CC BY
0
Химия растительного сырья. 2024. №1. С. 260-275. Khimiya rastitel'nogo syr'ya, 2024, no. 1, pp. 260-275.
DOI: 10.14258/j cprm.20240113178
УДК 664.022.3:582.628-147(571.6):001.8
СМОРОДИНА ДУШИСТАЯ RIBES FRAGRANS PALLAS: СВЕРХКРИТИЧЕСКАЯ СО2-ЭКСТРАКЦИЯ И ТАНДЕМНАЯ МАСС-СПЕКТРОМЕТРИЯ
© М.П. Разгонова1*, А.Ш. Сабитов1, Ю.Н. Зинченко1, Т.А. Сенотрусова1, Н.Г. Ли1, Е.А. Витомскова2, К.С. Голохваст3
1 Дальневосточная опытная станция - филиал Всероссийского института генетических ресурсов растений имени Н.И. Вавилова, ул. Вавилова, 9, Владивосток, 690024, Россия, m.razgonova@vir.nw.ru
2 Магаданский НИИ СХ - филиал Всероссийского института генетических ресурсов растений имени Н.И. Вавилова, ул. Пролетарская, 17, Магадан, 685000, Россия
3 Сибирский федеральный научный центр агробиотехнологий РАН, ул. Центральная, 2б, Краснообск, 630501, Россия
Сверхкритическая флюидная С02-экстракция была использована для получения биоактивных веществ из листьев и ветвей смородины душистой Ribes fragrans Pallas. Для оценки процесса сверхкритической С02-экстракции изучались экстрактивные показатели при различных параметрах давления и температуры: диапазон давления - 100-300 бар, с используемым объемом сорастворителя этанола в количестве 2.5% в жидкой фазе при температуре в диапазоне 31-70 °С. Наиболее эффективные условия экстракции были установлены при параметрах давления 200 бар и температуре 55 °С для листьев R. fragrans. Сверхкритический СО2-экстракт листьев R. fragrans содержит различные полифе-нольные соединения и соединения других химических групп, обладающих ценной биологической активностью.
В данном исследовании впервые изучен компонентный состав сверхкритических экстрактов вегетативных частей растительного вещества R. fragrans. Для обнаружения целевых аналитов применяли тандемную масс-спектромет-рию (ВЭЖХ-ESI - ионная ловушка). Реализован четырехступенчатый режим ионного разделения. Сверхкритическая флюидная технология показала свою эффективность в отношении извлечения широкого спектра биологически активных веществ листьев R. fragrans. В экстрактах R. fragrans идентифицировано 79 различных биологически активных соединений. В роду Ribes впервые идентифицировано 21 химическое соединение из группы полифенолов и 12 химических соединений из других химических групп, ранее не упоминавшиеся в научной литературе относительно рода Ribes.
Ключевые слова: смородина, Ribes fragrans, сверхкритическая флюидная С02-экстракция, тандемная масс-спек-трометрия, полифенолы.
Для цитирования: Разгонова М.П., Сабитов А.Ш., Зинченко Ю.Н., Сенотрусова Т.А., Ли Н.Г., Витомскова Е.А., Голохваст К.С. Смородина душистая Ribes fragrans Pallas: сверхкритическая С02-экстракция и тандемная масс-спек-трометрия // Химия растительного сырья. 2024. №1. С. 260-275. DOI: 10.14258/jcprm.20240113178.
Введение
В данной работе впервые проведено исследование состава вторичных метаболитов экстрактов Ribes fragrans Pallas, рода Ribes, семейства Grossulariaceae, полученных по технологии сверхкритической жидкости (СКФ). Виды рода Ribes сгруппированы по Бергеру в восемь подродов [1], из которых наибольшую практическую и селекционную ценность имеют четыре: Eucoreosma Jancz. - черная смородина, Ribesia (Berl.) Jancz. - красная смородина, Symphocalyx Berl. - смородина золотистая, Calobotrya Spach - декоративная смородина.
R. fragrans широко распространена на Дальнем Востоке в зоне Сихотэ-Алинского высокогорного пояса, хребта Джугджур, на Колыме, в Приамурье, на территории Восточной Сибири и Северо-Восточной Монголии (рис. 1). Растет на скалистых участках, обычно населяет субальпийский пояс горных районов,
* Автор, с которым следует вести переписку.
встречается в кедровых и лиственничных лесах. Растение оправдывает свое название: его листья содержат смолы и эфирные масла, а потому гораздо более ароматны, чем листья черной смородины, что и повлияло на выбор названия этого вида (рис. 2). Листья похожи по форме на лист черной смородины, но более округлые и меньшего размера с загнутыми вниз краями. Высота растения - не более 50-70 см [2, 3]. Этот вид считается древним и очень слабоинтродуцирован в среду культурных растений [4].
Стратегии метаболомики растений основаны на двух аналитических технологиях; а именно масс-спек-трометрии (МС) и ядерном магнитном резонансе (ЯМР). Однако подходы, основанные на ЯМР, уступают подходам, основанным на МС, из-за меньшего количества соединений, которые можно разделить, учитывая его относительно более низкую чувствительность. Несмотря на непрерывный прогресс в технологии МС, изучение метаболома растений является серьезной проблемой в исследованиях метаболомики растений.
В настоящее время можно измерить только несколько тысяч метаболитов (@14000), в то время как в царстве растений ожидается от 200000 до одного миллиона метаболитов, и анализ зависит от концентрации. Однако трудно предсказать полную степень метаболома растения, потому что в отличие от транскриптома и протеома он не зависит от генома. Кроме того, из-за широкого динамического диапазона концентраций растительных метаболитов и высокого химического разнообразия ни одна аналитическая технология не может охватить весь растительный метаболом, поэтому для анализа часто используются различные методы экстракции и комбинация дополнительных аналитических инструментальных технологий.
Рис. 2. А - Соцветия R. fragrans Pall.; Б - Ягоды R. fragrans Pall. (Фото Е. Витомсковой)
В данном исследовании для получения эффективного извлечения биологически активных веществ использовали сверхкритическую СО2-экстракцию образцов R. fragrans. Традиционно применяемые методы получения биологически активных веществ из растений для дальнейшего приготовления фармацевтических субстанций, такие как распылительная сушка, выпаривание растворителя и струйное измельчение, обычно требуют использования больших количеств растворителя, а часто и технологических стадий, требующих много времени и энергозатрат для удаления остаточного растворителя из продукта [5]. Дополнительными проблемами являются использование высоких температур, сложный контроль размера частиц и распределения частиц по размерам.
Хотя традиционные методы экстракции, такие как метод Сокслета, дистилляция и мацерация, являются достаточно эффективными методами экстракции биологически активных соединений, оборудование, используемое в этих методах, имеет свои особенности. Для экстракции биоактивных соединений из растительных тканей следует использовать соответствующий метод экстракции, который сочетает в себе качество продукта, эффективность процесса, производственные затраты и экологически приемлемые методы. Применение инновационных методов экстракции в пищевой и биотехнологической промышленности широко исследовалось из-за растущих ожиданий потребителей в отношении более экологичных вариантов, не использующих в экстракционном процессе опасные химические вещества, а также из-за интереса промышленности к устойчивым, нетоксичным методам экстракции. Инновационные технологии, такие как высокое гидростатическое давление, ультразвук, импульсное электрическое поле, сверхкритическая жидкостная экстракция и другие, все больше вытесняют традиционные методы экстракции [6]. Используемые в настоящее время современные технологии экстракции могут привести к увеличению производительности экстракции за счет сокращения экстракционного времени, улучшения качества продукции и минимизации негативного влияния на окружающую среду. Все больше исследователей сосредотачиваются на использовании этих методов экстракции в их сочетании. Данные подходы дополняют друг друга, предлагают больше преимуществ и имеют перспективный экстракционный потенциал.
