CC BY
142
Известия Тульского государственного университета Естественные науки. 2012. Вып. 2. С. 201-211
Химия =
УДК 602.4:628.35:664
Устойчивость во времени ассоциаций микроорганизмов как потенциальных биораспознающих элементов для БПК-сенсоров *
В. А. Арляпов, М. А. Чепурнова
Аннотация. Изучена устойчивость во времени ассоциаций дрожжевых микроорганизмов Pichia augusta, Arxula adeninovorans, Debaryamyces hanseni, Candida baidini и бактерий Gluconobacter oxydans. Методами высева на твердую питательную среду, светового микроскопирования и методом Коха показана устойчивость во времени ассоциаций: A. adeninovorans BKM Y-2677 + P. angusta BKM Y-1397 + C. baidini Y-2356; A. adeninovorans BKM Y-2677 + P. angusta BKM Y-1397; G. oxydans 1280 + P. angusta BKM Y-2518. Ассоциация A. adeninovorans ВКМ Y-2676 + P. angusta BKM Y-2518 + D. hansenii BKM Y-2482 не стабильна и к концу исследования доминирует вид P. angusta.
Ключевые слова: ассоциация микроорганизмов, бактерии,
дрожжи, биохимическое потребление кислорода (БПК), биосенсорный анализатор, кривые роста, микроскопирование.
Введение
Биохимическое потребление кислорода (БПК) является одним из наиболее широко используемых показателей для контроля чистоты водных сред и представляет, по определению, количество кислорода, необходимое для биохимического окисления органических веществ, содержащихся в образце. Традиционная методика определения БПК требует инкубирования насыщенной кислородом пробы в течение 5, 10 или 20 суток (БПК5, БПК10 или БПК20, соответственно) [1]. Одним из экспресс-методов определения биохимического потребления кислорода (БПК) является использование биосенсорных анализаторов, основанных на применении микроорганизмов.
* Работа выполнена в рамках гранта Президента Российской Федерации для государственной поддержки молодых российских ученых — кандидатов наук, договор № 16.120.11.4341-МК, и гранта РФФИ 12-08-90805-мол_рф_нр.
Микробы способны метаболизировать широкий спектр органических соединений. Для создания биораспознающих элементов БПК-сенсоров используют либо чистые культуры микроорганизмов с определенными потребительскими свойствами (широкий спектр окисляемых субстратов, устойчивость к воздействию негативных факторов окружающей среды), либо их ассоциации (искусственные ассоциации, активный ил) [2]. Использование ассоциаций микроорганизмов позволяет существенно повысить спектр окисляемых субстратов и, соответственно, правильность определения БПК. В то же время БПК-биосенсоры на основе ассоциаций микроорганизмов могут иметь недостаточную стабильность, причиной которой является изменение состава ассоциации с течением времени [3]. БПК
— биосенсоры, основанные на сложной микробной популяции, такой как в активном иле, имеют наилучшую способность к детекции широкого спектра субстратов, однако из-за нестабильности консорциума в течение времени, такие биосенсоры дают наименее воспроизводимые результаты. Предложено несколько решений данной проблемы, как например, проведение постоянной калибровки биосенсора или использование термически-убитого препарата активного ила [4]. Однако неудобство в работе и техническая сложность заставляют отказаться от этих подходов. Для увеличения числа окисляемых субстратов, при сохранении воспроизводимости ответов биосенсора, чаще всего используют ассоциации микроорганизмов состоящие не более чем из двух или трех штаммов [5]. Это приводит к расширению субстратной специфичности и стабилизации функционирования сенсора в течение длительного периода времени.
Целью настоящей работы было изучение устойчивости во времени ассоциаций дрожжевых и бактериальных микроорганизмов как потенциальных биораспознающих элементов для БПК-сенсоров.
