CC BY
41
ISSN 1026-2237 BULLETIN OF HIGHER EDUCATIONAL INSTITUTIONS. NORTH CAUCASUS REGION. NATURAL SCIENCE. 2022. No. 3
Научная статья
УДК 663.125/663.252.4
doi: 10.18522/1026-2237-2022-3-129-13 8
НЕКОТОРЫЕ БИОХИМИЧЕСКИЕ И МОРФОЛОГИЧЕСКИЕ СВОЙСТВА ДРОЖЖЕЙ SACCHAROMYCES CEREVISIAE В УСЛОВИЯХ СТРЕССА (ОБЗОР)
Эльвира Ахмедовна Исламмагомедова1^, Эсланда Абдурахмановна Халилова2, Аида Алевдиновна Абакарова3
1,2, з Прикаспийский институт биологических ресурсов Дагестанского федерального исследовательского центра РАН, Махачкала, Республика Дагестан, Россия
Аннотация. В обзоре проанализированы процессы адаптации дрожжей Saccharomyces к экстремальным условиям. Интерес к изучению стрессовых воздействий на метаболизм дрожжей связан с использованием экстремофильных штаммов в различных биотехнологиях. Рассмотрены основные биохимические процессы, фундаментальные по своей природе и происходящие в клетках дрожжей при критических значениях температуры, этанола, рН, NaCl и глюкозы. Приводятся морфологические характеристики клеток и гигантских колоний дрожжей, закономерности образования которых отражают изменения в клеточном метаболизме в экстремальных условиях. Обобщены исследования промышленных штаммов, проводимые для улучшения кинетики ферментации, выхода продукта и устойчивости клеток в условиях стресса. Несмотря на большое количество публикаций в этой области, очевидна перспективность дальнейшего изучения физиологического состояния клеток S. cerevisiae в экстремальных условиях, что важно для понимания регуляции метаболизма дрожжей и решения технологических задач.
Ключевые слова: дрожжи, экстремофильные штаммы, клетки, гигантские колонии, биохимия, морфология, биотехнология
Для цитирования: Исламмагомедова Э.А., Халилова Э.А., Абакарова А.А. Некоторые биохимические и морфологические свойства дрожжей Saccharomyces cerevisiae в условиях стресса (обзор) // Известия вузов. Северо-Кавказский регион. Естественные науки. 2022. № 3. С. 129-138.
Статья опубликована на условиях лицензии Creative Commons Attribution 4.0 International (CC-BY4.0).
Original article
SOME BIOCHEMICAL AND MORPHOLOGICAL PROPERTIES OF YEAST SACCHAROMYCES CEREVISIAE UNDER STRESS CONDITIONS (REVIEW)
Elvira A. IslammagomedovaEslanda A. Khalilova2, Aida A. Abakarova3
12■3 Сaspian Institute of Biological Resources, Dagestan Federal Research Center, Russian Academy of Sciences, Makhachkala, Republic of Dagestan, Russia
© Исламмагомедова Э.А., Халилова Э.А., Абакарова А.А., 2022
Abstract. This review analyzes the processes of adaptation of yeast Saccharomyces to extreme conditions. Interest in the study of stress effects on yeast metabolism is associated with the use of extremophilic strains in various biotechnologies. The main biochemical processes that are fundamental in nature and occur in yeast cells at critical temperatures, ethanol, pH, NaCl and glucose are considered. The morphological characteristics of cells and giant colonies of yeast are given, the patterns offormation of which reflect changes in cellular metabolism under extreme conditions. The studies of industrial strains conducted to improve the fermentation kinetics, product yield and cell resistance under stress are summarized. Despite the large number ofpublications in this field, it is obvious that further study of the physiological state of S. cerevisiae cells under extreme conditions is promising, which is important for understanding the regulation of yeast metabolism and solving technological problems.
Keywords: yeast, extremophilic strains, cells, giant colonies, biochemistry, morphology, biotechnology
For citation: Islammagomedova E.A., Khalilova E.A., Abakarova A.A. Some Biochemical and Morphological Properties of Yeast Saccharomyces Cerevisiae under Stress Conditions (Review). Bulletin of Higher Educational Institutions. North Caucasus Region. Natural Science. 2022;(3): 129-138. (In Russ.).
This is an open access article distributed under the terms of Creative Commons Attribution 4.0 International License (CC-BY4.0).
Введение
Изучение стрессовых воздействий на метаболизм дрожжей имеет важное значение для поиска экстремофильных штаммов - перспективных объектов различных биотехнологий [1, 2]. Известно, что в определенных экологических нишах микроорганизмы располагают комплексом адаптационных механизмов. Так, определенной популяцией дрожжей Saccharomyces cerevisiae приобретена резистентность к кратковременному максимуму температуры [3]. В естественных условиях дрожжи Debaryomyces hansenii способны находиться в гиперсоленых водах; в сильно засоленных почвах доминируют галотолерантные и экстремальные галофилы, поддерживающие активность и структурную целостность фермента в условиях высокой концентрации соли [4, 5], что позволяет клеткам сохранять высокую скорость размножения.
На основе генного транскрипционного и функционального анализа накоплены новые знания о биохимических и молекулярных механизмах толерантности дрожжей к стрессу. Известно, что одним из механизмов адаптации дрожжей является полиплоидия, обеспечивающая в условиях стресса преимущество определенного фенотипа. Генетические различия штаммов S. cerevisiae предопределяют их жизнеспособность и специфическую адаптацию в экстремальных условиях [6, 7].
Биохимические механизмы адаптации дрожжей к стрессу
Основные биохимические процессы, происходящие в экстремальных условиях в клетке, фундаментальны по своей природе. Это индукция стресс-белков, накопление полифосфатных и ли-пидных гранул, появление в составе липидов жирных кислот с длинной цепью, однотипные изменения ультраструктуры клеток дрожжей (увеличение размеров митохондрий, повышение численности и размеров пероксисом) [1, 8]. Одним из наиболее важных факторов, влияющих на активность дрожжей, является температура. Температурная адаптация сопровождается, помимо общих закономерных биохимических процессов, модуляциями в изомерном составе жирных кислот и длине их цепей, различиями в микровязкости полярных и нейтральных липидов и корреляцией степени их ненасыщенности; повышением уровня трегалозы среди углеводов цито-золя. Трегалоза стабилизирует структуру мембран, предохраняя их от обезвоживания при повышении температуры. Содержание трегалозы в клетке определяется длительностью теплового шока и особенностями штамма дрожжей [1, 8, 9]. Универсальным биохимическим механизмом адаптации к низкотемпературному стрессу является торможение жизненной активности, связанное со снижением уровня метаболических процессов. В клетках изменяется содержание субстратов энергетического обмена, происходит замена основных белков вегетативной клеточной стенки на маннопротеины [1, 8, 10].