Технология СКФ (сверхкритические флюиды) является новым и перспективным направлением в фармацевтических разработках и относится к околокритической области, т.е. относительно близкой к критической точке системы, в которой флюиды обладают свойствами подобными жидкости, такими как высокая плотность, и газообразными свойствами, такие как низкая вязкость и высокая диффузионная способность. Эти свойства довольно резко меняются при небольших изменениях давления и/или температуры, что позволяет обеспечить гибкость процесса и производить продукцию с разными характеристиками. Сверхкритический диоксид углерода (scCO2) выбирается в большинстве применений из-за его относительно низких критических условий (Tc = 31 °C). Он также нетоксичен, негорюч и недорог. Эти свойства делают scCO2 особенно привлекательным в фармацевтической промышленности, поскольку переработку лабильных соединений можно проводить при низких температурах и в большинстве случаев без помощи органических растворителей, которые при необходимости легко удаляются из состава. В последние годы рассматривается возможность применения СКФ для получения композиций на основе липидов, полимерных композитов, а также для стерилизации биоматериалов [7]. Существуют глобальные тенденции развития экологически чистых и устойчивых технологий в пищевой промышленности из-за растущего осознания важности сохранения окружающей среды и потребительского спроса на натуральные пищевые продукты. Отвечая этим конкретным требованиям, сверхкритическая экстракция диоксидом углерода стала инновационной и многообещающей технологией для обработки пищевых ингредиентов и продуктов. За последние три десятилетия активное применение этой технологии привлекло много внимания и добилось больших успехов как на ла -бораторном, так и на промышленном уровне.
В данном исследовании коллектив авторов решил использовать технологию СКФ с использованием различных температур и давлений для наиболее эффективного получения комплекса биологически активных веществ. Мы предположили, что полярный органический сорастворитель этанол может быть использован для лучшего разделения биологически активных веществ R. fragrans. Как правило, сверхкритическая экстракция наиболее успешна при использовании вместе с основным растворителем CO2, сорастворителя этанола или метанола. Имеющихся на сегодняшний день данных по составу растительных метаболитов Ribes fragrans Pallas в научной литературе не приведено.
В связи с этим цель данного исследования - разработка оптимальной методики сверхкритической CO2-экстракции и идентификация полученных СКФ CO2-экстрактов биоактивных веществ R. fragrans методом тандемной масс-спектрометрии.
СМОРОДИНА ДУШИСТАЯ RIBES FRAGRANS PALLAS: СВЕРХКРИТИЧЕСКАЯ СО2-ЭКСТРАКЦИЯ.
263
Экспериментальная часть
Объекты. Листья и стебли R. fragrans были собраны во время экспедиционных работ в Магаданской области, Россия (N 59°33'49" E 150°48'10"). Все образцы были морфологически идентифицированы в соответствии с действующим стандартом Российской фармакопеи [8].
Химические вещества и реагенты. Ацетонитрил для ВЭЖХ (Fisher Scientific, Саутборо, Великобритания), муравьиная кислота (Sigma-Aldrich, Штайнхайм, Германия). Сверхчистую воду готовили с помощью прибора SIEMENS ULTRA clear (SIEMENS водные технологии, Германия), все остальные реагенты имели аналитическую чистоту.
Экстракция. Экспериментальные работы по сверхкритической экстракции проводились с использованием сверхкритической системы флюидной экстракции диоксидом углерода SFE-500 (Thar SCF Waters, Мил-форд, США). Опции системы включают: насос для сорастворителя (насос высокого давления Thar Waters P-50) для извлечения полярных образцов; расходомер СО2 (Siemens, Германия) для измерения количества СО2, подаваемого в систему; несколько экстракционных сосудов для увеличения производительности системы. Скорость потока составляла 10-25 мл/мин для жидкого CO2 и i.00 мл/мин для сорастворителя (96% EtOH). Листья и стебли R. fragrans измельчали до 8-10 мм, были использованы экстрагируемые образцы по 200 г растительного вещества R. fragrans. Образцы экстрагировали при температурах от 31 до 70 "С с шагом 5 "С и используемых давлениях от 50 до 300 бар с шагом 50 бар. Время экстракции отсчитывали после достижения рабочего давления и равновесного расхода, оно составило 60 мин для каждого образца.
Жидкостная хроматография. ВЭЖХ проводили с использованием ВЭЖХ Shimadzu LC-20 Prominence (Shimadzu, Киото, Япония), оснащенной УФ-датчиком и обращенно-фазовой колонкой с двуокисью кремния C18 (4.6xi50 мм, размер частиц: 2.7 |тмкм) для разделения многокомпонентных смесей. Программа градиентного элюирования двумя подвижными фазами (А - деионизированная вода; Б - ацето-нитрил с муравьиной кислотой 0.1% по объему) была следующей: 0-2 мин, 0% Б; 2-50 мин, 0-100% Б; контрольная промывка 50-60 мин 100% Б. Весь ВЭЖХ-анализ проводили с использованием УФ-видимого детектора SPD-20A (Shimadzu, Киото, Япония) при длине волны 230 нм для идентификации соединений; температура составляла 50 "С, а общая скорость потока составляла 0.25 мл/мин. Объем инъекции - i0 |iL. Кроме того, жидкостная хроматография была объединена с масс-спектрометрической ионной ловушкой для идентификации соединений.
Масс-спектрометрия. МС-анализ проводили на ионной ловушке amaZon SL (BRUKER DALTONIKS, Германия), оснащенной источником ESI в режиме отрицательных ионов. Оптимизированные параметры были получены следующим образом: температура источника ионизации - 70 "C, расход газа -
4 л/мин, распыляющий газ (распылитель) - 7.3 psi, капиллярное напряжение - 4500 В, напряжение изгиба торцевой пластины - 1500 В, фрагментарное - 280 В, энергия столкновения - 60 эВ. Ионная ловушка использовалась в диапазоне сканирования m/z 100-1.700 для МС и МС/МС. Химические компоненты идентифицировали путем сравнения их индекса удерживания, масс-спектров и масс-спектрометрической фрагментации с базой данных домашней библиотеки, созданной Группой биотехнологии, биоинженерии и пищевых систем Дальневосточного федерального университета (Россия) на основе данных других спектроскопических методов, таких как ядерный магнитный резонанс, ультрафиолетовая спектроскопия и МС, а также данные из литературы, которые постоянно обновляются и пересматриваются. Скорость захвата составляла один спектр/с для МС и два спектра/с для МС/МС. Сбор данных контролировался программным обеспечением Windows для BRUKER DALTONIKS. Реализован четырехстадийный режим разделения ионов (режим МС/МС). Все опыты повторялись трижды.
Обсуждение результатов
Образцы R. fragrans (листья и стебли) подвергали сверхкритической СО2-экстракции при различных экстракционных параметрах. Применяемое сверхкритическое давление составляло от 150 до 300 бар, а температура экстракции - от 31 до 70 "C. Образцы экстрагировали при температурах от 31 до 70 "С с шагом
5 "С и используемых давлениях от 50 до 300 бар с шагом 50 бар. Время экстракции отсчитывали после достижения рабочего давления и равновесного расхода, оно составило 60 мин для каждого образца. Сорас-творитель EtOH использовали в количестве 2.5% от общего количества растворителя. Ярко выраженный
экстремум извлечения показан на 3D графике (рис. 3). Наилучшие условия извлечения химических компонентов из листьев R. fragrans: давление 200 бар и температура 55 °C. Общий выход экстрактивных соединений, полученных в этих условиях экстракции, составил 3.9% (выход приведен в процентах от массы полученного сверхкритического СО2-экстракта. Структурную идентификацию каждого соединения проводили на основе их точной массы и фрагментации МС/МС с помощью ВЭЖХ-Б81-ионная ловушка-МС/МС.
