CC BY
7
т
The biomass of Arthrospira platensis cyanobacteria is a source of bioactive compounds such as chlorophylls, carotenoids, and, particularly, phycobiliproteins: C-phycocyanin and allophycocyanin. The wide range of biological activity shown by extracts with a high content of phycocyanins determines the prospects for their use as dietary supplements and ingredients of special foods. For food purposes, the degree of purity of phycocyanin concentrates, determined by the ratio of optical densities of their aqueous solutions at two wavelengths, namely D620/D280, must be greater than 0.7. Most methods for obtaining phycocyanin concentrates include laborious steps of fractional ammonium sulphate precipitation of protein from A. platensis biomass extracts followed by removal of salts solution. The use of membrane technology, specifically microfiltration, makes it possible to significantly intensify and simplify the process of obtaining phycocyanin concentrates. The aim of this research was to modify the method for obtaining a high-purity A. platensis phycocyanin concentrate by replacing the stage of ammonium sulfate precipitation of the protein by ultrafiltration of the extract followed by microfiltration. Material and methods. A sample of dry A. platensis biomass was used as a feedstock. Extraction of A. platensis biomass was carried out at a temperature of +40 °C for 3 h, the resulting suspension was centrifuged, and the supernatant was separated from the sediment. The obtained extract was subjected to ultrafiltration (membrane with a pore diameter of 30 kDa) followed by removal of the permeate containing low molecular weight impurities. The retentate was subjected to microfiltration (membrane with a pore size of 0.2^m), concentrated by reverse osmosis and freeze-dried.
Results. The content of C-phycocyanin and allophycocyanin in the dry concentrate was 42.0±1.3 and 7.0±0.3%, respectively, the degree of purity was 1.98. Conclusion. The scheme for obtaining A. platensis phycocyanin concentrate has been modified. A concentrate was obtained with a high degree of purity, allowing its use in food. Keywords: biomass of Arthrospiraplatensis; extraction; C-phycocyanin; allophycocyanin; ultrafiltration; microfiltration; concentrate
Биомасса цианобактерий Лг^гоэрга рЫвшвю является источником биологически активных соединений, таких как хлорофиллы, каротиноиды и в первую очередь фикобилипротеины: С-фикоцианин (С-ФКЦ) и аллофикоцианин (А-ФКЦ) [1-4]. Неудовлетворительные органолептические свойства биомассы Л. plаtensis (выраженный горький вкус) существенно ограничивают ее применение в составе пищевых продуктов. В настоящее время решением этой проблемы является широкое использование для пищевых целей концентратов фикоцианинов Л. platensis, безопасность которых
установлена токсикологическими исследованиями [5]. Биологическая активность, проявляемая экстрактами с высоким содержанием фикоцианинов, определяет перспективы их использования в качестве ингредиентов специализированных пищевых продуктов (СПП) [6-8]. Методы получения препаратов и концентратов фикоци-анинов различной степени чистоты были представлены нами ранее в кратком обзоре [9]. Для пищевых целей степень чистоты концентратов фикоцианина, определяемая соотношением оптических плотностей их водных растворов при 2 длинах волн, а именно D62o/D28o, должна
А/А
Б/B
Биомасса A. platensis
Биомасса A. platensis
О
о
Экстракция 0,1 М калий-фосфатным буфером pH 7,0
Экстракция 0,1 М калий-фосфатным буфером pH 7,0
о
о
Центрифигурирование, 30 мин, 400о об/мин
Центрифигурирование, 30 мин, 4000 об/мин
О
Сульфатно-аммонийное осаждение (двухстадийное)
О
Ультрафильтрация, 30 кДа
О
о
Центрифигурирование, 1 ч, 4000 об/мин
Микрофильтрация, 0,2 мкм
О
о
Ультрафильтрация, 30 кДа
Концентрирование обратным осмосом
О
о
Лиофилизация
Лиофилизация
О
Концентрат 1
D С
