CC BY
4
Содержание кремния в золе органов животных, получавших
вытяжки из кремнийорганического соединения
Орган животных Среднее содержание кремния животных, мг/г в органах
контроль опыт 1
Печень 2,74-0,3 2,74-0,4 0
Почки 0,69+0,07 0,96±0,08 2,5
Сердечная мышца 9 0,65±0,02 0,55+0,05 1,85
Примечание. ±25%.
Суммарная погрешность
метода
нения проб в электроды закапывали этиловый спирт, а после испарения спирта каждую пробу покрывали слоем коллодия, растворенного в ацетоне.
Для фотографирования спектров проб и эталонов использовали спектрограф средней дисперсии ИСП-30. Спектры возбуждали с помощью генератора дуги переменного тока ДГ-2. Электроды размещали в держателях штатива ШТ-9 с расстоянием между ними 2,5 мм при диафрагме 2 мм, чтобы концы горящих электродов экранировались. Перед щелью спектрографа устанавливали трехступенчатый ослабитель. Использовали фотопластинки двух типов — ЭС и СП-2 чувствительностью соответственно 8 и 15 относительных единиц. При использовании фотопластинок СП-2, обладающих более высокой чувстви-
тельностью, но быстро приобретающих фон, было внесено изменение в рецептуру проявителя: на 0,5 л проявителя добавляли 100 мг бензотри-азола, что обеспечивало ослабление фона фотопластинок.
Полученные на пластинках спектры изучали с помощью спектропроектора ПС-18, а затем фото-метрировали на микрофотометре МФ-4 по логарифмической шкале по аналитической линии кремния с длиной волны 288,15 нм. Измерения проводили по лагорифмической шкале почернений и определяли ДБ— разность почернений аналитической линии и фона возле нее. Для определения содержания кремния в печени, почках и сердечной мышце животных, потреблявших вытяжки из кремнийорганических соединений* строили градуировочные графики в координатах АБ—С на полулогарифмической бумаге. Расчет содержания кремния в 1 мг золы в микрограммах проводили путем деления количества кремния в пробе, помещенной в электрод, на количество золы органа в пробе (обычно 5 мг). Полученное содержание кремния можно выразить в миллиграммах на 1 г золы.
В качестве примера приводим результаты определения кремния в печени, почках и сердечной мышце животных, получавших вытяжки из кремнийорганического соединения на основе полиди-метилсилоксанового каучука СКТН-А с аэросилом (см. таблицу).
Поступила 23.02.88-
УДК 615.33.012.6]:[614.7-074
Л. И. Мялина
МЕТОДИКА ОЦЕНКИ ПРОИЗВОДСТВЕННЫХ ШТАММОВ
МИКРООРГАНИЗМОВ В ПРОМЫШЛЕННОСТИ МИКРОБИОЛОГИЧЕСКОГО СИНТЕЗА
II МОЛГМИ им. Н. И. Пирогова
Микробиологическая промышленность — из новых отраслей, рожденных научно-технической революцией. Благодаря использованию микроорганизмов уже сегодня производятся сотни тысяч тонн белка, тысячи тонн аминокислот, средств защиты растений и других препаратов
[4].
В связи с развитием микробиологической промышленности возрастает число людей, контактирующих на производстве с микроорганизмами-продуцентами и наполнительной массой препаратов. В результате более широкого применения препаратов микробиологического синтеза увеличивается также их распространение в окружающей среде (воздух, вода, почва) [9]. Все это делает неотложной задачу усиления контроля за штаммами-продуцентами как на производстве, так и в объектах окружающей среды.
Санитарно-гигиеническая оценка микроорганизмов, используемых в промышленности микро-
одна биологического синтеза
— новый и малоизученный раздел современной гигиены. Результаты гигиенической оценки препаратов и микроорганизмов, входящих в их состав, показывают, что они могут оказывать неблагоприятное влияние на организм человека, вызывая пищевые токси-коинфекции, аллергические заболевания, воспалительные заболевания органов дыхания [2,
3, 5, 7].
