ВЛИЯНИЕ РАЗЛИЧНЫХ ЗНАЧЕНИЙ ТЕМПЕРАТУРЫ НА МОРФОЛОГИЧЕСКИЕ СВОЙСТВА ДРОЖЖЕЙ SACCHAROMYCES СEREVISIAE

Исламмагомедова Эльвира Ахмедовна; Халилова Эсланда Абдурахмановна; Котенко Светлана Цалистиновна; Гасанов Расул Закирович; Абакарова Аида Алевдиновна; Аливердиева Динара Алиевна

УДК 663.125/663.252.4 doi: https://doi.org/10.36107/spfp.2020.322

Влияние различных значений температуры на морфологические свойства дрожжей Saccharomyces cerevisiae

Исламмагомедова Эльвира Ахмедовна

Лаборатория биохимии и биотехнологии Прикаспийского института биологических ресурсов ДФИЦРАН

Адрес: 367000, город Махачкала, ул. М. Гаджиева, дом 45 E-mail: islammagomedova@mail.ru

Халилова Эсланда Абдурахмановна

Лаборатория биохимии и биотехнологии Прикаспийского института биологических ресурсов ДФИЦ РАН

Адрес: 367000, город Махачкала, ул. М. Гаджиева, дом 45

E-mail: eslanda61@mail.ru

Котенко Светлана Цалистиновна

Лаборатория биохимии и биотехнологии Прикаспийского института биологических ресурсов ДФИЦ РАН

Адрес: 367000, город Махачкала, ул. М. Гаджиева, дом 45

E-mail: eslanda61@mail.ru

Гасанов Расул Закирович

Лаборатория биохимии и биотехнологии Прикаспийского института биологических ресурсов ДФИЦ РАН

Адрес: 367000, город Махачкала, ул. М. Гаджиева, дом 45

E-mail: gacanov@bk.ru

Абакарова Аида Алевдиновна

Лаборатория биохимии и биотехнологии Прикаспийского института биологических ресурсов ДФИЦ РАН

Адрес: 367000, город Махачкала, ул. М. Гаджиева, дом 45 E-mail: aida.abacarva@rambler.ru

Аливердиева Динара Алиевна

Лаборатория биохимии и биотехнологии Прикаспийского института биологических ресурсов ДФИЦ РАН

Адрес: 367000, город Махачкала, ул. М. Гаджиева, дом 45

E-mail: aliverdieva_d@mail.ru

Изучены морфологические свойства дрожжей Saccharomyces в условиях температурного стресса. В результате исследования влияния широкого диапазона температуры выявлены морфологические особенности клеток и гигантских колоний дрожжей, связанные с функциональным состоянием и плоидностью штаммов. Процесс адаптации сопровождался изменением формы клеток тетраплоидного штамма S. cerevisiae Y-503, для клеток гаплоида S. cerevisiae DAW-3a характерно сохранение сферической формы. В клетках обоих штаммов обнаружено накопление запасных питательных веществ, показана их способность к восстановлению жизненной активности после низкотемпературного стресса. В условиях экстремальной температуры обнаружено изменение формы и размеров колоний. Сравнительный анализ морфофизиологических параметров гигантских колоний показал, что в оптимальных условиях колонии S. cerevisiae Y-503 отличались более крупными размерами, при повышенной и низкой температуре штаммы одинаково реагировали на стресс. Дальнейшее изучение механизмов адаптации близкородственных штаммов дрожжей, отличающихся плоидностью, к различным видам стресса представляет интерес для фундаментальных исследований и биотехнологического применения.

Ключевые слова: адаптация, плоидность штаммов, температурный стресс, клетки, гигантские колонии

Введение

Изучение влияния стрессовых воздействий на микроорганизмы, механизмы адаптации дрожжей и их регуляция в настоящее время вызывают большой интерес исследователей, что объясняется поиском экстремофильных штаммов - перспективных объектов различных биотехнологий. Независимо от вида воздействия, происходящие в условиях стресса биохимические процессы являются фундаментальными по своей природе и отражают адаптацию к конкретным ситуациям. Биохимические преобразования дрожжей в экстремальных условиях оказывают влияние и на их морфологические свойства. Характеристика клеток и гигантских колоний является параметром, по которому можно оценивать действие стресса, в том числе температурного, на морфологию Saccharomyces. Известно, что генетические различия штаммов S. cerevisiae предопределяют их жизнеспособность в экстремальных условиях, при этом одним из механизмов адаптации дрожжей является полиплоидия. Изучение морфо-физиологических свойств штаммов различной плоидности в условиях температурного стресса представляет интерес как для научных исследований адаптивных способностей Saccharomyces, так и для разработки пищевых биотехнологий с использованием дрожжей, толерантных к экстремальным условиям.