о
Концентрат 2
Рис. 1. Схемы получения концентрата 1 (А) и концентрата 2 (Б) Fig. 1. Schemes for obtaining concentrate 1 (A) and concentrate 2 (B)
быть выше 0,7 [10, 11]. Первый этап выделения фикоциа-нинов - экстракция - связан с нарушением целостности клеточных стенок биомассы А. platensis. Механические методы включают ультразвуковую обработку, гомогенизацию, высокое давление, экстракцию с помощью стеклянных шариков и др. [12-14]. Также находят применение химический осмос, повторное замораживание-оттаивание, ферментативная обработка [15-18]. В подавляющем большинстве исследований для получения концентратов фикоцианинов из биомассы А. р1а-tensis экстракцию сочетают с последующими фракционными сульфатно-аммонийными осаждениями белка [19-21]. Такой методический подход был использован в нашей предыдущей работе [9], посвященной получению концентрата фикоцианина из биомассы А. platensis для возможного использования в пищевых целях. При сульфатно-аммонийном осаждении белка, широко применяемом в лабораторной практике, требуется проведение трудоемкого обессоливания, получаемого в виде осадка белкового препарата, и последующая элиминация значительного объема раствора сульфата аммония. Современные методические подходы с использованием мембранной технологии, такие как нано-, ультра-и микрофильтрация, позволяют в значительной степени интенсифицировать и упростить процесс получения белковых концентратов.
Цель исследования - модификация метода получения концентрата фикоцианинов А. platensis с высокой сте-
пенью чистоты путем замены стадии сульфатно-аммонийного осаждения белка ультрафильтрацией экстракта с последующей микрофильтрацией.
Материал и методы
Объектом исследования был предоставленный научно-производственным объединением «Биосоляр МГУ» образец сухой биомассы A. platensis, полученной культивированием в закрытой теплице при искусственном освещении, собранной, сконцентрированной, промытой и лиофильно высушенной.
Образец лиофильно высушенного концентрата фикоцианинов (далее - концентрат 1), полученный ранее в нашей работе [9] по схеме, представленной на рис. 1А, использовали как образец для сравнения. На рис. 1Б представлена модифицированная схема получения концентрата фико-цианинов A. platensis (далее - концентрат 2).
Как следует из представленных схем, на первом этапе получения концентратов 1 и 2 биомассу A. platensis предварительно измельчали в лабораторном блендере (WARING, США) до порошкообразного состояния с размерами частиц <0,5 мм. Экстракцию 80 г биомассы A. platensis с 800 см3 0,1 М калий-фосфатного буфера pH 7,0, предварительно нагретого в термостате до +40 °С, проводили в течение 3 ч при температуре +40 °С на водяной бане при постоянном перемешивании. Образовавшуюся суспензию центрифугировали (центрифуга Beckman J-6B, США) при 4000 об/мин в течение 30 мин. Супернатант отделяли от осадка методом декантирования, повторно экстрагировали осадок по аналогичной схеме и экстракты объединяли. Модификация метода при получении концентрата 2 (рис. 1Б) состояла в том, что была исключена стадия осаждения белка сульфатом аммония и объединенный экстракт непосредственно подвергали ультрафильтрации в тангенциальном потоке через мембрану с диаметром пор 30 кДа на установке для микро- и ультрафильтрации на базе фильтродержателя АСФ-018 («Владисарт», РФ). Удаляли пермеат, содержащий низкомолекулярные примеси, и обессоливали на этой же мембране отобранный ретентат. Для дополнительной очистки ретентата от оставшихся в его составе высокомолекулярных примесей проводили микрофильтрацию в тангенциальном потоке через мембрану с размерами пор 0,2 мкм на той же установке. Отобранный микрофильтрат концентрировали обратным осмосом на установке с фильтром рулонным мембранным УРФ-1812 («Владисарт», РФ) и лиофильно высушивали (лиофильная сушка ЛС-500, «Проинтех», РФ), получая конечный продукт -концентрат 2.
