CC BY
18
Ri'qi: - tmy Mcchanisms
înTïiosystems
* %
Regulatory Mechanisms
in Biosystems
ISSN 2519-8521 (Print) ISSN 2520-2588 (Online) Regul. Mech. Biosyst., 8(4), 540-546 doi: 10.15421/021783
Resistance of nosocomial strains to antibacterial drugs and its link to biofilm formation
T. V. Sklyar, K. V. Lavrentieva, Y. A. Alyonkina, A. M. Kolomoets, A. I. Vinnikov
Oles Honchar Dnipro National University, Dnipro, Ukraine
Article info
Received 18.10.2017 Received in revised form
11.11.2017 Accepted 16.11.2017
Oles Honchar Dnipro National University, Gagarin Ave., 72, Dnipro, 49010, Ukraine. Tel.: +38-050-158-62-78 Email: microviro@ukr.net
Sklyar, T. V., Lavrentieva, K V., Alyonkina, Y. A., Kolomoets, A. M., & Vinnikov, A. I (2017). Resistance of nosocomial strains to antibacterial drugs and its link to biofilm formation. Regulatory Mechanisms in Biosystems, 8(4), 540-546. doi:10.15421/021783
The problem of nosocomial infections is considered in connection with more frequent formation and wide distribution in clinical practice of new strains of hospital bacteria that have a cross-resistence to antibacterial drugs. The nosocomial agents were isolated from wounds and identified as Staphylococcus aureus and Pseudomonas aeruginosa. 72.0% of S. aureus strains and 61.5% of P. aeruginosa clinical isolates had the capability of forming biofilms. The sensitivity to antibiotics of all isolated strains was investigated with tne agar diffusion test. This method showed that all strains of S. aureus with the capability to form biofilms had resistence to erythromycin, gentamycin, ciprofloxacin and levofloxacin. The had the greatest sensitivity to klindamycin (90.3%), vancomycin (80.6%) and gatifloxacin (80.6% cultures). The strains of S. aureus with the capability to form biofilms were more resistent to antibiotics than strains of S. aureus without such properties. Only cefotaxim suppressed the growth of 75.0% of strains of staphylococci. All isolated strains of S. aureus without the capability to form biofilms were sensitive to doxycyclin, gentamycin, ciprofloxacin, levofloxacin and klindamycin. All clinical isolates of P. aeruginosa with capability to form biofilms had resistence to ampicillin, gentamycin, imipenem, cefotaxime and ceftriaxone. They were most sensitive (75.0%) to piperacillin and cefoperazone/sulbactam. The strains of P. aeruginosa without the capability to form biofilms kept the resistence to gentamycin, imipenem and ceftriaxone. They showed the greatest sensitivity (75.0%) to ciprofloxacin (80.0% isolates) and also to amikacin, ampicillin, meropenem, norfloxacin and cefotaxime (60.0% cultures). We investigated the minimum inhibitory concentrations of gentamycin and ciprofloxacin, which appeared higher for P. aeruginosa than for S. aureus. The most effective disinfectant against all isolated nosocomial agents without the capacity for biofilm formation was "Desactin" in a concentration 0.1% or 0.2%. For strains of staphylococci with this capability, the efficiency of "Desactin" went down by 9.7%. The best biocide effect against the strains of P. aeruginosa with the capability of forming biofilms was shown by 0.1% solution of "Neochlorine tabs", which suppressed the growth of 75.0% of tested cultures. As a result, we detected a direct relationship between resistance to antibiotics and disinfectants and the capacities for biofilm formation among the nosocomial agents S. aureus and P. aeruginosa.
Keywords: antibiotics; disinfectants; biofilm; Pseudomonas aeruginosa; Staphylococcus aureus
Резистентшсть збудниюв внутршньолжарняних шфекцш до антибактерiальних препараэтв та ii' зв'язок i3 плiвкоутворенням
Т. В. Скляр, К. В. Лаврентьева, Ю. А. Альонкша, А. М. Коломоець, А. I. В1ншков
Дтпровський нацюнальний утверситет Мет Олеся Гончара, Дтпро, Укра'та
Розглянуто проблему внутршньолжарняних шфекцш у зв'язку 3i все часпшим формуванням i широким розповсюдженням у кшшчнш практищ нових госштальних штамiв мiкроорганiзмiв, що мають перехресну стшюсть до антибаю^альних препарапв. 1з вщокрем-люваного ран видшено збудниюв внутршнкшкарняних шфекцш, щентифжованих як Staphylococcus aureus i Pseudomonas aeruginosa. Здатшсть до плiвкоутворення мали 72,0% видшених штамiв золотистого стафшокока та 61,5% кшшчних iзолятiв синьогншно! палички. Пвд час визначення антибютикочутливосп штамiв диско-дифузшним методом найбшьша юльюсть збудниюв внутршньолжарняних шфекцш, здатних до плiвкоутворення, проявила резистентшсть до гентамщину, ципрофлоксацину та цефотаксиму. Методом мтамальних сершних розведень визначено, що вищий рiвень резистентносп за значеннями МПК ципрофлоксацину та гентамщину мали кшшчш штами синьогншно! палички ж^вняно з золотистим стафшококом. Найефектившший дезшфектант проти кшшчних неплiвкотвiрних штамiв золотистого стафшокока та синьогншно! палички - «Дезактин» у концентрацп 0,1-0,2%. Вщносно iзолятiв S. aureus, здатних до плiвкоутворення, його ефектившсть знизилась на 9,7%. Найкращий бактерицидний ефект вщносно плiвкотвiрних штамiв P. aeruginosa мав 0,1% розчин «Неохлор табс», який пригшчував рют 75,0% тестованих культур. У кшшчних штамiв S. aureus та P. aeruginosa - збудниюв
внутршньолжарняних шфекцш - icHye прямий взаемозв'язок мiж показниками !х стiйкостi до антибютиюв i дезiнфектантiв i здатшстю культур до плiвкоyтворення.
