CC BY
269
УДК 579.66.663.18
С. М. Шинкарев, А. Я. Самуйленко, Л. А. Неминущая, Т.А. Скотникова, И. В. Павленко, Г. Н. Рубцова, А. В. Канарский, Л. А. Мингазова
СОВЕРШЕНСТВОВАНИЕ МИКРОБИОЛОГИЧЕСКОГО СИНТЕЗА МОЛОЧНОЙ КИСЛОТЫ
Ключевые слова: молочной кислоты, осмотолерантные штаммы бактерий, режим культивирования, послеферментацион-
ная обработка.
Авторами научно обоснована стратегия повышения экономической эффективности процесса получения молочной кислоты за счёт подбора осмотолерантных штаммов бактерий-продуцентов молочной кислоты и разработки технологических процессов культивирования, обеспечивающих интенсивный и стабильный синтез молочной кислоты. Экспериментально обоснован выбор штамма лактобактерий-продуцентов молочной кислоты. Разработан режим культивирования бактерий в реакторе и процесс послеферментационной обработки полученного полупродукта молочной кислоты.
Keywords: suckling acid, osmotolerant stamms of bacteria, mode of cultivation, post-enzymatic treatment.
Strategy of increase of economic efficiency of process of receipt of suckling acid is scientifically reasonable authors due to the selection of osmotolerant stamms of bacteria-producers of suckling acid and development of technological processes of cultivation, providing the intensive and stable synthesis of suckling acid. The choice of stamm of Lactobacillus bacteria-producers of suckling acid is experimentally reasonable. The mode of cultivation of bacteria in a reactor and process of post-enzymatic treatment of got intermediate product of suckling acid are worked out.
Введение
В настоящее время многочисленные исследования отечественных и зарубежных учёных направлены на совершенствование методов биосинтеза молочной кислоты (МК) и поиск условий, при которых достигаются наибольшие значения определяемых технико-экономических показателей [1,2].
Важным направлением работ по оптимизации производства молочной кислоты является изучение биологических свойств бактерий штаммов - продуцентов молочнокислого брожения, селекция активных гомоферментативных молочнокислых бактерий, оптимизация параметров управления процессом биосинтеза. Также важным является изучение и оптимизация условий роста отобранных культур микроорганизмов и эффективности процесса кисло-тообразования. Посредством таких факторов как источники азота и углерода, рН, температура, способ культивирования возможно влиять на титр культуры-продуцента молочной кислоты и её продуктивность.
Перспективно использование в качестве продуцента МК кокковых форм молочнокислых бактерий, способных расти при повышенной температуре. Среди кокковых форм молочнокислых бактерий имеются термофильные и термотолерантные культуры. Однако, сведений об использовании кокковых форм термотолерантных и термофильных молочнокислых бактерий для производства молочной кислоты, по данным литературы, не найдено [3, 4, 5].
Ограниченное применение термотолерантных молочнокислых бактерий для промышленного производства МК, по-видимому, связано с тем, что термофильные молочнокислые бактерии можно выращивать при 48-50°С, а термотолерантные молочнокислые бактерии имеют температурный оптимум роста только 40-45 Это вызывает опасения значительного загрязнения термотолерантной культуры посторонней микрофлорой.
Рядом исследователей показано, что высказываемое мнение, справедливое для палочковидных форм молочнокислых бактерий, не оправдывается для кокковых форм молочнокислых бактерий.
Из общих основ микробиологии известно, что кокковые формы бактерий растут намного быстрее палочковидных форм. Однако этот феномен в отношении молочнокислых бактерий количественно не исследовался и в технологии использования этих микроорганизмов не учитывался. Хотя на основании этого факта можно предположить, что кокковые формы молочнокислых бактерий экономически более выгодны как продуценты молочной кислоты, чем палочковидные формы.
Разрабатываемые в последнее время новые технологии микробиологического синтеза МК позволяют получать относительно чистые ее растворы при низкой себестоимости и применять их в качестве сырья для синтеза новых биоразлагаемых растворителей и полимеров, способных вытеснять многие из ныне используемых, прежде всего благодаря отсутствию их токсичности, подверженности био- и фотодеградации, совместимости с природной средой и возможности их выработки из возобновляемого сырья.