Материалы и методы
Объекты исследования. Объектами для создания ассоциаций служили чистые культуры дрожжей: Pichia angusta BKM Y-2518, Pichia angusta BKM Y-1397, Pichia angusta BKM Y-2559, Arxula adeninovorans ВГИ 78(6), Arxula adeninovorans Y-2677, Debaryamyces hansenii BKM Y-2482, Candida baidini Y-2356, а также бактерий Gluconobacter oxydans sbsp. industries 1280. Культуры микроорганизмов были любезно предоставлены Всероссийской коллекцией микроорганизмов Института биохимии и физиологии микроорганизмов РАН (г. Пущино Московской области).
Культивирование микроорганизмов. Клетки бактерий и дрожжей выращивали на богатой минеральной среде, содержащей: дрожжевой экстракт — 0,1 г/дм3, лейцин - 0,034 г/дм3, глицерин — 1,66 мл, микроэлементы (MnSO4, CoC12-6H2O, (NH4)6Mo7O24-4H2O, CaC12-2H2O, FeSO4-7H2O) — 0,2 мл (Sigma, США), дистиллированная вода — 200 см3. Клетки выращивали аэробно 18-20 часов при температуре 29°С, 120 об/мин.
Биомассу центрифугировали при комнатной температуре при 8000 об/мин в течение 10 минут. Центрифугат промывали 20 мМ фосфатным буфером (рН 6,8). Осевшие клетки ресуспендировали в свежей порции буфера и осаждали на центрифуге «Eppendorf» 3 минуты при 8000 об/мин. Промытую биомассу взвешивали и хранили в микропробирках при температуре +4°С.
Изучение морфологии колоний проводили путем высева чистых культур и ассоциаций микроорганизмов на твердой питательной среде (жидкая дрожжевая среда с добавлением агара). Чашки Петри с засеянными культурами культивировали в термостате при температуре 29° С в течение 10 суток. Наблюдение за ростом микроорганизмов проводили ежедневно.
Получение кривых роста микроорганизмов. Культивирование микробов проводили путём перекрывания интервалов времени, в течение которых проводилась оценка оптической плотности. Измерения оптической плотности суспензии проводили спектрофотометрическим методом на спектрофотометре СФ-103 (Аквилон, Россия) при длине волны 540 нм и толщине кюветы 1см, относительно кюветы с дистиллированной водой, каждые 2 часа в течение 2 суток. По полученным данным зависимости оптической плотности от времени была построена кривая роста клеток дрожжей и бактерий.
Изучение морфологии микроорганизмов. Чистые культуры дрожжей и бактерий и их ассоциаций изучали световым микроскопированием. Для микроскопического анализа использовали тринокуляр Биомед-6 (Биомед, Россия), общее увеличение объекта составило х1600 раз. Перед просмотром препараты фиксировали и окрашивали: клетки дрожжей
— раствором фуксина, бактериальные клетки — по Граму. Картинку фиксировали встроенным цифровым фотоаппаратом и сохраняли на компьютере.
Определение количества клеток микроорганизмов в ассоциациях высевом на плотные питательные среды (метод Коха). Метод используется для определения количества жизнеспособных клеток. Для получения изолированных колоний приготовили ряд последовательных разведений суспензий ассоциаций микроорганизмов (степень разведения —10_6). Высев суспензий проводили поверхностным способом из трех последних разведений (4 параллельных высева). Подсчет колоний проводили через 7 суток инкубации. Количество клеток в 1 мл исследуемой суспензии вычисляли по формуле:
М = а х 10n/V,
где М — количество клеток в 1 мл; а — среднее число колоний, выросших после посева из разведения; V — объем суспензии, взятый для посева, мл; 10n — коэффициент разведения.