В экстракте A. platensis, ретентате и концентратах 1 и 2 количественно оценивали содержание С-ФКЦ и А-ФКЦ, определяя оптическую плотность (ОП) при длинах волн 620 и 655 нм и используя для расчета формулы 1 и 2 [22]:
Характеристика экстракта, ретентата и концентратов фикоцианинов (M±m) Characteristics of extract, retentate and concentrates of phycocyanins (M±m)
Показатель Parameter Образец / Sample
экстракт extract ретентат retentate концентрат 2 concentrate 2 концентрат 1, полученный согласно [11] concentrate 1 [11]
Содержание С-фикоцианина (С-ФКЦ), % C-phycocyanin (C-PCC) content, % 8,9±0,1 27,8±0,41 42,0±1,31, 2, 3 38,6±0,51, 2
Содержание аллофикоцианина (А-ФКЦ), % Allophycocyanin (A-PCC) content, % 2,3±0,1 3,6±0,21 7,0±0,31, 2, 3 4,1 ±0,31
Суммарное содержание С-ФКЦ и А-ФКЦ, % Total content of C-PCC and A-PCC, % 11,2±0,2 31,3±0,61 49,0±1,51, 2, 3 42,7±0,81, 2
Содержание белка, % /Protein content, % 44,3±5,0 73,6±5,01 85,5±5,01, 2 86,0±5,01, 2
Е(С-ФКЦ + А-ФКЦ)/Белок / Z(C-PCC + A-PCC)/Protein 0,25±0,06 0,43±0,111 0,57±0,051, 2 0,50±0,131
Степень чистоты, D62o/D28o /Purity degree, D62a/D2so 0,58±0,03 1,11±0,031 1,98±0,031, 2, 3 1,10±0,021
П р и м е ч а н и е. Статистически значимое отличие (p<0,05): 1 - по сравнению с экстрактом; 2 - по сравнению с ретентатом; 3 - по сравнению с концентратом 1.
N o t e. Differences are significant (p<0.05):1 - against extract;2 - against retentate;3 - against concentrate 1.
Содержание С-ФКЦ
Содержание А-ФКЦ
(0,154 x ОП62о - 0,1 х ОП655) m х (1 - k) х l
х V х 100%, (1)
(0,194 х ОП655 - 0,034 х ОП620) m х (1 - k) х l
х V х 100%, (2)
(IBM, США). Для всех показателей, представленных в таблице, вычисляли среднее значение (М) и стандартную ошибку среднего (m). Статистические различия оценивали с использованием критерия Стьюдента. Критический уровень значимости нулевой статистической гипотезы (p) принимали равным 0,05.
где V - объем объединенного экстракта, см3; m - масса навески, мг; k - массовая доля воды в пробе; l - длина оптического пути, см.
Степень чистоты экстракта, ретентата и концентратов 1 и 2 рассчитывали по соотношению удельных оптических плотностей их растворов при длинах волн 620 и 280 нм (D620/D280).
С использованием эксклюзионной жидкостной хроматографии высокого давления характеризовали молеку-лярно-массовое распределение белковых и пептидных фракций в экстракте, ретентате и концентрате 2. Анализ проводили на колонке TSK GEL 2000 SW|X (0.8х30 см Toyo Soda, Япония), откалиброванной по стандартным водорастворимым глобулярным белкам (SERVA, Германия). Предварительно 1,0% водный раствор экстракта, ретен-тата и концентрата 2 центрифугировали в течение 15 мин при 15 000 об/мин (центрифуга IKA G-L, Германия) и наносили на колонку в количестве 100 мкм3. В качестве элюента использовали 0,2 М раствор NaCl -c добавлением азида натрия, скорость элюирования 0,25 см3/мин. ОП элюируемого раствора определяли при длинах волн 280 и 620 нм, используя спектрофотоме-трический однолучевой проточный детектор UV/VIS-151 (GILSON, США).
Массовую долю белка в экстракте, ретентате и концентратах 1 и 2 определяли по ГОСТ 26889-86 «Продукты пищевые и вкусовые. Общие указания по определению содержания азота методом Кьельдаля».
