CC BY
5
Для определения коэффициента снятия мы брали мазки стандартным и предлагаемым методом. Установлено, что для стекла, глазурованной плитки и алюминия коэффициенты снятия совпадают и находятся в пределах 85—95%.
Экспериментально на 45 обследованных обоего пола было установлено, что при взятии пинцета таким образом, чтобы большой и указательный палец не заходил дальше 1-й вырезки от хвоста на боковых поверхностях и при положении его под углом примерно 30° к протираемой поверхности, усилие оказывается одинаковым и равно примерно 1 —1,2 кг. Разброс давления лежит в пределах 0,9—1,3 кг независимо от пола и мускульной силы испытуемыхТакая величина разброса давлений не сказывается на эффективности снятия мазков.
Предлагаемый метод наиболее пригоден для контроля загруженности относительно равных поверхностей, при исследовании которых обеспечивается одинаковое усилие. Сравнительная оценка данного метода в сопоставлении со стандартным дана в таблице.
Выводы
1. Стандартный метод проверки радиоактивной загрязненности методом мазков не свободен от недостатков, заключающихся в сложности, длительности выполнения исследования и возможных потерях радиоактивных веществ при обработке снятых мазков.
2. Предлагаемый метод позволяет снимать мазки в идентичных условиях, обеспечивая одинаковое давление на мазок.
3. Потеря снятого радиоактивного материала в процессе обработки мазков при использовании рекомендуемого метода исключена.
4. Предлагаемая модификация метода позволяет получить ответ спустя 5—10 мин. после снятия вместо l'/г—2 часов при стандартном методе.
ЛИТЕРАТУРА
Санитарные правила работы с радиоактивными веществами и источниками ионизирующих излучений. М., 1960.—С е м о в Б. М., Шестаков Ю., Орлова К. В кн.: Сборник радиохимических и дозиметрических методик. М., 1959, стр. 105.
Поступила 21/11 1963 г.
УДК 576.851.48.093.3+614.31-078
ОБ ИСПОЛЬЗОВАНИИ ЭЛЕКТИВНОЙ СРЕДЫ ДЛЯ ОБНАРУЖЕНИЯ КИШЕЧНОЙ ПАЛОЧКИ ПРИ ТЕКУЩЕМ
САНИТАРНОМ КОНТРОЛЕ
Канд. биол. наук М. А. Хейфец Центральная лаборатория Ленинградского мясного комбината
Использование элективной среды для кишечной палочки (М. А. Хейфец, 1954) получило положительные отзывы в печати (В. С. Закордо-нец и О. П. Чемодурова, 1958; В. И. Бугрова, 1960; Я. И. Павлович и Ф. П. Хмелинин, 1961; А. М. Скородумова, 1963). Широкое внедрение этой среды в практику требует уточнения некоторых вопросов.
1 Давление определяли на пружинных весах с точностью +5 г.
Предложенная среда имеет следующий состав: 10 г пептона, 5 г маннита, 5 г поваренной соли, 1 л водопроводной воды; рН 7,0—7,6. Ее готовят следующим образом. Нужно нагреть до кипения (фильтровать не обязательно) и добавить 1 мл 5% спиртового раствора розоло-вой кислоты и 2,5 мл 0,1% водного раствора метиленовой синей. Стерилизуют кипячением или нагреванием в кипящей водяной бане в течение 5 мин.; автоклавирование не вредит среде, но нужды в такой стерилизации нет. Индикаторы: 1) 0,5 г порошка розоловой кислоты внести в маленький флакончик с хорошо пригнанной пробкой и залить 10 мл спирта; раствором можно пользоваться со следующего дня в течение месяца; 2) 0,1 г метиленовой синей залить 100 мл дистиллированной воды, нагреть до кипения; срок действия раствора не ограничен.
