CC BY
10
1. Установить порядок в деле организации станций на местах, правильно руководить ими и отвечать за их работу. Для этого в Нарком-здравах союзных республик выделить специальную группу (или лицо), ведающую станциями, работающую под непосредственным руководством главного санитарного инспектора республики. В области, крае и АССР, городе и районе ответственность за работу станции должна быть делом старшего госсанинспектора области (края) или главного госсанинспектора АССР.
2. Всемерно укрепить станции путем обязательного обеспечения их помещениями и транспортом и непременного развертывания всех структурных частей станции, согласно положению о них.
3. Сделать обязательным проведение станциям« санитарной работы наравне с противоэпидемической, а также широкой организации сани-тарно-профилактической работы через медицинский персонал лечебных учреждений и через само население.
4. Широко развернуть на станциях санитарно-просветительную работу и руководить ею в районе. •
5. Закрыть те станции, в которых нет возможности развернуть необходимые их составные элементы, превратив такие «номинальные» станции в учреждения, соответствующие их существу и оснащению (эпидемиологические отряды 'И т. п.).
6. Провести дальнейшее укрепление, наравне с ГСИ, станций врачебными и среднемедицинскими кадрами. Организовать подготовку и переподготовку средних санитарных, противоэпидемических и лабораторных работников на местах в областных центрах и городах на базе-институтов о^рЛфупяых станций.
7. Наладить снабжение станций лабораторным имуществом и химикалиями через аптекоуправления областей (краев) и главмедснабсбыгы путем своевременной подачи заявок и контроля за их выполнением. Организовать при областных, краевых, республиканских или другр.х крупных станциях производственные мастерские по изготовлению и ремонту лабораторной аппаратуры, оборудования и т. п.
8. Обеспечить с самого начала правильное структурное построение станций в освобожденных районах и должным образом организовать санитарную и противоэпидемическую работу в них. ^
Л. И. МАЦ,
Обзор статей по санитарной бактериологии, эпидемиологии и дезинфекции
И. П. Осад чих. Ускоренное выращивание кишечной палочки на среде с мясным гидролизатом, изготовленным в лабораторных условиях.
(Из Рубцовской лаборатории треста Мосводопровод.)
Многочисленным« опытами в лаборатории автором впервые была подобрана питательная среда, которая ускорила развитие колоний д» 10 часов. В основу была взята среда Эндо, модифицированная автором следующим образом!. На 1 ООО мл 2% отвара из сухих ростков ячменя вносится агар-агара (архангельского) 8—10 г, мясного гидрол^зата 20 г, дрожжевого гидролизата 20 г и рН питательного агара 7,3 г. При изготовлении из питательного агара среды Э.ндо добавляется на 100 мл среды 1,5 г лактозы, 0,2 г сульфита (безводного) и 0,7—0,8 мл насыщенного спиртового раствора фуксина.
До войны мясной гидролизат. получался на Московском мясокомбинате. В настоящее время комбинат его не изготовляет, и получение
I .
гидролизата налажено в лабораторных условиях. Мясо говяжье освобождается от костей, жира и сухожилий, разрезается на куски по 50—100 г и закладывается в кастрюлю для варки. Вода* прибавляется в количестве, равном весу мяса. Варка производится при слабом кипении в течение 2—2Чг часов в автоклаве без давления. Вареное мясо, отделяется от бульона и пропускается через мясорубку. Полученный мясной фарш взвешивается. Бульон может быть использован в качестве мясной воды при изготовлении обычных питательных сред.
Гидролиз проводится следующим образом. В мясной фарш вносят воду и соляную кислоту удельного веса 1,19 из расчета на 100 г фарша 100 г воды и 40 г соляной кислоты (пересчета на соляную кислоту не производят). Гидролиз должен проводиться в кислотоупорном сосуде. При небольших количествах мяса следует употреблять эмалированную посуду (большая кастрюля, ведро и т. п.). Продолжительность процесса гидролиза — от 9 до 12 часов при слабом кипении смеси.
В процессе гидролиза необходимо добавлять по мере надобности ¡воду в сосуд с тем1, чтобы уровень ее не изменялся.
