CC BY
13
Крупа) для качественного определения образо-£ вавшегося аммиака. Инкубация посевов осуществляется при 20—22 °С в течение 10—15 сут. Контроль результатов проводится по изменению цвета индикатора (при положительном результате лакмусовая бумажка синеет, бумажка с реактивом Крупа краснеет). Серьезными недостатками данной методики являются ее относительно низкая чувствительность и трудоемкость: незначительное изменение цвета лакмусовой бумажки трудно улавливается глазом, а герметизация пробирок требует затрат времени.
Для повышения точности результатов и облегчения работы предлагается использовать в качестве индикатора стандартный реактив Нессле-ра.
В данной работе для проведения экспериментов использовали нативную волжскую воду, а также водопроводную воду с добавлением культуры аммонификаторов. 1 мл исследуемой воды вносили в пробирку с пептонной водой, а затем из полученной смеси готовили серийные разведения от 1 : 100 до 1 : 100 000 000. Контролем служила чистая пептонная вода. Результаты опыта показали, что добавление в каждую пробирку 0,5 мл реактива Несслера дает качественную реакцию на присутствие в жидкой питательной среде аммиака, что свидетельствует о наличии в пробе аммонифицирующих бактерий. Точность & метода повышается за счет четкого изменения цвета среды, которое хорошо улавливается визуально в присутствии реактива Несслера в сравнении с контролем.
В ходе эксперимента изучена возможность сокращения времени исследований. При добавлении реактива на 4-е сутки эксперимента среда становится интенсивно желтого цвета, который к 7—8-му дню приобретает оранжево-желтый оттенок, что и принималось во внимание при учете титра аммонификаторов. Интенсивность окраски и титр бактерий на протяжении оставшегося времени наблюдения (до 15 сут) не изменялись. Цвет лакмусовой бумажки при традиционном методе начинал изменяться только через 6—
7 дней и достигал максимума к 14—15-м суткам. Следовательно, при предлагаемой модификации срок наблюдений сокращается с 15 дней до
8 сут.
Сравнивая результаты определений в открытых и герметично закрытых пробирках, мы пришли к выводу, что между ними нет существенных различий. Следовательно, при определении аммонификаторов нет необходимости в герметизации.
Таким образом, проведенное экспериментальное исследование дает полное основание считать, что метод определения аммонифицирующих бактерий в модифицированном варианте более точен и менее трудоемок по сравнению с методом, описанным в методических указаниях1 и нримененяемым до настоящего времени.
Поступила 28.11.83
1 Методические указания по салитарно-6а«териологическому и вирусологическому контролю за использованием городских сточных вод на полях орошения. Киев, 1967.
УДК 614.71:615.9.015.4:618.33-092.9
Н. Н. Говорунова, Н. В. Гринь
О ВОЗМОЖНОСТИ ИСПОЛЬЗОВАНИЯ СТРОФАНТИНА ПРИ РЕГИСТРАЦИИ ЭЛЕКТРОКАРДИОГРАММЫ
Донецкий медицинский институт им. М. Горького
При разработке гигиенических регламентов вредных веществ обязательным элементом сани-тарно-токсикологических исследований является изучение отдаленных последствий воздействия химических соединений на организм, включая эмбриотоксический эффект.
В связи с тем что целый ряд вредных веществ оказывает кардиотоксическое действие, возникает необходимость проведения экспериментального исследования их влияния на потомство.
Данные литературы об электрической активности сердца эмбрионов белых крыс, пренатально подвергавшихся воздействию токсического агента, немногочисленны, что, по-видимому, связано с определенными трудностями при регистрации * и расшифровке ЭКГ плодов (быстро наступающая асфиксия, редкие комплексы и низковольтные зубцы электрокардиографической кривой).
С целью преодоления указанных трудностей мы перед снятием ЭКГ рекомендуем воздействовать на эмбрионы белых крыс сердечным глико-зидом — строфантином. Как показали наши исследования, качество ЭКГ при этом значительно улучшается. Кроме того, воздействие строфантина на плод можно рассматривать как функциональную нагрузку, позволяющую выявить скрытые патологические изменения сердечной деятельности.
При записи ЭКГ эмбрионов белых крыс у кардиографа «Малыш» мы заменили штыри кабеля отведения, предназначенные для снятия ЭКГ человека, на игольчатые электроды. Исследования проводили на 21-й день беременности самок белых крыс, когда эмбриогенез в основном закончен. Плод извлекали из рогов матки материнского организма и регистрировали у него ЭКГ.