В сверхкритических СО2-экстрактах листей R. fragrans предварительно идентифицировано 79 соединений (53 соединения полифенольной группы и 26 соединений других химических групп). Полифенолы представлены следующими химическими группами: флавоны, флавонолы, флаван-3-олы, флаваноны, фе-нольные кислоты, антоцианидины, лигнаны, кумарины. Впервые в экстрактах растительного вещества R. fragrans идентифицировано 21 соединение из группы полифенолов и 12 соединений из других химических групп. Флавоны: формононетин, акацетин, рамноцитрин, 5,7-диметоксилутеолин, эупатолитин-ди-О-гексо-зид, флавонолы: гербацетин, рамнетин I, изорамнетин, падматин, мирицетин-3-О-глюкуронид, рамнетин-ди-О-гексозид, мирицетин-О-галлоил-гексозид; флаван-3-олы (эпи)-галокатехин-3-галлат, производное (эпи)-афзелехина; флаванон гемифлоин, лигнаны: секоизоларицирезинол, диметил-секоизоларицирезинол, кумарин фраксин и др. Компоненты из других химических групп - бензофуран лолиолид; аминоалкилиндол 5-метоксидиметилтриптамин; сесквитерпеноид оксид кариофиллена; апорфиновый алкалоид анонаин и др. На рисунке 4 представлены некоторые структурные формулы впервые выявленных химических соединений полифенольного класса в экстрактах R. fragrans, ранее не упоминавшиеся относительно рода Ribes. Все идентифицированные полифенолы и другие соединения, а также молекулярные формулы и данные МС/МС для R. fragrans приведены в таблице.
На рисунках 5-7 приведены примеры расшифровки спектров (спектр диссоциации, индуцированной столкновениями (CID)) ионной хроматограммы, полученной с помощью тандемной масс-спектрометрии. Спектр ионной хроматограммы в модах положительных ионов соединения гексозид и-гидроксибензойной кислоты, идентифицированного в экстрактах R. fragrans, представлен на рисунке 5.
[M+H]- дал четыре осколочных иона с m/z 255.3, m/z 283.22, m/z 199.29 и m/z 167.17 (рис. 5). Ион-фрагмент с m/z 255.3 дал три характерных дочерних иона с m/z 227.26, m/z 199.17 и m/z 145.28. Ион-фрагмент с m/z 199.17 дал один характеристический ион с m/z 157.24. Данное соединение идентифицировано в ссылках на научную литературу в экстракте из Ribes meyeri [18], V. méridionale [20], Embelia [26]. Спектр ионной хроматограммы в модах положительных ионов химического соединения дигидрокверцетина (таксифолина), идентифицированного в экстрактах R. fragrans, показан на рисунке 6.
■ 0-0,5
■ 0,5-1
■ 1-1,5 1,5-2
■ 2-2,5
■ 2,5-3
■ 3-3,5
■ 3,5-4
БАР
Рис. 3. 3Б-график сверхкритической С02-экстракции, представляющий комплексный выход биоактивных веществ из СО2-экстрактов наземной части (листья и стебли) Я. fragrans. Комплексный выход биоактивных веществ показан соотношением мг/г исходного растительного вещества Я. fragrans, загружаемого в экстракционный сосуд
Комплексный выход БАВ (мг/г исходного вещества)
1. Формононетин
2. Рамноцитрин
он
но' ^ ^он 3. Мирицетин 3-О-глюкуронид
он
он
4. Эпигаллокатехин-З-О-галлат
*ОН ОН О 5. Падматин
ост
6. Гемифлоин
О
ОН
7. Секоизоларицирезинол 8. Фраксин
Рис. 4. Структурные формулы впервые выявленных химических соединений полифенольного класса в экстрактах Я. fragrans
Химические соединения, идентифицированные в сверхкритических СО2-экстрактах Я. fragrans в режимах положительной и отрицательной ионизации методом ВЭЖХ с ионной ловушкой-МС/МС
№ Класс соединений Идентифицированные соединения Формула Масса Ион- аддукт [M-H]- Ион-ад- дукт [M+H]+ Фрагментация МС/МС второго Фрагментация МС/МС третьего Фрагментация МС/МС четвертого порядка Источники
порядка порядка
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11
Полифенолы
Astragali radix;
Формононетин Maackia
1 Флавон [Биоханин В; фор-мононетол]* С16Н12О4 268.2641 269 231; 199 171 amurensis [9]; D. jacutense [10] L. henryl [11];
2 Флавон Апигенин [5,7-диксидрокси-2-(40гидроксифе-нил)-4Н-хромен-4-он] С15Н10О5 270.2369 271 253 224 R. meyeri [12]; L. japonica [13]; V. meridionale [14]; Мекси-
канские виды люпина [15]
3 Флавон Тригид-рокси(изо)флавон С15Н10О5 270.2369 271 215 173 Прополис [16]
Продолжение таблицы
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11
L. henryi; R.
meyeri; L. ja-
4 Флавон Лютеолин С15Н10О6 286.2363 287 153; 171 ponica; прополис [16]; Jatropha [17] Мексиканские
5 Флавон Акацетин [линари- С16Н12О5 284.2635 285 239; 203; 183; 159 168 виды люпина
генин]* 149 [15]; прополис [16]
6 Флавон Дигидрокси-ме-токси(изо)флавон С16Н12О5 284.2635 285 267; 159 223 195 Прополис [16]
Мексиканские
7 Флавон 2 '-гидроксигени-стеин* С15Н10О6 286.2363 287 205 187 159 виды люпина
[15] V. meridionale
8 Флавон Эриодиктиол [3',4',5,7- С15Н12О6 288.2522 289 271; 163 201 [14]; прополис [16]; Jatropha [17]; A. ab-
тетрагидроксифлав анон] sinthium [18];
мята [19]; Em-belia [20]
9 Флавон Рамноцитрин* Диосметин [4'-ме- С16Н12О6 300.2629 301 167; 161 133 Astragali radix; мята [19] L. japonica [13]; V. meridi-
10 Флавон тиловый эфир лю-теолина] С16Н12О6 300.2629 301 255 199 157 onale [14]; Zos-tera marina [21]
5,7-диметоксилу-теолин* S. aromaticum;
11 Флавон С17Н14О6 314.2895 315 269 251 195 Rosa rugosa
[22]
12 Флавон Диосметин-6-C-гексозид С22Н22О11 462.4035 461 298 283 255 Лимон
13 Флавон Хризоэриол С-гек- С27Н30О15 594.5181 595 577; 277 563; 199 T. aestivum L.
созид-С-пентозид Лимон; F.
14 Флавон Диосмин [Диосме-тин-7-О-рутино-зид] С28Н32О15 608.5447 609 591; 531; 355 531 487 glaucescens [23]; Grataegi Fructus
15 Флавон Эупатолитин-ди- С29Н34О18 670.5695 669 347 303 233 Artemisia
О-гексозид* absinthium [12] R. meyeri [12];
Кемпферол [3,5,7- Lю japonica
16 Флавонол тригидрокси-2-(4- С15Н10О6 286.2363 287 285; 161 270 242 [13]; V. meridi-
гидроксифенил)-4Н-хромен-4-он] onale [14]; P. sibirica; Rhus coriaria R. meyeri [12];
17 Флавонол Кверцетин Гербацетин [3,5,7,8-тетрагид- С15Н10О7 302.2357 303 285; 177 267; 185 197; 135 прополис [16]; бугенвиллия [24]
18 Флавонол рокси-2-(4-гидрок-сифенил) -4Н-хро-мен-4-он]* С15Н10О7 302.2357 303 203; 275 157 Rhodiola rosea
Дигидрокверцетин V. meridionale
19 Флавонол С15Н12О7 304.2516 305 287; 163 269 241 [14]; Camellia
(Таксифолин) kucha [25]
Продолжение таблицы
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11
20 Флавонол Рамнетин I [бета- рамноцитрин; Кверцетин 7-мети-ловый эфир]* С16Н12О7 316.2623 317 270; 177 163 145 P. sibirica; Rhus coriaria L. (Sumac) Astragali radix;
21 Флавонол Изорамнетин [изо-рамнетол; кверцетин 3'-метиловый эфир]* С16Н12О7 316.2623 317 271 253 197 прополис [16]; Embelia [20]; R. officinalis; S.