При осмотическом стрессе происходят однотипные биохимические процессы и изменения ультраструктуры клеток (синтез белков и трегалозы, изменения в жирнокислотном составе ли-пидов, увеличение размеров митохондрий и пероксисом) [1, 8, 11]. В процессе восстановления индуцированных клеточных повреждений в результате осмостресса важная роль принадлежит мультипротеиновым комплексам или мембранным белкам, при этом реакция на повышенное содержание глюкозы зависит от конкретных белков. Восприимчивость дрожжей к высоким концентрациям глюкозы в среде определяется ферментативной системой и является индивидуальной характеристикой штамма. Защитная роль резервных углеводов заключается в выравнивании осмотического давления внутри и вне клеток и поддержании тургора цитоплазмы; она обусловлена взаимодействием между реакциями аккумуляции и утилизации трегалозы и гликогена [12, 13]. Эволюционная адаптация дрожжей S. cerevisiae к солевому стрессу связана с увеличением размера генома и умеренными изменениями экспрессии некоторых генов. Устойчивость к солевому стрессу развивается при помощи ионного гомеостаза и осмотической регулировки, достигаемой за счет накопления растворенных веществ внутри клетки. В условиях солевого стресса снижается объем клеток. Обнаружена корреляция между солетолерантностью ферментов и долей кислых аминокислот в общем клеточном белке; увеличивается содержание гликолитических соединений; в цитозоли накапливается глицерин, синтез которого является ключевым фактором, обеспечивающим рост популяций дрожжей при высоких уровнях соли; изменяется потенциал плазматической мембраны и внутриклеточного рН [11, 14, 15].
В некоторых экосистемах высокие концентрации солей достаточно часто сочетаются с критическими значениями рН. В данных уникальных природных условиях процесс адаптации заключается в накоплении заряженных ионов из окружающей среды или синтезе цитоплазматиче-ских осморегуляторов; стабилизации липидного состава митохондриальных мембран; накоплении ионов натрия, свободных жирных кислот и аминокислот, что дает возможность клетке нейтрализовать повышенное содержание соли в среде культивирования [1, 16].
Известно, что pH среды является важным фактором, влияющим на степень диссоциации компонентов среды, систему транспорта питательных веществ, стрессоустойчивость и ферментативную активность дрожжей [16-19]. Каждый фермент проявляет максимальное действие при определенной для него концентрации водородных ионов, однако рН-оптимум для некоторых ферментов может варьировать в широких пределах. Изменение электрического заряда фермента под влиянием рН влечет изменение структуры и пространственного расположения полипептидной цепи и, соответственно, скорости ферментного действия. В поддержании ионного гомеостаза дрожжевой клетки важную роль играют ключевые ферменты энергетического обмена, генерирующие электрохимический градиент протонов на плазматической мембране, а также эффективные буферные системы, включающие фосфаты, бикарбонат и аминокислоты [19, 20]. Известна зависимость активации транскрипции стрессовых генов от изменения поляризации внутренней мембраны митохондрий. Специфические различия штаммов дрожжей S. cerevisiae, толерантных к различным pH, генетически предопределены. В ответ на стресс при низких значениях pH происходит изменение клеточного метаболизма дрожжей S. cerevisiae: перегруппировка липидов и уменьшение фосфатидилхолина, одного из основных компонентов клеточной мембраны; перераспределение углеводов в клеточной стенке; значительное изменение белков агрегации, ответственных за снижение темпов роста клеток [20, 21]. Одним из механизмов адаптации некоторых культур микроорганизмов, существующих в природе при низких рН, являются изменения в последовательности нуклеотидов в хромосомной ДНК [8, 22]. В щелочной среде культивирования важную роль в адаптации к pH-стрессу играют митохондрии: происходит увеличение содержания их белков относительно белков цитоплазмы, адаптация дрожжей сопровождается повышенной экспрессией гена митохондриального фермента альфакетоглутаратдегидрогеназы. Проявляется способность ферментов функционировать при высоких значениях рН. Так, оптимумы рН большинства ферментов галоалкалофильных микроорганизмов находятся в области щелочных значений. При значениях рН, угнетающе действующих на рост дрожжей, наблюдается снижение липогенной активности дрожжей [1, 8, 11].
В условиях этанольного стресса дрожжи развивают различные адаптационные механизмы, включающие синтез трегалозы и белков теплового шока; изменения липидного состава плазматической мембраны, обусловленные более низкой текучестью мембраны, вызывающей повы-
шенную толерантность к этанолу [23]. Высокие концентрации этанола ингибируют активное поглощение питательных веществ, что тормозит рост клеток; происходит увеличение проницаемости и пористости клеточной мембраны; наблюдается дефицит доступной цитоплазме воды. Физиологические изменения выражаются в увеличении потребления аммонийного азота, метаболические - в высокой активности малатдегидрогеназы, в азотном обмене - в возрастании активности реакций переаминирования [24-26]. Поэтому исследование механизмов адаптации дрожжей на биохимическом и молекулярном уровнях, использование генной инженерии [27] могут обеспечить основу для селекции штаммов с повышенной толерантностью к этанолу.
Морфологические особенности клеток и гигантских колоний дрожжей S. cerevisiae
в экстремальных условиях
Биохимические механизмы адаптации к экстремальным условиям оказывают влияние и на морфологические свойства дрожжей [28, 29], в том числе на характеристики гигантских колоний, закономерности образования которых отражают изменения в клеточном метаболизме и среде культивирования [30]. Определенное влияние на размер и форму клеток гигантских колоний дрожжей Saccharomyces оказывает температурный стресс [8, 29]. Гиперосмотический шок способствует преображению поверхности дрожжевых клеток и впоследствии вызывает быстрое сокращение их размера, восстанавливаемое во время адаптации, замедление клеточных диффузионных процессов и деформацию мембран [9, 11]. Индивидуальные свойства клеток влияют на способность колоний адаптировать свою внутреннюю организацию к осмотическому стрессу. Так, увеличение концентрации глюкозы способствует росту колонии. При этом экспрессия генов, участвующих в метаболизме углеводов, зависит от источника и концентрации глюкозы [31]. В результате воздействия высокой концентрации NaCl и критических значений pH клетки приобретают более округлую форму [32], при этом происходит регулируемое изменение их объема, корректировка поверхности, морфогенеза и роста дрожжей [29]. В условиях этанольного стресса для клеток характерно наличие ярко выраженных глубоких инвагинаций цитоплазматической мембраны [1].