Исследования проводили на кафедре гигиены II МОЛГМИ им. Н. И. Пирогова. Поскольку первым этапом при создании новых препаратов, получаемых в промышленности микробиологического синтеза, являются селекция новых микроорганизмов-продуцентов и исследование их па-тогенности, в схему проведения исследований штаммов-продуцентов нами включены показатели патогенности микроорганизмов [1]. При оценке патогенности исследовали вирулентность, ин-фективность и токсигенность [6]. Спустя 30 мин
после внутрибрюшинного введения культуры определяли также пороговую дозу штамма-продуцента, минимальную концентрацию микроорганизмов, способную вызвать бактериемию у белых мышей.
На первых этапах проведения исследований штаммов-продуцентов в экспериментах использовали белых мышей с массой тела 16—18 г, белых крыс с массой тела 180—240 г. морских свинок с массой тела 150—180 г. В дальнейшем, учитывая полученные результаты и данные литературы, мы ограничились использованием белых мышей как вида животных, наиболее пригодного для проведения бактериологических экспериментов [8]. До начала эксперимента животные находились на карантине в течение 2 нед. Контрольная группа животных не подвергалась воздействию штаммов-продуцентов.
Для количественной оценки степени патогенности исследуемого штамма-продуцента после однократного внутрибрюшинного введения его взвеси определяли среднюю вирулентную дозу (DV50). Использовали дозы, в которых находилось не менее 105—109 микробных клеток (м. к.) в 1 мл. В каждой опытной и контрольной группе было не менее 20 животных.
Для определения инфективности у животных в течение 30 сут регистрировали клинические проявления воздействия микроорганизмов. С целью определения диссеминации микроорганизмов не менее 3 мышей забивали через 3—7 сут после введения штаммов и производили высевы из внутренних органов (сердце, легкие, печень, почки) методом отпечатков на чашки Петри с питательной средой с последующим микроскопи-рованием выросших колоний.
Одновременно устанавливали пороговую дозу, характеризующую способность микроорганизма-продуцента проникать из брюшной полости в кровь при внутрибрюшинном заражении белых мышей. Культуры микроорганизмов выращивали на плотной питательной среде, смывали физиологическим раствором и стандартизировали по оптическому стандарту мутности, так чтобы в 1 мл содержалось 109 м. к. Исследуемые взвеси микроорганизмов с содержанием в 1 мл от 105 до 109 м. к. вводили белым мышам внутрибрю-шинно. Спустя 30 мин после заражения у мышей брали кровь из хвостовой вены с последующим посевом на чашки Петри с питательной средой.
Токсигенность определяли путем внутривенного введения белым мышам центрифугатов суточных культур, выращенных на мясопептонном бульоне.
Степень патогенности штаммов-продуцентов оценивали по наличию у них ферментов патогенности (активность протеиназ, гиалуронидазы, термолабильного и термостабильного гемолизинов, лецитиназы). По холинэстеразной активности сыворотки крови, цельной крови и гомогена-тов печени лабораторных животных определяли
ответную реакцию макроорганизма на действие ферментов патогенности штаммов-продуцентов.
Результаты исследований позволили сделать заключение об отсутствии или наличии патогенных свойств у исследуемых штаммов-продуцентов с учетом разработанных количественных критериев. Основные параметры патогенности штаммов-продуцентов разработаны на основании изучения непатогенных и патогенных микроорганизмов (Е. coli, Salmonella typhimurium).