aromaticum;
Rapeseed petals [26]
22 Флавонол Кверцетин 3-О-ме-тиловый эфир С16Н12О7 316.2623 317 271; 299; 215; 177 253; 211; 197; 183; 159 211; 197; 183; 159 Прополис [16]; Jatropha [17] V. meridionale
23 Флавонол Мирицетин Падматин [7-ме- С15Н10О8 318.2351 319 273 255 199 [14]; Taraxacum officinale [27]
24 Дигидроф лавонол токси-3,3',4',5-тет-рагидроксифлава-нон]* С16Н14О7 318.2782 319 273 255; 149 199; 159 Прополис [16] Прополис [16];
25 Флавонол Кверцитрин [кверцетин 3-Ь-рамно-зид; кверцетрин] С21Н20О11 448.3769 447 301; 247; 145 283; 221 221 Embelia [20]; Grataegi Fruc-tus; Rhus coriaria; Camellia kucha [25] A. cordifolia; G. linguiforme
26 Флавонол Кемпферол-3-О-глюкуронид С21Н18О12 462.3604 463 287 213; 165 183 [33]; Rhus coriaria [36]; Euphorbia hirta [28] L. henryi [11]; R. meyeri [12];
27 Флавонол Кверцетин-3-О-глюкозид С21Н20О12 464.3763 465 303 257; 165 229 L. japonica [13]; V. meridionale [14]; V. myrtillus Bougainvillea
28 Флавонол Кверцетин-3-О-глюкуронид С21Н18О13 478.3598 479 303 257; 165 229 [24]; Euphorbia hirta [28]; V. myrtillus
29 Флавонол Мирицетин-3-О-глюкуронид* С21Н18О14 494.361 495 319 273; 165 245 Rhus coriaria; P. aculeata [29]
30 Флавонол Рамнетин-ди-О-гексозид* С28Н2О17 640.5435 641 303 285 197 Artemisia absinthium [18]
31 Флавонол Мирицетин-О-гал-лоилгексозид* С28Н24О17 632.4800 631 315 221 Rhus coriaria; рододендрон
Флаван-3-ол V. meridionale
32 (эпи) катехин С15Н14О6 290.2681 291 261; 157 173 191; 143 [14]; V. myrtil-lus
33 Флаван-3-ол Производное эпиафзелехина* С18Н16О10 392.3136 393 275 245; 175 157 Zostera marina [21]
34 Флаван-3-ол Производное (эпи)-катехина С22Н32О8 424.4847 425 291 261; 173 173 Pubchem
Продолжение таблицы
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11
Camellia kucha
35 Флаван-3-ол Эпигаллокатехин-3-галлат* С22Н18О11 458.3717 457 411 305; 261 261 [25]; F. glau-cescens [23]; рододендрон
Бутин [7,3',4'-три- Ribes meyeri [12] V. meridionale [14]; мексиканские виды лю-
36 Флаванон гидроксифлава-нон] Нарингенин [На- С15Н12О5 272.0681 273 255 185; 199 143
37 Флаванон рингетол; Нарин-генин] С15Н12О5 272.5228 273 153; 255 171 пина [15]; Syzygium aro-maticum; G. lin-guiforme [23] Andean blue-
38 Флаванон Гесперидин С16Н14О6 302.2788 303 203 157 berry [14]; Ros-marinus offici- nalis V. meridionale
39 Флаванон Дигидрокемпфе-рол [Аромаденд-рин] С15Н12О6 288.2522 289 271; 231; 177 215; 145 [14]; F. glau-cescens [23]; Camellia kucha
[25]; P. dac-tylifera
40 Флаванон Гемифлоин [на-рингенин 6-С-глю-козид] * С21Н22О10 434.3934 435 399; 345; 271; 211 363; 271; 211; 137 331; 303; 173 Jatropha [17] Ribes meyeri
41 Феноль-ная кислота гексозид и-гидрок-сибензойной кислоты С13Н16О8 300.2613 301 255; 283; 199; 167 199; 145 157 [12]; V. meridionale [14]; Em-belia [20];
Punica gran-atum
42 Гидрок-сибензой-ная кислота Эллаговая кислота [Бензоаровая кислота; Элагостазин] С14Н6О8 302.1926 303 257; 203; 165 185 R. meyeri [18]
43 Феноль-ная кислота 3-О-кофеилшики-мовая кислота [3-СБЛ] С16Н16О8 336.2934 335 317; 234 299; 234 253 Ribes meyeri [12]; Grataegi Fructus; P. dac- tylifera R. meyeri [12];
44 Феноль-ная кис- и-Кумароилхино-вая кислота С16Н18О8 338.3093 339 147 119 V. meridionale [14]; V. myrtil-
лота lus; Ribes mag-ellanicum [30] L. henryi [11]; L.
45 Феноль-ная кислота Хлорогеновая кислота [3-О-кофеил-хинная кислота] С16Н18О9 354.3087 355 273; 255; 235; 193; 149 255; 215; 161; 143 227; 199; 161; 143 japonica [13]; V. meridionale [14]; V. myrtil-lus; R. magellan-icum [30]
46 Феноль-ная кислота Криптохлорогено-вая кислота [4-О-кофеилхиновая С16Н18О9 354.3087 355 163 145 L. japonica [13]; V. myrtil-lus; R. magel-
кислота] lanicum [30]
47 Фенольная кислота Производное кофейной кислоты* С16Н18О9 Na 377.2985 377 341; 215 179 227; 199; 161; 143 Бугенвиллия [24]
48 Фенольная кислота Производное фе-руловой кислоты* С21Н20О10 432.3775 433 386 340 284; 164 Embelia [20]
Продолжение таблицы
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11
V. meridionale
[14]; R. magel-
lanicum [30]; B.
49 Антоциа-нидин Цианидин-3-О-глюкозид [Циани-дин-3-О-в-£>-глю-козид] С21Н21О11+ 449.3848 447 285 255 ilicifolia; B. em-petrifolia; R. magellanicum; R. cucullatum; M. nummalaria; G. mucronata; G. antarctica; R. geoides; [31]
50 Антоциа-нидин Дельфинидин 3-0-b -D-самбубиозид Фраксин (фраксе- С26Н29О16 597.4989 597 303 257; 165 229 B. microphylla Actinidia deliciosa [32];
51 Кумарин тин-8-О-глюко- зид)* С16Н18О10 370.3081 371 208; 165 165; 191 Rosa rugosa [22]; актинидия [33]
52 Лигнан Секоизоларицире-зинол* С20Н26О6 362.4168 361 329 285; 220 243 F. pottsii [23]; Punica gran-atum; лигнаны
53 Лигнан Диметил-секоизо-ларицирезинол * С22Н30О6 390.4700 391 372 305 287 Лигнаны
Соединения других химических групп
54 Карбоно-вая кис- Глюконовая кислота [мальтоновая С6Н12О7 196.1553 197 179; 161 161 Ribes meyeri [12]
лота кислота]
55 Бензофу-ран Лолиолид* С11Н16О3 196.2429 197 179; 135 161 133 Jatropha [17]
Camellia kucha
56 Аминокислота Ь-триптофан [триптофан; (Б)-триптофан] C11H12N2O2 204.2252 205 149 147 [25]; Rapeseed petals [26]; Euphorbia hirta [28]; Rosa acic-ularis [22]
57 Ами-ноалки-линдол сескви- 5-Метоксидимети-лтриптамин* Оксид кариофил- C13H18N2O 218.2948 219 201 159 Camellia kucha [25] Rosa davurica
58 терпе-ноид лена [кариофил-лен-альфа-оксид]* С15Н24О 220.3505 221 201; 135 145 [22]; Ledum palustre [34]
59 Омега-5 жирная кислота Миристоеиновая кислота [цис-9-тетрадекановая кислота]* С14Н26О2 226.3550 247 209 139; 127 122 Maackia amurensis [9]; F. glaucescens [23]
60 Апорфи-новый алкалоид Анонаин* С17Н15О2 265.3065 266 248 230 182 Rosa rugosa [22]
61 Омега-3 жирная кислота Стеаридоновая кислота [6,9,12,15-октадекатетраено- С18Н28О2 276.4137 277 259; 195; 163; 149 121 Jatropha [17]; G. linguiforme [23]; Rhus cori-