Полноту расщепления белка контролируют по бюретовой реакции. Она заключается в том, что к 1 мл гидролизата добавляют 2,5 мл 33% водного раствора ИаОН, разбавляемого водой примерно до 10 мл, ? затем в эту же пробирку вносят 1 мл 0,1% водного раствора Си5С)4. При полном гидролизе белка получается розовое окрашивание (реакция на пептоны), при наличии же белка — фиолетовая окраска.
По окончании гидролиза1 кислый гидролизат фильтруется через шерстяную ткань и нейтрализуется содой или едким натром. Раствор щелочи вводится постепенно небольшими порциями при постоянном помешивании смеси. ,
При нейтрализации устанавливается кислотное число, равное 10. Для нейтрализации 1 мл гидролизата необходимо 10 мл 0,1 п раствора ЫаОН. Титрование производят в присутствии фенолфталеина'.
После установления кислотногс^ числа гидролизат фильтруют вторично через вату подвергают упариванию на водяной бане до получения густой консистенции. Удельный вес сгущенного гидролизата должен быть 1,38 (или 40° Боме). Выход гидролизата составляет от 20 до 25% от первоначального веса мяса. Готовый гидролизат разливают в широкогорлую Стеклянную посуду, плотно закрываемую пробкой во избежание пересыхания. Гидролизат бактерициден благодаря большой концентрации соли и кислой реакции и может храниться годами без порчи. Перед употреблением его надо размешать.
Методика изготовления дрожжевого гидролизата изложена в книге «Стандартные методы бактериологического и химического 'исследования воды», изданной Институтом им. Эрисмана в 1940 г.
При изготовлении по рецепту лаборатории Рублевской станции среды для ускоренного выращивания кишечной палочки требуются сухие ростки ячменя, которые можно приобретать на пивоваренных заводах. Они представляют собой производственный отход при изготовлении солода и не являются остродефицитным материалом. Сначала готовится 2% отвар из ростков ячменя (которые надо кипятить 10 минут) и фильтруется через вату, К отвару добавляют мясной и дрожжевой гидролизаты и агар. После растапливания агара устанавливается рН = 7,3. Стерилизацию производят в течение 20 минут при давлении в 1 атм. Лактоза, сульфит и фуксин вносятся в питательный агар при изготовлении среды Эндо по мере надобности. Приготовленный гидролизат проверяют в питательных средах для ускоренного выращивания В. соП.
Было исследовано 11 вариантов среды с мясным гидролизатом: с добавлением пептона и без пептона — по 5 вариантов, с добавлением
- фосфатов— 1 вариант. Во всех случаях для приготовления среды Эндо вносилось иа 100 мл 1,5 г лактозы, 0,2 г сернистокислого натрия и 0,7 мш фуксина.
Посев воды реки Москвы производился на мембранных фильтрах, которые помещались по 3—4 штуки на чашку с испытуемой средой. Колонии кишечной палочки учитывались через 10 часов роста в термостате при 40°. Для сравнения ставился контроль: посев на обычной среде Эндо с учетом результатов через 24 часа при 40°.
Оптимальные сочетания питательных веществ для мясного и дрож-> жевого гидролизатов получаются при 2% концентрации каждого вещества. Отвар ростков ячменя дает наилучшие показатели также при 2%> концентрации. Количество колоний кишечной палочки на этой среде во всех опытах значительно выше по сравнению с другими средами. Раз-5 меры колоний через 10 часов роста такие же, как и на среде Эндо" через 24 часа. Введение в среду фосфатов заметно не ускорило роста.
На основании полученных данных автор считает, что учет В. coli на предлагаемых средах можно проводить через 10 часов роста при 40р.
Б. Я. Альпер-Юльчевская. Экспрессный метод определения coli-титра воды. (Из Центральной санитарно-гигиенической лаборатории Бакинского отдела здравоохранения.)