Результаты и обсуждение
Иммобилизация клеток микроорганизмов на преобразователях различных типов позволяет создавать относительно простыми способами модели биосенсоров для оценки концентрации многих органических соединений, осуществимую в ряде случаев только с помощью длительных химических процедур анализа. Обычно БПК-биосенсоры на основе чистой культуры микроорганизма отличаются простотой изготовления и дешевизной, высокой стабильностью, чувствительностью и избирательностью, которая достигается подбором микроорганизмов, специфично реагирующих на присутствие загрязнителей среды. В литературе описаны микробные биосенсоры на основе бактерий практически всех систематических групп, дрожжей, мицелиальных грибов и др. В то же время такие биосенсоры могут показывать заниженное значение БПК из-за ограниченного спектра окисляемых субстратов одним видом микроорганизма. Стоит отметить, что дрожжи являются предпочтительным материалом для биосенсоров почти всех типов, поскольку устойчивы к негативным факторам окружающей среды и могут функционировать в распознающем элементе сенсора длительное время. Перспективно использование в биосенсорах бактерий рода Gluconobacter, так как они характеризуются широким спектром окисляемых субстратов, неполным окислением и накоплением продуктов в среде (позволяет применять электрохимические преобразователи как основу биосенсоров для обнаружения продуктов окисления), знергетически малоэффективной организацией дыхательной цепи (компенсируется их высокой интенсивностью, что является условием получения высоких значений аналитических сигналов биосенсоров).
Учитывая все вышеизложенное, нами были выбраны объекты исследования — это дрожжи, относящиеся к 4 родам (Pichia, Arxula, Debaryamyces, Candida) и бактерии рода Gluconobacter. Основными критериями подбора микроорганизмов в ассоциацию были возможность их культивирования на богатой минеральной среде при температуре 29°С, продолжительность основных фаз роста чистых культур и их субстратная специфичность. Видовую устойчивость во времени (36 суток) микроорганизмов в ассоциации изучали микроскопированием и методом Коха.
Для идентификации видов микроорганизмов в ассоциации нами была изучена морфология клеток и колоний чистых культур дрожжей и бактерий. Морфологию клеток определили с помощью светового микроскопа.
Клетки дрожжей рода Pichia имеют форму от круглых до овальных, иногда сильно вытянутые, размер от 1,5 х 1,9 мкм до 4,6 х 5,3 мкм. Наблюдалось размножение почкованием, а так же образование аск с аскоспорами.
Клетки дрожжей рода Arxula овальные или удлиненные, размер от 2,2 х 2,4 мкм до 3, 6 х 5,6 мкм. Характерно размножение почкованием.
Образуется обильный псевдомицелий и септированный мицелий. Гифы узкие, слабоветвящиеся, распадающиеся на короткие артроспоры.
Клетки дрожжей рода Debaryomyces имеют круглую или овальную форму. Размер от 2 х 2,2 мкм до 7, 2 х 8,6 мкм. Мицелий отсутствует. Характерно вегетативное размножение почкованием. Почка превращается в аск с 1-4 круглыми или слегка овальными аскоспорами. Аскоспоры обычно долго не освобождаются из аска.
Клетки дрожжей рода Candida круглые, овальные или удлиненные, иногда яйцевидные, треугольные или серповидные, размер от 2, 0 х 4, 0 мкм до 4,0 х 20,0 мкм. Характерно вегетативное размножение почкованием. Могут формировать псевдомицелий или септированный мицелий. Артроконидии не образуют.
Клетки бактерий рода Gluconobacter имеют размеры от 0, 6 х 1, 5 мкм до 0, 8 х 2, 0 мкм. По форме клетки эллипсоидальные, палочковидные и сферические, представленны в виде отдельных клеток, но обнаруживаются также в виде пар или цепочек. Относятся к грамотрицательным организмам; эндоспор не образуют.
Характерные морфологические особенности роста колоний на твердых питательных средах представлены в табл.1.