Литературный обзор

Дрожжи Saccharomyces cerevisiae обладают высокой адаптивной способностью, обеспечивающей их существование в экстремальных условиях среды, в том числе, уникальных природных экосистемах (Бирюкова, 2011, с. 344-348; Brown, Cowen, Pietro, Ouinn, 2017, р. 1011-1021; Калюжин, 2011, с. 140-150). Исследование влияния различных видов стресса на метаболизм дрожжей, изучение механизмов их адаптации обусловлено поиском и селекцией экстремофильных штаммов, представляющих интерес для использования в биотехнологических процессах (Borrull, Lopez-Martínez, Miro-Abella, Salvado, Poblet, Cordero-Otero, Rozes, 2016, р. 20-29; Caspeta, Nielsen, 2015, р. 431-446). В настоящее время особое внимание уделяется действию температуры, критические значения которой могут нарушить естественную конформацию белка в клетке. В процессе адаптации к повышенной температуре увеличивается уровень трегалозы среди угле-

водов цитозоля, активность антиоксидантных ферментов, происходят изменения в микровязкости липидного бислоя, модуляции в изомерном составе жирных кислот и длине их цепей (Brown, Cowen, Pietro, Ouinn, 2017, р. 1011; Аринбасарова, Бирюкова, Меденцев, 2015, р. 122-131; Бирюкова, Меденцев, Аринбасарова, Акименко, 2007, с. 184-190; Терёшина, Меморская, Котлова, Феофи-лова, 2010, с. 45-51; Феофилова, Кузнецова, 2008, с. 676-672). Универсальным биохимическим механизмом адаптации к стрессовым воздействиям, в частности, к низкой температуре, является торможение жизненной активности, связанное со снижением уровня метаболических процессов (Феофилова, 2003, с. 1-24). Низкотемпературный стресс оказывает влияние, в первую очередь, на состав липидов мембран; изменяется содержание липидов, особенно полиненасыщенных жирных кислот; витаминов; активность оксидоредуктаз; основные белки вегетативной клеточной стенки заменяются на маннопротеины (Paget, Schwartz, Delneri, 2014, р. 5241-5257; Redón, Guillamón, Mas, Rozès, 2011, p. 517-527); происходит изменение содержания в клетке субстратов энергетического обмена (Аливердиева, Мамаев, Лагутина, Шольц, 2006, с. 50-58).

Происходящие в условиях температурного стресса изменения биохимических процессов, обусловливающих жизнеспособность клеток, оказывают влияние и на морфологические свойства Saccharomyces (Reis, Antonangelo, Bassi, Colombi, Ceccato-Antonini, 2017, р. 268-274; Zemancikova, Kodedova, Papouskova, Sychrova, 2018, p. 217-227). Характеристика гигантских колоний является одним из показателей, по которому можно оценивать действие температуры на морфологию дрожжей. Закономерности образования колоний с определенными адаптивными свойствами отражают изменения в клеточном метаболизме и среде культивирования (Viana, Portugal, Cruz, 2017, p. 1422-1430; Ruusuvuori, Lin, Scott, Tan, Sorsa, Kallio, Nykter, Yli-Harja, Shmulevich, Dudley, 2014, р. 18-27).

Известно, что генетические различия штаммов S. cerevisiae предопределяют их жизнеспособность и специфическую адаптацию в экстремальных условиях. Одним из механизмов адаптации дрожжей является полиплоидия, обеспечивающая в условиях стресса преимущество определенного фенотипа (Zhu, Sherlock, Petrov, 2016, р. 1-13; Storchova, 2014, р. 421-430; Anderson, Roberts, Zhang, Kelly, Kendall, Lee, Gerstenberger, Koenig, Kabeche, Gladfelter, 2015, р. 1129-1140; Zadrag-Tecza, Kwolek-Mirek, Alabrudzinska, Skoneczna, 2018,

р. 1-17). В настоящее время используются традиционные генетические методы для получения полиплоидных штаммов дрожжей S. cerevisiae, проявляющих физиологическую активность при экстремальных температурах и обладающих важными свойствами промышленных микроорганизмов (Gysler, Niederberger, 2002, р. 210-216).