Толерантность отдельных штаммов к различным видам стресса зависит от их функционального состояния и плоидности [6, 33, 34]. При повышенной (37 °С) и низкой (4 °С) температуре, значениях рН 3,0-11,0, критических концентрациях NaCl и этанола в среде культивирования изменяется форма клеток полиплоидного штамма S. cerevisiae Y-503 и характерно сохранение сферической формы гаплоидного штамма S. cerevisiae DAW-3a. Размеры клеток обоих штаммов уменьшаются, при этом в популяции Y-503 средний размер клеток в 1,5 раза больше по сравнению с DAW-3a при всех режимах культивирования. В клетках накапливаются метахроматин, гликоген, липидные гранулы, позволяющие дрожжам легче переносить последствия стресса. Гигантские колонии обоих штаммов в данных экстремальных условиях реагируют идентично - изменяются их формы, размеры и структуры [35, 36]. При различных рН и оптимальной температуре 30 °С колонии полиплоида Y-503 отличаются более крупными размерами.
В результате влияния высоких концентраций глюкозы (20 %) обнаружена способность исследуемых дрожжей адаптироваться к данному стрессу. В условиях одновременного влияния глюкозы (20 %) и этанола (18 %) наблюдается утолщение внешней оболочки и наличие запасных питательных веществ в клетках, небольшое уменьшение размера и изменение цвета, поверхности и профиля колоний [37]. Результаты исследования морфофизиологических свойств дрожжей в условиях стресса могут быть использованы для их дальнейшего применения в биотехнологических процессах.
Использование стрессоустойчивых штаммов дрожжей в биотехнологических процессах
Изучение стрессовых воздействий и механизмов регуляции метаболизма клеток в процессе адаптации, уникальных особенностей, связанных с экстремофильным характером дрожжей, синтеза биологически активных вторичных метаболитов, важно для поиска штаммов - перспективных объектов различных биотехнологий, где дрожжи часто подвергаются одновременному действию нескольких стресс-факторов. В зависимости от времени и условий культивирования
дрожжи растут с различной скоростью и имеют специфику, характер которой отражает определенные физиологические изменения [8, 9]. Научные и промышленные исследования дрожжей необходимы для улучшения кинетики ферментации, выхода продукта и устойчивости клеток в условиях стресса [38, 39]. В спиртовой промышленности в настоящее время актуальным является применение технологии сбраживания высококонцентрированного сусла, однако при этом дрожжи испытывают повышенные уровни осмотического и этанольного стрессов [25, 40]. Получение толерантных к стрессовым состояниям штаммов дрожжей S. cerevisiae может быть достигнуто с помощью генной инженерии путем регулирования энергетического баланса и процессов детоксикации, иммобилизации дрожжевых клеток [41, 42], повышения термостабильности дрожжей. Клетки, пережившие воздействие высоких температур, приобретают не только термо-, но также спирто- и осмоустойчивость [43, 44]. На основе молекулярной идентификации и филогенетического анализа выделены штаммы дрожжей, способные продуцировать большое количество этанола при высоких температурах с использованием глюкозы в качестве субстрата. Применение термотолерантных дрожжей не только увеличивает скорость превращения глюкозы в этанол, но и снижает эксплуатационные расходы [44-47]. В процессе приготовления шампанского в условиях вторичной ферментации тиражной смеси клетки должны быть адаптированы к этанолу, кислотности, давлению и температуре, поэтому в настоящее время актуальны исследования по селекции толерантных штаммов винных дрожжей для производства игристых вин [48]. В различных промышленных биотехнологиях востребованы солеустойчивые штаммы дрожжей. Методы эволюционной инженерии, комплексные и систематизированные знания о механизмах, используемых осмо- и галотолерантными дрожжами для противодействия стрессам, способствуют разработке и получению высококачественных экстремофильных штаммов [49, 50].
Заключение
Процессы адаптации дрожжей Saccharomyces к экстремальным значениям температуры, этанола, рН, NaCl и глюкозы проанализированы в данном обзоре с точки зрения фундаментального и прикладного значения. Несмотря на большое количество публикаций в этой области, очевидна перспективность дальнейшего изучения физиологического состояния клеток S. cerevisiae в экстремальных условиях. Результаты данных исследований послужат основанием для изучения адаптации дрожжей к различным факторам стресса, что важно для понимания регуляции клеточного метаболизма и решения технологических задач.
Список источников
1. Аринбасарова А.Ю., Бирюкова Е.Н., Меденцев А.Г. Антистрессовые системы дрожжей Yarrowia lip-olytica (обзор) //Прикладная биохимия и микробиология. 2015. Т. 51, № 2. С. 122-131.
2. Siedlarz P., Sroka M., Dylag M., Nawrot U, Gonclar M., Kus-Liskiewicz M. Preliminary physiological characteristics of thermotolerant Saccharomyces cerevisiae clinical isolates identified molecular biology techniques // Letters in Applied Microbiology. 2015. Vol. 62. P. 277-282.
3. Калюжин В.А. Терморезистентность у дрожжей Sacchаromyces cerevisiae // Журн. общ. биологии. 2011. Т. 72, № 2. С. 140-150.
4. Квеситадзе Э. Галофильность мицелиальных грибов, выделенных из солончаков Южного Кавказа // Biotechnologia Acta. 2015. Т. 8, № 3. С. 56-66.
5. Weissgram M, Gstottner J., Lorantfy B., Tenhaken R., Herwig C., Weber H.K. Generation of PHB from Spent Sulfite Liquor Using Halophilic Microorganisms // Microorganisms. 2015. Vol. 3. P. 268-289. Doi: 10.3390/microorganisms3020268.
6. Zadrag-Tecza R., Kwolek-Mirek M., Alabrudzinska M., Skoneczna A. Cell size influences the reproductive potential and total lifespan of the Saccharomyces cerevisiae yeast as revealed by the analysis of polyploid strains // Oxidative Medicine and Cellular Longevity. 2018. Vol. 2018. P. 1-17. https: // doi org/10.1155/2018/1898421.