Ввиду большого расходования среды ее можно заготовить в сухом виде. При этом следует соблюдать ряд указанных ниже условий. Ингредиенты: 1 кг пептона, 0,5 кг маннита, 0,5 кг поваренной соли тонкого помола, 5 г розоловой кислоты, 0,25 г метиленовой синей. За 2—3 дня перед смешиванием маннит и соль (порознь) помещают в термостат или другое теплое место для подсушивания. В большую ступку (диаметром 25 см) вносят небольшое количество (2 столовые ложки) соли и все количество (0,25 г) метиленовой синей и растирают до полной однородности по цвету. Добавляют еще 2 ложки соли и вновь растирают до однородности. Затем вносят всю (5 г) розоловую кислоту и продолжают растирать, постепенно добавляя всю остальную соль. Когда вся соль приобретет однородный цвет, ее высыпают из ступки, а затем начинают смешивать маннит с этой солью следующим образом. В ступку вносят ложку соли и столько же маннита и растирают. Маннит, даже соверщенно сухой, образует комки; тщательно смешанный с солью, он теряет это свойство и смесь получается рассыпчатой. Смесь из ступки высыпают в большую подходящую емкость (например, эмалированное ведро), в ступку вновь вносят по ложке соли и маннита, растирают и т.. д. Когда соль и маннит полностью будут перемешаны, в емкость вносят весь пептон (1 кг) и тщательно перемешивают рукой. Готовую среду хранят в банках, закрытых пробками.
Для получения рабочей среды 2 г сухой смеси заливают 100 мл водопроводной воды, добавляют 1 мл 0,1 н. раствора ЫаОН (не обязательно, но желательно) и стерилизуют кипячением, как указано выше. Без щелочи рН среды находится в пределах 7,0—7,3, но так как желательно, чтобы он был выше, рекомендуется добавлять 1 мл 0,1 н. раствора ЫаОН на каждые 2 г сухой смеси (рН повышается до 7,4—7,6).
Исходный цвет среды красновато-сиреневый. Чем выше рН, тем интенсивнее цвет с переходом в сторону красного. После посева и роста кишечной палочки среда, налитая в небольшом количестве (около '/з пробирки), приобретает зеленый цвет. Если же среда налита высоким слоем (что необходимо в случае анализа и посевов плотных продуктов), то она, только что вынутая из термостата после инкубации, имеет желтоватый цвет, однако при стоянии постепенно, а при встряхивании быстро меняет цвет на салатно-зеленый; в обоих случаях среда становится мутной. Причина изменения цвета среды после инкубации посева следующая. При росте микробов в ней создаются почти анаэробные условия вследствие насыщения ее углекислотой, снижения растворимости кислорода при температуре термостата и малой поверхности соприкосновения с воздухом. В этих условиях метиленовая синяя переходит в лейкосоединение, становится бесцветной. Розоловая кислота, имеющая при исходном рН среды красный цвет, переходит в желтый при снижении рН (вследствие разложения маннита). Желтый цвет на фоне сходного цвета пептонной воды плохо выявляется. Но достаточно среде остыть, как начинает повышаться растворимость кислорода, вследствие чего лейкосоединение метиленовой синей разрушается и восстанавли-
вается синий цвет. Теперь желтый цвет розоловой кислоты в сочетании с синим вызывает салатно-зеленое окрашивание, которое, начинаясь сверху, переходит на весь столбик среды. Встряхивание ускоряет процесс (около минуты).
При внесении большого количества клеток кишечной палочки указанная реакция среды наступает уже через несколько часов, но даже при внесении единичных клеток реакция наступает максимум через 13 часов при условии, что температура в термостате удерживается постоянной (37—37,5°). Если термостат недостаточно отрегулирован, то этот срок может несколько удлиниться. В редких сомнительных случаях (когда цвет недостаточно яркий или мутность слабая) рекомендуется следующая проба. Из пробирки отливают 1—2 мл среды в белую фарфоровую чашечку и добавляют 1—2 капли индикатора метилового красного (0,1 г метилового красного, 62 мл спирта и 38 мл дистиллированной воды). В случае наличия в среде кишечной палочки жидкость принимает устойчивый малиновый или кирпично-красный цвет, во всех остальных случаях — желтый или оранжевый или (редко) красноватый, но быстро исчезающий цвет.