В настоящее время в промышленности обычно реализуется периодический процесс ферментации, когда на первом этапе выращивается биомасса микробного продукта, а на втором осуществляется синтез молочной кислоты при добавлении в ферментационную среду необходимого количества глюкозы (сахарозы). В таких процессах полный цикл ферментации составляет от 2 до 10 суток.
В лабораторных и промышленных условиях молочную кислоту получают из глюкозы, сахарозы, сока сорго, мелассы, смеси сахара-сырца, рафинадной патоки и свекловичной мелассы, гидрола, лактозы, гидролизатов крахмала и целлюлозосодержа-щих материалов.
Во всех известных ферментационных процессах эффективный синтез МК возможен только при рН =
5-7, что требует использования различных нейтрализующих агентов, преимущественно основных соединений кальция, вследствие чего процесс осложняется большим количеством отходов, удаление которых значительно удорожает его. Образующиеся соли МК в дальнейшем подкисляют и после дополнительных этапов очистки из реакционной массы выделяется молочная кислота высокой степени чистоты.
В процессе ферментации в качестве нейтрализующих агентов можно использовать и гидроксид натрия (образуются водорастворимые соли), что в дальнейшем позволит решить вопросы выделения и очистки кислоты с использованием мембранных технологий, что значительно сократит количество сточных вод и твёрдых отходов, однако в настоящее время такие процессы менее рентабельны.
В существующих технологиях получения МК, после синтеза микроорганизмами её нейтрализуют путём образования нерастворимой соли с оксидом или гидроксидом кальция. Полученная молочная кислота никаким образом не воздействует на микроорганизм-продуцент. При использовании электродиализа, требуется присутствие МК в виде растворимой соли. Этот аспект требует определённых изменений в технологии, а также подбора новых штаммов микрорганизмов-продуцентов и условий их культивирования.
Применение электродиализного способа выделения и очистки МК при её получении биотехнологическим способом, требует оптимизации параметров культивирования штаммов микроорганизмов-продуцентов, определения оптимальных условий не только с точки зрения жизнедеятельности продуцента, но и экономических показателей всего процесса.
Анализ литературных данных показал, что существующие технологии не обеспечивают интенсивный и стабильный синтез МК. И как сказано кроме того традиционные способы ее выделения сопровождаются накоплением большого количества отходов, переработка которых требует больших энергетических затрат и в некоторых случаях приводит к загрязнению окружающей среды. Поэтому поиск технологий концентрирования и очистки растворов МК более эффективными методами, обеспечивающими уменьшении энергоёмкости и экологизацию производства, является актуальной задачей.
Для повышения экономической эффективности получения МК необходимо повысить концентрацию кислоты или её легко диссоциирующих солей (например, лактатов натрия) за счёт:
1. Подбора осмотолерантных штаммов бактерий-продуцентов молочной кислоты;
2. Разработки технологических процессов культивирования, обеспечивающих интенсивный и стабильный синтез молочной кислоты;
3. Послеферментационной подготовки полученного полупродукта.
Материалы и методы
Объекты исследований:
- Штаммы микроорганизмов-продуцентов: Lac-tococcus lactis (коллекция ВКПМ B 2275); Lactobacillus delbrueckii (коллекция ВКПМ B 3141); Lacto-
bacillus plantarum, штамм 8РА3 (ВКПМ № В-11007); Lactobacillus acidophilus, шт. 1К (ВКПМ № В-2991).
- Опытные образцы молочной кислоты.
Материалы
Питательные среды: обезжиренное молоко (№ 6 в коллекции ВКПМ); среда №114 (Бактопептон -10,0 г; мясной экстракт - 10,0 г; дрожжевой экстракт - 5,0 г; глюкоза - 20,0 г; твин 80 - 1,0 г; аммоний лимоннокислый - 2,0 г; натрий уксуснокислый - 5,0 г; MgSO4x7H2O - 0,1г; MnSO4x5H2O - 0,05г; Na2HPO4 - 2,0 г; агар - 20,0 г; вода дист. - 1,0 л; pH=6,5); среда MRS (плотная и полужидкая) для культивирования лактобактерий (НИЦ Фармакотерапии, Кат. № 054109), экспериментальные среды (подробное изложение далее по тексту).