7. Zhu Y.O., Sherlock G., Petrov D.A. Whole Genome Analysis of 132 Clinical Saccharomyces cerevisiae Strains Reveals Extensive Ploidy Variation // G3: Genes|Genomes|Genetics. 2016. Vol. X. P. 1-13. Doi: 10.1534/g3.116.029397.
8. Brown A.J.P., Cowen L.E., Pietro A. Di., Quinn J. Stress adaptation // Microbiol. Spectr. 2017. Vol. 5, № 4. P. 1011-1021.
9. Caspeta L., Nielsen J. Thermotolerant yeast strains adapted by laboratory evolution show trade-off at ancestral temperatures and preadaptation to other stresses // MBio. 2015. Vol. 6 (4). P. 431-446. Doi: 10.1128/mBio.00431-15.
10. Sanfelice D., Temussi P.A. Cold denaturation as a tool to measure protein stability // Biophys. Chem. 2016. Vol. 208. P. 4-8. Doi: 10.1016/j.bpc.2015.05.007.
11. Chae Y.K., Kim S.H., Ellinger J.E., Markley J.L. Dosage Effects of Salt and pH Stresses on Saccharomyces cerevisiae as Monitored via Metabolites by Using Two Dimensional NMR Spectroscopy // NIH Public Access Author Manuscript. 2015. Vol. 34 (12). P. 3602-3608.
12. Sipiczki M. Yeast two and three species hybrids and high sugar fermentation // Microbial Biotechnology. 2019. Vol. 12 (6). P. 1101-1108. Doi: 10.1111/1751-7915.13390.
13. Oshima H., Kinoshita M. Effects of sugars on the thermal stability of a protein // J. Chem. Phys. 2013. Vol. 138 (24). P. 245-261. Doi: 10.1063/1.4811287.
14. Gao Q., Liou L.-C., Ren Q., Bao X., Zhang Z. Salt stress causes cell wall damage in yeast cells lacking mitochondrial DNA // Microbial. Cell. 2014. Vol. 1 (3). P. 94-99.
15. Stratford M., Steels H., Novodvorska M., Archer D.B., Avery S. V. Extreme Osmotolerance and Halotoler-ance in Food-Relevant Yeast sand the Role of Glycerol-Dependent Cell Individuality // Front Microbiol. 2018. Vol. 9. P. 32-38. Doi: 10.3389/fmicb.2018.03238.
16. Секова В.Ю., Гесслер Н.Н., Исакова Е.П., Антипов А.Н., Дергачева Д.И., Дерябина Ю.И., Трубникова Е.В. Окислительно-восстановительный статус экстремофильных дрожжей Yarrowia lipolytica при адаптации к рН-стрессу // Прикладная биохимия и микробиология. 2015. Т. 51, № 6. С. 570-577. Doi: 10.7868/S0555109915060136.
17. Serra-Cardona A., Canadell D., Arino J. Coordinate responses to alkaline pH stress in budding yeast // Microb Cell. 2015. Vol. 2 (6). P. 182-196. Doi: 10.15698/mic2015.06.205.
18. Liu X., Jia B., Sun X., Ai J., Wang L., Wang C., Zhao F., Zhan J., Huang W. Effect of initial pH on growth characteristics and fermentation properties of Saccharomyces cerevisiae // Food Sci. 2015. Vol. 80 (4). P. 800808. Doi: 10.1111/1750-3841.12813.
19. Pena A., Norma S.S., Helber A., Martha C., Jorge R. Effects of high medium pH on growth, metabolism and transport in Saccharomyces cerevisiae // FEMS Yeast Research. 2015. Vol. 15, № 2. https: // doi org/10.1093/femsyr/fou005.
20. Berterame N.M, Porro D., Ami D., Branduardi P. Protein aggregation and membrane lipid modifications under lactic acid stress in wild type and OPI1 deleted Saccharomyces cerevisiae strains // Microbial. Cell Factories. 2016. Vol. 15 (39). P. 1-12. Doi: 10.1186/s12934-016-0438-2.
21. Tekarslan-Sahin S.H., Alkim C., Sezgin T. Physiological and transcriptomic analysis of a salt-resistant Saccharomyces cerevisiae mutant obtained by evolutionary engineering // Bosn. J. Basic Med. Sci. 2018. Vol. 18 (1). P. 55-65. Doi: 10.17305/bjbms.2017.2250.
22. Maruyama Y., Toshiyuki I., Kodama H., Matsuura A. Availability of amino acids extends chronological lifespan by suppressing hyper-acidification of the environment in Saccharomyces cerevisiae // PLoS ONE. 2016. Vol. 1 (3). P. 1-19. Doi: 10.1371/journal.pone.0151894.
23. Ishmayana S., Kennedy U.J., Learmonth R.P. Further investigation of relationships between membrane fluidity and ethanol tolerance in Saccharomyces cerevisiae // World J. Microbiol. Biotechnol. 2017. Vol. 33 (12). P. 218. Doi: 10.1007/s11274-017-2380-9.
24. Techaparin A., Thanonkeo P., Klanrit P. High-temperature ethanol production using thermotolerant yeast newly isolated from Greater Mekong Subregion // Braz. J. Microbiol. 2017. Vol. 48 (3). P. 461-475. Doi: 10.1016/j.bjm.2017.01.006.
25. Reis V.R., Faraco Antonangelo A.T.B., Bassi A.P.G., Colombi D., Ceccato-Antonini S.R. Bioethanol strains of Saccharomyces cerevisiae characterised by microsatellite and stress resistance // Biotechnology and Industrial Microbiology. 2017. Vol. 48, № 2. P. 268-274. Doi: 10.1016/j.bjm.2016.09.017.
26. Mohd Azhar S.H., Abdulla R., Jambo A., Marbawi H., Gansau J.A., FaikA.A.M., Rodrigues K.F. Yeast sinsustainable bioethanol production: A review // Biochemistry and Biophysics Reports. 2017. Vol. 10. P. 52-61. https: // doi org/10.1016/j.bbrep.2017.03.003.
27. MorardM., Macias L.G., Adam A.C, Lairàn-Peris M., Pérez-Torrado R., Toft C., Barrio E. Aneuploidy and Ethanol Tolerance in Saccharomyces cerevisiae // Front Genet. 2019. Vol. 10, № 82. P. 1-12. https: // doi org/10.3389/fgene.2019.00082.
