иммунитет с целью выбора чувствительных иммунологических тестов, позволяющих выявить наиболее ранние неблагоприятные воздействия токсинов на организм.
Опыты проводили на мышах-самцах СВАХ XC57BL/6 и линии СВА с исходной массой 18— 20 г. Животные получали обычный виварный рацион и воду без ограничений. Т-2 и НТ-2 токсины были выделены в лаборатории энзимологии из отечественного штамма № 53315 культуры. F. sporotichiella [3]. Для определения LD5o токсинов мышам CBAXC57BL/6 однократно внутри-желудочно вводили растворы кристаллических
Т-2 и НТ-2 токсинов в возрастающих дозах — 2, 4, 6, 8, 10, 12 и 10, 12, 14, 16, 18, 20 мг/кг соответственно, а мышам линии СВА — в дозах 3, 6, 9, 12, 15 и 11, 14, 16, 20 мг/кг. Среднесмертельную дозу токсинов рассчитывали по методу G. Karbe^P [91. Для оценки влияния токсинов на гуморальный иммунитет мышам-гибридам CBAXC57BL/6 ' в течение 14 дней внутрижелудочно вводили растворы Т-2 и НТ-2 токсинов в количествах, равных Vio и '/so LD50. Контрольные животные получали эквивалентное количество растворителя — 1 °/о водного раствора этанола из расчета 0,4 мл на 25 г массы тела. На 11-й день введения токсинов мышей внутрнбрюшинно иммунизировали эритроцитами барана в дозе 2-Ю8. Иммунный ответ оценивали через 96 ч после иммунизации путем определения числа антителообразующих клеток (АОК) в селезенке методом локального гемолиза в агарозе [81 и титра антител с применением реакции гемагглютинации. Влияние токсинов на клеточный иммунитет устанавливали с помощью реакции трансплантат против хозяина в двух вариантах. В первом случае мышам-реципиента^ CBAXC57BL/6 внутрижелудочно вводили раство^ ры Т-2 и НТ-2 токсинов в дозах, равных Vio и '/so LD50 в течение 14 дней, контрольным — соответствующее количество растворителя — 1 % водного раствора этанола. На 7-й день введения токсинов животных иммунизировали в стопу задней правой конечности спленоцитами от интактных мышеи линии СВА, а в левую — от гибридов СВАХ XC57BL/6 в дозе 3-10е клеток. Иммунный ответ оценивали через 7 сут по увеличению массы подколенного лимфатического узла правой конечности относительно массы лимфатического узла левой с вычислением индекса увеличения лимфатических узлов (ИУЛ). Во втором варианте мышам— донорам спленоцитов CBAXC57BL/6 и