Ключовi слова: антибютики; дезiнфектанти; бiоплiвки; Pseudomonas aeruginosa; Staphylococcus aureus
Вступ
У сучасних умовах невщ'емна частина дiяльноcтi держав-них медичних установ - контроль за циркулящею в лжуваль-но-профiлактичниx установах жшрезистентних до антибютиюв i дезiнфектантiв штамiв бактерш - збyдникiв внутршнкш-карняних шфекцш, здшснення заxодiв щодо обмеження !х по-дальшого розповсюдження та попередження формування но-вих госттальних вар1анпв.
Нин внутршнюлжарнян шфекци - всесвпня медична, социальна та економчна проблема (Menegueti et al., 2015; Sonmezer et al., 2016; Rezai et al., 2017). Рiвень поширення внутршньолжар-няних шфекцш у крашах Свропи та США в середньому становить 8,0-9,0% ycix гоcпiталiзованиx хворих. У США вш складае 4,5%, у Франц! - 6,7%, 1талй - 8,3%, Швейцари - 10,1%, Канада - 11,6%, Коре! - 5,7%, Австрали - 16,6%, Грецц - 9,3%). За даними ВОЗ, щорчно вiд ускладнень внyтрiшньолiкарняниx шфекцш помирае 50-90 тис. па1ценпв у США i 5 тис. оаб у Велик1й Британ!. В Ук-ра!нi протягом оcтаннix 10 рокв рiвень заxворюваноcтi на внутр-шньолжарнян шфекцй поcтiйно зростае, а летальнсть становить 3,5-60,0%о залежно вiд нозолопчно! форми (Taran, 2014). Водно-час iз cоцiальним виникае також юридичне питання, коли пацieнт або його ом'я звинувачують працiвникiв лiкарнi в шфжувант та вимагають матерiального вщшкодування (Dasgupta et al., 2015).
Основн причини появи та розвитку внутршньолжарняних iнфекцiй - формування та селекцш в умовах cтацiонарy гост-тальних штам1в мiкроорганiзмiв !з високою в1рулентнстю та множинною cтiйкicтю до лжарських заcобiв; нерацюнальна антимiкробна xiмiотерапiя; недостатнш контроль за циркуляцъ ею умовно-патогенних i патогенних культур; високий рiвень ноciйcтва збyдникiв внyтрiшньолiкарняниx iнфекцiй серед медичних праЛвнимв; недотримання правил асептики та антисептики; порушення сантарно-ещдетчного режиму в лжуваль-но-профшактичних установах тощо (Scherbaum et al., 2014).
Спектр збудниив внyтрiшньолiкарняниx шфекцш значний. Вони можуть бути викликан найпростшими (Pneumocystis carinii), грибами (Candida sp.), в1русами (в1руси гепатитов В i С, В1Л, етеров1руси тощо). Але перше мсце в етiологiчнiй структур1 внутршньолжарняних iнфекцiй поодають бактерiальнi агенти: енте-рококи, Streptococcus spp., Staphylococcus spp., Acinetobacter spp., Bacillus cereus, Legionella spp., представники родини Enterobacte-liaceae (Proteus mirablis, Klebsiella pneumoniae, Escherichia coli, Serratia marcescens). Найголовнша роль у виникненн внутршньот-карняних шфекцш, за даними всесвпньо! статистики, належить Pseudomonas aeruginosa та Staphylococcus aureus (Abdallah et al., 2014; Khan et al., 2015; Murphy et al., 2016).
За результатами дослщжень, проведених у заидноевро-пейських ICUs, частота виciвy P. aeruginosa становить 17,0% в1д загально! кiлъкоcтi видiлениx госттальних штамiв мжро-органiзмiв i 29,0% вщ кшькосп грамнегативних збудникв вну-тршнюлжарнших шфекцш. Синьогнйну паличку включено до списку патогенв ESKAPE Американського товариства ш-фекцшних хвороб, що становлять найбшьшу загрозу для здо-ров'я населення через поеднання !! все бшьшого розповсюдження та неефективносп сучасних антибактер1альних заcобiв, через гснування таких мехатзм1в резистетносп до антибюти-кв, як низька проникнicть мембрани, продукцш декшькох антиагреганпв, що шактивують ферменти, та формування бю-пл1вок (Nathwani et al., 2014; Kim et al., 2014; Ali et al., 2015).
Другий значимий етюлопчний агент внутршньолжарняних шфекцш - бактери роду Staphylococcus i, насамперед, S. aureus. Значний наб1р факторiв патогенносп та, водночас, широке та часто безконтрольне використання антимжробних заcобiв у медичнй практжц сприяе формуванню нових гост-тальних штам1в збудника (Khan et al., 2015; Vuong et al., 2016).
Все частше з'являються та швидко розповсюджуються у стационарах генетично змiненi вар1анти S. aureus з1 стшюстю до захищених Р-лактам1в, !з множинною стшкютю до антибюти-ыв р1зних фармаколопчних груп, !з перехресною стшкютю до багатьох антимжробних препаратв, а також метицилшстшю штами золотистого cтафiлокока (MRSA) (Ansari et al., 2014; Sowash et al., 2014; Baldan et al., 2014; Tong et al., 2015; Wang and Ruan, 2017). Остантм часом усе частше з'являються по-вщомлення про наявнicтъ у збудникв внутршньолжарняних шфекцш явища перехресно! стшкосп до антибактерiалъниx засоб1в: множинно! резистентносп до антибютимв на тл1 адап-тацп до дезшфектанпв (Abdallah et al., 2014).
Вщмшна властивгсть багатьох збудникв внутршньолжар-няних шфекцш в1д шших мiкроорганiзмiв - здатнicть до формування бюгшвок на об'ектах навколишнього середовища, зо-крема, на небюлопчних матер1алах, що, за !х контакту з орга-нiзмом пащента, тдвищують ризик розвитку в нього септич-ного стану (Abdallah et al., 2014). Якщо збудники внутршньолжарняних шфекцш з1 здатнicтю до гтвкоутворення водночас матимуть ще перехресну стшюсть до лжарських засоб1в, це значно ускладнить !х ел1мшацто в умовах стационару та перешкоджатиме тд час проведення антибактерiалъно! терат! (Chadha, 2014; Singh et al., 2017).