Каждый эксперимент был выполнен в 8 повторностях. Статистическую обработку данных проводили с использованием программного пакета IBM SPSS Statistics 20
Результаты и обсуждение
Белково-пептидные профили промежуточных продуктов и концентрата 2, полученных по предложенной модифицированной схеме (рис. 2А-В), и концентрата 1, полученного по технологии, включавшей стадию сульфатно-аммонийного осаждения белка из экстракта А. platensis (рис. 2Г), представлены соответствующими хроматограммами. Сравнительный анализ хромато-грамм на рис. 2А и Б показал, что в результате ультрафильтрации экстракта происходит частичная элиминация балластных низкомолекулярных фракций (<12 кДа) и их содержание в отобранном ретентате снижается в 5,7 раза. Результаты, представленные в таблице, свидетельствуют о том, что при использовании модифицированной схемы в ретентате содержание белка повышается в 1,7 раза, а суммарное содержание фикоцианинов - в 2,8 раза. Последующая микрофильтрация ретентата практически полностью удалила высокомолекулярные примеси из его состава (см. рис. 2Б и В), дополнительно повысила содержание общего белка и суммарное содержание фикоцианинов в конечном продукте соответственно в 1,2 и 1,6 раза. Степень чистоты ретентата в результате микрофильтрации увеличилась в 1,8 раза. В таблице приведены данные по сравнительной характеристике концентратов 2 и 1. Суммарное содержание фикоцианинов в концентрате 2 в 1,2 раза выше по сравнению с концентратом 1. В 1,8 раза повышена чистота концентрата 2, при получении которого была исключена трудоемкая стадия сульфатно-аммонийного осаждения.
А/А
Б/B
80-
со
е
с о- Q 1= со л см о ^
? .ь
60-
40-
> с
20-
В/C
80-
8
с^ £ о 60
1= СО
л см о ^ ? á>
40-
20
VCB. 232 56,5 22,5 11,7 6,4 2,9 0,9
Vfree
Молекулярная масса, кДа / Molecular weight, kDa
VCB. 232 56,5 22,5 11,7 6,4 2,9 0,9
Vfree
Молекулярная масса, кДа / Molecular weight, kDa
-'£ 80-
= 60-
1= Co л см о ^ ? .b
40200
Г/D
80-
60-
8
oo £
s с
Q. Q 1= Co л CM
о cw
ос y a40
VCB. 232 56,5 22,5 11,7 6,4 2,9 0,9
Vfree
Молекулярная масса, кДа / Molecular weight, kDa
VCB. 232 56,5 22,5 11,7 6,4 2,9 0,9
Vfree
Молекулярная масса, кДа / Molecular weight, kDa
Рис. 2. Хроматограммы экстракта (А), ретентата (Б), концентрата 2 (В) и концентрата 1 (Г) Fig. 2. Chromatograms of extract (A), retentate (B), concentrate 2 (C) and concentrate 1 (D)
Таким образом, полученные результаты подтвердили эффективность предложенной схемы модификации процесса. Сульфатно-аммонийное осаждение белков из экстрактов А. platensis позволяет примерно в 2 раза повысить на этой стадии степень чистоты получаемого промежуточного продукта [21, 23, 24]. Последующая ультрафильтрация, как при получении концентрата 1, используется, чтобы перевести осажденный белок в растворимое состояние, удаляя сульфат аммония из раствора. В модифицированной схеме ультрафильтрация непосредственно экстракта А. platensis заменяет стадию сульфатно-аммонийного осаждения, в 1,8
раза повышая чистоту продукта. Последующая микрофильтрация, как отмечено выше, дополнительно еще в 1,8 раза повышает чистоту концентрата 2.
Заключение
Модифицирован и апробирован способ концентрирования и очистки фикоцианинов из биомассы А. platensis. Получен концентрат с высоким содержанием фикоциа-нинов и степенью чистоты, позволяющей использовать его в составе пищевой продукции.