Проведенными ранее исследованиями показано, что на основе геотермальной воды в составе среды культивирования полиплоидного штамма S. cerevisiae Y-503 разработаны ресурсосберегающие технологии: в процессе аэробного культивирования были получены прессованные и сушеные хлебопекарные дрожжи длительного хранения, которые отличались большим выходом и улучшенными биотехнологическими показателями; в анаэробных условиях установлена интенсификация процесса спиртового брожения (Абрамов, 1987; Халилова, 2013). Нами ранее были изучены морфологические особенности тетраплоида S. cerevisiae Y-503 и гаплоида S. cerevisiae DAW-За в результате влияния рН - и осмо - стресса. Установлено, что морфологические свойства штаммов связаны не только с их функциональным состоянием, но и плоидностью (Исламмагомедова, Халилова, Котенко, Гасанов, Аливердиева, 2018; с. 219-225). Результаты изучения морфофизио-логических особенностей дрожжей в условиях экстремальной температуры могут быть использованы как в научных исследованиях (Kuroda, Ueda, 2017, р. 599-605; Sanfelice, Temussi, 2016, р. 4-8; López-Malo, Ouerol, Guillamon, 2013, р. 601-635; Novo, Beltran, Torija, Poblet, Rozes, Guillamón, Mas, 2003, p. 153-161; Pucci, Rooman, 2017, р. 117-128); так и для дальнейшего применения в различных биотехнологиях (Бежуашвили, Джигаури, Сиху-ралидзе, 2009, с. 87-89; Tezaki, Iwama, Kobayashi, Shiwa, Yoshikawa, Ohta, Horiuchi, Fukuda, 2017, р. 165-170; Cordova, Alper, 2018, р. 8809-8816; Ballester-Tomás, Randez-Gil, Pérez-Torrado, Prieto, 2015, p. 100-107; Muñoz-Bernal, Deery, Rodríguez, Cantoral, Howard, Feret, Natera, Lilley, Fernández-Acero, 2016; р. 576-592; Ortiz-Tovar, Pérez-Torrado, Adam, Barrio, Ouero, 2018; р. 12-19).

Теоретическое обоснование

В настоящее время актуальны научные исследования и разработки пищевых биотехнологий с использованием биохимически активных штаммов, устойчивых к тепловому воздействию, этанолу, экстремальным значениям рН, высоким концентрациям солей и окислительному стрессу. Известно, что большинство используемых в промышленности дрожжей являются полипло-

идами. Ранее установлено, что тетраплоидный штамм S. cerevisiae Y-503, полученный в результате лазерного воздействия, и его дочерний гаплоид Б. cerevisiae DAW-3а характеризуются устойчивостью к критическим значениям солей и рН; обнаружена зависимость толерантности штаммов от их плоидности. Планируется дальнейшее изучение влияния различных стресс - факторов, в том числе, экстремальной температуры, на особенности метаболизма дрожжей Бас^аготусез, представляющих интерес для применения в биотехнологических процессах.

Цель исследования

Сравнительное изучение морфологических особенностей клеток и гигантских колоний штаммов - тетраплоида Б. ceгevisiae У-503 и гаплоида Б. ceгevisiae DAW-3а в условиях влияния широкого диапазона температуры.

Задачи исследования

• Исследование влияния низкой температуры на морфологические параметры клеток и гигантских колоний Б. ceгevisiae У-503 и Б. ceгevisiae DAW-3a;

• сравнительное изучение морфологических особенностей клеток и гигантских колоний штаммов различной плоидности в условиях оптимальной температуры после холодовой адаптации;

• исследование влияния оптимальной и повышенной температуры на морфологические параметры клеток и гигантских колоний Б. ceгevisiae У-503 и DAW-3a

Объекты и методы исследования

Объектами исследований являлись штаммы Б. ceгevisiae У-503 и Б. ceгevisiae DAW-3a, хранящиеся в коллекции лаборатории биохимии и биотехнологии ПИБР ДФИЦ РАН. Штамм У-503 получен в результате лазерного воздействия на промышленный штамм 73 в Прикаспийском институте биологических ресурсов ДФИЦ РАН (Абрамов, 1987), DAW-3a является потомком линии штамма У-503. Принадлежность штаммов У-503 (гетерозиготный тетраплоид) и DAW-3а (гетероталличный гаплоид) к таксону Б. ceгevisiae была подтверждена с помощью молекулярно-генетических методов (Аливердиева, Мамаев, Лагутина, 2009, с. 578).