Автор предлагает следующий способ определения coli-титра воды. Работа ведется в центрифужных пробирках. Заготовляют ряд разведений воды (в геометрической прогрессии со знаменателем 0,1). Все пробирки доливают стерильной фонтанной водой до 10 мл. Таким образом получается ряд пробирок с содержанием испытуемой воды (в миллилитрах) 10; 1,0; 0,1; 0,01; 0,001. В каждую пробирку добавляют по одной капле 10% раствора FeSOi .на стерильной дестиллированной во-5 де. Образующиеся хлопья гидрата окиси железа осаждают на дно микроорганизмы. Для ускорения образования хлопьев штатив с пробирками ставят на 0,5—1 час в термостат при температуре 43°, .после чего их центрифугируют 10—15 минут. Отстоявшуюся жидкость сливают быстрым опрокидыванием центрифуг. Из осадка каждой пробирки засевают полную каплю (из пастеровской пипетки) на диференциальную среду Эндо или агар с молочным сахаром и бромтимолблау. Для экономии агара можно на одну чашку посеять осадки из 6 пробирок: Оставшийся осадок из каждой центрифуги полностью • переносят в жидкую среду с 0,25°/о маннита. Все посевы на твердых и жидких средах ставят в термостат (во избёжание высыхания—во влажную камеру) при 43° на 12 часов, после чего чашки и жидкие среды просматривают:
Типичный для кишечной 1палочки на твердой среде рост, ферментация маннита и образование газа в соответствующей пробирке с жидкой средой свидетельствуют о наличии кишечной палочки фекального происхождения. Если в жидкой среде отмечен рост с образованием газа, а соответствующий посев на твердой среде не дал типичного для В. coli роста, необходимо приготовить мазок по Граму из забродившей пробирки. Наличие в окрашенном препарате кокков (они дают на ман-ните рост с газообразованием, как и кишечная палочка) делает дальнейшую работу излишней. При получении же грамотрицательных палочек из жидкой забродившей среды делают вновь высев на твердую элективную среду. В этих сравнительно редких случаях окончательный ответ получается через 20—28 часов.
В случае необходимости произвести полную идентификацию кишечной палочки соответствующую колонию высевают в простой бульон: После часовой выдержки в термостате из этого бульона делают высев по Минкевичу на короткий пестрый ряд. Просмотр производят через 10—12 часов.
Данный метод устраняет необходимость в специальных высевах для. количественного учета бактерий, так как по росту на твердых средах можно судить об обсемененности испытуемой воды.
По свидетельству автора, этот способ проверен не только им, но к рядом других лабораторий Баку и везде дал результаты, совпадающие с данными классического метода Булира.
Практически чистые воды, в количестве 100 мл и более осаждаются в больших центрифугах, сотках, цилиндрах раствором FeSOi, затем выдерживаются в термостате при 43° 3—4 часа. Отстоявшуюся жидкость осторожно сливают и в дальнейшем поступают, как указало выше для загрязненных вод.
Б. Я. Альпер-Юльчевская. Многократная регенерация цветных агаровых сред. (Из Центральной санитарно-гигиенической лаборатории Бакинского отдела здравоохранения.)
Автором разработан следующий простой метод многократной регенерации цветных агаровых сред. Влажным тампоном снимают с поверхности агара1 выросшие колонии (при работах по санитарно-бакте-риологическому анализу воды и пищевых продуктов), затем агар собирают в колбу, растапливают, фильтруют, устанавливают необходимый pH, добавляют 0,25% лактозы и стерилизуют в автоклаве 30 минут при 120°.
При регенерации среды Эндо в процессе разливки прибавляют на 100 мл агара 2—3 капли спиртового раствора фуксина и сернисто-кислого натрия. К среде с бромтимолблау добавляют, если нужно,, индикатор до получения .необходимого цвета среды.
Регенерацию агара таким образом можно повторить несколько раз,, до так называемого истощения среды, показателем чего является отсутствие типичного роста кишечной палочки на этой среде. В таких случаях необходимо добавить свежей питательной среды.
Все свойства бактерий на многократно 'регенерированных цветных, средах, по автору, сохраняются.
Канд. биол. наук К. С. Левенсон. Адсорбционная способность почв к кишечной группе. (Из кафедры общей гигиены Иркутского государственного медицинского института.)
Экспериментальным путем автор пришел к следующим! выводам:
1. Адсорбционная способность почвы проявляется по отношению' к кишечной палочке (от 97,6 до 51,2%) сильнее, чем к тифозной и паратифозной палочкам (от 60—70 до 27,1%).
2. Адсорбционную способность почв нельзя связывать только с наличием большего или меньшего процента мелких фракций (0,01 и 0,001). ввиду того, что в конгломерате могут создаться специфические условия, при которых мелкие частицы' не в состоянии проявить полностью свои адсорбционные свойства.