Мета цього досл1дження - оцшити стгйк^сть до антиб1оти-к1в i дезгнфектанттв клiнiчниx штамiв мiкроорганiзмiв - збудниив внутргшньолгкарняних 1нфекц1й, виявити можлив1 взае-мозв'язки м1ж цими показниками та здатнicтю культур до гшвкоутворення.
Матерiал i методи дослщжень
Об'ект досл1дження - в1докремлюване ран пащенпв 1з вну-тргшньолгкарняними шфекгцями. Проби в1дбирали в1дпов1дно до методичних рекомендаций щодо дотримання cанiтарно-епi-демюлопчного режиму в закладах охорони здоров'я Украши.
Тверд1 шматочки тканин (секвестри, шматочки шк1ри, м'я-з1в тощо), узятих стерильним пгнцетом з областт рани пациента, заciвали у середовище для контролю стерильност1 та цукровий бульйон, а р1дке (нап1вр1дке) вщокремлюване, узяте стериль-ним ватним тампоном, - ще й на чашку з 5,0% кров'яним агаром методом «тампон - петля». Тампоном проводили «доргж-ку» по дааметра чашки, а поттм петлею матер1ал розс1вали паралельними штрихами у напрямку в1д «дор1жки^> до перифе-ри чашки. Така техн1ка розс1ву клшчного матер1алу дозволяе видiлити чист1 культури мiкроорганiзмiв нав1ть 1з !х асоц^ац!!.
Заciянi р1дк1 та щ!льн! живильт середовища термостату-вали за 37 °C. Через 18-24 години проводили вщс1вання окре-мих колон1й на елективт та диференпiалъно-дiагноcтичнi середовища для щентифжацп видiлениx бактер1альних культур.
Оскшьки збудники внутргшньолгкарняних 1нфекц1й мають вираженi адгезивнi властивост1 та здаттсть до формування б1опл1вок, на наступному етап1 за допомогою модиф1ковано! методики у видшених штам1в мiкроорганiзмiв визначали здат-н!сть до плiвкоyтворення. Для цього у кожну лунку 96-лунко-вого стерильного !мунолог1чного планшета вносили по 200 мкл м'ясопептонного бульйону, який зас1вали 50 мкл суспензи кл1-тин бактер1альних культур !з початковою концентрац^ею 3,2 • 104 кл./мл (O'Toole et al., 2000).
Надал1 визначали чутлив1сть видiлениx штам1в - збудник1в внутргшньолгкарняних гнфекцгй до низки антибютичних пре-паратiв р1зних фармаколог1чних груп (диско-дифузгйним методом i методом мiнiмалъниx сер1йних розведень) i дез1нфектан-т!в (методом батистових тест-об'ект1в).
Референтний метод визначення чутливосп збудник1в вну-тр1шньол1карняних 1нфекц1й до антибютишв - метод сер1йних
розведень, тод як диско-дифузшний метод дозволяе лише опосе-редковано робити висновок про величину мтамально! пригтчу-вально! концентраций. В останньому випадку результат дослвджен-ня - в1днесення мжрооргатзму до одта з категорш чутливосп: S - чутливий штам, R - помрно-стшкий або резистентний.
Спектр антибютичних препаратов включав амжацин, амт-цилш, гентамшин, шшенем, меропенем, цефтазидим, норфлок-сацин, ципрофлоксацин, левофлоксацин, гатифлоксацин, цефо-перазон / сульбактам, цефоперазон, тетрациклш, цефотаксим, цефтриаксон, шперацилш, цефетм, доксициклш, еритромшин, клшддмшин, оксацилш, пеншилш G, ванком1цин.
Шд час постановки методу батистових тест-об'ектв для отримання мжробно! суспензи добову культуру кожного з видшених шташв - збудниюв внутршньолжарняних шфекцш змивали стерильною водою, доводили до концентраци 2 млрд клттин в 1 мл сумтт! (за стандартом каламутносп) та додавали 10,0% шактивовано! кшсько! сироватки. Тест-об'екти готували таким чином: стерильн шматочки батисту розмром 0,5 х 1,0 см розкладали в чашки Петр1, заливали мжробною суспенз1ею на 15-20 хвилин, висушивали в термостат! мiж стерильними листами фшьтрувального паперу протягом 20 хвилин за 37 °С. Шдготоват тест-об'екти помщали у чашки Петр1 з 0,5 мл тес-тованого дезшфектанту (0,1% розчин «Дезактин», 0,2% розчин «Дезактин», 0,03% розчин «Неохлор табс», 0,1% розчин «Неохлор табс»). Час експозици тест-об'екпв 1з дезшфектантом ста-новив 5, 10, 20, 30, 40 i 60 хвилин. Шсля експозици тест-об'ек-ти поопдовно через кожн 5 хвилин переносили у ряд пробь рок, перша з яких мтстила розчин нейтрал1затора (0,5% розчин
rmocynb^iiy HaTpiro gna xnopyMicHHx ge3ffl$eKTaffliB a6o gnc-THnboBaHa Boga gna mmnx 3aco6iB), gpyra - ciepHnbHy Bogonpo-BigHy Bogy, Tpeia - M'aconerrioHHHH 6ynbftoH. npo6ipKH irny-6yBann B TepMocTaTi 3a 37 °C npoTaroM 48 rogHH. BogHonac cia-BHnH gBa Koniponi: KynbiypH Ta M'aconerrroHHoro 6ynbftoHy. Hagani 3 npo6ipoK rrpoBognnH BHciBH Ha eneKTHBHi cepegoBH^a. nociBH TepMociaiyBanH B TepMocTaTi 3a 37 °C npoTaroM gBox gi6. KynbiypH BBaxanH nyranBUMH go TecToBaHoro ge3m4)eKTamy, aK^o picT MiKpoopraHi3My Ha eneKTHBHoMy cepegoBH^i BigMwa-nu nicna BHTpHMyBaHHa TecT-o6'eKTy 3 ge3rn4)iKyBanbHHM po3HH-hom MeHme 20 xBunuH, cthkhmh - Big 20 xBunuH (Morozova et al., 2008).