0
20
0
0
Сведения об авторах
ФГБУН «ФИЦ питания и биотехнологии» (Москва, Российская Федерация):
Бирюлина Надежда Александровна (Nadezhda A. Biryulina) - аспирант, лаборант-исследователь лаборатории пищевых биотехнологий и специализированных продуктов E-mail: biryulina_nadezhda@mail.ru https://orcid.org/0000-0002-4143-9066
Зорин Сергей Николаевич (Sergey N. Zorin) - кандидат биологических наук, старший научный сотрудник лаборатории пищевых биотехнологий и специализированных продуктов E-mail: zorin@ion.ru https://orcid.org/0000-0003-2689-6098
Никитюк Дмитрий Борисович (Dmitry B. Nikityuk) - академик РАН, доктор медицинских наук, профессор, директор
E-mail: dimitrynik@mail.ru
http://orcid.org/0000-0002-4968-4517
Мазо Владимир Кимович (Vladimir K. Mazo) - доктор биологических наук, профессор, ведущий научный сотрудник лаборатории пищевых биотехнологий и специализированных продуктов E-mail: mazo@ion.ru https://orcid.org/0000-0002-3237-7967
Литература
1. Kerna N., Nwokorie U., Ortigas M., Chawla S., Pruitt K., Flores J. 13. et al. Spirulina miscellany: medicinal benefits and adverse effects of Spirulina // EC Nutrition. 2022. Vol. 17. P. 25-36. DOI: https://doi. org/10.31080/ecnu.2022.17.01013
2. Lafarga T., Fernández-Sevilla J., González-López C., Acién-Fernández 14. F. Spirulina for the food and functional food industries // Food Res.
Int. 2020. Vol. 137. Article ID 109356. DOI: https://doi.org/10.1016/j. foodres.2020.109356
3. Wollina U., Voicu C., Gianfaldoni S., Lotti T., Franca K., Tchernev G. 15. Arthrospira platensis - potential in dermatology and beyond // Open Access Maced. J. Med. Sci. 2018. Vol. 6, N 1. P. 176-180. DOI: https:// doi.org/10.3889/oamjms.2018.033 16.
4. Finamore A., Palmery M., Bensehaila S., Peluso I. Antioxidant, immu-nomodulating, and microbial-modulating activities of the sustainable and ecofriendly Spirulina // Oxid. Med. Cell. Longev. 2017. Vol. 69.
P. 157-171. DOI: https://doi.org/10.1155/2017/3247528 17.
5. Бирюлина Н.А., Мазо В.К., Багрянцева О.В. Фикоцианины Arthrospira platensis: перспективы использования в специализированной пищевой продукции (краткий обзор) // Вопросы питания. 2022. Т. 91, № 6. С. 30-36. DOI: https://doi.org/10.33029/ 18. 0042-8833-2022-91-6-30-36
6. Wu Q., Liu L., Miron A., Klimova B., Wan D., Kuca K. The antioxidant, immunomodulatory, and anti-inflammatory activities of Spiru-lina: an overview // Arch. Toxicol. 2016. Vol. 90, N 8. P. 1817-1840. DOI: https://doi.org/10.1007/s00204-016-1744-5 19.
7. Pagels F., Guedes A., Amaro H., Kijjoa A., Vasconcelos V. Phycobili-proteins from cyanobacteria: chemistry and biotechnological applications // Biotechnol. Adv. 2019. Vol. 37, N 3. P. 422-443. DOI: https:// doi.org/10.1016/j.biotechadv.2019.02.010 20.
8. Мазо В.К., Бирюлина Н.А., Сидорова Ю.С. Arthrospira platensis: антиоксидантные, гипогликемические и гиполипидемические эффекты in vitro и in vivo (краткий обзор) // Вопросы питания. 2022. Т. 91, № 4. С. 19-25. DOI: https://doi.org/10.33029/0042-8833- 21. 2022-91-4-19-25
9. Бирюлина Н.А., Зорин С.Н., Мазо В.К. Концентраты фикоциа-нинов из биомассы Arthrospira platensis: технология и характеристика состава // Актуальная биотехнология. 2022. № 1. С. 187-189. URL: https://elibrary.ru/item.asp?id=50113924 22.