Оборудование
Шуттель-аппарат с системой термостатирования; биореактор с автоматической системой термостати-рования (V=10 л) и управления параметрами культивирования; микроскоп биологический; аналитическое оборудование (приведены далее по тексту в разделе «Результаты исследований и обсуждение экспериментальных данных»).
Методы
Культивирование проводили в 300 мл колбах и 10-литровом ферментёре при температуре (42-45)°С без аэрации.
Титр лактобактерий определяли методом высева 10-кратных разведений на плотной питательной среде (по ГОСТ Р 54065-2014 «Средства лекарственные для животных пробиотические. Методы определения пробиотических микроорганизмов»).
Сравнительную оценку осмотолерантности экспериментальных штаммов проводили культивированием на агаризованной среде Рогозы в стационарных условиях с добавлением NaCl (от 0.5 до 1 М) или глюкозы (от 0.1 до 1.7 М) или лактата натрия (от 0.1 до 1.25 М) и инкубировали при 37°С. Осмо-толерантность штаммов молочнокислых бактерий оценивали по титру лактобактерий.
Количество МК определяли титрованием 0,1 N гидроокисью натрия в неводных растворах (изопро-пиловом спирте). Потенциометрический анализ основан на титровании до обнаружения точки, при которой потенциал не меняется при дальнейшем добавлении щелочи. Диапазон скачка потенциала для свободной молочной кислоты от 80 до 180 мВ. Разность потенциалов измеряли с помощью электрода ЭСЛК-01.7.
Скорость роста культуры лактококков определяли для стадии экспоненциального роста по отдельным участкам кривой накопления биомассы.
Выбор штамма лактобактерий-продуцентов МК (из коллекции ВКПМ)
Одним из перспективных направлений создания высокоэффективного процесса получения оптически активной молочной кислоты является разработка комплексной технологии культивирования лактобактерий с дальнейшим выделением МК на биполярных электродиализных мембранах. Преимущество процесса состоит в том, что, в отличие от используемых способов, кислота выделяется напря-
мую из культуральной жидкости без дополнительных химических реакций. В свою очередь, процесс выделения МК электродиализным способом, предъявляет высокие требования к составу питательной среды (отсутствие других кислот), а также осмо- и электротолерантности микроорганизма-продуцента. В существующих способах производства МК она нейтрализуется в культуральной среде оксидами или гидроксидами кальция с образованием нерастворимой соли лактата кальция. Для прямого выделения МК в процессе культивирования необходим синтез какой-либо соли МК с высоким градиентом диссоциации (например, лактат натрия). При этом, большинство бактерий штаммов-продуцентов МК погибают в условиях высокой осмоляльности.
Для решения этой задачи был произведён поиск новых штаммов микроорганизмов-продуцентов, которые устойчивы к высоким концентрациям солей и способны осуществлять синтез МК в аэробных условиях с получением дополнительной энергии при окислении кислородом.
В связи с этим, оценка осмотолерантности возможных штаммов лактобактерий-продуцентов молочной кислоты представляет определённый интерес. Известно также, что резистентность к повышенной осмоляльности среды может коррелировать с такими проявлениями экстремотолерантности, как устойчивость к повышенной кислотности, токсическим формам кислорода, резким перепадам температур и др.
Важным фактором при выборе штамма является возможность его культивирования в условиях повышенной температуры, чтобы не допустить развития посторонней микрофлоры. В этом случае осуществление процесса не требует специального соблюдения условий стерильности, кроме того способность кокковых форм молочнокислых бактерий расти при повышенной температуре намного быстрее палочковидных форм.
На основании современных подходов к биотехнологическим способам получения МК, из коллекции ВКПМ для дальнейших исследований отобраны следующие штаммы-продуценты: Lactococcus lactis (коллекция ВКПМ B 2275); Lactobacillus Delbrueckii (коллекция ВКПМ B 3141); Lactobacillus plantarum, штамм 8РА3 (ВКПМ № В-11007); Lactobacillus acidophilus,, шт. 1К (ВКПМ № В-2991) [5].