вая кислота]* aria
62 Омега-3 жирная кислота Жирная ТГТ/Тс ттптя с Линоленовая кис-лота(а-линолено-вая кислота; лино-ленат) Дигидроксипаль- С18Н30О2 278.4296 279 243; 195; 173; 137 131 Maackia amurensis [9]; Jatropha [17]
63 КИСЛи1а С длинной цепью митиновая кислота* С16Н32О4 288.4229 289 147; 121 121 Rhus coriaria
Окончание таблицы
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11
1-(3,4-Дигидрок- Ribes magellanicum [30]
64 сифенил)-3-(2,4,6-тригидроксифе- С15Н16О6 292.2839 293 261; 243; 191 243 173
нил)-2-пропанол
65 Омега-3 жирная кислота Омега-3 Гидроксилиноле-новая кислота Гидроксиоктаде- С18Н30О3 294.4290 295 276; 179 179 161 A. cordifolia [33] G. linguiforme;
66 жирная кислота катриеновая кислота С18Н30О3 294.4290 293 275; 195 231 F. glaucescens; F. pottsii [23]
67 оксили-пины 9,10-дигидрокси-8-оксооктадек-12-еновая кислота [оксо-БИОБЕ] С18Н32О5 328.4437 327 229; 291; 171 211 D. jacutense [10]; Taraxacum officinale
[27]; Rosa acic-ularis [22]
68 Дитерпе-ноид Гиббереллин А5 С19Н22О5 330.3750 331 285 203; 157 157 Гиббереллины
69 Циклогекса-2,4-диен-1 -карбоновая С14Н20О10 348.3026 347 303 233 233 Актинидия [33]
кислота*
70 Дитерпе- ноид Ненасы- Гиббереллин Л29 С19Н24О6 348.3903 347 303 299 257; 227 Euphorbia hirta [28]
71 щенная жирная кислота Пентакозеновая кислота Десмостерол [24- С25Н48О2 380.6474 379 303 233 231 F. glaucescens [23]
72 холеста-ноид дегидрохолесте-рин; 3бета-холеза-5,24-диен-3-ол] С22Н24О6 384.4224 385 367 349 331; 187 A. cordifolia [23]
73 Глюкоза Трегалоза (+ЕЛ аддукт) СИ2О2 Бета-ситостенон [стигмаст-4-эн-3-один]* С13Н24О13 388.3219 387 341 179 Pubchem
74 Стерол Жирная С29Н48О 412.6908 413 354; 191 298 255; 140 F. herrerae [23]; Termi-nalia laxiflora [35]
75 кислота с длинной цепью Продукт нонакозановая кислота С29Н58О2 438.7696 439 393 344 C. edulis [23]
76 распада хлорофил ла Сапонин Феофорбид а С35Н36К4О5 592.6841 593 533 461 433 Производные хлорофилла
77 Сибирикасапонин В* Гломератоза Б [3- 0-[(Е)-3,4,5-триметоксицин- С35Н55О11Б 683.8698 684 595; 429 341 324 Polygala sibirica
78 Фенил-пропа-ноид намоил]-Ь-В-фруктофурано-зил(2-1)-[33-О-(Е)-3,4,5-триме-токсициннамоил]-а-Д-глюкопирано-зид* С36Н46О19 782.7390 783 723; 599; 428; 301 598 Polygala glomerata
79 Стероидный алка- а-чаконин* С45Н73014 852.0594 852 706; 560; 398 560; 398 398 Solanum tuberosum
лоид
Соединения, впервые идентиф
>ицированные в R. fragrans
Intens.
Ж106" 2-
xlOfc 2-
xi04:
420400020000-
Рис. 5. CID-спектр гексозида и-гидроксибензойной кислоты, идентифицированной в экстрактах из
R. fragrans, m/z 301.91
34. 1+ 119.31 4+ 149.26 173.09 2+ 203.30 , „I, 1+ 221.28 ,||..... Ribes fragrans izmelchonny list_-1_01_292.d: +MS, 9.4min #356 1+ 1+ 354.25 1+ 253.28 301.91 335.17 ^T25 375.15 407.26
34. 1+ 167.17 199.29 Ribes fragrans izmelchonny list_-1_01_292.d: +MS2(301.91), 9.5min #359 1+ 3 255.30 1+ 3+ О 283.22 301 05
34. 5+ 199.17 0 1 Ribes fragrans izmelchonny list_-1_01_292.d: +MS3(301.91->255.30), 9.5min #362
3+ 145.28 227.26 2+ л262.96
34. 157.24 Ribes fragrans izmelchonny list_-1_01_292.d: +MS4(301.91->255.30->199.17), 9.6min #365
| ♦
150 200 250 300 350 400 m/z
Intens. x107-2-
120.
11 + 2305.30 1 + |L 418.23
Ribes fragrans izmelchonny list_-1_01_292.d: +MS, 33.6min #1277
4+ 645.23
xi07: 1
120.
0H
4 2-
163.28
1 + 287.28 0
Ribes fragrans izmelchonny list_-1_01_292.d: +MS2(305.30), 33.6min #1280
x1
120.
1 + 269.28
x10^ 42 0
Ribes fragrans izmelchonny list_-1_01_292.d: +MS3(305.30->287.28), 33.7min #1283
120.
241.27
m Hl»
Ribes fragrans izmelchonny list_-1_01_292.d: +MS4(305.30->287.28->269.28), 33.8min #1286
200
400
600
800
1000 1200 1400 1600
1800 m/z
Рис. 6. CID-спектр дигидрокверцетина (таксифолина), идентифицированный в экстрактах R. fragrans, m/z 305.3
Intens. x106: 0.5
2-
77. 1167.24 1-]-„ 1- 447.293 285 24 . . il. . Ribes fragrans list_-1_01_288.d: -MS, 24.4min #924 1639.36
77. 1285.15 1- 2, | 347.13 419.2g Ribes fragrans list_-1_01_288.d: -MS2(447.29), 24.4min #926
77. 1255.15 1. Ribes fragrans list_-1_01_288.d: -MS3(447.29->285.15), 24.5min #929
77. 255.12 5 Ribes fragrans list_-1_01_288.d: -MS4(447.29->285.15->255.15), 24.6min #932
x1C
1-
x104: 20
200
400
600
800
1000
1200 miz
Рис. 7. CID-спектр цианидин-З-О-глюкозида [Цианидин-3-О-/—-глюкозид], идентифицированного в экстрактах R. fragrans, m/z 447.29
[M+H]+продуцировал два осколочных иона с m/z 287.28, и m/z 163.28 (рис. 6). Ион-фрагмент с m/z 287.28 дал один характерный дочерний ион с m/z 269.28. Ион-фрагмент с m/z 269.28 дал один характерный дочерний ион с m/z 241.27. Данное соединение идентифицировано в библиографии в экстрактах V. meridionale [20]. Спектр ионной хроматограммы в модах отрицательных ионов химического соединения цианидин-3-О-глюко-зида, идентифицированного в экстрактах R. fragrans, показан на рисунке 7.
[M-H] - образует три осколочных иона с m/z 285.15, m/z 419.29 и m/z 347.13 (рис. 7). Ион-фрагмент с m/z 285.15 дал один характерный дочерний ион с m/z 255.15. Данное соединение идентифицировано в библиографии в экстрактах из V. meridionale [20], B. Ilicifolia, B. Empetrifolia, R. Magellanicum, R. Cucullatum, M. Nummalaria, G. Mucronata, G. Antarctica. Отдельно следует отметить, что детальный анализ на наличие полифенолов и биологически активных веществ из других химических групп показал наибольшее количество флавоноидов при сверхкритической СО2-экстракции при давлении 2oo бар и температуре экстракции 55 °С - 53 соединения.
Таким образом, можно констатировать, что в результате подробнейшего изучения методом тандем-ной масс-спектрометрии получены новые данные о содержании химических компонентов в сверхкритических СО2-экстрактах R. fragrans.