28. Peris D., Pérez-Torrado R., Hittinger C.T., Barrio E., Querol A. On the origins and industrial applications of Saccharomyces cerevisiae x Saccharomyces kudriavzevii hybrids // Yeast. 2018. Vol. 35 (1). P. 51-69. Doi: 10.1002/yea.3283.
29. Zemancikova J., Kodedova M., Papouskova K., Sychrova H. Four Saccharomyces species differ in their tolerance to various stresses though they have similar basic physiological parameters // Folia Microbiol. 2018. Vol. 63. P. 217-227. https: // doi org/10.1007/s12223-017-0559-y.
ISSN 1026-2237 BULLETIN OF HIGHER EDUCATIONAL INSTITUTIONS. NORTH CAUCASUS REGION. NATURAL SCIENCE. 2022. No. 3
30. Viana N.C., Portugal C., Cruz S.H. Morphophysiological and molecular characterization of wild yeast isolates from industrial ethanol process // African J. of Microbiology Research. 2017. Vol. 11 (37). P. 1422-1430. Doi: 10.5897/AJMR2017.8691.
31. Marinkovic Z.S., Vulin C., Acman M., Song M., Meglio J.-M.D., Lindner A.B., Hersen P. A micro fluidic device for inferring metabolic landscapes in yeast monolayer colonies // eLife. 2019. Vol. 8. P. 1-21. https: // doi org/10.7554/eLife.47951.
32. Секова В.Ю., Исакова Е.П., Дерябина Ю.И. Применение экстремофильных дрожжей Yarrowia lipolytica в биотехнологии (обзор) // Прикладная биохимия и микробиология. 2015. T. 51 (3). С. 290-304. Doi: 10.7868/S0555109915030150.
33. Исламмагомедова Э.А., Халилова Э.А., ГасановР.З., Абакарова А.А., Аливердиева Д.А. Устойчивость дрожжей Saccharomyces cerevisiae к экстремальным условиям // Изв. вузов. Сев.-Кавк. регион. Естеств. науки. 2021. № 2. С. 113-118. Doi: 10.18522/1026-2237-2021-2-113-118.
34. Халилова Э.А., Исламмагомедова Э.А., Котенко С.Ц., Гасанов Р.З., Абакарова А.А., Аливердиева Д.А. Морфологические свойства штамма S. cerevisiae Y-503 в условиях осмотического, температурного и кислотного стресса // Изв. Самарского научн. центра Российской академии наук. 2019. T. 21, № 2 (2). С. 132140. Doi: 10.24411/1990-5378-2019-00026.
35. Исламмагомедова Э.А., Халилова Э.А., Котенко С.Ц., Гасанов Р.З., Абакарова А.А., Аливердиева Д.А. Влияние различных значений температуры на морфологические свойства дрожжей Saccharomyces cerevisiae // Хранение и переработка сельхозсырья. 2020. № 2. С. 59-72. Doi: 10.36107/spfp.2020.322.
36. Халилова Э.А., Исламмагомедова Э.А., Котенко С.Ц., Абакарова А.А., Аливердиева Д.А. Адаптация дрожжей S. cerevisiae Y-503, S. cerevisiae DAW-3a, S. oviformis М-12Х к различным значениям этанола: твердые питательные среды // Изв. вузов. Сев.-Кавк. регион. Естеств. науки. 2020. № 4. С. 12S-140. Doi: 10.18522/1026-2237-2020-4-128-140.
37. Исламмагомедова Э.А., Халилова Э.А., Котенко С.Ц., Абакарова А.А., Аливердиева Д.А. Морфологические особенности дрожжей рода Saccharomyces в процессе адаптации к экстремальным значениям глюкозы и этанола // Изв. вузов. Сев.-Кавк. регион. Естеств. науки. 2020. № 1 (205). С. 95-101. Doi: 10.18522/1026-2237-2020-1-95-101.
38. Zhang Q., Jin Y.F., Fang Y., H. Zhao H. Adaptive evolution and selection of stress-resistant Saccharomyces cerevisiae for very high-gravity bioethanol fermentation // Electronic Journal of Biotechnology. 2019. Vol. 41. P. 88-94. http: // doi org/10.1016/j.ejbt.2019.06.003.
39. Joshi J., Dhungana P., Prajapati B., Maharjan P., Poudyal P., Yadav M., Mainali M., Yadav A.P., Bhat-tarai T., Sreerama L. Enhancement of Ethanol Production in Electrochemical Cell by Saccharomyces cerevisiae (CDBT2) and Wicker hamomyces anomalus (CDBT7) // Front. Energy Res. 2019. Doi: org/10.3389/fenrg.2019.00070.
40. Muñoz-Bernal E., Deery M.J., Rodríguez M.E., Cantoral J.M., Howard J., Feret R., Natera R., Lilley K.S., Fernández-Acero F.J. Analysis of temperature-mediated changes in the wine yeast Saccharomyces bayanus var-uvarum. An oenological study of how the protein content influences wine quality //Proteomics. 2016. Vol. 16 (4). P. 576-92. Doi: 10.1002/pmic.201500137.
41. Velázquez R., Zamora E., Alvarez M., Alvarez M.L., Ramírez M. Using mixed inocula of Saccharomyces cerevisiae killer strains to improve the quality of traditional sparkling-wine // Food Microbiology. 2016. Vol. 59. P. 150-160.
42. Jansen M.L.A., Bracher J.M., Papapetridis I., Verhoeven M.D., Bruijn H., Waal P.P., Maris A.J.A., Klaas-sen P., Pronk J.T. Saccharomyces cerevisiae strains for second-generation ethanol production: from academic exploration to industrial implementation // FEMS Yeast Res. 2017. Vol. 17 (5). Doi: 10.1093/femsyr/fox044.
43. Helalat S.H., Bidaj S., Samani S., Moradi M. Producing alcohol and salt stress tolerant strain of Saccharomyces cerevisiae by heterologous expression of pprI gene // Enzyme Microb. Technol. 2019. Vol. 124. P. 17-22. Doi: 0.1016/j.enzmictec.2019.01.008.
44. Li H., Wu M., Xu L., Hou J., Guo T., Bao X., Shen Y. Evaluation of industrial Saccharomyces cerevisiae strains as the chassis cell for second-generation bioethanol production // Microbial Biotechnology. 2015. Vol. 8. P. 266-274.