Исходным материалом служили 3-х суточные культуры дрожжей, выращенные в пробирках на

среде YPD. Гигантские колонии дрожжей выращивались на твердой среде YPD, содержащей глюкозу (D-глюкоза) - 2,0% (Merk, Германия), пептон -0,5% (BD, США), дрожжевой экстракт - 0,5% (BD, США) и агар-агар - 2,5% (Difco, Нидерланды), для коррекции кислотности среды использовали 1N НС1 (Россия). Культивирование проводилось при температуре +4°, +30° и +37 °С, pH 4,5 на чашках Петри в течение трех и двадцати суток. Морфология клеток колоний (способ вегетативного размножения, форма, величина клеток) изучалась с использованием светового микроскопа. Для определения морфологического типа колоний основным критерием служила совокупность стандартных признаков: структуры, поверхности, профиля, края, формы, размеров, цвета. В работе использовались приборы: инкубатор микробиологический BINDER BF 115 (Германия), бокс ламинарный ВЛ-12 1000 (Россия), микроскоп СХ21 (Olympus, Япония), автоклав Tuttnauer 2540 (Израиль), весы аналитические DV215CD (Ohaus Discovery, Швейцария), шкаф сушильный SNOL 67/350 (Utenos, Литва), pH - метр Анион 4100 (Анион, Россия).

Статистическую обработку результатов проводили методом малой выборки, с вычислением средних арифметических значений и среднестатистических ошибок.

Результаты и их обсуждение

В результате исследования процесса адаптации дрожжей к различным значениям температуры - пониженной +4 °С и повышенной +37 °С (оптимальной для роста клеток дрожжей считается температура +28 - +30 °С) обнаружены морфологические изменения гигантских колоний и образующих их клеток. 3-х суточные культуры дрожжей, выращенные в пробирках на среде YPD, служили в качестве исходного материала. Клетки тетраплоида Y-503 в основном имели овальную (до 60%), овально-округлую (25%) и удлиненную форму (до 15%). Округлая форма являлась доминирующей для гаплоида DAW-3a (85%), клетки округло-овальной, овальной и яйцеобразной формы составляли 15%. Наши результаты исследований подтверждаются литературными данными, так как известно, что форма дрожжей зависит от плоидности; благодаря строению цитоскелета полиплоидные клетки являются более эллиптическими (Zadrag-Tecza, Kwolek-Mirek, Alabrudzinska, Skoneczna, 2018, p. 4). Средний размер клеток Y-503 - 9х11 ± 0,4 мкм, DAW-3a - 6х6 ± 0,3 мкм.

В обоих вариантах обнаружены почкующиеся клетки, крупные вакуоли, зернистая цитоплазма, подтверждающая присутствие запасных питательных веществ.

Ранее было установлено, что оптимальным для роста клеток и колоний являлось значение рН 4,5 среды при 30 °С (Исламмагомедова, Хали-лова, Котенко, Гасанов, Аливердиева, 2018, с. 221). Отмечается, что в данных условиях клетки имели характерные для исследуемых штаммов формы: Y-503 - овальную (70%), овально-округлую (20%), удлиненную (до 10%); DAW-3a - в основном округлую (до 90%). Средний размер клеток Y-503 составлял 9х11 ± 0,4 мкм, DAW-3a - 6х6 ± 0,3 мкм.

В условиях пониженной температуры процессы жизнедеятельности дрожжей резко замедляются, что отразилось на параметрах клетки. Для DAW-3a характерно сохранение сферической формы (до 90%), для Y-503 адаптация к низкой температуре сопровождалась изменением формы - клетки становились более округлыми: овально-округлые (50%), овальные (40%), округлые (до 10%), удлиненные (единицы). Размер клеток также несколько уменьшался: в среднем 8х9 ± 0,4 мкм (У-503), 5х5 ± 0,3 мкм (DAW-3a) (Рисунок 1).

Обнаружено, что выращенные при температуре 30 °С колонии обоих штаммов имели округлую, в виде цветка форму; радиально исчерченную поверхность; плоский, со слегка выпуклым центром профиль; пастообразную структуру и светло-бежевый цвет (Рисунок 2). При этом наблюдалось различие в размерах - колонии тетраплоида У-503 были больше в 1,27 раза по сравнению с гаплоидом DAW-3a.

Колонии У-503 и DAW-3a, выращенные при температуре 4 °С, не отличались и имели неправильную форму, пастообразную структуру, светло-бежевый цвет и размеры 0,016 см2. Известно, что наибольшее ингибирующее влияние низкой температуры характерно для начальной стадии культивирования дрожжей. При данной температуре дрожжевые клетки впадают в состояние анабиоза (Косив, Березовская, Паляница, Панькив, Харандюк, 2014, с. 79-83). Несмотря на специфические реакции исследуемых штаммов, результаты показали, что при 4 °С не наблюдалось преимущества тетраплоида У-503.

В хлебопекарной промышленности температурный интервал от 0 до +4 °С является оптимальным для хранения свежих прессованных дрожжей. В винодельческих процессах холодный

S. cerevisiae DAW-3a S. cerevisiae Y-503

исходные дрожжи

+4 °С

+30 °С

Рисунок 1. Влияние температуры +4о и +30 °С на морфологические параметры клеток Б. ceгevisiae DAW-3a и Б. ceгevisiae У-503 (3 суток).