Штамм-продуцент считался непатогенным при следующих условиях: отсутствии способности вызывать заболевание у белых мышей, величине DV50 более 107 м. к. в 1 мл, значении пороговой дозы более 107 м. к. в 1 мл, отсутствии диссеминации внутренних органов у белых мышей, отсутствии патоморфологических изменений во внутренних органах белых мышей, отсутствии в составе токсина ферментов патогенности или наличии их в небольших разведениях (лецитина-за не более 1 : 32—1 : 64, желатиназа — 1 : 4— 1 : 8, гиалуронидаза — 1 : 8—1 : 16, термолабильный гемолизин— 1 : 4—1 : 8, термостабильный гемолизин — 1 : 16—1 : 32), отличии результатов определения холинэстеразной активности крови у подопытных животных от таковых в контроле менее чем в 2 раза.
С использованием разработанной схемы нами исследовано 115 штаммов-продуцентов, предлагаемых к применению в промышленности микробиологического синтеза, следующих родов: Ва-cillus-37, Haemophilus-5, Gluconobacter-1, Streptococcus-!, Escherichia-20, Agrobactefium-1, Bre-vibacterium-10, Herpetosiphon-4, Providencia-1, Arthrobacter-1, Moraxella-4, Acinetobacter-4, Enterobacter-1, Alcaligenes-2, Micrococcus-2, Cory-nebacterium-4, Staphylococcus-1, Pseudomonas-10, Vibrio-2, Klebsiella-1, Proteus-3.
Исследованные штаммы-продуценты были разделены на 3 группы: 1-я — непатогенные штаммы (пороговая доза 109 м. к. в 1 мл, DV50 109 м. к. в 1 мл); 2-я — штаммы, имеющие пограничные значения для одного или нескольких исследуемых показателей (пороговая доза 107 м. к. в 1 мл, DV50 107 м. к. в 1 мл); 3-я — штаммы, у которых исследуемые показатели резко отличались от допустимых (пороговая доза 105 м. к. в 1 мл, DV50 105 м. к. в 1 мл).
Большая часть штаммов-продуцентов, отнесенных к 1-й группе, рекомендована нами для дальнейшего использования в промышленности микробиологического синтеза. Остальные изученные штаммы-продуценты, относящиеся ко 2-й и 3-й группам, на основании проведенных исследований не могли быть рекомендованы к промышленному применению.
Литература
1. Гимранов М. Г. //Вопросы иммунологии инфекционных
и аллергических заболевании. — Уфа, 1970. — С. 74—75.
2. Израйлет Л. И., Эглите М. Э., Баумэ М. Э. и др. // Во-
просы эпидемиологии и гигиены в Литовской ССР. — Вильнюс, 1976.— С. 83—86.
3. Мельникова Е. А. // Гигиена применения, токсикология пестицитов и клиника отравлений.— Киев, 1968. — Вып. 9.— С. 323—331.
4. Нейман Б. Я. Индустрия микробов.— М., 1983.
5. Падалкин В. ППивоваров Ю. П. // Гиг. и сан. — 1980.. — № 7. —С. 8—13.
6. Петровская В. Г. Проблемы вирулентности бактерий. — Л., 1967.
7. Пивоваров Ю. П., Ивашина С. А., Падалкин В. П. // Гиг. и сан. — 1977. — № 8. — С. 45—48.
8. Саркисов Б. С., Ремизов П. И. Воспроизведение болезни человека в эксперименте.— М., 1960.
9. Сидоренко Г. И.//Гиг. и сан. — 1974. — № 9. — С. 3—7.