10. Güroy B., Karadal O., Mantoglu S., Cebeci O. Effects of different drying methods on C-phycocyanin content of Spirulina platensis powder // EgeJFAS (Ege Journal of Fisheries and Aquatic Sciences). 2017. Vol. 34, N 2. P. 129-132. DOI: https://doi.org/10.12714/egejfas.2017.34.2.02
11. Evaluation of Certain Food Additives: Eighty-Sixth Report of the Joint FAO/WHO Expert Committee on Food Additives. Geneva : World 23. Health Organization and Food and Agriculture Organizationof the United Nations, 2019. (WHO Technical Report Series; No. 1014)
12. Vali Aftari R., Rezaei K., Mortazavi A., Bandani A. The optimized concentration and purity of spirulina platensis C-Phycocyanin:
a comparative study on microwave-assisted and ultrasound-assisted 24. extraction methods // J. Food Process. Preserv. 2015. Vol. 39. N 6. P. 3080-3091. DOI: https://doi.org/10.1111/jfpp.12573
Li Y., Zhang Z., Paciulli M., Abbaspourrad A. Extraction of phycocy-anin-A natural blue colorant from dried spirulina biomass: influence of processing parameters and extraction techniques // J. Food Sci. 2020. Vol. 85, N 3. P. 727-735. DOI: https://doi.org/10.1111/1750-3841.14842 Martinez J., Luengo E., Saldana G., Alvarez I., Raso J. C-phycocyanin extraction assisted by pulsed electric field from Artrosphira platensis // Food Res. Int. 2017. Vol. 99, N 3. P. 1042-1047. DOI: https://doi. org/10.1016/j.foodres.2016.09.029
Saran S., Puri N., Jasuja N., Kumar M., Sharma G. Optimization, purification and characterization of Phycocyanin from Spirulina platensis // Int. J. Appl. Agric. 2016. Vol. 2, N 3. P. 15-21.
Sala L., Moraes C., Kalil S. Cell pretreatment with ethylenediamine-tetraacetic acid for selective extraction of C-phycocyanin with food grade purity // Biotechnol. Progress. 2018. Vol. 34, N 5. P. 1261-1268. DOI: https://doi.org/10.1002/btpr.2713
Pott R.W. The release of the blue biological pigment C-phycocyanin through calcium-aided cytolysis of live Spirulina sp. // Color. Technol. 2018. Vol. 135, N 1. P. 17-21. DOI: https://doi.org/10.1111/COTE. 12373
Manirafasha E., Murwanashyaka T., Ndikubwimana T., Yue Q., Zeng X., Jing K. et al. Ammonium chloride: a novel effective and inexpensive salt solution for phycocyanin extraction from Arthrospira Spiru-lina platensis // J. Appl. Phycol. 2017. Vol. 29, N 3. P. 1261-1270. DOI: https://doi.org/10.1007/s10811-016-0989-y
Tavanandi H., Mittal R., Chandrasekhar J. Simple and efficient method for extraction of C-Phycocyanin from dry biomass of Arthospira platensis // Algal Res. 2018. Vol. 31. P. 239-251. DOI: https://doi. org/10.1016/j.algal.2018.02.008
Ilter I., Akyil S., Demirel Z., Ko§ M., Conk-Dalay M., Kaymak-Ertekin F. Optimization of phycocyanin extraction from Spirulina platensis using different techniques // J. Food Compos. Anal. 2018. Vol. 70. P. 78-88. DOI: https://doi.org/10.1016/j.jfca.2018.04.007 Zhang F.Y., Yu J.W., Zhang L., Sheng J.M., Yuan M.Y., Lu Y.N. et al. UV-Vis spectrum characteristics of phycocyanin purification in water from Chao lake // J. Clin. Otorhinolaryngol. 2017. Vol. 37, N 3. P. 806-810. DOI: https://doi.org/10.3964/j.issn. 10000593(2017)03-0806-05
Геворгиз Р.Г., Нехорошев М.В. Количественное определение массовой доли С фикоцианина и аллофикоцианина в сухой биомассе Spirulina (Arthrospira) platensis North. Geitl. Холодная экстракция / РАН, Институт морских биологических исследований им. А.О. Ковалевского. Севастополь, 2017. 21 с. URL: https:// elibrary.ru/item.asp?id=44165791
Yan S., Zhu L., Su H., Zhang X., Chen X., Zhou B. et al. Single-step chromatography for simultaneous purification of C-phycocyanin and allophycocyanin with high purity and recovery from Spirulina (Arthro-spira) platensis // J. Appl. Phycol. 2011. Vol. 23. P. 1-6. DOI: https://doi. org/10.1007/s10811-010-9525-7
Khazi M.I., Demirel Z., Liaqat F., Dalay M.C. Analytical grade purification of phycocyanin from cyanobacteria // Methods Mol. Biol. 2020. Vol. 1980. P. 173-179. DOI: https://doi.org/10.1007/7651_2018_202
References
Kerna N., Nwokorie U., Ortigas M., Chawla S., Pruitt K., Flores J., et al. Spirulina miscellany: medicinal benefits and adverse effects of Spirulina. EC Nutrition. 2022; 17: 25-36. DOI: https://doi. org/10.31080/ecnu.2022.17.01013
Lafarga T., Fernández-Sevilla J., González-López C., Acién-Fernán-dez F. Spirulina for the food and functional food industries. Food Res
Int. 2020; 137: 109356. DOI: https://doi.Org/10.1016/j.foodres.2020.