S. cerevisiae DAW-3a

S. cerevisiae Y-503

+30 °С

Рисунок 2. Влияние температуры +4 °С и +30 °С на морфологические параметры гигантских колоний Б. ceгevisiae DAW-3a и Б. ceгevisiae У-503 (3 суток).

шок может вызвать быстрый и высокодинамичный стресс-ответ, а длительное воздействие приводит к установлению физиологического состояния клетки, в котором регуляторные механизмы, такие как экспрессия генов, полностью адаптируются к условиям среды (L6pez-Malo, Оиего1, Guillamon, 2013, р. 601-635).

Способность клетки к восстановлению жизненной активности после низкотемпературного стресса находит применение в пищевых биотехнологиях. При смене температуры от +4 °С к +30 °С проявляется свойство терморезистентности штаммов, позволяющее в переходных условиях в течение нескольких периодов удвоения численности клеток сохранять повышенную скорость генерации, что обусловлено адаптивной активностью хемиосмотической системы дрожжей, приобретенной в процессе эволюции (Калюжин, 2011, с. 141). В условиях нашего эксперимента штаммы У-503 и DAW-3a, неактивные при температуре +4°С, восстанавливают свою жизнеспособность при +30 °С. Установлено, что после холодовой адаптации и культивирования в течение двадцати суток при +30 °С клетки DAW-3a имели характерную для них округлую форму, У-503 - в основном овальную (60%) и овально-округлую (30%), округлые и удлиненные клетки составляли 10%. Средний размер клеток У-503 - 8х10 ± 0,4 мкм, DAW-3a - 6х6 ± 0,3 мкм. Гигантские колонии У-503 и DAW-3a имели округлую, в виде цветка форму; радиально исчерченную поверхность; плоский, с выпуклым центром профиль; пастообразную структуру, бежевый цвет с легкой розовинкой в центре, одинаковые размеры -1,45 см2 (Рисунок 3).

Установлено, что при температуре 37 °С (культивирование в течение двадцати суток) штаммы У-503 и DAW-3а проявили достаточную устойчивость к гипертермии. В условиях повышенной температуры для DAW-3а характерна округлая форма клеток. У-503 отличался разнообразием:

S. cerevisiae DAW-3a

большинство клеток имело овально-округлую форму, 25% - округлую, до 15% - удлиненную, характерную только для данного штамма. Установлено варьирование размеров клеток дрожжей, при этом средний размер клеток У-503 составлял 8х10 ± 0,4 мкм, DAW-3a - 7х7 ± 0,3 мкм. По сравнению с вариантом при 30 °С обнаружено, что клетки DAW-3a несколько увеличены, что находит отражение в литературе (Жук, Степченкова, Павлов, Инге-Вечтомов, 2016, с. 936-946). Выявлено наличие зернистой цитоплазмы, липидных включений. С увеличением температуры колонии обоих штаммов приобретали округло-овальную форму в виде цветка; сохранялись достаточно плоский профиль, радиально исчерченная поверхность и структура. Цвет колоний У-503 не менялся; колонии DAW-3а приобретали розоватый оттенок. Размеры колоний были практически одинаковыми - 2,27 см2, преимущества тетраплоида У-503 в условиях повышенной температуры не наблюдалось (Рисунок 4).

Колонии исследуемых дрожжей, выращенные в течение двадцати суток, при температуре +4 °С не отличались и имели размеры 0,016 см2, при +30 °С колонии штамма У-503 были больше в 1,3 раза по сравнению с DAW-3a.

Результаты сравнительного анализа морфо-физиологических параметров У-503 и DAW-3a в зависимости от температуры и плоидности показали, что преимущество тетраплоида У-503 наблюдалось в оптимальных условиях. В условиях повышенной и низкой температуры штаммы одинаково реагировали на стресс (Рисунок 5).

Выводы

В результате исследования влияния температурного стресса выявлено изменение морфологических свойств дрожжей Saccharomyces,

S. cerevisiae Y-503

Рисунок 3. Влияние температуры 30 °С после холодовой адаптации (3-е суток при 4 °С) на морфологические параметры гигантских колоний S. cerevisiae DAW-3a и S. cerevisiae У-503 (20 суток).

S. cerevisiae DAW-3a S. cerevisiae Y-503

а)

б)

Рисунок 4. Влияние температуры 37 °С на морфологические параметры клеток (а) и гигантских колоний (б) S. cerevisiae DAW-3a и S. cerevisiae У-503 (20 суток).