Кислотообразующая способность бактерий является важным фактором при выборе штаммов мик-рорганизмов-продуцентов МК. Поэтому для отбора наиболее перспективного штамма-продуцента, изучена кислотообразующая способность трёх штаммов молочнокислых бактерий: Lactococcus lactis, Lacto-bacillus delbrueckii (ВКПМ № B 3141); Lactobacillus acidophilus, шт. 1К (ВКПМ № В-2991) и динамика накопления молочной кислоты.
Каждую культуру засевали в колбы с 200 мл жидкой среды MRS с добавлением 5% дрожжевого экстракта и 12,5 г глюкозы, рН 6,1. Инокулятом служила 10%-ная 20-часовая культура. Источником углерода в среде являются глюкоза/сахароза, источником азота - дрожжевой экстракт.
Эксперименты показали, что наиболее значительное снижение показателей рН и наиболее высокое накопление молочной кислоты отмечено при росте культуры Lactococcus lactis: рН снижается в течение 48 часов до 3,1, а накопление МК увеличивается до 22,3 г/л. Особенно выражен процесс кис-лотообразования в первые 6 часов роста культур. Далее изменение уровня рН было уже менее выражено.
В ходе исследований определена осмотолерант-ность лактобактерий Lactococcus lactis (коллекция ВКПМ B 2275); Lactobacillus Delbrueckii (коллекция ВКПМ B 3141); Lactobacillus plantarum, штамм 8РА3 (ВКПМ № В-11007); Lactobacillus acidophilus, шт. 1К (ВКПМ № В-2991).
Как показал анализ, исследуемые молочнокислые бактерии проявляли умеренную солеустойчи-вость к концентрациям хлорида натрия в питательной среде. Их рост и развитие, за исключением наименее микроорганизмов устойчивого штамма 1К Lactobacillus acidophilus, оказались возможными при 0,5 М NaCI. Вместе с тем, повышение концентрации NaCI до 1 М в составе питательной среды останавливало рост всех испытуемых штаммов. Установлен эффект NaCI-толерантности для ряда штаммов молочнокислых бактерий (в пределах от 0,5 М - 1,3 М).
Наиболее толерантными штаммами оказались Lactococcus lactis (коллекция ВКПМ B 2275) и Lactobacillus plantarum, которые способны к росту при всех испытанных концентрациях питательной среды с глюкозой, включая 1,7 М.
Приведённая повышенная концентрация глюкозы останавливала рост Lactobacillus Delbrueckii (коллекция ВКПМ B 3141), устойчивого к концентрациям глюкозы в питательной среде до 1,1 М. В случае штамма 1К Lactobacillus acidophilus отмечали рост микроорганизмов при самой низкой концентрации глюкозы (0,1 М).
Аналогичные исследования проведены в отношении устойчивости бактерий-продуцентов МК к повышенным концентрациям лактата натрия. Этот показатель важен, поскольку только при высоких концентрациях соли использование электродиализного способа выделения МК экономически обосновано. Исследован рост бактерий при различных концентрациях лактата натрия.
Установлено, что штамм Lactococcus lactis (ВКПМ №B 2275) устойчив к повышенным концентрациям солей МК, при 0,1 М - 8 х 1011; 0,5 М - 2 х 1011, а при 1,0 М - 3 х106
Таким образом, для дальнейшей работы в качестве штамма-продуцента МК выбран Lactococcus lactis (коллекция ВКПМ B 2275), поскольку его микроорганизмы характеризуются высокой кислотообразующей способностью и осмотолерантно-стью.
1. Разработка условий культивирования лакто-бактерий (в колбах)
Проведено 14 опытов по определению условий культивирования штамма.
1) Получение посевной серии (Master-seed, MS) из штамма Lactococcus lactis (ВКПМ № B 2275).
На среде МРС-2 получали 1-й и 2-й пассажи бактерий. Культивирование проводили в пробирках и колбах засевными дозами 10, 20 и 30% от объёма среды на шуттель-аппарате при температуре (42-45)°С и начальном перемешивании (1,3 часа при 100 об/мин) в течение 22 часов. Проводили измерение рН и микроскопирование проб. В первом и втором пассажах получена чистая культура кокков (диплококки и короткие цепочки), причём концентрация бактерий была одинаковой для всех засевных доз, что позволило в дальнейшем использовать засевную дозу 10% от объёма среды; рН в исходном материале - 11,2; в пассажах - 4,5.