45. Saini P., Beniwal A., Kokkiligadda A., Vij S. Responseand tolerance of yeast to changing environmental stress during ethanol fermentation // Proc. Biochem. 2018. Vol. 72. P. 1-12. Doi: 10.1016/j.procbio.2018.07.001.
46. Chamnipa N., Thanonkeo S., Klanrit P., Thanonkeo P. The potential of the newly isolated thermotolerant yeast Pichia kudriavzevii RZ8-1 for high-temperature ethanol production // Braz. J. Microbiol. 2018. Vol. 49 (2). P. 378-391. Doi: 10.1016/j.bjm.2017.09.00278.
47. Ortiz-Tovar G., Pérez-Torrado R., Adam A.C., Barrio E., Querol A. A comparison of the performance of natural hybrids Saccharomyces cerevisiae x Saccharomyces kudriavzevii at low temperatures reveals the crucial role of their S. kudriavzevii genomic contribution // Int. J. Food Microbiol. 2018. Vol. 274. P. 12-19. Doi: 10.1016/j.ij foodmicro.
ISSN 1026-2237 BULLETIN OF HIGHER EDUCATIONAL INSTITUTIONS. NORTH CAUCASUS REGION. NATURAL SCIENCE. 2022. No. 3
48. Borrull A., Lopez-Martínez G., Miro-Abella E., Salvado Z., Poblet M., Cordero-Otero R., Rozes N. New insights into the physiological state of Saccharomyces cerevisiae during ethanol acclimation for producing sparkling wines // Food Microbiology. 2016. Vol. 54. P. 20-29.
49. Dakal T.C., Lisa Solieri L., Giudici P. Adaptive response and tolerance to sugar and salt stress in the food yeast Zygosaccharomyces rouxii // Int. J. Food Microbiol. 2014. Vol. 185. P. 140-57. Doi: 10.1016/j.ijfoodmicro.
50. Tekarslan-Sahin S.H., Alkim C., Sezgin T. Physiological and transcriptomic analysis of a salt-resistant Saccharomyces cerevisiae mutant obtained by evolutionary engineering // Bosn. J. Basic Med. Sci. 2018. Vol. 18 (1). P. 55-65. Doi: 10.17305/bjbms.2017.2250.
References
1. Arinbasarova A.Yu., Biryukova E.N., Medentsev A.G. Anti-stress systems of yeast Yarrowia lipolytica (review). Prikladnaya biokhimiya i mikrobiologiya = Applied Biochemistry and Microbiology. 2015;51(2):122-131. (In Russ.).
2. Siedlarz P., Sroka M., Dylag M., Nawrot U., Gonclar M., Kus-Liskiewicz M. Preliminary physiological characteristics of thermotolerant Saccharomyces cerevisiae clinical isolates identified molecular biology techniques. Letters in Applied Microbiology. 2015;62:277-282.
3. Kalyuzhin V.A. Thermal resistance in the yeast Sacchаromyces cerevisiae. Zhurn. obshch. biologii = Journal of General Biology. 2011;72(2):140-150. (In Russ.).
4. Kvesitadze E. Halophilicity of mycelial fungi isolated from salt marshes of the South Caucasus. Biotech-nologia Acta. 2015;8(3):56-66. (In Russ.).
5. Weissgram M., Gstöttner J., Lorantfy B., Tenhaken R., Herwig C., Weber H.K. Generation of PHB from Spent Sulfite Liquor Using Halophilic Microorganisms. Microorganisms. 2015;3:268-289, doi: 10.3390/microor-ganisms3020268.
6. Zadrag-Tecza R., Kwolek-Mirek M., Alabrudzinska M., Skoneczna A. Cell size influences the reproductive potential and total lifespan of the Saccharomyces cerevisiae yeast as revealed by the analysis of polyploid strains. Oxidative Medicine and Cellular Longevity. 2018;2018:1-17, doi: org/10.1155/2018/1898421.
7. Zhu Y.O., Sherlock G., Petrov D.A. Whole Genome Analysis of 132 Clinical Saccharomyces cerevisiae Strains Reveals Extensive Ploidy Variation. G3: Genes\Genomes\Genetics. 2016;X:1-13, doi: 10.1534/g3.116.029397.
8. Brown A.J.P., Cowen L.E., Pietro A. Di., Quinn J. Stress adaptation. Microbiol. Spectr. 2017;5(4):10, doi: 10.1128/microbiolspec.FUNK-0048-2016.
9. Caspeta L., Nielsen J. Thermotolerant yeast strains adapted by laboratory evolution show trade-off at ancestral temperatures and preadaptation to other stresses. MBio. 2015;6(4):431-446, doi: 10.1128/mBio.00431-15.
10. Sanfelice D., Temussi P.A. Cold denaturation as a tool to measure protein stability. Biophys. Chem. 2016;208:4-8, doi: 10.1016/j.bpc.2015.05.007.
11. Chae Y.K., Kim S.H., Ellinger J.E., Markley J.L. Dosage Effects of Salt and pH Stresses on Saccharomyces cerevisiae as Monitored via Metabolites by Using Two Dimensional NMR Spectroscopy. NIH Public Access Author Manuscript. 2015;34(12):3602-3608.
12. Sipiczki M. Yeast two and three species hybrids and high sugar fermentation. Microbial Biotechnology. 2019;12(6):1101-1108, doi: 10.1111/1751-7915.13390.
13. Oshima H., Kinoshita M. Effects of sugars on the thermal stability of a protein. J. Chem. Phys. 2013;138(24):245-261, doi: 10.1063/1.4811287.
14. Gao Q., Liou L.-C., Ren Q., Bao X., Zhang Z. Salt stress causes cell wall damage in yeast cells lacking mitochondrial DNA. Microbial. Cell. 2014;1(3):94-99.
15. Stratford M., Steels H., Novodvorska M., Archer D.B., Avery S.V. Extreme Osmotolerance and Halotoler-ance in Food-Relevant Yeast sand the Role of Glycerol-Dependent Cell Individuality. Front Microbiol. 2018;9:32-38, doi: 10.3389/fmicb.2018.03238.
16. Sekova V.Yu., Gessler N.N., Isakova E.P., Antipov A.N., Dergacheva D.I., Deryabina Yu.I., Trubnikova E.V. Oxidative-reduction status of the extremophilic yeast Yarrowia lipolytica during adaptation to pH stress. Prikladnaya biokhimiya i mikrobiologiya = Applied Biochemistry and Microbiology. 2015;51(6):570-577, doi: 10.7868/S0555109915060136. (In Russ.).