Выводы
Для получения максимального выхода соединений из наземной части R. fragrans (листья и стебли) была использована сверхкритическая CO2-экстракция. Метод сверхкритической экстракции показал свою эффективность для извлечения широкого спектра биологически активных веществ. Были исследованы несколько экспериментальных условий в диапазоне давлений 50-300 бар, с используемым объемом сораство-рителя этанола в количестве 2.5% в жидкой фазе при температуре в диапазоне 31-70 °С. Наиболее эффективные условия экстракции, установленные опытным путем - это давление 200 бар и температура 55 °С для растительных образцов R. fragrans. Наземная часть R. fragrans содержит различные полифенольные компоненты и компоненты других химических групп с высокой биологической активностью. Для обнаружения целевых аналитов применяли тандемную масс-спектрометрию (ВЭЖХ-ESI - ионная ловушка). Высокоточные масс-спектрометрические данные регистрировали на ионной ловушке amaZon SL BRUKER DALTONIKS, оснащенной источником ESI в режиме отрицательных и положительных ионов. Реализован четырехступенчатый режим разделения ионов. В экстрактах R. fragrans было идентифицировано 79 различных биологически активных компонентов. В роду Ribes впервые идентифицировано 21 полифенольное соединение, ранее не заявленное в научных источниках.
Полученные данные могут найти практическое применение при разработке и производстве фарма -цевтических препаратов, содержащих сверхчистые экстракты R. fragrans. Высокое разнообразие биологически активных соединений, в том числе веществ полифенольной группы и других химических групп (ок-силипины, омега-жирные кислоты, стеролы, дитерпеноиды и др.), открывает возможности для создания новых пищевых и биологически активных добавок на основе сверхкритических экстрактов R. fragrans. Финансирование
Исследование выполнено во Всероссийском институте генетических ресурсов растений им. Н.И. Вавилова за счет средств гранта РНФ № 23-74-00044.
Конфликт интересов
Авторы данной работы заявляют, что у них нет конфликта интересов. Открытый доступ
Эта статья распространяется на условиях международной лицензии Creative Commons Attribution 4.0 (https://creativecommons.org/licenses/by/4.0/), которая разрешает неограниченное использование, распространение и воспроизведение на любом носителе при условии, что вы дадите соответствующие ссылки на автора(ов) и источник и предоставите ссылку на Лицензию Creative Commons и укажете, были ли внесены изменения.
Список литературы
1. Berger A. Taxonomic Review of Currants and Gooseberries. Techn. Bull. New York, 1924. 109 p.
2. Харкевич С.С. Сосудистые растения советского Дальнего Востока. Л., 1988. Т. 3. 419 с.
3. Бочкарникова Н.М. Черная смородина на Дальнем Востоке. Владивосток, 1973. 184 с.
4. Малышев Л.И., Пешкова Г.А. Флора Сибири. Энфилд, Плимут, 2004. Т. 7. 318 с.
5. Matos R.L., Vieira de Melo S.A.B., Cabral Albuqueque E.C.M., Foster N.R. Dense CO2technology: Overview of recent applications for drug processing/formulation/delivery // Chemical Engineering and Processing - Process Intensification. 2019. Vol. 140. Pp. 64-77.
6. Jha A.K., Sit N. Extraction of bioactive compounds from plant materials using combination of various novel methods: A review // Trends in Food Science & Technology. 2022. Vol. 119. Pp. 579-591. DOI: 10.1016/j.tifs.2021.11.019.
7. Foster N., Mammucari R., Dehghani F., Barrett A., Bezanehtak K., Coen E., Combes G., Meure L., Ng A., Regtop H.L., Tandya A. Processing Pharmaceutical Compounds Using Dense Gas Technology // Ind. Eng. Chem. Res. 2003. Vol. 42. Pp. 6476-6493. DOI: 10.1021/ie030219x.
8. Фармакопея Евразийского экономического союза, утверждена решением Коллегии Евразийской экономической комиссии от 11 августа 2020 г. № 100. URL: https://eec.eaeunion.org/upload/medialibrary/37c/PHARMAC0-P0EIA-of-the-Eurasian-Экономическийсоюз.pdf
9. Razgonova M.P., Cherevach E.I., Tekutyeva L.A., Fedoreev S.A., Mishchenko N.P., Tarbeeva D.V., Demidova E.N., Kirilenko N.S., Golokhvast K.S. Maackia amurensis Rupr. et Maxim.: Supercritical C02-extraction and Mass Spectro-metric Characterization of Chemical Constituents // Molecules. 2023. Vol. 28. Article 2026. D0I: 10.3390/mole-cules28052026.
10. Razgonova M.P., 0khlopkova Zh.M., Rozhina Z.G., Egorova P.S., Sezai E., Golokhvast K.S. Comparison of Wild and Introduced Dracocephalum jacutense P.: Significant Differences of Multicomponent Compositions // Horticulturae. 2022. Vol. 8. Article 8228.
11. Jaiswal R., Muller H., Muller A., Karar M.G.E., Kuhnert N. Identification and characterization of chlorogenic acids, chlorogenic acid glycosides and flavonoids from Lonicera henryi L. (Caprifoliaceae) leaves by LC-MSn // Phytochem. 2014. Vol. 108. Pp. 252-263.
12. Zhao Y., Lu H., Wang Q., Liu H., Shen H., Xu W., Ge J., He D. Rapid qualitative profiling and quantitative analysis of phenolics in Ribes meyeri leaves and their antioxidant and antidiabetic activities by HPLC-QT0F-MS/MS and UHPLC-MS/MS // J. Sep. Sci. 2021. Vol. 44. Pp. 1404-1420.
13. Cai Z., Wang C., Zou L., Liu X., Chen J., Tan M., Mei Y., Wei L. Comparison of Multiple Bioactive Constituents in the Flower and the Caulis of Lonicera japonica Based on UFLC-QTRAP-MS/MS Combined with Multivariate Statistical Analysis // Molecules. 2019. Vol. 24. Article 1936.
14. Aita S.E., Capriotti A.L., Cavaliere C., Cerrato A., Giannelli Moneta B., Montone C.M., Piovesana S., Lagana A. Andean Blueberry of the Genus Disterigma: A High-Resolution Mass Spectrometric Approach for the Comprehensive Characterization of Phenolic Compounds // Separations. 2021. Vol. 8. P. 58.
15. Wojakowska A., Piasecka A., Garcia-Lopez P.M., Zamora-Natera F., Krajewski P., Marczak L., Kachlicki P., Stobiecki M. Structural analysis and profiling of phenolic secondary metabolites of Mexican lupine species using LC-MS techniques // Phytochem. 2013. Vol. 92. Pp. 71-86.
16. Belmehdi 0., Bouyahya A., Jeko J., Cziaky Z., Zengin G. et al. Synergistic interaction between propolis extract, essential oils, and antibiotics against Staphylococcus epidermidis and methicillin resistant Staphylococcus aureus // Int. J. Second Metab. 2021. Vol. 8(3). Pp. 195-213.
17. Zengin G., Mahomoodally M.F., Sinan K.I., Ak G., Etienne 0.K. et al. Chemical composition and biological properties of two Jatropha species: Different parts and different extraction methods // Antioxidants. 2021. Vol. 10. Article 792.
18. Trifan A., Zengin G., Sinan K.I., Sieniawska E., Sawicki R., Maciejewska-Turska M., Skalikca-Wozniak K., Luca S.V. Unveiling the Phytochemical Profile and Biological Potential of Five Artemisia Species // Antioxidants. 2022. Vol. 11. Article 1017.
19. Li X., Tian T. Phytochemical Characterization of Mentha spicata L. Under Differential Dried-Conditions and Associated Nephrotoxicity Screening of Main Compound With 0rgan-on-a-Chip // Frontiers in Pharm. 2018. Vol. 9. Article 1067.
20. Vijayan K.P.R., Raghu A.V. Tentative characterization of phenolic compounds in three species of the genus Embelia by liquid chromatography coupled with mass spectrometry analysis // Spectroscopy Letters. 2019. Vol. 52(10). Pp. 653-670.
21. Razgonova M.P., Tekutyeva L.A., Podvolotskaya A.B., Stepochkina V.D., Zakharenko A.M., Golokhvast K.S. Zostera marina L. Supercritical C02-Extraction and Mass Spectrometric Characterization of Chemical Constituents Recovered from Seagrass // Separations. 2022. Vol. 9. Article 182.
22. Razgonova M.P., Bazhenova B.B., Zabalueva Y.Y., Burkhanova A.G., Zakharenko A.M. et al. Rosa davurica Pall., Rosa rugosa Thumb., and Rosa acicularis Lindl. originating from Far Eastern Russia: Screening of 146 Chemical Constituents in Tree Species of the Genus Rosa // Applied Sci. 2022. Vol. 12. Article 9401.