2) Для культивирования бактерий с целью накопления МК предложена среда НС-1 следующего состава:
• дрожжевой экстракт - 2%;
• глюкоза - 6%;
• фосфат калия двузамещённого - 1%.
Классическая среда культивирования (MRS) может быть заменена на среду, в состав которой входят (в определённых концентрациях) сахар, дрожжевой экстракт и фосфат калия двузамещённый (роль которого, по мнению литературных источников, очень важна в обеспечении отсутствия посторонней микрофлоры при культивировании);
В качестве стимулятора роста бактерий испытана культуральная жидкость (КЖ) гриба Fusarium sam-bucinum: в пределах концентраций (0,1-1,0)% стимулирующее действие не установлено. Использование культуральной жидкости высшего гриба Fusarium sambucinum не показало достоверного влияния на процесс культивирования лактобактерий исследуемого нами штамма.
Сравнительные исследования ростовых свойств сред НС-1 и МРС-2 показали, что они приблизительно одинаковы. Таким образом, среду МРС использовали для разгонки бактерий, а для дальнейшего поддержания - среду НС-1.
Экспериментально показано, что для культивирования можно использовать нестерильную среду НС-1, однако посевную серию (PS) необходимо готовить в асептических условиях.
2. Разработка режима культивирования бактерий в реакторе
Условия культивирования в ферментере
Заполняемость ферментёра составляла 7 дм3 (70% от общего объёма), посевная доза - 10% (от объёма питательной среды) культуры 1-го или 2-го пассажа. Температура культивирования - 40 - 45°С. Длительность культивирования - 48 часов. Через 12 часов после начала процесса осуществляли корректировку раствором бикарбоната или гидроксида натрия - поддерживали рН среды в процессе культивирования на оптимуме для лактококков - 5,6 -5,8.
Выбранная температура (40 -45 0С) оптимальна для термофильных молочнокислых бактерий и находится далеко за пределами температурного оптимума для большинства других микроорганизмов. Это обеспечивает сохранение культуры молочнокислых бактерий в естественно чистом состоянии в течение всего процесса культивирования.
В процессе культивирования необходимо поддерживать рН на уровне 5,0-5,2, чтобы обеспечить необходимую динамику выработки молочной кислоты
Показана возможность замены в составе среды НС-1 глюкозы на сахарозу (как более доступный компонент) - среда НС-2: концентрация бактерий для сред НС-1 и НС-2 составила 4,5*10" КОЕ/мл и 5Дх10п КОЕ/мл, соответственно. Лактобактерии во всех чашках были представлены в виде отдельных колоний, цепочек не наблюдали, посторонняя микрофлора отсутствовала.
Разработаны специальные питательные среды, существенно увеличивающие осмотолерантность кокковых форм молочнокислых бактерий. В классический состав среды (глюкоза, экстракт дрожжей, фосфатный буфер) были добавлены гликолят алюминия (среда №1), эфир двузамещённого глицерина и гликолевой кислоты (среда №2), а также соединения сурьмы (среда №3). В опытах использовались как гликолят, так и лактат сурьмы, которые в эксперименте показали схожие свойства по увеличению осмотолерантности лактобактерий. Предположительно, эти добавки позволяют увеличить осмотическое сопротивление мембраны микробной клетки и повысить концентрацию лактатов в культуральной среде.
Исследовано влияние добавок (в концентрациях 0,2% и 0,5%) на динамику рН, концентрации МК (табл. 1) и лактата натрия в процессе культивирования лактококков (табл. 2).
В питательную среду необходимо добавлять гликолят алюминия, эфир двузамещённого глицерина и гликолевой кислоты, и соединения сурьмы в концентрации 0,2-0,5% для повышения осмотоле-рантности микроорганизмов-продуцентов.
Количество посторонней микрофлоры зависит от концентрации фосфатов (исследуемый интервал - от 0,5 до 2%), что связано со способностью вырабатывать биоцины.