Таблица 1
Морфологические характеристики колоний микроорганизмов
Вид микроорганизма Характеристики колоний
диаметр на 5 сутки, см край профиль
A. adeninovorans ВКМ Y-2676 0,4-1,0 Зубчатый Конусовидный
A. adeninovorans BKM Y- 2677 0,5-1,2 Зубчатый Конусовидный
P. angusta BKM Y- 1397 0,2-1,0 Гладкий Выпуклый
P. angusta BKM Y-2518 0,8-1,6 Гладкий Выпуклый
C. baidini Y-2356 0,4-1,0 Зубчатый Выпуклый
D. hansenii Y-2482 0,2-0,8 Гладкий Выпуклый
G. oxydans sbsp. industries B-1280 0,1-0,3 Гладкий Плоский
Необходимо отметить, что другие изучаемые морфологические характеристики колоний были идентичны для всех видов микроорганизмов. Так, рост колоний на питательной среде у всех видов культур наблюдался
уже через 24 ч. культивирования, форма колоний была круглая; поверхность
— гладкая; цвет — кремовый; структура — однородная; консистенция — маслянистая. Анализируя полученные результаты можно отметить, что колонии A. adeninovorans легкоузнаваемы на твердой питательной среде, т.к. только они имеют конусовидный профиль, зубчатый край и достаточно быструю скорость роста. Зубчатый край колоний характерен для C. baidini. При наличии выпуклого профиля колоний и среднего роста они также могут быть идентифицированы в ассоциации.
Для анализа продолжительности основных фаз роста чистых культур были получены кривые роста исследуемых микроорганизмов. Кривые роста дрожжей и бактерий регистрировали спектрофотометрическим методом, снимая зависимость оптической плотности культуральной жидкости во времени. Хотя закон Бугера-Ламберта-Бэра, связывающий концентрацию раствора с поглощением, строго не применим для растворов, сильно рассеивающих свет, но существует линейная зависимость между поглощением света бактериальной суспензией и количеством клеток в ней в диапазоне оптической плотности примерно до 0,3. Измерение роста клеток после достижения фазы линейного роста затруднено еще и увеличением количества мертвых клеток, что, соответственно, приводит к увеличению ошибки при определении роста. Однако зависимость оптической плотности от времени достоверно показывает общий характер роста культуры микроорганизмов.
В табл.2 представлена продолжительность основных фаз роста всех исследуемых культур микроорганизмов.
Проводя сравнительный анализ кривых роста исследуемых микроорганизмов можно отметить, что дрожжи D. hansenii имеют наиболее длительную лаг-фазу (до 18 час). Для дрожжей P. angusta BKM Y-1397 и C. baidini характерна продолжительная фаза линейного роста (14 часов). Дрожжи A. adeninovorans имеют продолжительные фазы экспоненциального, линейного и замедления роста, что приводит к более позднему выходу на стационарную фазу (через 34-36 ч.). Клетки P. angusta BKM Y-2518 и G. oxydans имеют непродолжительные фазы экспоненциального и линейного роста и уже через 12-16 часов после посева достигают фазы замедленного роста, которая наиболее длительна по сравнению с другими микроорганизмами и составляет 28 и 26 часов соответственно.
Изучив литературные данные по субстратной специфичности исследуемых микроорганизмов [3, 6, 7], а также проведя сравнительный анализ продолжительности основных фаз роста культур, нами были отобраны штаммы микроорганизмов для создания ассоциаций. Ассоциации готовили смешением биомассы чистых культур микроорганизмов в соотношении 1:1. Хранили ассоциации в течение 36 суток при температуре +10°С.
В результате были созданы следующие ассоциации:
Таблица 2
Длительность фаз роста микроорганизмов
Вид микроорганизма Длительность фаз роста микроорганизмов, ч
Лаг- фаза Экспонен- циальная фаза Фаза линей- ного роста Фаза замед- ления роста Стацио- нарная фаза
Лтхпіа айепіпоюогапв ВКМ У-2676 0-13 13-17 17-25 25-36 36-50
Лгхиіа айепіпоюогапв ВКМ У-2677 0-10 10-14 14-26 26-34 34-50
РіеНіа апдивЬа ВКМ У-2559 0-10 10-13 13-25 25-34 34-50
РіеНіа апдивЬа ВКМ У-1397 0-12 12-16 16-30 30-38 38-50
РіеНіа апдивЬа ВКМ У-2518 0-8 8-10 10-12 12-22 22-50
БеЬагуотуеев Напвепіі ВКМ У-2482 0-18 18-24 24-26 26-30 30-50
Єапйійа Ьаійіпі У-2356 0-10 10-18 18-32 32-38 38-50
ЄІиеопоЬаеіет охуйапв вЬвр. Іпйивігіев В-1280 0-8 8-10 10-16 16-24 24-50
1) А. аСвпіпоуотапв ВКМ У-2677 + Р. апдивіа ВКМ У-1397+ С. ЬаіСіпі У-2356.