23. Hamed A.R., El-Hawary S.S., Ibrahim R.M., Abdelmohsen U.R., El-Halawany A.M. Identification of Chemopreven-tive Components from Halophytes Belonging to Aizoaceae and Cactaceae Through LC/MS - Bioassay Guided Approach. // J. Chrom. Sci. 2021. Vol. 59(7). Pp. 618-626.
24. El-Sayed M.A., Abbas F.A., Refaat S., El-Shafae A.M., Fikry E. UPLC-ESI-MS/MS Profile of The Ethyl Acetate Fraction of Aerial Parts of Bougainvillea 'Scarlett 0'Hara' Cultivated in Egypt // Egypt J. Chem. 2021. Vol. 64. Article 22.
25. Qin D., Wang Q., Li H., Jiang X., Fang K., Wang Q., Li B., Pan C., Wu H. Identification of key metabolites based on non-targeted metabolomics and chemometrics analyses provides insights into bitterness in Kucha [Camellia kucha (Chang et Wang) Chang] // Food Res. Int. 2020. Vol. 138 (B). Article 109789.
26. Yin N.-W., Wang S.-X., Jia L.-D., Zhu M.-C., Yang J., Zhou B.-J., Yin J.-M., Lu K., Wang R., Li J.-N., Qu C.-M. Identification and Characterization of Major Constituents in Different-Colored Rapeseed Petals by UPLC-HESI-MS/MS // Agricult. Food Chem. 2019. Vol. 67. Pp. 11053-11065.
27. Aabideen Z.U., Mumtaz M.W., Akhtar M.T., Mukhtar H., Raza S.A., Touqeer T., Saari N. Anti-0besity Attributes; UHPLC-QT0F-MS/MS-Based Metabolite Profiling and Molecular Docking Insights of Taraxacum officinale // Molecules. 2020. Vol. 25. Article 4935.
28. Mekam P.N., Martini S., Nguefack J., Tagliazucchi D., Stefani E. Phenolic compounds profile of water and ethanol extracts of Euphorbia hirta L. leaves showing antioxidant and antifungal properties // South African J. of Botany. 2019. Vol. 127. Pp. 319-332.
29. Hassan W., Abdelaziz S., Yousef H. Chemical Composition and Biological Activities of the Aqueous Fraction of Parkinsonea aculeata L. Growing in Saudi Arabia // Arabian J. of Chem. 2019. Vol. 12(3). Pp. 377-387.
30. Burgos-Edwards A., Jimenez-Aspee F., Theoduloz C., Schmeda-Hirschmann G. Colonic fermentation of polyphenols from Chilean currants (Ribes spp.) and its effect on antioxidant capacity and metabolic syndrome-associated enzymes // Food Chem. 2018. Vol. 30. Pp. 144-155.
31. Ruiz A., Hermosín-Gutiérrez I., Vergara C., von Baer D., Zapata M., Hitschfeld A., Obando L., Mardones C. Antho-cyanin profiles in south Patagonian wild berries by HPLC-DAD-ESI-MS/MS // Food Res. Int. 2013. Vol. 51 (2). Pp. 706-713.
32. Razgonova M., Boiko A.P., Zinchenko Y., Tikhonova N.G., Sabitov A.Sh., Zakharenko A., Golokhvast K.S. Actinidia deliciosa: a high-resolution mass spectrometric approach for the comprehensive characterization of bioactive compounds // Turkish Journal of Agriculture and Forestry. 2023. Vol. 47. Pp. 155-169.
33. Chen Y., Cai X., Li G., He X., Yu X. et al. Chemical constituents of radix Actinidia chinensis planch by UPLC-QTOF-MS // Biomedical Chromatography. 2021. Article 5103.
34. Разгонова М.П., Захаренко А.М., Голохваст К.С. Исследование сверхкритических СО2-экстрактов багульника болотного Ledum palustre L. (Rhododendron tomentosum Harmaja) и идентификация его метаболитов методом тандемной масс-спектрометрии // Химия растительного сырья. 2022. №1. С. 179-191. DOI: 10.14258/jcprm.2022019506.
35. Salih E., Julkunen-Tiitto R., Lampi A.-M., Kanninen M., Luukkanen O., Sipi M., Lehtonen M., Vuorela H., Fyhrquist P. Terminalia laxiflora and Terminalia brownii contain a broad spectrum of antimycobacterial compounds including ellagitannins, ellagic acid derivatives, triterpenes, fatty acids and fatty alcohols // J. of Ethnopharmacol. 2018. Vol. 227. Pp. 82-96.
Поступила в редакцию 28 июня 2023 г.
После переработки 27 ноября 2023 г.
Принята к публикации 6 декабря 2023 г.
Razgonova M.P.1 , Sabitov A.Sh.1, Zinchenko Yu.N.1, Senotrusova T.A.1, Li N.G.1, Vitomskova Ye.A.2, Golokhvast K.S.3 RIBESFRAGRANS PALLAS: SUPERCRITICAL CO2 EXTRACTION AND TANDEM MASS SPECTROMETRY
1 Far Eastern Experimental Station - branch of the All-Russian Institute of Plant Genetic Resources named after
N.I. Vavilova, Vavilova st., 9, Vladivostok, 690024, Russia, e-mail: m.razgonova@vir.nw.ru
2 Magadan Research Institute ofAgriculture - branch of the All-Russian Institute of Plant Genetic Resources named
after N.I. Vavilova, Proletarskaya st., 17, Magadan, 685000, Russia
3Siberian Federal Scientific Center of Agrobiotechnologies RAS, Tsentralnaya st., 2b, Krasnoobsk, 630501, Russia
Supercritical fluid technology was used to obtain bioactive substances from leaves of Ribes fragrans Pallas. The supercritical fluid technology proved to be the most effective type of extraction, giving the highest yield of metabolome composition of R. fragrans. Several experimental conditions were investigated in the pressure range 50-300 bar, with the used volume of co-solvent ethanol in the amount of 2.5% in the liquid phase at a temperature in the range of 31-70 °C. The most effective extraction conditions are: pressure 200 Bar and temperature 55 °C for leaves of R. fragrans. The CO2-extract of leaves of R. fragrans contain various polyphenolic compounds and compounds of other chemical groups with valuable biological activity. For the first time, the metabolome of supercritical extracts of R. fragrans leaves was studied in this research. Tandem mass-spectrometry (HPLC-ESI - ion trap) was applied to detect target analytes. The four-stage ion separation mode was implemented 79 different bioactive components have been identified in R. fragrans extracts. Twenty chemical compounds from polyphenol group and twelve chemical compounds from other chemical groups were identified for the first time in genus Ribes.
Keywords: Ribes fragrans, supercritical fluid technology, tandem mass spectrometry, polyphenols, metabolome.
For citing: Razgonova M.P., Sabitov A.Sh., Zinchenko Yu.N., Senotrusova T.A., Li N.G., Vitomskova Ye.A., Golokh-vast K.S. KhimiyaRastitel'nogo Syr'ya, 2024, no. 1, pp. 260-275. (in Russ.). DOI: 10.14258/jcprm.20240113178._
References
1. Berger A. Taxonomic Review of Currants and Gooseberries. Techn. Bull. New York, 1924, 109 p.
2. Kharkevich S.S. Sosudistyye rasteniya sovetskogo Dal'nego Vostoka. [Vascular plants of the Soviet Far East]. Leningrad, 1988, vol. 3, 419 p. (in Russ.).
3. Bochkarnikova N.M. ChernayasmorodinanaDal'nem Vostoke. [Blackcurrant in the Far East]. Vladivostok, 1973, 184 p. (in Russ.).
4. Malyshev L.I., Peshkova G.A. Flora Sibiri. [Flora of Siberia]. Enfild, Plimut, 2004, vol. 7, 318 p. (in Russ.).
5. Matos R.L., Vieira de Melo S.A.B., Cabral Albuqueque E.C.M., Foster N.R. Chemical Engineering and Processing -Process Intensification, 2019, vol. 140, pp. 64-77.