сч 8 2 8 о

's 7 1

И 6 ч I 1

! 5 1 _

1 4 1

^ 3 1 1

1 А/

■ ^ м И 1 ш

f 1

и а б в г □ DAW-3a .Y-503 Тещкратура

Рисунок 5. Изменение размеров гигантских колоний S. cerevisiae DAW-3a и & cerevisiae У-503 (20 суток) в зависимости от температуры: 4 °С (а), 30 °С после 3-х суточной холодовой адаптации при 4 °С (б), 30 °С (в), 37 °С (г).

связанных с функциональным состоянием и плоидностью штаммов.

Процесс адаптации к широкому диапазону температуры для тетраплоида S. cerevisiae Y-503 сопровождался изменением формы клеток, для клеток гаплоидного штамма S. cerevisiae DAW-3a было характерно сохранение сферической формы.

В клетках обоих штаммов обнаружено накопление запасных питательных веществ, показана их способность к восстановлению жизненной активности после низкотемпературного стресса.

В условиях экстремальной температуры обнаружено изменение формы и размеров колоний обоих штаммов.

Сравнительный анализ морфофизиологических параметров гигантских колоний показал, что в оптимальных условиях колонии S. cerevisiae Y-503 отличались более крупными размерами, при повышенной и низкой температуре штаммы одинаково реагировали на стресс.

Дальнейшее изучение механизмов адаптации близкородственных штаммов дрожжей, отличающихся плоидностью, к различным видам стресса представляет интерес для фундаментальных исследований и биотехнологического применения.

Литература

Бирюкова Е.Н., Меденцев А.Г., Аринбасарова А.Ю., Акименко В.К. Адаптация дрожжей Yаrrowia lipolytica к тепловому воздействию // Микробиология. 2007. Т. 76. № 2. С. 184-190. doi: 10.1134/S0026261707020051 Аливердиева Д.А., Мамаев Д.В., Лагутина Л.С. Транспорт сукцината в клетки Saccharomyces cerevisiae после продолжительной холодовой преинкубации // Прикладная биохимия и микробиология. 2009. № 45(5). С. 577-585. doi: 10.1134/S0003683809050111 Аринбасарова А.Ю., Бирюкова Е.Н., Меденцев А.Г. Антистрессовые системы дрожжей Yarrowia lipolytica (Обзор) // Прикладная биохимия и микробиология. 2015. № 51(2). С. 122-131. doi: 10.7868/S0555109915020026 Бежуашвили М., Джигаури Г., Сихуралидзе Т. Накопление высших спиртов в естественно-розовых виноматериалах, приготовленных из сорта винограда Асуретули шави // Виноградарство и виноделие. 2009. Т. 39. С. 87-89.

Исламмагомедова Э.А., Халилова Э.А., Котенко С.Ц., Гасанов Р.З., Аливердиева Д.А. Влияние экстремальных значений рН на морфологические особенности дрожжей Saccharomyces cerevisiae // Известия Самарского научного центра Российской академии наук. Общая биология. 2018. Т. 20. № 5(2). С. 219-225. Аринбасарова А.Ю., Бирюкова Е.Н., Меденцев А.Г., Сорокин В.В., Сузина Н.Е. Изменение ультраструктуры клеток Yаrrowia lipolytica в стрессовых условиях // Микробиология. 2011. Т. 80. № 3. С. 344-348. doi: 10.1134/ S0026261711030040 Калюжин В.А. Терморезистентность у дрожжей Sacchаromyces cerevisiae // Журнал общей биологии. 2011. Т. 72. № 2. С. 140-150.

iНе можете найти то, что вам нужно? Попробуйте сервис подбора литературы.

Аливердиева Д.А., Мамаев Д.В., Лагутина Л.С., Шольц К.Ф. Особенности изменения содержания субстратов эндогенного дыхания в клетках Saccharomyces cerevisiae при низкой температуре // Биохимия. 2006. № 71(1). С. 50-58. doi: 10.1134/S0006297906010056

Жук А.С., Степченкова Е.И., Павлов Ю.И., Инге-Вечтомов С.Г. Оценка эффективности методов синхронизации клеточных делений у дрожжей Saccharomyces cerevisiae // Цитология. 2016. Т. 58. № 12. С. 936-946.

Терёшина В.М., Меморская А.С., Котлова Е.Р., Феофилова Е.П. Состав мембранных липидов и углеводов цитозоля в условиях теплового шока у Aspergillus niger // Микробиология. 2010. Т. 79. № 1. С. 45-51.