Указанные признаки изменения цвета среды не следует рассматривать как видовоспецифические для кишечной палочки, так как цвет данной среды изменяется под влиянием рН и при значении ее 5,0—4,7 становится отчетливо зеленым. Соответствующим комплексом свойств— использовать для дыхания маннит, при этом разлагать его до указанного значения рН, переносить соответствующую концентрацию розоловой кислоты — обладают все разновидности группы кишечной палочки, а также салмонелла. Протей не разлагает маннита, но растет на этой среде, подщелачивая ее, вследствие чего она приобретает кирпично-красный цвет. Если в среде маннит заменить глюкозой, то при росте протея цвет становится зеленым. Но заменять маннит глюкозой нецелесообразно, так как это заметно снизит элективные в отношении кишечной палочки свойства среды. Наблюдения, проведенные до сих пор, подтвердили, что большинство сапрофитных видов не растет на этой среде. Те же сапрофиты, которые растут (при обильном засеве), дают скудный и нехарактерный рост.
Среда предложена и должна применяться для определения кишечной палочки при текущем санитарном контроле и в особенности для определения санитарной доброкачественности подавляющего большинства термически обрабатываемых продуктов или объектов внешней среды, соприкасающихся с ними. В пищевых продуктах, термически обрабатываемых до готовности к употреблению в пищу, не должно быть микробов группы кишечной палочки. Точно так же ее не должно быть и на тех объектах внешней среды (оборудование, упаковка, руки), которые соприкасаются с термически обработанной готовой пищевой продукцией, не имеющей защитной оболочки (например, студни, паштеты, хлеб и т. п.).
Кишечная палочка, обнаруженная в продуктах, является в данном случае показателем термической обработки и указывает на нарушение термического режима (М. А. Хейфец, 1961). Обнаруженная на поверхности безоболочечных изделий, а также на оборудовании, таре и руках, соприкасающихся с ними, она является показателем нарушения санитарного режима.
Практически безразлично, какая разновидность кишечной палочки или родственных ей видов из семейства кишечных (или протей) будет выделена при санитарном анализе. Выполняя в анализе индикаторную функцию, все разновидности кишечной палочки одинаково должны отсутствовать. Следует подчеркнуть, что с точки зрения выполнения этой индикаторной функции роль группы кишечной палочки ввиду ее распространенности значительно больше, чем других представителей
кишечных бактерий, поэтому дополнительные посевы на протей, салмо-неллы в обычном оперативном анализе являются обременительной для лаборатории и неоправданной работой. Само собой разумеется, что инкубацию посевов нужно производить только при 37°.
Исходя из сказанного, мы даем заключение при обычном текущем контроле о санитарной доброкачественности пищевых продуктов только по реакции среды после инкубации посевов без выделения чистой культуры и дальнейшей идентификации. Само собой разумеется, что при эпидпоказаниях необходимы выделение чистой культуры и полная ее идентификация.
ЛИТЕРАТУРА
Бугрова В. И. В кн.: Аннотации научных работ, выполненных институтом санитарии и гигиены им. Ф. Ф. Эрисмана за 1957—1959 гг. М., 1960, стр. 133, 135, 139.—За кор донец В. С., Чемодурова О. П. Молочная пром., 1958, № 6. стр. 35.—Павлович Я. И., Хмелинин Ф. П. Лаб. дело, 1961, № 6, стр. 32.— Скородумова А. М. Практическое руководство по технической микробиологии молока и молочных продуктов. М.—Л., 1949.—X е й ф е ц М. А. Вопр. питания, 1954, № 3, стр. 41.—О н ж е. Там же, 1961, № 5, стр. 84.
Поступила 27/У 1963 г.
ОПЕЧАТКИ
Напечатано
Следует читать
По чьей внне
В статье А. Д. Джумбаева, № 2—1964 г.
30-33 сверху
8—10 снизу
При содержании сернистого свинца в различных образцах пыли от следов до 5% экспериментальный пневмо-кониоз белых крыс не развивался.
Содержание сернистого свинца в пыли в количестве от следов до 5% не вызывало развития экспериментального пневмоконноза.
Содержание сернистого свинца в различных образцах пыли в количестве от следов до 5% не оказало влияния на развитие экспериментального пневмоконноза белых крыс.
Содержание сернистого свинца в пыли в количестве от следов до 5% не оказывало воздействия на развитие эксперимента л ь н о г о пневмокониоза.
Лит-редак-ция
Лит-редак-ция
В статье А. М. Мамедова, № 3—1964 г.
Табл. 2, (в графе «Год обучения») 3-я и 4-я стр. сверху
3-й
4-й
2-й 3-й
Лит-редак-ция