Сенсор на основе клеток А. айепіпоюотапв дает высокие ответы на спирты, углеводы (как простые, так и сложные), а также хорошо окисляет аминокислоты. Выявлено, что дрожжи Р. апдивіа преимущественно окисляют спирты. Дрожжи С. ЬаіСіпі хорошо окисляют сахара, некоторые спирты (этанол, изобутанол, изоамиловый спирт), альдегиды. Клетки А. асСетпоуотапв, Р. апдивЬа и С. ЬаіСіпі имеют сходные фазы роста, и через 30 часов выходят на фазу замедления роста. Для них характерно, что лаг-фаза продолжается до 10 ч, после чего клетки дружно вступают в экспоненциальную фазу, начинают активно делится, происходит быстрое накопление биомассы и продуктов метаболизма. Доминирования клеток одного вида дрожжей над другим не происходит.
2) Р. апдизіа ВКМ У-1397 + А. аСвпіпоуотапз ВКМ У-2677.
Особенности микроорганизмов, составляющих данную ассоциацию,
описаны выше. Однако в ассоциации отсутствует вид С. ЬаіСіпі У-2356. У данного вида дрожжей субстратная специфичность аналогична двум другим
видам, а форма клеток напоминает форму клеток Р. апдпв1а (круглая). Последнее обстоятельство затруднит идентификацию вида в ассоциации. Целесообразность использования первой или второй ассоциации будет определена после исследования субстратной специфичности биорецепторных элементов на их основе.
3) С. охуСапв В-1280 + Р. апдпв1а ВКМ У-2518.
Дрожжи Р. апдпв1а преимущественно окисляют спирты. Бактерии С. охуСапв хорошо окисляют простые сахара: глюкозу, галактозу, ксилозу; спирты. Сенсор на основе данного штамма дает низкие ответы на аминокислоты. Клетки штаммов С. охуСапв и Р. апдпв1а имеют сходные фазы роста, а именно: фазу адаптации (до 8 ч.), короткую фазу экспоненциального роста (до 2 ч.) и к 16 часам они уже выходят на фазу замедления роста.
4) А. аСепшоуотапв ВКМ У-2676 + Р. апдпв1а ВКМ У-2518 + В. Напвепп ВКМ У-2482.
Подбор микроорганизмов в ассоциацию производился на основе широкой субстратной специфичности видов дрожжей. Так, сенсор на основе клеток А. асСетпо'оогапв дает высокие ответы на спирты, углеводы (как простые, так и сложные), а также хорошо окисляет аминокислоты. Р. апдпв1а преимущественно окисляет спирты. Дрожжи В. Напвепп обладают широкой субстратной специфичностью, хорошо окисляют спирты, простые и сложные сахара, аминокислоты, карбоновые кислоты. Однако продолжительность основных фаз роста культур сильно отличается. Так видом, который быстро (до 8 ч.) проходит фазу адаптации, в течение 4 часов фазы экспоненциального и линейного роста является Р. апдпв1а. Самым медленно развивающимся видом является В. Напвепп (лаг-фаза продолжается до 18 ч., а экспоненциальная — до 24 ч.).
Исследование устойчивости во времени видов микроорганизмов в созданных ассоциациях проводили микроскопированием препаратов ассоциаций через каждые 7 дней в течение 36 дней.
