CC BY
6
В области регенеративной медицины бактериальная целлюлоза, благодаря своей биосовместимости, биоразлагаемости и не токсичности, представляет большой интерес в качестве материала для имплан-тов, повязок для ран и ожогов, так как ее структура способна имитировать ткани организма [1]. Однако адгезия клеток на поверхности бактериальной целлюлозы затруднена, что ограничивает применение этого материала при разработке биомиметических импланта-тов. В связи с этим для улучшения клеточной адгезии и повышения механической прочности поверхность материала модифицировали фосфатами кальция, которые также влияют на упорядоченность волокон в структуре [2].
Существуют различные подходы по модификации бактериальной целлюлозы гидроксиаптатитом (ГА) такие как гидротермальный и золь-гель синтезы. Наиболее перспективным методом является химическое осаждение частиц ГА на поверхности бактериальной целлюлозы при погружении лиофилизирован-ных пленок биополимера в буферный раствор хлорида кальция (рН = 7,2), однако данный способ позволяет сформировать однородное покрытие из конгломератов фосфатов кальция на поверхности матрицы целлюлозы [3] в то время как в некоторых случаях для равномерного восстановления ран необходима различная скорость пролиферации клеток.
В связи с этим целью данной работы является разработка градиентных материалов на основе периодически упорядоченного паттерна ГА и бактериальной целлюлозы.
В данной работе формирование периодических структур ГА получали по аналогии их образования в агаровой матрице [4]. Ксерогель и гидрогель бактериальной целлюлозы предварительно выдерживали в растворе фосфатного буфера (рН = 7,4) для насыщения матрицы биополимера фосфат-ионами, затем на поверхность целлюлозной матрицы капали раствор хлорида кальция, который при его диффузии внутрь 30-структуры целлюлозного материала формировал периодически упорядоченные осадки в виде колец Лизеганга. Периодически упорядоченные осадки прокрашивали ализариновым красным для визуализации диффузии ионов кальция внутрь гидрогеля. Фосфаты кальция детектировались рентгенофазовым анализом. Биосовместимость полученных структур исследовали с помощью клеточной линии С2С12 и клеток HeLa. Установлено, что на целлюлозе с 30-паттернами ГА наблюдалась более высокая пролиферация клеток по сравнению с контрольными образцами.
Таким образом, разработан новый способ модификации бактериальной целлюлозы упорядоченными паттернами ГА, позволяющий формировать участки с повышенной клеточной плотностью.
Литература:
1. Klemm D., Ahrem H., Kramer F. et al. in book: Bacterial Cellulose: a sophisticated multifunctional material, 1st ed. CRC Press, 2012. P. 176.
2. Bayir E., Bilgi E. et al. Cellulose. 2019. V. 26. P. 9803-9817.
3. Athukorala S.S., Liyanage C.J. et al. Soft Materials. 2022. V. 2. P. 183-192.
4. Ulasevich S.A., Eltantawy M.M., Skorb E.V. et al. Adv. Nano-Biomed Res. 2021. V. 1. № 5. Art. № 2000048/
ИЗМЕНЕНИЕ СТРУКТУРЫ И ФУНКЦИИ ЦИТОХРОМА С ПРИ ВЗАИМОДЕЙСТВИИ С КАРДИОЛИПИНОМ: СТРУКТУРА БЕЛКА, ЕГО ПЕРОКСИДАЗНАЯ АКТИВНОСТЬ И СВОБОДНО РАДИКАЛЬНЫЕ ПРОЦЕССЫ
И.Н. Левченко1, Г.К. Владимиров2, И.В. Володяев3
1 Российский Национальный Исследовательский Медицинский Университет им. Н.И. Пирогова, Москва, Россия
2 Первый Московский Государственный Медицинский Университет им. И.М. Сеченова, Москва, Россия
3 Биологический факультет, МГУ
им. М.В. Ломоносова, Москва, Россия
e-mail: irnlevchenko@yandex.ru
Ключевые слова: цитохром С, кардиолипин, пероксидазная активность, кумарины, триггер апоптоза, перекисное окисление липидов, активированная хемилюминесценция, комплекс цитохрома С.
Цитохром С в клетке, в водной среде или в неполярном окружении может находиться как в свободном состоянии, так и в комплексе с кардиолипином. В последнем случае он частично денатурирован, характеризуется специфической конформацией, обладает пероксидазной активностью и является важным компонентом проапоп-тотических сигнальных путей [1, 2, 4]. Различия между нативным цитохромом С и комплексом цитохром С-кардиолипин регистрируются по спектрам поглощения и флуоресценции, а также по выраженной пероксидаз-ной активности последнего и хемилюминесценции, сопровождающей запускаемые им свободно-радикальных процессы.
Хемилюминесценция, сопровождающая рекомбинацию липидных радикалов, генерируемых вследствие пероксидазной активности комплекса цитохром С-кар-диолипин, активируется природными красителями, такими как кумарины. Ярким примером является сенсибилизатор С-525. Он устойчив к прямому окислению пероксидом водорода, поэтому не влияет на протекание липопероксидазных реакций и является физическим активатором. Использование C-525 и других подобных красителей позволяет с высокой точностью регистрировать кинетику образования липидных радикалов в этой системе и, следовательно, оценивать пероксидазную активность цитохрома С.
Последняя, как известно [4], является необходимым этапом в развитии апоптоза по митохондриальному пути. Помимо исследовательского интереса, этот аспект может представлять особую важность для терапии злокачественных заболеваний за счет направленной стимуляции апоптоза в злокачественных клетках с использованием комплекса цитохром С-кардиолипин [3].
