CC BY
10
J
л к
О 2 Время, мин
Рис. 2. Хроматограмма равновесной паровой фазы, полученной при определении содержания диэтиламина в воде
с добавкой К2СО3 (а) и без нее (б).
1. 2 — фон паров воды; 3 — диэтиламии (0.009 г/л); I — ввод пробы: II — сигнал самописца.
пробок без прокладок, что объясняется взаимодействием диэтиламина с резиной.
С целью увеличения чувствительности анализа определяли влияние различных добавок к пробе на площадь регистрируемого пика диэтиламина. В качестве добавок использовали №С1, №ОН и К2СО3. №С1 добавляли до насыщения им исследуемого раствора, ЫаОН и К2СО3 — соответственно до 50 и 30 % их концентрации в анализируемом растворе. Полученные результаты показали увеличение концентрации диэтиламина в паровой фазе при добавлении всех изученных солей, однако наибольший эффект наблюдался при добавлении К2СО3. На рис. 2 показана хроматограмма равновесной паровой фазы воды, содержащей диэтиламин, с добавлением к пробе К2СО3 в без него. Как видно, при ис-
пользовании К2СО3 значительно (примерно в 3 раза) увеличивается площадь пика диэтила-1 мина.
Хроматограммы получали на приборе «Цвет-100» с пламенно-ионизационным детектором. Для анализа паровой фазы использовали полимерный сорбент полисорб-1, зернением 0,25— 0,5 мм, модифицированный 5 % апиезона Ь. Условия хроматографирования: колонка стеклянная набивная длиной 1 м и внутренним диаметром 3 мм, скорость газа-носителя (азота) 35 мл/мин, водорода 30 мл/мин, воздуха 300 мл/мин, температура колонки и испарителя 100 и 140°С соответственно, объем исследуемого раствора 5 мл, объем вводимой паровой фазы 1 мл. Время выхода диэтиламина 1 мин 20 с. В исследованном интервале концентраций 0,5—25 мг/л наблюдался линейный диапазон детектирования.
Количественное определение диэтиламина проводили методом абсолютной калибровки. При этом наклон калибровочной прямой зависимости площади пика от содержания диэтиламина для растворов с добавлением К2СО3 был более крутым, чем без него, что также повышало чувствительность анализа.
Минимально определяемая предложенным методом концентрация диэтиламина в воде 0,5 мг/л. Относительная ошибка опыта при определении диэтиламина в интервале концентраций 0,5—5 мг/л составляет 5—10 %.
Метод был использован для изучения кинетики и условий превращения диэтиламина в ди-этилнитрозамин в модельных водоемах.
Литература. 1. Андерсон А. А., Шиманская М. В.— Ж. аналит. химии, 1980, т. 35, № 1, с. 171—186.
2. Березкин В. Г., Татаринский В. С. Газохроматографиче-ские методы анализа примесей. М., 1970.
3. Дмитриев М. Г., Китросский Н. А. — Гиг. и сан., 1969, № 10, с. 69—74.
4. Другое Ю. С., Березкин В. Г. Газохроматографический анализ загрязненного воздуха. М., 1981.
5. Хахенберг X., Шмидт А. Газохроматографический анализ равновесной паровой фазы. М., 1979.
Поступила 07.06.83
УДК 614.777:674.М»
А В Ставский, И. В. Бврдникова, Л. И. Бушнева, Ю. М. Шарлот
УСОВЕРШЕНСТВОВАНИЕ МЕТОДА ОПРЕДЕЛЕНИЯ АММОНИФИЦИРУЮЩИХ БАКТЕРИЙ В ВОДЕ ВОДОЕМОВ
Куйбышевский НИИ гигиены
Среди широкого круга проблем, связанных с загрязнением воды водоемов, важное место занимает изучение процессов бактериального самоочищения, при оценке которых применяются различные физические, химические, гидрологические и микробиологические методы. Одним из показателей нормального течения процессов бактериального самоочищения водоема является содер-
жание в воде аммонифицирующих и нитрифицирующих бактерий.