Методом микроскопии подтвердили, что с течением времени состав трех подобранных нами ассоциаций микроорганизмов (рис. 1А, Б, Г) практически не изменился. Под микроскопом отчетливо видны клетки всех видов микроорганизмов, входящих в ассоциацию. Исключением является ассоциация А. аСепшоуотапв ВКМ У-2676 + Р. апдпв1а ВКМ У-2518 + В. Напвепп ВКМ У-2482 (рис. 1В), в которой со временем идентифицируются только клетки Р. апдпв1а (крупные клетки округлой формы). Доминирование клеток Р. апдпв1а в ассоциации связано с быстрым ростом культуры и активным протеканием процессов метаболизма. Так, лаг-фаза Р. апдпв1а составляет всего до 8 часов, тогда как у А. айетпоуотапв длительность фазы составляет до 13 ч., а у В. Напвепп — до 18 ч. Фазы экспоненциального и линейного роста клетки Р. апдпв1а проходят всего за 4 часа. В этот период они активно расходуют субстрат, делятся, а клетки других видов дрожжей в ассоциации находятся еще в лаг-фазе. К
В Г
Рис. 1. Фотографии препаратов ассоциаций микроорганизмов через 36 дней: А — G. oxydans sbsp. industries 1280 + P. augusta BKM Y-2518; Б — A. adeninovorans BKM Y-2677 + P. augusta BKM Y-1397 + С. baidini Y-2356;
В — A. adeninovorans ВКМ Y-2676 + P. angusta BKM Y-2518 + D. hansenii BKM Y-2482; Г — P. angusta BKM Y-1397 + A. adeninovorans BKM Y-2677
моменту выхода последних в фазы экспоненциального и линейного роста они вступают в конкуренцию за питательные вещества с доминирующим видом, что отражается на снижении количества митотических делений клеток. Скорее всего, именно этим обстоятельством обусловлено преобладание дрожжей P. angusta в ассоциации.
Выявление соотношения клеток разных видов микроорганизмов в ассоциациях с течением времени проводили методом Коха. Данный метод позволяет определить количество жизнеспособных клеток.
Результаты нашего исследования показали, что соотношение клеток разных видов микроорганизмов в первых трех ассоциациях с течением времени не изменилось и составило:
1) в ассоциации A. adeninovorans BKM Y-2677 + P. angusta BKM Y-1397
+ C. baidini Y-2356 — 1 : 1,8 : 1,7;
2) в ассоциации A. adeninovorans BKM Y-2677 + P. angusta BKM Y-1397
— 1 : 1,5;
3) в ассоциации G. oxydans 1280 + P. angusta BKM Y-2518 — 1 : 1,1. Соотношение видов дрожжей в четвертой ассоциации в течение всего
срока исследования представлено на рис.2.
400
350
300
250
200
150
100
50
0
Як
Í ■ ■ Il
і I Г I
Г I
ri
■ Arxula adeninovorans BKM Y- 2676
I Pichia angusta BKM Y-2518
Debaryamyces hansenii BKMY-2482
Рис. 2. Изменение количества клеток в ассоциации adeninovorans ВКМ Y-2676 + P. angusta BKM Y-2518 + D. hansenii BKM Y-2482. 1 — 1 день, 2 — 8 день, 3 — 15 день, 4 — 22 день, 5 — 29 день, 6 — 36 день
Для ассоциации A. adeninovorans BKM Y-2676 + P. angusta BKM Y-2518 + D. hansenii BKM Y-2482 соотношение числа клеток заметно изменилось со временем. Доминирующим видом является P. angusta. Это подтверждает данные микроскопии.