Таким образом, показано, что концентрация лак-тата натрия, который может быть накоплен в куль-туральной среде без вреда для бактерий-продуцентов, значительно превосходит концентрацию чистой МК (до 50%), а в пересчёте на лактат-ион - до 32%. Использование добавок, повышающих осмотолерантность бактерий, позволяет накапливать высокие концентрации лактата, что положительно сказывается на экономических показателях процесса выделения и очистки МК на электродиализных мембранах.
Процесс культивирования лактобактерий в биореакторе для получения молочной кислоты описывается следующим образом.
В качестве продуцента МК использовали лакто-кокки Lactococcus lactis (коллекция ВКПМ В 2275). Культивирование проводили в ферментёрах в нестерильных условиях, при этом питательная среда в процесс подаётся предварительно стерилизованная холодным методом путём фильтрации через мембрану с размером пор 0,22 мкм. Нейтрализацию МК в процессе её наработки проводили гидроокисью натрия. Лактат натрия является водорастворимой
солью, в отличие от лактата кальция, и не приводит к образованию нерастворимых хлопьев, которые в классическом процессе биосинтеза МК существенно снижают скорость реакции. После достижения концентрации лактата натрия 5% и более, ферментаци-
онная среда частично выводится из реактора с добавлением питательной среды в том же объёме. Для нейтрализации МК при микробиологическом синтезе в дальнейшем используется гидроокись натрия.
Таблица 1 - Влияние добавок на динамику рН и концентрации МК в процессе культивирования лакто-коккова
Время культивирования (час) Номер среды
1* 2* 3*
Концентрация добавки, (г/л)
0,2 0,5 0,2 0,5 0,2 0,5
рН ю рН ю рН ю рН ю рН ю рН ю
6 3,71 26,8 3,63 27,6 3,82 25,2 3,77 26,4 3,47 29,0 3,68 27,2
12 3,57 28,0 3,48 29,1 3,64 27,3 3,60 27,8 3,42 30,2 3,59 28,0
24 3,41 30,3 3,35 30,6 3,52 28,0 3,44 30,0 3,37 30,5 3,51 28,4
48 2,88 31,9 2,86 33,0 3,01 31,8 3,07 31,7 3,05 31,7 3,21 31,2
Таблица 2 - Влияние добавок на динамику лактата натрия в процессе культивирования лактококков
Время культивирования (час) Концентрация лактата натрия (г/л)
Номер среды
1* 2* 3*
Концентрация добавки, (%)
0,2 0,5 0,2 0,5 0,2 0,5
6 26,3 30,8 22,4 22,07 30,6 32,4
12 28,3 37,4 23,0 28,2 38,7 41,0
24 29,1 40,6 22,9 29,1 40,8 44,5
48 29,2 40,8 23,1 29,2 42,0 44,9
Использование в качестве нейтрализующего агента гидроксида натрия, благодаря образованию водорастворимых солей, позволяет решить вопросы концентрирования, выделения и очистки МК с использованием более эффективных современных методов (например, мембранных технологий). Это обеспечит уменьшение энергоёмкости производства, сокращение числа технологических стадий, а также его экологизацию за счёт значительного сокращения количества сточных вод и твёрдых отходов.
3. Разработка процесса послеферментацион-ной обработки полученного полупродукта МК
Ещё одним немаловажным аспектом непрерывного культивирования лактобактерий и получений МК является устойчивость микроорганизмов-продуцентов к процедуре отделения их от культу-ральной среды (сепарирования). Обычно для сепарирования используются проточные центрифуги или декантер. В лабораторных условиях мы пользовались периодическим методом отделения микроорганизмов, т.е. использовали непроточную центрифугу.
Экспериментально определено количество циклов культивирования, которое можно осуществить без снижения продуцирующей способности посевного материала. Проведено 20 циклов и показано, что после 10-го цикла продуцирующая способность посевного материала существенно снижается.
ество сепара-
Рис. 1 - Влияние количества сепараций на выживаемость микроорганизмов
Заключение
В ходе выполненной работы определены параметры биотехнологического процесса культивирования молочной кислоты, требующие изменения для перехода на технологию электродиализного выделения и очистки МК.