Способ получения этанола: пат. 2495936 Российская Федерация, МПК C12P 7/06. № 2012117001/10 / Халилова Э.А., Котенко С.Ц., Исламмагомедова Э.А., Аливердиева Д.А.; заявитель и патентообладатель Прикаспийский институт биологических ресурсов Дагестанского федерального исследовательского центра РАН; заявл. 26.04.2012; опубл. 20.10.2013, Бюл. № 29. 7 с.

Кэсив Р.Б., Березовская Н.И., Паляница Л.Я., Панькив Н.И., Харандюк Т.В. Удельная скорость размножения спиртовых дрожжей // Научный вестник Львовского национального университета ветеринарной медицины и биотехнологий имени С.З. Гжицкого. 2014. Т. 1. № 2-4(59). С. 79-83.

Феофилова Е.П. Торможение жизненной активности как универсальный биохимический механизм адаптации микроорганизмов к стрессовым воздействиям (обзор) // Прикладная биохимия и микробиология. 2003. Т. 39. № 1. С. 1-24.

Феофилова Е.П., Кузнецова Л.С. Участие ацильных цепей липидов в биохимической адаптации мукорового гриба Cunninghamella japónica к температуре // Прикладная биохимия и микробиология. 2008. Т. 44. № 6. С. 676-682.

Штамм дрожжей Saccharomyces cerevisiae Y-503, используемый в производстве хлебобулочных изделий: а. с. 1284998 СССР, МПК C12N 1/018. № 3881042/28-13 / Абрамов Ш.А., Котенко С.Ц., Далгатова Б.И., Маммаев А.Т., Пейсахова Д.С.; заявитель и патентообладатель Прикаспийский институт биологических ресурсов Дагестанского федерального исследовательского центра РАН; заявл. 09.04.85; опубл. 23.01.87, Бюл. № 3. 5 с.

Ortiz-Tovar G., Pérez-Torrado R., Adam A.C., Barrio E., Ouero A. A comparison of the performance of natural hybrids Saccharomyces cerevisiae x

Saccharomyces kudriavzevii at low temperatures reveals the crucial role of their S. kudriavzevii genomic contribution // Int. J. Food Microbiol. 2018. No. 274. Pp. 12-19. doi: 10.1016/j. ijfoodmicro

Muñoz-Bernal E., Deery M.J., Rodríguez M.E., Cantoral J.M., Howard J., Feret R., Natera R., Lilley K.S., Fernández-Acero F.J. Analysis of temperature-mediated changes in the wine yeast Saccharomyces bayanus var uvarum. An oenological study of how the protein content influences wine quality // Proteomics. 2016. No. 16(4). Pp. 576-92. doi: 10.1002/pmic.201500137 Reis V.R., Antonangelo A.T.B.F., Bassi A.P.G., Colombi D., Ceccato-Antonini S. Bioethanol strains of Saccharomyces cerevisiae characterized by microsatellite and stress resistance // Braz. J. Microbiol. 2017. No. 48(2). Pp. 268-274. doi. org/10.1016/j.bjm.2016.09.017 Caspeta L., Nielsen J. Thermotolerant yeast strains adapted by Laboratory evolution show trade-off at ancestral temperatures and preadaptation to other stresses // MBio. 2015. No. 6(4). Pp. 431-446. doi: 10.1128/mBio.00431-15 Zadrag-Tecza R., Kwolek-Mirek M., Alabrudzinska M., Skoneczna A. Cell size influences the reproductive potential and total lifespan of the Saccharomyces cerevisiae yeast as revealed by the analysis of polyploid strains // Oxidative medicine and cellular longevity. 2018. Pp. 1-17. https://doi. org/10.1155/2018/1898421 Novo M.T., Beltran G., Torija M.J., Poblet M., Rozès N., Guillamón J.M., Mas A. Changes in wine yeast storage carbohydrate levels during preadaptation, rehydration and low temperature fermentations // International Journal of Food Microbiology. 2003. No. 86(1-2). Pp. 153-161. doi.org/10.1016/S0168-1605(03)00253-8 Cordova L.T., Alper H.S. Production of a-linolenic acid in Yarrowia lipolytica using low-temperature fermentation // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2018. No. 102(20). Pp. 8809-8816. doi: 10.1007/s00253-018-9349-y

Redón M., Guillamón J.M., Mas A., Rozès N. Effect of growth temperature on yeast lipid composition // European Food Research and Technology. 2011. No. 232(3). Pp. 517-527. doi 10.1007/s00217-010-1415-3

Tezaki S., Iwama R., Kobayashi S., Shiwa Y., Yoshikawa H., Ohta A., Horiuchi H., Fukuda R. A12-fatty acid desaturase is involved in growth at low temperature in yeast Yarrowia lipolytica // Biochem Biophys Res Commun. 2017. No. 488(1). Pp. 165-170. doi: 10.1016/j.bbrc.2017.05.028 Zemancikova J., Kodedova M., Papouskova K., Sychrova H. Four Saccharomyces species differ in

their tolerance to various stresses though they have similar basic physiological parameters // Folia Microbiol. 2018. No. 63. Pp. 217-227. doi: org/10.1007/s12223-017-0559-y Gysler C., Niederberger P. The development of low temperature inactive (Lti) baker's yeast // Applied Microbiology and Biotechnology. 2002. No. 58(2). Pp.210-216.