Таким образом, на основании продолжительности основных фаз роста чистых культур микроорганизмов и их субстратной специфичности, были составлены 4 ассоциации, как потенциально возможных биораспознающих элементов для БПК-сенсоров. Микроорганизмы, входящие в состав ассоциаций, относятся к различным систематическим группам — 4 родам дрожжей и 1 роду бактерий. Оценка устойчивости во времени показала стабильность ассоциаций: A. adeninovorans BKM Y-2677 + P. angusta BKM Y-1397 + C. baidini Y-2356; A. adeninovorans BKM Y-2677 + P. angusta BKM Y-1397; G. oxydans 1280 + P. angusta BKM Y-2518. Ассоциация A. adeninovorans BKM Y-2676 + P. angusta BKM Y-2518 + D. hansenii BKM Y-2482 не стабильна и к концу исследования доминирует вид P. angusta.
Список литературы
1. ПНД Ф 14. 1:2:3:4. 123-97. Количественный химический анализ вод. Методика выполнения измерений биохимической потребности в кислороде после п-дней инкубации (БПКполн) в поверхностных пресных, подземных (грунтовых), питьевых, сточных и очищенных сточных водах. М., 1997. 25 с.
2. Микробные биосенсоры для определения биологического потребления кислорода / О.Н. Понаморева [и др.] // Прикладная биохимия и микробиология. 2011. Т.47, №1. С.5-15.
3. Biosensor analyzer for BOD index express control on the basis of the yeast microorganisms Candida maltosa, Candida blankii, and Debaryomyces hansenii/ V. Arlyapov [et al.] // Enz. Microb. Technol. 2012. V.50, № 4-5. P.215-220.
4. Tan T.C., Lim E.W.C. Thermally killed cells of complex microbial culture for biosensor measurement of BOD of wastewater // Sens. Act. B. 2005. V.107, №2. P.546-551.
5. Suriyawattanakul L., Surareungchai W., Sritongkam P., Tanticharoen M, Kirtikara K. The use of co-immobilization of Trichosporon cutaneum and Bacillus licheni-formis for a BOD sensor / L. Suriyawattanakul [et al.] // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2002. V.59, №1. P.40-44.
6. Микробные биосенсоры для экспресс-определения БПК сточных вод предприятий пищевой промышленности / В.А. Арляпов [и др.] // Вода: Химия и Экология. 2008. №3. C.23-30.
7. Микробные биосенсоры для экспресс-определения БПК сточных вод предприятий пищевой промышленности / В.А. Арляпов [и др.] // Вода: Химия и Экология. 2008. №3. C.20-22.
Арляпов Вячеслав Алексеевич (v.a.arlyapov@gmail.com), к.х.н., доцент, кафедра химии, Тульский государственный университет.
Чепурнова Майя Александровна (chepurnovama@rambler.ru), к.б.н., доцент, кафедра биотехнологии, Тульский государственный университет.
Stability in time of associations of microorganisms as potential
elements for BOD-sensors
V. A. Arlyapov, M. A. Cheprunova
Abstract. Stability of time-association of yeast microorganism Pichia angusta, Arxula adeninovorans, Debaryamyces hanseni, Candida baidini and bacteria Glu-conobacter oxydans. Methods of sowing on solid growth medium, light microscopy and by Koch shows stability over time associations: A. adeninovorans BKM Y-2677 + P. angusta BKM Y-1397 + C. baidini Y-2356; A. adeninovorans BKM Y-2677 + P. angusta BKM Y-1397; G. oxydans 1280 + P. angusta BKM Y-2518. Association of A. adeninovorans VKM Y-2676 + P. angusta BKM Y-2518 + D. hansenii BKM Y-2482 is not stable and is dominated by the end of the study species P. angusta.
Keywords : association of microorganisms, bacteria, yeast, biochemical oxygen demand (BOD) biosensor analyzer, the growth curves, microscopy.
Arlyapov Vyacheslav (v.a.arlyapov@gmail.com), candidate of chemical sciences, assistant professor, department of chemistry, Tula State University.
Chepurnova Maya (chepurnovama@rambler.ru), candidate of biological sciences, assistant professor, department of biotechnology, Tula State University.
Поступила 23.06.2012