Затем этот плод опускали в чашки Петри, предварительно заполненную подогретой до 37 °С дистиллированной водой (45 мл) с добавлением 1 капли 0,05 % строфантина и через 30 с вторично регистрировали ЭКГ. Указанным способом можно снять ЭКГ у 2—3 плодов от каждой самки при условии, что все действия экспериментатора будут четкими и быстрыми.
На ЭКГ эмбрионов, подвергавшихся строфан-тиновой нагрузке, отмечалось значительное (на 50—250 %) увеличение вольтажа зубцов Р, Т, 5, комплекса (¿ДБ по сравнению с исходными данными, что позволяло без затруднений н вспомогательных средств измерить электрические циклы сердца плодов.
Следует отметить, что ряд исследователей [1, 2] снимали ЭКГ эмбрионов белых крыс после внутрибрюшинного введения им прозерина, но
при этом были зафиксированы только изменения длительности интервалов Р—Q, Q—Т и R—R * при неизменной высоте ее зубцов.
Проникновение же строфантина через кожный покров плодов белых крыс обусловливало увеличение всех зубцов и интервалов ЭКГ.
Таким образом, применение строфантина при регистрации ЭКГ эмбрионов белых крыс позволяет улучшить качество записи, а следовательно, и расшифровки электрических циклов сердца, выявить скрытые патологические изменения, установить их гигиеническую значимость и дать более четкую токсикологическую характеристику изучаемых веществ.
Литература. I. Попова О. А., Перетолчина Н. М,—
Гиг. и сан., 1976, № 2, с. 109—111. 2. Силаев А. Л, —Там же, 1974, № 8, с. 63—65.
Поступила 23.09.83
УДК 613.632.4-074:66.028
A. J1. Перцовский, В. И. Синицына
СПОСОБ ДОЗИРОВАНИЯ МИКРОКОЛИЧЕСТВ ПАРОВ ЛЕТУЧИХ
ВЕЩЕСТВ
Белорусский научно-исследовательский санитарно-гигиенический институт, Минск
В литературе описан целый ряд методов приготовления микроконцентраций паров летучих веществ [1—4]. Однако эти методы часто требуют сравнительно сложного оборудования, не всегда обеспечивают точность определения количества дозируемого вещества, мало пригодны либо совершенно непригодны для точного дозирования смеси летучих веществ или летучих веществ, находящихся в твердом агрегатном состоянии.
Мы предлагаем способ дозирования микроколичеств паров летучих веществ, заключающийся в следующем. Точный объем (обычно 2—3 мкл) чистого эталонного вещества (или смеси веществ) либо раствора эталонного вещества в подходящей нелетучей жидкости вводят микрошприцем в переднюю часть капилляра (внутренним диаметром 0,5—0,8 мм), постепенно расширяющегося к противоположному концу в виде пипетки 1 (см. рисунок). Широкую часть пипетки присоединяют при необходимости, например, к поглотительному устройству 2 (ловушка с сорбентом, поглотительный сосуд). При прохождении воздуха через капилляр внесенная жидкость растекается по внутренней поверхности капилляра
Воздух
Схема устройства для получения микроконцентраций па-роз летучих веществ.
Объяснение в тексте.
тонкой пленкой, обеспечивая диффузию летучего вещества с поверхности пленки в поток проходящего воздуха. Если эталонное вещество имеет высокую температуру кипения и сравнительно небольшую летучесть, его можно помешать в капилляр в чистом виде. Легколетучие жидкости и вещества в твердом агрегатном состоянии помещают в капилляр в виде раствора соответствующей нелетучей жидкости, из пленки которой при пропускании через капилляр воздуха происходит диффузия эталонного вещества в воздушный поток. После прохождения определенного количества воздуха капилляр через широкую часть пипетки промывают точным объемом подходящего растворителя. Остатки эталонного вещества при этом вымываются растворителем, и полученный раствор анализируют, например, метолом газовой хроматографии. Результаты анализа сравнивают с результатами подобного анализа такого же объема эталонного вещества или его раствора, разбавленного таким же объемом используемого растворителя. Количество вещества, продиффундировавшего в поток воздуха (X), вычисляют по формуле:
X = С —О,,
где (7 — количество эталонного вещества, введенного в капилляр; — количество эталонного вещества, оставшегося в капилляре.
Например, для изучения поглотительной способности этилового спирта по отношению к микропримесям камфоры в воздухе готовят раствор