Pe3yabTaTH
npoaHani3oBaHo 135 KniniHHHx 3pa3KiB, i3 aKHx BugineHo 103 miaMH yMoBHo-naToreHHux MiKpoopram3MiB. 82 KynbiypH (79,6%) BigHeceHo go Kaieropii 36ygHHKiB BHyipimHbonkapHHHHx m^eK-nift (puc. 1). 13 hhx 3a BHBHeHHaM $i3ionoro-6ioxiMiHHHx o3HaK 43 mTaMH igeHTH^iKoBaHo aK Staphylococcus aureus, 39 - aK Pseudomonas aeruginosa. 31 i3 43 mraMiB 3onoTucToro cia^inoKoKa MaB 3gaTnicTb go nniBKoyTBopeHHa. 13 39 miaMiB cHHtorainHoi nanuHKH 3gaTnicTb go nniBKoyTBopeHHa Manu 24 i3onam
nig nac BH3HaneHHa amrfüoTHKoHyTUHBocTi BugineHux Kynb-Typ 3onoTucToro cTa^inoKoKa gHcKo-gH^y3inHHM MeTogoM Bcia-HoBneHo, ^o Bci mTaMH, 3gaTHi go nniBKoyTBopeHHa, ciinKi go epnтpoмiцннy, reHTaMiiiHHy, цнпpo$noкcaцннy Ta neBo^noKca-цннy (pHc. 2).
20,4%-
Ш збудники внутрiшньолiкарняних шфекцш
И щщ1 умовно-патогент мiкроорганiзми
79,6%
Рис. 1. Частота видлення госппальних штам1в бактерш 1з дослщних кшшчних зразив пащент1в 1з ВЛ1 (n = 103)
и о 14
1009080706050403020100-
R - стшк штами
.3 к .И я
к г о п
Is
О w
Рис. 2. Чутливгсть до антибютиыв штам1в Staphylococcus aureus, здатних до тшвкоутворення (n = 31)
Bhcokhh BigcoToK ctihkhx nniBKoTBipHHx mTaMiB S. aureus BigMi^anH go ^4»TaKcHMy (90,3% Kynbiyp) i npenapaTiB Teipa-цнкпiнoвoгo pagy - тeтpaцнкпiнy Ta goкcнцнкпiнy (80,6% Kynbiyp). HaftqyTnHBimHMH miaMH S. aureus, 3gaini go nniBKoyTBopeHHa, BHaBHnHca go KniHgaMiunHy (90,3%), BaHKoMiunHy Ta raiH-$noкcaцннy (80,6% KynbTyp). KlraMH 3onoTHcToro cTa^inoKoKa, He 3gaini go nniBKoyTBopeHHa, MeHm cTiflKi go aHTHÖioTHKiB, Hix
ил1вкотв1рн1 1золяти (рис. 3). Лише цефотаксим пригн1чував ргст 75,0% штамiв S. aureus. Yd дослщт культури виявилися чутливими до доксициклшу, гентам1цину, ципрофлоксацину, левофлоксацину та клшдамшину. 75,0% неплiвкотвiрних шта-м1в золотистого стафiлокока мали чутлив1сть до ванкомщину, оксацилгну, гатифлоксацину та норфлоксацину. Що стосуеться антиб1отикочутливост1 кл1н1чних 1золялв P. aeruginosa, здат-
>3 00
S-to
"î.
ä £ Ч-
î
r-f a
s i' с
G g 1 jä
È s
VO S
Частота видшення штам1в синьогншно1 палички, здатних до шпвкоутворення, %
Ашкацин
Амшцилш Гентамщин 1шпенем Меропенем Цефгазидим Норфлоксацин Ципрофлоксацин Цефоперазон/Сульбактам Цефоперазон Цефотаксим Пшерацилш Цефтр1аксон Цефешм
i i i i_i_i_i_!_
ш ш
сд ф
А о ri.
tí Яс
и 5.
2. £
Б'
«
Частота видшення штаьив золотистого стафшококу, не здатних до шпвкоутворення, %
о» 5'
Ер
ооооооооооо
_|_I_I_I_I_I_I_I_I_I
Доксициклш Еритромщин Гентамщин Гат1флоксацин Норфлоксацин Ципрофлоксацин Левофлоксацин Клшдамщин Оксацилш Тетрациклш Пешцилш О Ванкомщин Цефотаксим
□ Ш
ся ра
Л о
2 £3
В Й
3 5
2 Я
18) - ушестеро (32 мкг/мл). Значення МПК цефотаксиму для чотирьох Гзолятв синъогншно1 палички (№ 4, 16, 19 i 24) зб1га-лися з пороговими та становили 64 мкг/мл. Для iзолятiв P. aeruginosa № 18 i 21 значення МПК цефотаксиму перевищувало по-рогове уд^ч (128 мкг/мл), а для штам1в № 1 i 11 - учетверо (256 мкг/мл). Для культур P. aeruginosa № 1 i 16 значення МПК
гентамшину перевищувало порогове удвiчi (32 мкг/мл), для шта-м1в № 11 i 18 - учетверо (64 мкг/мл), для штаму № 21 - увось-меро. Таким чином, до трьох тестованих антибютичних препаратов (ципрофлоксацину, цефотаксиму та гентамшину) найре-зистентшшими виявилися ктшчш iзоляти синьогн1йно1 палички № 1, 11, 18 i 21 (табл. 2).