Методически определение аммонифицирующих бактерий осуществляется следующим образом: 1 мл нативной воды и ее разведений засевают в мясо-пептонный бульон или пептонную воду. Под герметично закрытые пробки вставляют индикаторные бумажки (лакмусовые или с реактивом
Крупа) для качественного определения образо-£ вавшегося аммиака. Инкубация посевов осуществляется при 20—22 °С в течение 10—15 сут. Контроль результатов проводится по изменению цвета индикатора (при положительном результате лакмусовая бумажка синеет, бумажка с реактивом Крупа краснеет). Серьезными недостатками данной методики являются ее относительно низкая чувствительность и трудоемкость: незначительное изменение цвета лакмусовой бумажки трудно улавливается глазом, а герметизация пробирок требует затрат времени.
Для повышения точности результатов и облегчения работы предлагается использовать в качестве индикатора стандартный реактив Нессле-ра.
В данной работе для проведения экспериментов использовали нативную волжскую воду, а также водопроводную воду с добавлением культуры аммонификаторов. 1 мл исследуемой воды вносили в пробирку с пептонной водой, а затем из полученной смеси готовили серийные разведения от 1 : 100 до 1 : 100 000 000. Контролем служила чистая пептонная вода. Результаты опыта показали, что добавление в каждую пробирку 0,5 мл реактива Несслера дает качественную реакцию на присутствие в жидкой питательной среде аммиака, что свидетельствует о наличии в пробе аммонифицирующих бактерий. Точность & метода повышается за счет четкого изменения цвета среды, которое хорошо улавливается визуально в присутствии реактива Несслера в сравнении с контролем.
В ходе эксперимента изучена возможность сокращения времени исследований. При добавлении реактива на 4-е сутки эксперимента среда становится интенсивно желтого цвета, который к 7—8-му дню приобретает оранжево-желтый оттенок, что и принималось во внимание при учете титра аммонификаторов. Интенсивность окраски и титр бактерий на протяжении оставшегося времени наблюдения (до 15 сут) не изменялись. Цвет лакмусовой бумажки при традиционном методе начинал изменяться только через 6—
7 дней и достигал максимума к 14—15-м суткам. Следовательно, при предлагаемой модификации срок наблюдений сокращается с 15 дней до
8 сут.
Сравнивая результаты определений в открытых и герметично закрытых пробирках, мы пришли к выводу, что между ними нет существенных различий. Следовательно, при определении аммонификаторов нет необходимости в герметизации.
Таким образом, проведенное экспериментальное исследование дает полное основание считать, что метод определения аммонифицирующих бактерий в модифицированном варианте более точен и менее трудоемок по сравнению с методом, описанным в методических указаниях1 и нримененяемым до настоящего времени.
Поступила 28.11.83
1 Методические указания по салитарно-6а«териологическому и вирусологическому контролю за использованием городских сточных вод на полях орошения. Киев, 1967.
УДК 614.71:615.9.015.4:618.33-092.9
Н. Н. Говорунова, Н. В. Гринь
О ВОЗМОЖНОСТИ ИСПОЛЬЗОВАНИЯ СТРОФАНТИНА ПРИ РЕГИСТРАЦИИ ЭЛЕКТРОКАРДИОГРАММЫ
Донецкий медицинский институт им. М. Горького
При разработке гигиенических регламентов вредных веществ обязательным элементом сани-тарно-токсикологических исследований является изучение отдаленных последствий воздействия химических соединений на организм, включая эмбриотоксический эффект.
В связи с тем что целый ряд вредных веществ оказывает кардиотоксическое действие, возникает необходимость проведения экспериментального исследования их влияния на потомство.
Данные литературы об электрической активности сердца эмбрионов белых крыс, пренатально подвергавшихся воздействию токсического агента, немногочисленны, что, по-видимому, связано с определенными трудностями при регистрации * и расшифровке ЭКГ плодов (быстро наступающая асфиксия, редкие комплексы и низковольтные зубцы электрокардиографической кривой).
С целью преодоления указанных трудностей мы перед снятием ЭКГ рекомендуем воздействовать на эмбрионы белых крыс сердечным глико-зидом — строфантином. Как показали наши исследования, качество ЭКГ при этом значительно улучшается. Кроме того, воздействие строфантина на плод можно рассматривать как функциональную нагрузку, позволяющую выявить скрытые патологические изменения сердечной деятельности.
При записи ЭКГ эмбрионов белых крыс у кардиографа «Малыш» мы заменили штыри кабеля отведения, предназначенные для снятия ЭКГ человека, на игольчатые электроды. Исследования проводили на 21-й день беременности самок белых крыс, когда эмбриогенез в основном закончен. Плод извлекали из рогов матки материнского организма и регистрировали у него ЭКГ.