17. Serra-Cardona A., Canadell D., Ariño J. Coordinate responses to alkaline pH stress in budding yeast. Mi-crob Cell. 2015;2(6):182-196, doi: 10.15698/mic2015.06.205.
18. Liu X., Jia B., Sun X., Ai J., Wang L., Wang C., Zhao F., Zhan J., Huang W. Effect of initial pH on growth characteristics and fermentation properties of Saccharomyces cerevisiae. Food Sci. 2015;80(4):800-808, doi: 10.1111/1750-3841.12813.
19. Peña A., Norma S.S., Helber Á., Martha C., Jorge R. Effects of high medium pH on growth, metabolism and transport in Saccharomyces cerevisiae. FEMS Yeast Research. 2015;15(2), https: // doi org/10.1093/fem-syr/fou005.
ISSN 1026-2237 BULLETIN OF HIGHER EDUCATIONAL INSTITUTIONS. NORTH CAUCASUS REGION. NATURAL SCIENCE. 2022. No. 3
20. Berterame N.M., Porro D., Ami D., Branduardi P. Protein aggregation and membrane lipid modifications under lactic acid stress in wild type and OPI1 deleted Saccharomyces cerevisiae strains. Microbial Cell Factories. 2016;15(39):1-12, doi: 10.1186/s12934-016-0438-2.
21. Tekarslan-Sahin S.H., Alkim C., Sezgin T. Physiological and transcriptomic analysis of a salt-resistant Saccharomyces cerevisiae mutant obtained by evolutionary engineering. Bosn. J. Basic Med. Sci. 2018;18(1):55-65, doi: 10.17305/bjbms.2017.2250.
22. Maruyama Y., Toshiyuki I., Kodama H., Matsuura A. Availability of amino acids extends chronological lifespan by suppressing hyper-acidification of the environment in Saccharomyces cerevisiae. PLoS ONE. 2016;1 (3):1-19, doi: 10.1371/journal.pone.0151894.
23. Ishmayana S., Kennedy U.J., Learmonth R.P. Further investigation of relationships between membrane fluidity and ethanol tolerance in Saccharomyces cerevisiae. World J. Microbiol. Biotechnol. 2017;33(12):218, doi: 10.1007/s11274-017-2380-9.
24. Techaparin A., Thanonkeo P., Klanrit P. High-temperature ethanol production using thermotolerant yeast newly isolated from Greater Mekong Subregion. Braz. J. Microbiol. 2017;48(3):461-475, doi: 10.1016/j.bjm.2017.01.006.
25. Reis V.R., Antonangelo A.T.B.F., Bassi A.P.G., Colombi D., Ceccato-Antonini S. Bioethanol strains of Saccharomyces cerevisiae characterized by microsatellite and stress resistance. Braz. J. Microbiol. 2017;48(2): 268-274, doi org/10.1016/j.bjm.2016.09.017.
26. Mohd Azhar S.H., Abdulla R., Jambo A., Marbawi H., Gansau J.A., Faik A.A.M., Rodrigues K.F. Yeast sinsustainable bioethanol production: A review. Biochemistry and Biophysics Reports. 2017;10:52-61, doi: org/10.1016/j .bbrep.2017.03.003.
27. Morard M., Macías L.G., Adam A.C, Lairón-Peris M., Pérez-Torrado R., Toft C., Barrio E. A neu ploidy and Ethanol Tolerance in Saccharomyces cerevisiae. Front Genet. 2019;10(82):1-12, doi: org/10.3389/fgene.2019.00082.
28. Peris D., Pérez-Torrado R., Hittinger C.T., Barrio E., Querol A. On the origins and industrial applications of Saccharomyces cerevisiae x Saccharomyces kudriavzevii hybrids. Yeast. 2018;35(1):51-69, doi: 10.1002/yea.3283.
29. Zemancikova J., Kodedova M., Papouskova K., Sychrova H. Four Saccharomyces species differ in their tolerance to various stresses though they have similar basic physiological parameters. Folia Microbiol. 2018;63:217-227, doi org/10.1007/s12223-017-0559-y.
30. Viana N.C., Portugal C., Cruz S.H. Morphophysiological and molecular characterization of wild yeast isolates from industrial ethanol process. African Journal of Microbiology Research. 2017;11(37):1422-1430, doi: 10.5897/AJMR2017.8691.
31. Marinkovic Z.S., Vulin C., Acman M., Song M., Meglio J.-M.D., Lindner A.B., Hersen P. A micro fluidic device for inferring metabolic landscapes in yeast monolayer colonies. eLife. 2019;8:1-21, doi: org/10.7554/eLife.47951.
32. Sekova V.Yu., Isakova E.P., Deryabina Yu.I. Application of extremophilic yeast Yarrowia lipolytica in biotechnology (review). Prikladnaya biokhimiya i mikrobiologiya = Applied Biochemistry and Microbiology. 2015;51(3):290-304, doi: 10.7868/s0555109915030150. (In Russ.).
33. Islammagomedova E.A., Khalilova E.A., Hasanov R.Z., Abakarova A.A., Aliverdieva D.A. Resistance of yeast Saccharomyces cerevisiae to extreme conditions. Izv. vuzov. Sev.-Kavk. region. Estestv. nauki = Bulletin of Higher Educational Institutions. North Caucasus Region. Natural Science. 2021;(2):113-118, doi: 10.18522/10262237-2021-2-113-118. (In Russ.).
34. Khalilova E.A., Islammagomedova E.A., Kotenko S.C., Hasanov R.Z., Abakarova A.A., Aliverdieva D.A. Morphological properties of S. cerevisiae strain Y-503 under osmotic, temperature and acid stress. Izv. Samar-skogo nauch. tsentra Rossiiskoi akademii nauk = Izvestia of Samara Scientific Center of the Russian Academy of Sciences. 2019;21(2):132-140, doi: 10.24411/1990-5378-2019-00026. (In Russ.).
35. Islammagomedova E.A., Khalilova E.A., Kotenko S.C., Hasanov R.Z., Abakarova A.A., Aliverdieva D.A. The influence of different temperature values on the morphological properties of yeast Saccharomyces cerevisiae. Khranenie i pererabotka sel'khozsyr'ya = Storage and Processing of Farm Products. 2020;(2):59-72, doi: 10.36107/spfp.2020.322. (In Russ.).