109356
Wollina U., Voicu C., Gianfaldoni S., Lotti T., Franca K., Tchernev G. Arthrospira platensis — potential in dermatology and beyond. Open Access Maced J Med Sci. 2018; 6 (1): 176-80. DOI: https://doi. org/10.3889/oamjms.2018.033
2
4. Finamore A., Palmery M., Bensehaila S., Peluso I. Antioxidant, immu-nomodulating, and microbial-modulating activities of the sustainable
and ecofriendly Spirulina. Oxid Med Cell Longev. 2017; 69: 157-71. 15. DOI: https://doi.org/10.1155/2017/3247528
5. Biryulina N.A., Mazo V.K., Bagryantseva O.V. Arthrospira platensis phycocyanins: a perspective for use in foods for special dietary uses (brief 16. review). Voprosy pitaniia [Problems of Nutrition]. 2022; 91 (6): 30-6. DOI: https://doi.org/10.33029/0042-8833-2022-91-6-30-36 (in Russian)
6. Wu Q., Liu L., Miron A., Klimova B., Wan D., Kuca K. The antioxidant, immunomodulatory, and anti-inflammatory activities of Spirulina: 17. an overview. Arch Toxicol. 2016; 90 (8): 1817-40. DOI: https://doi. org/10.1007/s00204-016-1744-5
7. Pagels F., Guedes A., Amaro H., Kijjoa A., Vasconcelos V. Phycobilipro- 18. teins from cyanobacteria: chemistry and biotechnological applications. Biotechnol Adv. 2019; 37 (3): 422-43. DOI: https://doi.org/10.1016/ j.biotechadv.2019.02.010
8. Mazo V.K., Biryulina N.A., Sidorova Yu.S. Arthrospira platensis: antioxidant, hypoglycemic and hypolipidemic effects in vitro and in 19. vivo (brief review). Voprosy pitaniia [Problems of Nutrition]. 2022; 91
(4): 19-25. DOI: https://doi.org/10.33029/0042-8833-2022-91-4-19-25 (in Russian)
9. Biryulina N.A., Zorin S.N., Mazo V.K. Phycocyanin concentrates from 20. Arthrospira platensis biomass: technology and composition characteristics. Aktual'naya biotekhnologiya [Actual Biotechnology]. 2022; (1): 187-9. URL: https://elibrary.ru/item.asp?id=50113924 (in Russian)
10. Guroy B., Karadal O., Mantoglu S., Cebeci O. Effects of different drying 21. methods on C-phycocyanin content of Spirulina platensis powder. EgeJFAS (Ege Journal of Fisheries and Aquatic Sciences). 2017; 34 (2): 129-32. DOI: https://doi.org/10.12714/egejfas.2017.34.2.02
11. Evaluation of Certain Food Additives: Eighty-Sixth Report of the Joint FAO/WHO Expert Committee on Food Additives. Geneva: World 22. Health Organization and Food and Agriculture Organizationof the United Nations, 2019. (WHO Technical Report Series; No. 1014)
12. Vali Aftari R., Rezaei K., Mortazavi A., Bandani A. The optimized concentration and purity of spirulina platensis C-Phycocyanin: a comparative study on microwave-assisted and ultrasound-assisted extraction methods. J Food Process Preserv. 2015; 39 (6): 3080-91. 23. DOI: https://doi.org/10.1111/jfpp.12573
13. Li Y., Zhang Z., Paciulli M., Abbaspourrad A. Extraction of phycocy-anin-A natural blue colorant from dried spirulina biomass: influence of processing parameters and extraction techniques. J Food Sci. 2020;
85 (3): 727-35. DOI: https://doi.org/10.1111/1750-3841.14842 24.