□ R - стшю штами
2 'ч
я ш
¡3
о н
Рис. 5. Чутливiсть до антибютиюв штамгв Pseudomonas aeruginosa, не здатних до плгвкоутворення (n = 15)
Таблиця 1
Мшмальна пригтчувальна концентрация антибiотикiв (мкг/мл) для штам1в S. aureus, здатних до гтвкоутворення (n = 10)
Порядковый номер штаму S. aureus
1 6 8 9 12 15 19 22 23 29
Ципрофлоксацин 8 16 4 4 16 4 8 16 4 4
Цефотаксим 128 64 64 64 128 64 256 256 64 64
Гентамщин 32 16 16 16 64 16 64 32 16 16
Таблиця 2
Мшмальна пригшчувальна концентрацiя антибютиюв (мкг/мл) для штам1в P. aeruginosa, здатних до пгавкоутворення (n = 8)
Порядковий номер штаму P. aeruginosa
1 4 11 16 18 19 21 24
Ципрофлоксацин 32 4 32 8 32 4 16 4
Цефотаксим 256 64 256 64 128 64 128 64
Гентамщин 32 16 64 32 64 16 128 16
Пд час доипдження ефективносп дй дезшфектантв отрима-но таи результата (табл. 3 i 4). 1з двох видГв хлорумсних дезшфектантв найефективн1шим в1дносно вох видлених культур золотистого стафшокока був «Дезактин». У 90,3% випадк1в 0,1% чи 0,2% розчин «Дезактину» пригшчував рют видшених плГвкотвГр-них Тзолятв золотистого стафшокока. Що стосуетъся нешпвко-твГрних Гзолятв S. aureus, то до цього дезшфектанту чутлиб! ва 12 видшених збудник1Б внутршньолшарняних шфекцш Менш ефек-тивним дезшфектантом виявився «Неохлор табс». Кшъисть чут-ливих до нього штам1Б золотистого стафшокока, не здатних до
Таблиця 3
Чутливгсть виgiлених кшичних Тзолятв S. aureus до дезшфектантв
плiвкоутворення, не перевищувала 75,0%, а у випадку плГбкотбГр-них Гзоляпб - i того менше (61,3%).
Пд час доипдження ефектиБносп дезшфектантв в1дносно псевдомонади встановлено, що у 100,0% випадюв рют неглiвко-твГрних Тзоляпв пригшчував «Дезактин» (0,1% або 0,2% розчин). Такий самий ефект спостерйали за дй 0,1% розчину «Неохлор табс». ПлГвкотвГрш штами синьогн1йно1 палички мали вищий сту-пшь резистентност! до дй обох дезшфектантв: бактерицидний ефект 0,1%о розчину «Неохлор табс» спостерйшш в 75,0%, а роз-чин1в «Дезактин», - у 62,5% випадюБ.
Об'ект дослТдження Вид i концентращя ЧутлнБ1 штами Crimi штами
дезшфектанту абсолютна юльюсть % абсолютна юльюсть %
Пшвкотшрт штами «Дезактин», 0,1% «Дезактин», 0,2% 28 28 90,3 90,3 3 3 9,7 9,7
S. aureus, n = 31 «Неохлор табс», 0,03% 19 61,3 12 38,7
«Неохлор табс», 0,1% 22 71,0 9 29,0
Не^вкотирш штами «Дезактин», 0,1% 12 100,0 0 0,0
S. aureus, n = 12 «Дезактин», 0,2% 12 100,0 0 0,0
«Неохлор табс», 0,03% 9 75,0 3 25,0
«Неохлор табс», 0,1% 9 75,0 3 25,0
Таблиця 4
Чутлишсть видшених клЫчннх 1золятш P. aeruginosa до дезiнфектангiв
Об'ект досл1дження ■ ■ ■ 1 4yrami штами Спйю штами
абсолютна кшьюсть % абсолютна кшьюсть %
^«Дезактин», 0,1% 15 62,5 9 37,5
Пл1вкотшрт шгами «Дезактин», 0,2% 15 62,5 9 37,5
P. aeruginosa, n = 24 «Неохлор табс», 0,03% 12 50,0 12 50,0
«Неохлор табс», 0,1% 18 75,0 6 25,0
«Дезактин», 0,1% 15 100,0 0 0,0
Непливкотв1рт шгами «Дезактин», 0,2% 15 100,0 0 0,0
P. aeruginosa, n = 15 «Неохлор табс», 0,03% «Неохлор табс», 0,1% 12 15 80,0 100,0 3 0 20,0 0,0
Обговорення
Мониторинг резистентностт до антибактерiалъниx препаратв нозокомiалъниx шгамiв мiкроорганiзмiв - обов'язкова складова системи iнфекцiйного контролю багатьох кра!н свпу (Murphy et al., 2016; Choi et al., 2016; Iliyasu et al., 2016; Ramirez-Blanco et al., 2017; Singh et al., 2017).
Пд час визначення ангибютикочутливосп видлених культур -збудниыв внyтрiшньолiкарнiниx iнфекцiй P. aeruginosa та S. aureus диско-дифузшним методом установлено, що найефективн-шими антибютичними препаратами проти кйнчних !золяттв золотистого стафшокока виявилися клшдамшин ванкомшин, оксаци-лш i гатифлоксацин, а синьогнйно! палички - амжацин меропе-нем i норфлоксацин. Найменш ефективним антибютиком проти видiлениx штамiв S. aureus можна вважати цефотаксим, а ввдносно синьогншно! палички - гентамшин, 1м1пенем i цефтриаксон.
Отриман дан! тдтверджують результата дослвджень, про-ведених Potochylova (2015) на бая Кшвсько! обласно! кйнчно! лжарт Вона показала, що 1з юйнчного матер1алу вщ пацieнгiБ в гншно-септичними ускладненнями найчастше видшяли саме P. aeruginosa i S. aureus. Штами золотистого стафшокока харак-теризувались високою ст-шкстю до ангибiотикiв пенiцилiнового та цефалоспоринового рядв, а синюгншно! палички - до М- та меропенему, а також до цефалоcпоринiБ: цефтазидиму, цефетпму, цефжсиму, цефазолшу, цефтибутену.
Nеgi et al. (2015) показали, що видшет з ран тсляопера-цшних пацieнтiБ госттальт штами P. aeruginosa виявилися найчутлившими до амжацину та пшерацилшу (54,5% в1д за-гально! ылькосп 1золят1Б синьогашно! палички). До шших ан-тибютак1Б килькить чутливих !золягпв не перевищувала 27,3%. Heydarpour et al. (2017) встановили, що високий рiвенъ стшкосп (понад 50,0% культур) проявили нозокомальт штами P. aeruginosa вщносно цефтазидиму, цефтриаксону, ципрофлоксацину та гентамшину. Амiкацин пригтчував рют видшених культур лише в 33,3% випадкв, що суперечить нашим даним.