В ходе выполненных экспериментов эти параметры были оптимизированы, отработан состав добавок, улучшающих выход целевого продукта (стимуляторы осмотолерантности), а также определён режим многократного использования микроорганизма-продуцента.
Литература
1. Самуйленко А.Я., Гринь С.А., Еремец В.И., Шинкарев С.М., Неминущая Л.А., Скотникова Т.А., Лермонтов С.А., Зимагулова Л.А., Галиева А.Р. Вестник технол. ун-та. Т. 20. № 1, с. 162-166. (2017).
2. Самуйленко А.Я., Еремец В.И., Гринь С.А., Шинкарев С.М., Неминущая Л.А., Скотникова Т.А., Лермонтов С.А., Канарский А.В., Мингазова Л.А. Вестник технол. ун-та. Т.20. №4, с. 123-126. (2017).
3. Дворецкий Д.С., Зюзина О.В., Маркин И.В., Козодаева М.В., Устинская Я.В. Вестник технол. ун-та. Т.20. №8, с.126-130. (2017).
4. Бурмасова М.А., Милюхина А.К., МубаракшинаГ.Ш., Утебаева, А. А., Сысоева М.А. Вестник технол. ун-та. Т.20. №8, с.152-154. (2017).
5. Шинкарев С.М. Ветеринария и кормление. № 6, с.41-42. (2014)
6. ВКПМ - Всероссийская Коллекция Промышленных Микроорганизмов [Электронный ресурс].- режим доступа: http://www.genetika.ru, свободный
© С. М. Шинкарев - к.б.н., зав. отделом конструирования биопрепаратов ФГБНУ ВНИТИБП; А.Я. Самуйленко - академик РАН, д.в.н., профессор, директор ФГБНУ «Всероссийский научно-исследовательский и технологический институт биологической промышленности» (ВНИТИБП), [email protected]; Л. А. Неминущая - д. б. н., доцент, вед. научн. сотрудник отдела обеспечения качества лекарственных средств для ветеринарии ФГБНУ ВНИТИБП, [email protected]; Т. А. Скотникова -д. б. н., доцент, вед. научн. сотрудник отдела обеспечения качества лекарственных средств для ветеринарии ФГБНУ ВНИТИБП, [email protected]; И. В. Павленко - доктор технических наук, в.н.с. отдела противобактерийных препаратов ФГБНУ ВНИТИБП, [email protected]; Г. Н. Рубцова - зав. лабораторией отдела конструирования биопрепаратов ФГБНУ ВНИТИБП, [email protected]; А. В. Канарский - проф., д.т.н., каф. пищевой биотехнологии, КНИТУ, [email protected]; Л. А. Мингазова - аспирант той же кафедры,zleisan1 @mail.ru.
© C. M. Shinkarev - PhD, Head. design department biologies FGBNU VNITIBP, [email protected]; A. I Samujlenko - Academician of Russian Academy of Sciences, Doctor of Veterinary, professor, director FGBNU "All-Russian Scientific Research and Technological Institute of Biological Industry" (VNITIBP), [email protected]; L. A. Neminuschiy - d. b. Sc., Associate Professor, the Vedas. Scien. at the Department to ensure the quality of medicinal products for veterinary FGBNU VNITIBP, [email protected]; T. A. Skotnikova - d. b. Sc., Associate Professor, the Vedas. Scien. at the Department to ensure the quality of medicinal products for veterinary FGBNU VNITIBP, [email protected]; I V. Pavlenko - d. t. Sc., the Vedas. Scien at the employee of department prote-obacteria drugs of FGBNU VNITIBP, [email protected]; G.N. Rubtsova- head.the laboratory of the Department of design of biolog-ics FGBNU VNITIBP, [email protected]; A. V. Kanarskiy - Dr. Sci. (Tech.), Prof., Department of Food Biotechnology, KNRTU, [email protected]; L. A. Mingazova - Ph.D. Student, Department of food engineering in small enterprises, KNRTU, [email protected].
Все статьи номера поступили в редакцию журнала в период с 01.07.17. по 20.09.17.