6. Jha A.K., Sit N. Trends in Food Science & Technology, 2022, vol. 119, pp. 579-591. DOI: 10.1016/j.tifs.2021.11.019.
7. Foster N., Mammucari R., Dehghani F., Barrett A., Bezanehtak K., Coen E., Combes G., Meure L., Ng A., Regtop H.L., Tandya A. Ind. Eng. Chem. Res, 2003, vol. 42, pp. 6476-6493. DOI: 10.1021/ie030219x.
8. Farmakopeya Yevraziyskogo ekonomicheskogo soyuza, utverzhdena resheniyem Kollegii Yevraziyskoy ekonomiche-skoy komissii ot 11 avgusta 2020 g. №100. [Pharmacopoeia of the Eurasian Economic Union, approved by decision of the Board of the Eurasian Economic Commission dated August 11, 2020 No. 100]. URL: https://eec.eaeunion.org/up-loadmediahbrary/37c/PHARMACOPOEIA-of-the-Eurasian^KOHOMHHecKHHCOK>3.pdf. (in Russ.).
9. Razgonova M.P., Cherevach E.I., Tekutyeva L.A., Fedoreev S.A., Mishchenko N.P., Tarbeeva D.V., Demidova E.N., Kirilenko N.S., Golokhvast K.S. Molecules, 2023, vol. 28, article 2026. DOI: 10.3390/molecules28052026.
* Corresponding author.
10. Razgonova M.P., Okhlopkova Zh.M., Rozhina Z.G., Egorova P.S., Sezai E., Golokhvast K.S. Horticulturae, 2022, vol. 8, article 8228.
11. Jaiswal R., Muller H., Muller A., Karar M.G.E., Kuhnert N. Phytochem., 2014, vol. 108, pp. 252-263.
12. Zhao Y., Lu H., Wang Q., Liu H., Shen H., Xu W., Ge J., He D. J. Sep. Sci., 2021, vol. 44, pp. 1404-1420.
13. Cai Z., Wang C., Zou L., Liu X., Chen J., Tan M., Mei Y., Wei L. Molecules, 2019, vol. 24, article 1936.
14. Aita S.E., Capriotti A.L., Cavaliere C., Cerrato A., Giannelli Moneta B., Montone C.M., Piovesana S., Lagana A. Separations, 2021, vol. 8, p. 58.
15. Wojakowska A., Piasecka A., Garcia-Lopez P.M., Zamora-Natera F., Krajewski P., Marczak L., Kachlicki P., Stobiecki M. Phytochem, 2013, vol. 92, pp. 71-86.
16. Belmehdi O., Bouyahya A., Jeko J., Cziaky Z., Zengin G. et al. Int. J. SecondMetab., 2021, vol. 8(3), pp. 195-213.
17. Zengin G., Mahomoodally M.F., Sinan K.I., Ak G., Etienne O.K. et al. Antioxidants, 2021, vol. 10, article 792.
18. Trifan A., Zengin G., Sinan K.I., Sieniawska E., Sawicki R., Maciejewska-Turska M., Skalikca-Wozniak K., Luca S.V. Antioxidants, 2022, vol. 11, article 1017.
19. Li X., Tian T. Frontiers in Pharm., 2018, vol. 9, article 1067.
20. Vijayan K.P.R., Raghu A.V. Spectroscopy Letters, 2019, vol. 52(10), pp. 653-670.
21. Razgonova M.P., Tekutyeva L.A., Podvolotskaya A.B., Stepochkina V.D., Zakharenko A.M., Golokhvast K.S. Separations, 2022, vol. 9, article 182.
22. Razgonova M.P., Bazhenova B.B., Zabalueva Y.Y., Burkhanova A.G., Zakharenko A.M. et al. Applied Sci., 2022, vol. 12, article 9401.
23. Hamed A.R., El-Hawary S.S., Ibrahim R.M., Abdelmohsen U.R., El-Halawany A.M. J. Chrom. Sci., 2021, vol. 59(7), pp. 618-626.
24. El-Sayed M.A., Abbas F.A., Refaat S., El-Shafae A.M., Fikry E. Egypt J. Chem., 2021, vol. 64, article 22.
25. Qin D., Wang Q., Li H., Jiang X., Fang K., Wang Q., Li B., Pan C., Wu H. Food Res. Int., 2020, vol. 138 (B), article 109789.
26. Yin N.-W., Wang S.-X., Jia L.-D., Zhu M.-C., Yang J., Zhou B.-J., Yin J.-M., Lu K., Wang R., Li J.-N., Qu C.-M. Agricult. Food Chem, 2019, vol. 67, pp. 11053-11065.
27. Aabideen Z.U., Mumtaz M.W., Akhtar M.T., Mukhtar H., Raza S.A., Touqeer T., Saari N. Molecules, 2020, vol. 25, article 4935.
28. Mekam P.N., Martini S., Nguefack J., Tagliazucchi D., Stefani E. South African J. ofBotany, 2019, vol. 127, pp. 319-332.
29. Hassan W., Abdelaziz S., Yousef H. Arabian J. of Chem, 2019, vol. 12(3), pp. 377-387.
30. Burgos-Edwards A., Jimenez-Aspee F., Theoduloz C., Schmeda-Hirschmann G. Food Chem., 2018, vol. 30, pp. 144-155.
31. Ruiz A., Hermosin-Gutiérrez I., Vergara C., von Baer D., Zapata M., Hitschfeld A., Obando L., Mardones C. Food Res. Int., 2013, vol. 51 (2), pp. 706-713.
32. Razgonova M., Boiko A.P., Zinchenko Y., Tikhonova N.G., Sabitov A.Sh., Zakharenko A., Golokhvast K.S. Turkish Journal of Agriculture and Forestry, 2023, vol. 47, pp. 155-169.
33. Chen Y., Cai X., Li G., He X., Yu X. et al. Biomedical Chromatography, 2021, article 5103.
34. Razgonova M.P., Zakharenko A.M., Golokhvast K.S. Khimiya rastitel'nogo syr'ya, 2022, no. 1, pp. 179-191. DOI: 10.14258/jcprm.2022019506. (in Russ.).
35. Salih E., Julkunen-Tiitto R., Lampi A.-M., Kanninen M., Luukkanen O., Sipi M., Lehtonen M., Vuorela H., Fyhrquist P. J. of Ethnopharmacol., 2018, vol. 227, pp. 82-96.
Received June 28, 2023 Revised November 27, 2023 Accepted December 6, 2023
Сведения об авторах
Разгонова Майя Петровна - кандидат технических наук, директор, m.razgonova@vir.nw.ru Сабитов Андрей Шамильевич - кандидат сельскохозяйственных наук, ведущий научный сотрудник, andrsabitov@rambler.ru Зинченко Юлия Николаевна - младший научный сотрудник, yuzinch@yandex.ru Сенотрусова Тамара Алексеевна - кандидат технических наук, научный сотрудник, senotrusova.tale@dvfu.ru
Ли Наталья Гаврошевна - кандидат технических наук, научный сотрудник, li.ng@dvfu.ru Витомскова Екатерина Анатольевна - кандидат ветеринарных наук, старший научный сотрудник, agrarian@maglan.ru
Голохваст Кирилл Сергеевич - доктор биологических наук, профессор, директор, droopy@mail.ru
Information about authors
Razgonova Maya Petrovna - Candidate of Technical Sciences, Director, m.razgonova@vir.nw.ru Sabitov Andrey Shamilevich - Candidate of Agricultural Sciences, leading researcher, andrsabitov@rambler.ru
Zinchenko Yulia Nikolaevna - junior researcher, yuzinch@yandex.ru
Senotrusova Tamara Alekseevna - candidate of technical sciences, researcher, senotrusova.tale@dvfu.ru
Li Natalya Gavroshevna - candidate of technical sciences, research fellow, li.ng@dvfu.ru
Vitomskova Ekaterina Anatolyevna - candidate of veterinary sciences, senior researcher, agrarian@maglan.ru
Golokhvast Kirill Sergeevich - Doctor of Biological Sciences, Professor, Director, droopy@mail.ru