Стосовно ангибiотикорезиcтенгноcтi клЫчннх 1золят1в золотистого стафшокока отримат нами результата узгоджують-ся з наведеними шшими авторами (Kahsay et al., 2014; Manyahi et al., 2014; Belbas et al., 2017; Chen et al., 2017). Вони показали, що госштальш штами S. aureus характеризувались найбшь-шою стшюстю до пеншилмв (пенiцилiнy G, ампщилшу, амо-ксицилш / клавуланату) та цефалоспоринв (цефотаксиму, цефтриаксону), а найменшою - до клшдамщину та ванкомщину.
Видшет штами золотистого стафшокока, не здатн до плгБкоутворення, характеризувалися вищим р1внем чутливосп до тестованих антибютичних препаратв, нж пл!вкотб1рн! 1зо-ляти. Вщносно синьогашно! палички тако! тенденцп не вщмъ чали. Уа видiленi штами P. aeruginosa мали вищий ступшь резистентност до ди ангибiотикiв, тж штами S. aureus. Най-бшьшу стшкють 1золяти золотистого cтафiлокока та синьогнйно! палички, здатт до плiвкоyтворення, проявили до генгамъ цину, цефотаксиму та ципрофлоксацину.
На наступному етап роботи тд час визначення ангибютикочутливосп видiлениx збудникв внутршньолжарняних ш-фекцш, здатних до плiвкоyтворення, методом сершних розве-день, показано, що МПК ципрофлоксацину та гентамшину у двох !золягпв P. aeruginosa перевищували МПК цих антибюти-
KiB y S. aureus, ^o cBignuTt npo bh^hh piBeHt pe3HCTemHOCTi y KniHMHHx mTaMiB cHHtormMHoi nannnKH nopiBHaHo i3 3onoTHc-thm CTa^moKOKOM. 13 31 nniBKoTBipHoro i3onara S. aureus HaHBH-^i MnK 3a TptoMa TecToBaHHMH aHTHÖioTHKaMH Manu n'aTt mTaMiB: № 1 i 19, a TaKox № 6, 12 i 22; a i3 24 gocnigHHx Kynt-Typ P. aeruginosa - mTaMH № 1, 11, 18, 21. Ix MoxHa BBaxaTH i3onaTaMH 3 mhoxhhhoki pe3HcTeHrmcTro. 3a cynacHoro MiKpo-6ionorMHoro TepMiHonoriero go mTaMiB i3 mhoxhhhoki pe3Hc-TeHTmcTTO (MDR) BigHocaTt Ti, aKi MaroTt pe3HCTeHTHicTb ^o-HaHMeHme go Tptox aHTHÖioTHHHHx npenapariB (Gill et al., 2011; Magiorakos et al., 2012).
3a pe3yntTaTaMH BH3HaneHHa e^eKTHBHocii gii xnopyMicHux ge3iH$eKTaHTiB «,fl£3aKTHH» i «Heoxnop Ta6c» npoTH BHgineHHx 3ÖygHHKiB BHyTpimHtoniKapHaHHx iH^eKuiH BcTaHoBneHo, ^o mTaMH S. aureus Ta P. aeruginosa, 3gaTHi go nniBKoyTBopeHHa, xapaKTeproyBannct bh^hm cTyneHeM pe3ucTeHTHocTi go gii o6ox BugiB ge3iH^eKTaHTiB, Hix HenniBKoTBipHi i3onaTH. OrpuMam HaMH pe3yntTaTH y3rogxyroTtca 3 gaHHMH Biidier et al. (2011) i Abdallah et al. (2014) npo Te, ^o nniBKoTBipHi mTaMH 36ygHHKiB Ho3oKoMiantHHx iH^eKuiH cTiHKimi go gii ge3iH^eKTaHTiB nopiB-HaHo 3 i3onaTaMH, He 3gaTHHMH go yTBopeHHa 6ionniBoK. üpHHo-My Han6inbmHH öaKTepHnHgHHH e^eKT BigHocHo nniBKoTBipHux BapiaHiiB npoaBnaroTt caMe xnopyMicHi ge3iH^eKTaHTH (Bridier et al., 2011).
OTpuMaHi gaHi go3BonaroTb KoHCTaiyBaiH, ^o y KniHinHux mTaMiB S. aureus i P. aeruginosa - 3ÖygHHKiB BHyTpimHtoniKapHaHHx iH^eKuiH - icHye npaMHH B3aeMo3B'a3oK Mix noKa3HHKaMH cTiHKocTi ix go aHTHÖioTHKiB Ta ge3iH^eKTaHTiB i 3gaTHicTro KyntTyp go nniBKoyTBopeHHa.
BHCHOBKH
nig ^ac gocnigxeHHa BigoKpeMnroBaHoro paH nanieHTTB y 79,6% KniHHHHx 3pa3KiB BHgineHo 3ÖygHHKH BHyTpimHtoniKapHaHHx iH^eK-nin, igeHTH^iKoBaHi aK S. aureus i P. aeruginosa. Зgaтнicтb go nniBKoyTBopeHHa Manu 31 i3 43 (72,0%) BugineHux mTaMiB 3onoTHCToro cTa^inoKoKa i 24 i3 39 (61,5%) KniHiHHux i3onaiiB cHHtorrnnHoi na-nnHKH. Bei nniBKoTBipHi mTaMH npoaBunu cтiнкicтb go epnTpoMinH-Hy, reHTaMiuHHy, цнпpo^noкcaцннy Ta neBo^noKcaunHy. HaHHyTnn-BimHMH bohh BHaBunuca go KniHgaMiLiHHy (90,3%o), BaHKoMinHHy (80,6%) Ta raTH^noKcauHHy (80,6%o KyntTyp). HenniBKoTBipHi mTaMH 3onoTHCToro cTa^inoKoKa xapaKTepH3yBanHca hhxhhm CTyneHeM pe3HCTeHTHocTi go aHTHÖioTHKiB, Hix nniBKoTBipHi i3onam flume le^oTaKCHM npuTHi^yBaB picT 75,0%o mTaMiB S. aureus. yci gocnigHi KyntTypu BHaBunuca ^yTnuBHMH go goKCHiHKniHy, reHTaMiiHHy, ih-npo^noKcauHHy, neBo^noKcaiHHy Ta KniHgaMiuHHy.