36. Khalilova E.A., Islammagomedova E.A., Kotenko S.C., Abakarova A.A., Aliverdieva D.A. Adaptation of yeast S. cerevisiae Y-503, S. cerevisiae DAW-3a, S. oviformis M-12X to various ethanol values: solid nutrient media. Izv. vuzov. Sev.-Kavk. region. Estestv. nauki = Bulletin of Higher Educational Institutions. North Caucasus Region. Natural Science. 2020;(4): 128-140, doi 10.18522/1026-2237-2020-4-128-140. (In Russ.).
37. Islammagomedova E.A., Khalilova E.A., Kotenko S.C., Abakarova A.A., Aliverdieva D.A. (2020). Mor-fologicheskie osobennosti drozhzhej roda Saccharomyces v processe adaptacii k ekstremalnym znacheniyam glyu-kozy i etanola. Izv. vuzov. Sev.-Kavk. region. Estestv. nauki = Bulletin of Higher Educational Institutions. North Caucasus Region. Natural Science. 2020;(1):95-101, doi: 10.18522/1026-2237-2020-1-95-101. (In Russ.).
ISSN 1026-2237 BULLETIN OF HIGHER EDUCATIONAL INSTITUTIONS. NORTH CAUCASUS REGION. NATURAL SCIENCE. 2022. No. 3
38. Zhang Q., Jin Y.F., Fang Y., Zhao H. Adaptive evolution and selection of stress-resistant Saccharomyces cerevisiae for very high-gravity bioethanol fermentation. Electronic Journal of Biotechnology. 2019;41:88-94, https: // doi org/10.1016/j.ejbt.2019.06.003.
39. Joshi J., Dhungana P., Prajapati B., Maharjan P., Poudyal P., Yadav M., Mainali M., Yadav A.P., Bhattarai T., Sreerama L. Enhancement of Ethanol Production in Electrochemical Cell by Saccharomyces cerevisiae (CDBT2) and Wicker hamomyces anomalus (CDBT7). Front. Energy Res. 2019, https: // doi org/10.3389/fenrg.2019.00070.
40. Muñoz-Bernal E., Deery M.J., Rodríguez M.E., Cantoral J.M., Howard J., Feret R., Natera R., Lilley K. S., Fernández-Acero F.J. Analysis of temperature-mediated changes in the wine yeast Saccharomyces bayanus var-uvarum. An oenological study of how the protein content influences wine quality. Proteomics. 2016;16(4):576-92, doi: 10.1002/pmic.201500137.
41. Velázquez R., Zamora E., Álvarez M., Álvarez M.L., Ramírez M. Using mixed inocula of Saccharomyces cerevisiae killer strains to improve the quality of traditional sparkling-wine. Food Microbiology. 2016;59:150-160.
42. Jansen M.L.A., Bracher J.M., Papapetridis I., Verhoeven M.D., Bruijn H., Waal P.P., Maris A.J.A., Klaas-sen P., Pronk J.T. Saccharomyces cerevisiae strains for second-generation ethanol production: from academic exploration to industrial implementation. FEMS Yeast Res. 2017;17(5), doi: 10.1093/femsyr/fox044.
43. Helalat S.H., Bidaj S., Samani S., Moradi M. Producing alcohol and salt stress tolerant strain of Saccharomyces cerevisiae by heterologous expression of pprI gene. Enzyme Microb. Technol. 2019;124:17-22, doi: 10.1016/j.enzmictec.2019.01.008.
44. Li H., Wu M., Xu L., Hou J., Guo T., Bao X., Shen Y. Evaluation of industrial Saccharomyces cerevisiae strains as the chassis cell for second-generation bioethanol production. Microbial Biotechnology. 2015;8:266-274.
45. Saini P., Beniwal A., Kokkiligadda A., Vij S. Responseand tolerance of yeast to changing environmental stress during ethanol fermentation. Proc. Biochem. 2018;72:1-12, doi: 10.1016/j.procbio.2018.07.001.
46. Chamnipa N., Thanonkeo S., Klanrit P., Thanonkeo P. The potential of the newly isolated thermotolerant yeast Pichia kudriavzevii RZ8-1 for high-temperature ethanol production. Braz. J. Microbiol. 2018;49(2):378-391, doi: 10.1016/j.bjm.2017.09.00278.
47. Ortiz-Tovar G., Pérez-Torrado R., Adam A.C., Barrio E., Querol A. A comparison of the performance of natural hybrids Saccharomyces cerevisiae x Saccharomyces kudriavzevii at low temperatures reveals the crucial role of their S. kudriavzevii genomic contribution. Int. J. Food Microbiol. 2018;274:12-19, doi: 10.1016/j.ijfood-micro.
48. Borrull A., Lopez-Martínez G., Miro-Abella E., Salvado Z., Poblet M., Cordero-Otero R., Rozes N. New insights into the physiological state of Saccharomyces cerevisiae during ethanol acclimation for producing sparkling wines. Food Microbiology. 2016;54:20-29.
49. Dakal T.C., Lisa Solieri L., Giudici P. Adaptive response and tolerance to sugar and salt stress in the food yeast Zygosaccharomyces rouxii. Int. J. Food Microbiol. 2014;185:140-57, doi: 10.1016/j.ijfoodmicro.
50. Tekarslan-Sahin S.H., Alkim C., Sezgin T. Physiological and transcriptomic analysis of a salt-resistant Saccharomyces cerevisiae mutant obtained by evolutionary engineering. Bosn. J. Basic Med. Sci. 2018; 18(1):55-65, doi: 10.17305/bjbms.2017.2250.
Информация об авторах
Э.А. Исламмагомедова - кандидат биологических наук, старший научный сотрудник, лаборатория биохимии и биотехнологии.
Э.А. Халилова - кандидат биологических наук, старший научный сотрудник, лаборатория биохимии и биотехнологии.
А.А. Абакарова - старший лаборант, лаборатория биохимии и биотехнологии. Information about the authors
E.A. Islammagomedova - Candidate of Science (Biology), Senior Researcher, Laboratory of Biochemistry and Biotechnology.
E.А. Khalihva - Candidate of Science (Biology), Senior Researcher, Laboratory of Biochemistry and Biotechnology.
A.A. Abakarova - Senior Assistant, Laboratory of Biochemistry and Biotechnology.
Статья поступила в редакцию 24.03.2022; одобрена после рецензирования 11.05.2022; принята к публикации 30.08.2022. The article was submitted 24.03.2022; approved after reviewing 11.05.2022; accepted for publication 30.08.2022.