Канд. биол. наук К. С. Левенсон. Сравнительное изучение фекального загрязнения почвы по методу Кесслера-Свенертона и Булира. (Из кафедры общей гигиены Иркутского государственного медицинского института.)
На основании своих наблюдений автор считает доказанными следующие положения:
1. Обычно применяемый стандартный метод часто не обнаруживает кишечной палочки или же сдвигает coli-титр в сторону его повышения вследствие заглушающего Действия почвенной микрофлоры.
2. Прибавление к среде Булира генцианвиолета в концентрации 0,15 г на 1 л оказывает влияние на выявление В. coli, в особенности на В. coli commune, рост которых в почве, повидимому, легче заглушается, чем В. paracoli III и В. coli aërogenes. Процент находок кишечной палочки под влиянием действия краски значительно возрастает.
3. Краска азур 1 также способствует выявлению роста В. coli, но в значительно меньшей степени, чем генцианвиолет.
Прибавление бриллиантгрюна для выявления роста В. coli в опытах автора не оказало никакого эффекта; возможно, что здесь сыграла роль марка краски.
5. При изучении col i-титра почвы может быть рекомендовано прибавление к среде Булира генцианвиолета.
Канд. мед, наук П. И. Ж у р и н. О возможности передачи брюшного тифа через окурок. ,(Из республиканской санитарно-эпидемиологической станции НКЗдрава Чувашской АССР.)
Автор приводит 3 случая заболевания брюшным тифом в результате контакта с реконвалесцентом во время работы на гумне, где шла молотьба. Автор считает, что инфекция передалась через окурок. Прямого.выделения палочек брюшного тифа от окурков автор не получил.
А. Н. Зворыкина. Бактерицидность отходов хлораминного производства. (Из Дезинфекционного научно-исследовательского института.)
Отходы хлораминного производства в виде хлораминовых вод представляют собой слегка желтоватую жидкость с довольно сильным запахом хлора. Раствор насыщен хлорамином, который выпадает в виде объемистого кристаллического осадка.
Так как при анализе было обнаружено некоторое различие в содержании активного хлора в растворах с осадком и без него (0,63 и 0,57%), то для испытаний был использован фильтрат препарата, содержащий 0,54% активного хлора. Опыты дали следующие результаты:
1. По автору, хлорамин и хлораминовые воды, испытанные в лабораторных условиях в концентрациях 0,5; 0,25; 0,125 и 0,05% активного хлора, мало разнятся между собой по своей бактерицидности.
2. Хлорамин и хлораминные воды стерилизуют эмульсию кала, инфицированную В. coli и cfaфилoкoккoм в концентрации 0,5% активного хлора при соотношениях дезсредства и кала1 1:1, в 30 минут. В плотном кале бактерицидный эффект зависит от числа перемешиваний во время экспозиции. Троекратное размешивание обеспечивает стерилизацию через 1 час при соотношениях 2:1 в выделениях, дополнительно инфицированных В. coli и стафилококком.
3. Моча, зараженная стафилококком, стерилизуется через 30 минут в соотношении 0,5 : 1 при содержании в хлорамине и хлораминных водах 0,25% активного хлора.
4. Гной, зараженный стафилококком, стерилизуется через 1 час при соотношении 1 : 1 и содержании в дезсредстве 0,5% активного хлора.
5. Хлорамин и хлораминные воды, содержащие 0,125% активного хлора, при влажной дезинфекции пола, зараженного В. coli и стафилококком, показали хороший бактерицидный эффект (до дезинфекции количество колоний не поддавалось подсчету, после дезинфекции они или отсутствовали, или отмечались в единичных экземплярах). Воздействие хлораминных вод в такой концентрации не портит стен (побеленных, покрытых клеевой краской и обоями), а также дверей и паркетных полов.
6. Дезинфекция тканей может быть обеспечена при пользовании хлораминными водами в половинном разведении их и трое-четырехкрат-HOMi количестве жидкости. Хлораминные воды в концентрации 0,5% активного хлора вызывают порчу тканей (отбеливание), а при концентрации 0,25% отбеливающие свойства вод резко снижаются. Различие, по сравнению с контрольным образцом мало заметное.
7. Хлораминные воды на основе исследований автора должны быть допущены к пользованию в практике на равных условиях с растворами хлорамина, содержащими активный хлор в пределах 0,5—0,6%.