nniBKoTBipHi KniHi^Hi i3onaTH P. aeruginosa npoaBunu pe3HC-TeHiHicTt go aMniuuniHy, reHTaMiuHHy, iMineHeMy, ue^oTaKCHMy Ta ue^TpuaKcoHy. Han^yTnuBimi (75,0% KyntTyp) bohh go ninepa-UHniHy Ta ue4»nepa3oH / cynt6aKTaMy. HenniBKoTBipHi mTaMH ch-HBorHiHHoi nanuHKH 36epiranu cтiнкicтb BigHocHo reHTaMiuHHy, iMineHeMy Ta ue^npuaKcoHy. HaHßinbmy ^yTnuBicTb npoaBunu bohh go unnpo^noKcauHHy (80,0% i3onaiiB), a TaKox go aMiKauHHy, aM-niuHniHy, MeponeHeMy, Hop^noKcauuHy Ta ue^oTaKcuMy (60,0% KyntTyp). bh^hh piBeHt pe3HcTeHiHocTi Manu KniHMHi mTaMH cHHtorHiHHoi nanHHKH nopiBHaHo i3 3onoTHcTHM cTa^inoKoKoM 3a 3HaneHHaMH MnK unnpo^noKcauHHy Ta reHTaMiuHHy.
Hafte^eKTHBHimHM ge3iH$eKTaHTOM npoTH BugineHHX KnimH-hhx HenniBKOTßipHHX mTaMiB 3onoTHCToro cra^moKOKa Ta ch-HboraifiHol nanuHKH bhhbhbcä «fle3aKTHH» y KOH^mpaiin 0,1% a6o 0,2%. BigHOCHO i3onaTiB S. aureus, 3gaTHHX go nniBKoyiBO-peHHa, ftoro e^eKTHBrncib 3HH3Hnacb Ha 9,7%. HaftKpa^HH 6aK-TepmiHgHHH e^eKT npoTH nniBKOTBipHHX mTaMiB P. aeruginosa npoaBHB 0,1% po3HHH «Heoxnop Ta6c». BiH npurawyBaB picT 75,0% TecTOBaHHX KynbTyp.
y kjdhhhhx mTaMiB S. aureus i P. aeruginosa - 3ÖygHHKiB BHy-TpimHboniKapHaHHX iH^ieKLiiH - icHye npaMHH B3aeMO3B'a3OK Mix no-Ka3HHKaMH criHKOcri ix go aHiHßioTHKiB Ta ge3iH$eKiaHiiB i 3gaT-HicTKi KynbTyp go miBKoyTBopeHHH.
References
Abdallah, M., Benoliel, C., Drider, D., Dhulster, P., & Chihib, N. E. (2014). Biofilm formation and persistence on abiotic surfaces in the context of food and medical environments. Archives of Microbiology, 196, 453-472. Ali, Z., Mumtaz, N., Naz, S. A., Jabeen, N., & Shafique, M. (2015). Multi-drug resistant Pseudomonas aeruginosa: A threat of nosocomial infections in tertiary care hospitals. The Journal ofthe Pakistan Medical Association, 1, 12-16. Ansari, S., Nepal, H. P., Gautam, R., Rayamajhi, N., Shrestha, S., Upadhyay, G., Acharya, A., & Chapagain, M. L. (2014). Threat of drug resistant Staphylococcus aureus to health in Nepal. BMC Infectious Diseases, 14, 1-5. Baldan, R., Cigana, C., Testa, F., Bianconi, I., De Simone, M., Pellin, D., Di Serio, C., & Bragonzi, A. (2014). Adaptation of Pseudomonas aeruginosa in cystic fibrosis airways influences virulence of Staphylococcus aureus in vitro and murine models of co-infection. PLoS One, 9(3), e89614. Belbase, A, Pant, N. D., Nepal, K., Neupane, B., Baidhya, R., Baidya, R., & Lek-hak, B. (2017). Antibiotic resistance and biofim production among the strains of Staphylococcus aureus isolated from pus/wound swab samples in a tertiary care hospital in Nepal. Annals of Clinical Microbiology and Antimicrobials, 16, 15.
Bridier, A., Dubois-Brissonnet, F., Greub, G., Thomas, V., & Briandet, R. (2011). Dynamics of the action of biocides in Pseudomonas aeruginosa biofims. Antimicrobial Agents and Chemotherapy, 55, 2648-2654. Chadha, T. (2014). Bacterial biofilms: Survival mechanisms and antibiotic resistance. Journal of Bacteriology and Parasitology, 5(3). Chen, K., Huang, Y., Song, Q., Wu, C., Chen, X., & Zeng, L. (2017). Drug-resistance dynamics of Staphylococcus aureus between 2008 and 2014 at a tertiary teaching hospital, Jiangxi Province, China. BMC Infectious Diseases, 17, 97. Choi, J. Y., Kwak, Y. G., Yoo, H., Lee, S. O., Kim, H. B., Han, S. H., Choi, H. J., Kim, H. Y., Kim, S. R., Kim, T. H., Lee, H., Chun, H. K, Kim, J. S., Eun, B. W., Kim, D. W., Koo, H. S., Cho, E. H., & Lee, K. (2016). Korean Nosocomial Infections Surveillance System. Trends in the distribution and antimicrobial susceptibility of causative pathogens of device-associated infection in Korean intensive care. Journal of Hospital Infections, 92(4), 363-371. Dasgupta, S., Das, S., Chawan, N. S., & Hazra, A. (2015). Nosocomial infections in the intensive care unit: Incidence, risk factors, outcome and associated pathogens in a public tertiary teaching hospital of Eastern India. Indian Journal of Critical Care Medicine, 19(1), 14-20. Gill, M. M., Usman, J., Kaleem, F., Hassan, A., Khalid, A., Anjum, R., & Fahim, Q. (2011). Frequency and antibiogram of multi-drug resistant Pseudomonas aeruginosa. Journal ofthe College of Physicians and Surgeons Pakistan, 21(9), 531-534.