14. Martinez J., Luengo E., Saldana G., Alvarez I., Raso J. C-phycocyanin extraction assisted by pulsed electric field from Artrosphira platensis.
Food Res Int. 2017; 99 (3): 1042-7. DOI: https://doi.org/10.1016/j. foodres.2016.09.029
Saran S., Puri N., Jasuja N., Kumar M., Sharma G. Optimization, purification and characterization of Phycocyanin from Spirulina platensis. Int J Appl Agric. 2016; 2 (3): 15-21.
Sala L., Moraes C., Kalil S. Cell pretreatment with ethylenediaminetet-raacetic acid for selective extraction of C-phycocyanin with food grade purity. Biotechnol Progress. 2018; 34 (5): 1261-8. DOI: https://doi. org/10.1002/btpr.2713
Pott R.W. The release of the blue biological pigment C-phycocyanin through calcium-aided cytolysis of live Spirulina sp. Color Technol. 2018; 135 (1): 17-21. DOI: https://doi.org/10.1111/COTE.12373 Manirafasha E., Murwanashyaka T., Ndikubwimana T., Yue Q., Zeng X., Jing K., et al. Ammonium chloride: a novel effective and inexpensive salt solution for phycocyanin extraction from Arthrospira Spirulina platensis. J Appl Phycol. 2017; 29 (3): 1261-70. DOI: https:// doi.org/10.1007/s10811-016-0989-y
Tavanandi H., Mittal R., Chandrasekhar J. Simple and efficient method for extraction of C-Phycocyanin from dry biomass of Arthospira platensis. Algal Res. 2018; 31: 239-51. DOI: https://doi.org/10.1016/j. algal.2018.02.008
Ilter I., Akyil S., Demirel Z., Ko§ M., Conk-Dalay M., Kaymak-Ertekin F. Optimization of phycocyanin extraction from Spirulina platensis using different techniques. J Food Compos Anal. 2018; 70: 78-88. DOI: https://doi.org/10.1016/j.jfca.2018.04.007 Zhang F.Y., Yu J.W., Zhang L., Sheng J.M., Yuan M.Y., Lu Y.N., et al. UV-Vis spectrum characteristics of phycocyanin purification in water from Chao lake. J Clin Otorhinolaryngol. 2017; 37 (3): 806-10. DOI: https://doi.org/10.3964/j.issn.10000593(2017)03-0806-05
Gevorgiz R.G., Nekhoroshev M.V. Quantitative determination of the mass fraction of C phycocyanin and allophycocyanin in the dry biomass of Spirulina (Arthrospira) platensis North. Geitl. Cold extraction. In: Russian Academy of Sciences, Institute of Marine Biological Research named after A.O. Kovalevsky. Sevastopol', 2017: 21 p. URL: https:// elibrary.ru/item.asp?id=44165791 (in Russian)
Yan S., Zhu L., Su H., Zhang X., Chen X., Zhou B., et al. Singlestep chromatography for simultaneous purification of C-phycocyanin and allophycocyanin with high purity and recovery from Spirulina (Arthrospira) platensis. J Appl Phycol. 2011; 23: 1-6. DOI: https://doi. org/10.1007/s10811-010-9525-7
Khazi M.I., Demirel Z., Liaqat F., Dalay M.C. Analytical grade purification of phycocyanin from cyanobacteria. Methods Mol Biol. 2020; 1980: 173-9. DOI: https://doi.org/10.1007/7651_2018_202