Поступила 22.02.88
УДК 613.632.4+614.72]:547.553.2]-074:543.544
М. Т. Дмитриев, В. Д. Семянистый, Е. Н. Шеляпина, Б. Г. Пискунов
ГАЗОХРОМАТОГРАФИЧЕСКОЕ ОПРЕДЕЛЕНИЕ
ФЕНИЛЕНДИАМИНОВ В ВОЗДУХЕ
НИИ общей и коммунальной гигиены им. А. Н. Сысина АМН СССР, Москва
Фенилендиамины — 1,2-фениленДиамин (1,2-ФДА), 1,3-фенилендиамин (1,3-ФДА) и 1,4-фе-нилендиамин (1,4-ФДА) — широко используются в народном хозяйстве, являются важными многотоннажными полупродуктами анилинокра-сочной промышленности. Они применяются в производстве пестицидов, синтетических красителей, реактивов, фотографических проявителей и др. Следует подчеркнуть, что ФДА часто используются и в гигенических учреждениях, санэпидстанциях, санитарно-химических лабораториях в качестве реагентов для определения хлора, брома, озона, перекиси водорода, нитрозоаминов, стероидов, моносахаридов и др. В обычных условиях ФДА — бесцветные кристаллы (темнеющие на воздухе и на свету) с высокой температурой кипения, труднолетучие. 1,2-ФДА и 1,4-ФДА возгоняются. В воздухе они могут находиться в двух агрегатных состояниях — в виде пара и аэрозоля. 1,2-ФДА чрезвычайно склонен к всевозможным реакциям конденсации; из всех диаминов 1,3-ДФА наиболее устойчив. 1,4-ФДА относится к чрезвычайно опасным веществам (1-й класс опасности, ПДКр.з 0,05 мг/м3), 1,2-ФДА и 1,3-ФДА — к высокоопасным веществам (2-й класс опасности, ПДКр.з 0,5 и 0,1 мг/м3 соответственно). ФДА могут оказывать на организм аллергенное, мутагенное и общетоксическое действие, вызывать дерматиты [3, 13].
Существующие методы определения ФДА недостаточно чувствительны и специфичны. Так, фотометрические методы, основанные на образовании окрашенного комплекса с я-диметиламино-бензальдегидом и виолуровой кислотой [2, 8, 9], неспецифичны, а их чувствительность не превышает 0,2 мг/м3. Полярографический метод не позволяет проводить раздельное определение ФДА при их совместном присутствии, а его чувствительность также не превышает 0,25 мг/м3 [1]. В связи с этим разработка высокочувствительных и избирательных газохроматографиче-ских методов определения ФДА в воздухе представляется актуальной.
Разработку методов определения ФДА проводили на хроматографе «Хром-5» с пламенно-
ионизационным детектором. При этом были учтены такие методические факторы, как высокая окислительная способность ФДА и связанные с этим трудности селективного отбора. Для разделения ФДА исследованы неподвижные фазы: БЕ-ЗО, ОУ-17, ХЕ-60, БР-2250 и карбовакс-20М с едким кали. Эффективное разделение смеси ФДА достигнуто на карбоваксе-20М с 2 % едкого кали. Однако хроматографирование ФДА затруднено сорбцией и их повышенной реакционной способностью в коммуникациях хроматографа и аналитической колонке. Для устранения адсорбционной активности их предварительно обрабатывали щелочью. Для этого использовали сорбент хроматон ЫА—АШ—БМСБ с карбовак-сом-20М (5%), который обрабатывали раствором едкого кали (2 % от массы сорбента). Установлены следующие оптимальные условия определения ФДА: температура термостата хромато-графической колонки 200 °С, испарителя 240 °С, детектора 220°С, расход газа-носителя (азота) 38 мл/мин, водорода 30 мл/мин, воздуха 300 мл/мин, скорость движения диаграммной ленты 360 мм/ч, объем вводимой пробы 1—2мкл.
Характеристики газохроматографического определения ФДА
Показатель 1,2- ФДА 1,4-ФДА 1.3- ФДА
* * ■ • Молекулярная %
масса 108,14 108,14 108,14
Температура плав- «
ления, °С 102,5 147 63,5
Температура плав-
ления, °С 256—258 267 287
(возгонка) (возгонка) (кипение)
Упругость пара,
мм рт. ст. 0,0229 0,0148 0,0062 (расчетная)
Равновесная кон- 4 — л "м— "jf \ •'
центрация, мг/м3 135,3 87,3 36,4 (расчетная)
Чувствительность 0,005
определения, мкг 0,004 0,007
Определяемая кон-
центрация, мг/м3 0,01 0,0125 0,0175