Heydarpour, F., Rahmani, Y., Heydarpour, B., & Asadmobini, A. (2017). Nosocomial infections and antibiotic resistance pattern in open-heart surgery patients at Imam Ali Hospital in Kermanshah, Iran. GMS Hygiene and Infection Control, 12, 1-8. Iliyasu, G., Daiyab, F. M., Tiamiyu, A. B., Abubakar, S., Zaiya, G. H., Sarki, A. M., & Habib, A. G. (2016). Nosocomial infections and resistance pattern of common bacterial isolates in an intensive care unit of a tertiary hospital in Nigeria: A 4-year review. Journal of Critical Care, 34, 116-120. Kahsay, A., Mihret, A., Abebe, T., & Andualem, T. (2014). Isolation and antimicrobial susceptibility pattern of Staphylococcus aureus in patients with surgical site infection at Debre Markos Referral Hospital, Amhara Region, Ethiopia. Archives of Public Health, 72, 16.
Khan, H. A., Ahmad, A., & Mehboob, R. (2015). Nosocomial infections and their control strategies. Asian Pacific Journal of Tropical Biomedicine, 5(7), 509-514.
Kim, S., Lieberman, T. D., & Kishony, R. (2014). Alternating antibiotic treatments constrain evolutionary paths to multidrug resistance. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 111(40), 14494-14499.
Magiorakos, A.-P., Srinivasan, A., Carey, R. B., Carmeli, Y., Falagas, M. E., Giske, C. G., Harbarth, S., Hindler, J. F., Kahlmeter, G., Olsson-Liljequist, B., Paterson, D. L., Rice, L. B., Stelling, J., Struelens, M. J., Vatopoulos, A., Weber, J. T., & Monnet, D. L. (2012). Multidrug-resistant, extensively drug-resistant and pandrug-resistant bacteria: An international expert proposal for interim standard definitions for acquired resistance. Clinical Microbiology and Infection, 18(3), 268-281.
Manyahi, J., Matee, M. I., Majigo, M., Moyo, S., Mshana, S. E., & Lyamuya, E. F. (2014). Predominance of multi-drug resistant bacterial pathogens causing surgical site infections in Muhimbili National Hospital, Tanzania. BMC Research Notes, 7, 500.
Menegueti, M. G., Canini, S. R. M. da S., Bellissimo-Rodrigues, F., & Laus,
A. M. (2015). Evaluation of nosocomial infection control programs in health services. Revista Latino-Americana de Enfermagem, 1, 98-105.
Murphy, R. A., Okoli, O., Essien, I., & Teicher, C. (2016). Multidrug-resistant surgical site infections in a humanitarian surgery project. Epidemiology Adn Infection, 144(16), 3520-3526.
Nathwani, D., Raman, G., Sulham, K., Gavaghan, M., & Menon, V. (2014). Clinical and economic consequences of hospital-acquired resistant and multidrug-resistant Pseudomonas aeruginosa infections: A systematic review and meta-analysis. Antimicrobial Resistance and Infection Control, 3, 32.
Negi, V., Pal, S., Juval, D., Sharma, M. K., & Sharma, N. (2015). Bacteriological profie of surgical site infections and their antibiogram: A study from resource constrained rural setting of Uttarakhand State. India Journal of Clinical and Diagnostic Research, 9(10), 17-20.
O'Toole, G. F., Kaplan, H. B., & Kolter, R. (2000). Biofilm formation as microbial development. Annual Review of Microbiology, 54, 49-79.
Ramirez-Blanco, C. E., Ramirez-Rivero, C. E., Diaz-Martinez, L. A., & Sosa-Avila, L. M. (2017). Infection in burn patients in a referral center in Colombia. Burns, in press.
Rezai, M. S., Bagheri-Nesami, M., & Nikkhah, A. (2017). Catheter-related urinary nosocomial infections in intensive care units: An epidemiologic study in North of Iran. Caspian Journal of Internal Medicine, 8(2), 76-82.
Scherbaum, M., Kösters, K., Mürbeth, R. E., Ngoa, U. A., Kremsner, P. G., Lell,
B., & Alabi, A. (2014). Incidence, pathogens and resistance patterns of nosocomial infections at a rural hospital in Gabon. BMC Infectious Diseases, 14, 124.
Singh, S., Malhotra, R., Grover, P., Bansal, R., Kaur, R., & Jindal, N. (2017). Antimicrobial resistance profile of methicillin-resistant Staphylococcus aureus colonizing the anterior nares of health-care workers and outpatients attending the remotely located tertiary care hospital of North India, 9(4), 317-321.
Singh, S., Singh, S. K., Chowdhury, I., & Singh, R. (2017). Understanding the mechanism of bacterial biofilms resistance to antimicrobial agents. The Open Microbiology Journal, 11, 53-62.
Sonmezer, M. C., Ertem, G., Erdincm, F. S., Kilic, E. K., Tulek, N., Adiloglu, A., & Hatipoglu, C. (2016). Evaluation of risk factors for antibiotic resistance in patients with nosocomial infections caused by Pseudomonas aeruginosa. Canadian Journal of Infectious Diseases and Medical Microbiology, 2.
Sowash, M. G., & Uhlemann, A. C. (2014). Community-associated methicillin-resistant Staphylococcus aureus case studies. Methods of Molecular Biology, 1085, 25-69.
Tong, S. Y., Davis, J. S., Eichenberger, E., Holland, T. L., & Fowler, V. G. J. (2015). Staphylococcus aureus infections: Epidemiology, pathophysiology, clinical manifestations, and management. Clinical Microbiology Reviews, 28(3), 603-661.
Vuong, C., Yeh, A., Cheung, G., & Otto, M. (2016). Investigational drugs to treat methicillin-resistant Staphylococcus aureus. Expert Opinion on Investigational Drugs, 25(1), 73-93.
Wang, L., & Ruan, S. (2017). Modeling nosocomial infections of methicillin-resistant Staphylococcus aureus with environment contamination. Scientific Reports, 7, 1-12.