Kuroda K., Ueda M. Engineering of global regulators and cell surface properties toward enhancing stress tolerance in Saccharomyces cerevisiae // J. Biosci. Bioeng. 2017. No. 124(6). Pp. 599-605. doi: 10.1016/j.jbiosc.2017.06.010 López-Malo M., Ouerol A., Guillamon J.M. Metabolomic Comparison of Saccharomyces cerevisiae and the Cryotolerant Species S. bayanus var. uvarum and S. kudriavzevii during Wine Fermentation at Low Temperature // PLOS ONE. 2013. No. 8(3). Pp. 601-635. doi.org/10.1371/ journal.pone.0060135 Borrull A., Lopez-Martínez G., Miro-Abella E., Salvado Z., Poblet M., Cordero-Otero R., Rozes N. New insights into the physiological state of Saccharomyces cerevisiae during ethanol acclimation for producing sparkling wines // Food Microbiology. 2016. No. 54. Pp. 20 - 29. Paget C.M., Schwartz J.M., Delneri D. Environmental systems biology of cold-tolerant phenotype in Saccharomyces species adapted to grow at different temperatures // Mol Ecol. 2014. No. 23(21). Pp. 5241-57. doi: 10.1111/mec.12930 Anderson C.A., Roberts S., Zhang H., Kelly C.M., Kendall A., Lee C., Gerstenberger J., Koenig A.B., Kabeche R., Gladfelter A.S. Ploidy variation in multinucleate cells changes under stress // Mol .Biol. Cell. 2015. No. 26(6). Pp. 1129-1140. doi: 10.1091/mbc.E14-09-1375 Pucci F., Rooman M. Physical and molecular bases of protein thermal stability and cold adaptation // Curr. Opin. Struct. Biol. 2017. No. 42. Pp. 117-128. doi: 10.1016/j.sbi Ruusuvuori P., Lin J., Scott A., Tan Z., Sorsa S., Kallio A., Nykter M., Yli-Harja O., Shmulevich I., Dudley A. Ouantitative analysis of colony morphology in yeast // Biotechniques. 2014. No. 56(1). Pp. 18-27. doi:10.2144/000114123 Ballester-Tomás L., Randez-Gil F., Pérez-Torrado R., Prieto J.A. Redox engineering by ectopic expression of glutamate dehydrogenase genes links NADPH availability and NADH oxidation with cold growth in Saccharomyces cerevisiae // Microbial Cell Factories. 2015. No. 14(1). Pp. 100. doi: 10.1186/s12934-015-0289-2 Sanfelice D., Temussi P.A. Cold denaturation as a tool to measure protein stability // Biophys Chem. 2016. No. 208. Pp. 4-8. doi: 10.1016/j.bpc.2015.05.007

Storchova Z. Ploidy changes and genome stability in yeast // Yeast. 2014. No. 31. Pp. 421-430. doi: 10.1002/yea.3037 Brown A.J.P., Cowen L.E., Pietro A.D., Ouinn J. Stress adaptation // Microbiol. Spectr. 2017. No. 5(4). Pp. 1-10. doi: 10.1128/microbiolspec.FUNK-0048-2016

Viana N.C., Portugal C., Cruz S.H. Morphophysiological and molecular

characterization of wild yeast isolates from industrial ethanol process // African Journal of Microbiology Research. 2017. No. 11(37). Pp. 1422-1430. doi: 10.5897/AJMR2017.8691 Zhu Y.O., Sherlock G., Petrov D.A. Whole Genome Analysis of 132 Clinical Saccharomyces cerevisiae Strains Reveals Extensive Ploidy Variation // G3: Genes|Genomes|Genetics. 2016. No. X. Pp. 1-13. doi:10.1534/g3.116.029397

doi: https://doi.org/10.36107/spfp.2020.322

Influence of Different Temperature Values on the Morphological Properties of Saccharomyces cerevisiae Yeast

Elvira A. Islammagomedova

Laboratory Biochemistry and Biotechnology of Caspian Institute of Biological Resources of DFIC RAS