Так как комплекс цитохрома С-кардиолипин отличается от нативного цитохрома С по нижеследующим свойствам: (а) имеет флуоресценцию тирозиновых и трипто-фановых остатков; (б) утрачивает поглощение в полосе Соре (405-410 нм, которая определяет наличие связи Fe(heme) ■■■ S(Met80)), следовательно, это сказывается на значении квантовых выходов, которые отражают усиление свечения активированной ХЛ , без влияния на кинетику процесса; (в) характеризует пероксидазную активность и, соответственно, катализирует образование липидных радикалов в мембране. Данные липидные радикалы запускают цепной процесс перекисного окисления липидов, который наблюдается по хемилюминесценции,
как нативной, так и активированной. При этом квантовый выход активированной хемилюминесценции, на несколько порядков выше, чем в случае не активированной.
Литература:
1. Владимиров Ю.А., Демин Е.М., Проскурнина Е.В., Осипов А.Н. Биологические Мембраны. — 2009. — Т. 26. — № 6. — C. 493-504.
2. Владимиров Ю.А., Проскурнина Е.В., Измайлов Д.Ю., Новиков А.А., Брусничкин А.В., Осипов А.Н., Каган В.Е. Биохимия. — 2006. — Т. 71. — № 9. — C. 1225-1233
3. Belikova N.A., Vladimirov Y.A., Osipov A.N., Kapralov A.A., Tyurin V.A., Potapovich M.V., Basova L.V., Peterson J., Kurnikov I.V., Kagan V.E. Biochemistry. — 2006. — V. 45. — № 15. — P. 4998-5009.
4. Kagan V.E., Tyurin V.A., Jiang J. et al. Nature chemical Biology. — 2005. — V.1. — № 1 — P. 223-232.
ВЛИЯНИЕ АЛЛОГЕННОГО БИОМАТЕРИАЛА
НА КРИОГЕННЫЙ РУБЕЦ МИОКАРДА
А.И. Лебедева1, С.А. Афанасьев2, Е.М. Гареев1,
Д.С. Кондратьева2, С.А. Муслимов1, С.В. Попов2
1 ФГБОУ ВО Башкирский государственный медицинский университет МЗ РФ, Уфа, Россия
2 НИИ кардиологии, Томский НИМЦ РАН, Томск, Россия
e-mail: e-mail: Jeol02@mail.ru
Ключевые слова: аллогенный биоматериал, криоповрежде-
ние, миокард, кардиосклероз, макрофаги, регенерация.
Проблема регенерации поврежденного миокарда является одной из важнейших задач тканевой восстановительной терапии сердца. Наиболее перспективным подходом является использование производных децел-люляризированного внеклеточного матрикса — аллоген-ного биоматериала (АБ) Целью исследования явилось оценка морфофункциональных свойств сердца в условиях применения АБ.
Хронический инфаркт миокарда моделировали на 80 крысах—самцах с использованием метода криоде-струкции. Через 45 суток после воздействия жидким азотом при повторной торакотомии в основной группе в область криогенного некроза миокарда вводили суспензию АБ (3 мг, 60 мкл физ. раствора). В контрольной группе вводили физиологический раствор в аналогичном объеме. После 45 суток после введения АБ животных оценивали на толерантность к физической нагрузке и выводили из эксперимента. Проводили гистологические, иммуногистохимические исследования. Определяли толщину мышечной части стенки поврежденого желудочка сердца, рубца и диаметр реактивной зоны. В результате исследования, толщина мышечной части стенки левого желудочка, в осночной группе увеличивалась на 3 порядка (p<0,008), что повышало толерантность к физической нагрузке крыс в 2 раза (р=0,03). Изменения параметров толщины рубца и диаметр поврежденной зоны были статистически не значимы. Аллогенный биоматериал подвергался постепенной резорбции макрофагами и замещался волокнисто-соединительнот-канно-мышечным регенератом, представленным васку-ляризированной рыхлой волокнистой соединительной тканью. Меченые сердечным тропонин I+ клетки проникали в межволоконные пространства, подвергались гипертрофии. Кардиомиоциты группировались в зоне имплантации АБ как в виде отдельных кластеров, так
и функционального синцития. Масса сердца при этом не менялась в обеих экспериментальных группах.
Так, применение АБ в зоне сформированного криогенного рубца миокарда способствовало трансформации плотной в рыхлую волокнистую соединительную ткань и замещению сердечной мышечной тканью.
IN VITRO МОДЕЛИРОВАНИЕ МЕХАНИЧЕСКОГО ПОВРЕЖДЕНИЯ МОЗГА НА ПЕРВИЧНЫХ НЕЙРО-ГЛИАЛЬНЫХ И АСТРОЦИТАРНЫХ КУЛЬТУРАХ ИЗ МОЗГА КРЫСЫ
О.Ю. Лисина1, И.А. Красильникова2,
Р.Р. Шарипов1, М.В. Балясин3, В.Г. Пинелис2,
З.В. Бакаева2, А.М. Сурин1, 2
1 ФГБНУНИИ общей патологии и патофизиологии, Москва, Россия
2 ФГАУ НМИЦ здоровья детей Минздрава России, Москва, Россия
3 ФГАОУ ВО Российский университет дружбы народов (РУДН), Москва, Россия
e-mail: anezi@yandex.ru
Ключевые слова: нейрональная сеть, ионный гомеостаз, митохондриальный потенциал, кальций, нейроглиальная культура, астроцит, кортекс, нейрит.
Моделирование in vitro повреждения мозга (царапина) применяется для выяснения молекулярно-клеточных механизмов, происходящих в мозге в ответ на травму. В настоящей работе исследованы: (1) регенерация ней-рональной сети в зоне царапины; (2) изменения ионного гомеостаза и функций митохондрий в ответ на царапину монослоев первичных нейроглиальных культур и культур астроцитов из коры головного мозга крысы. Изменения указанных параметров определяли методом флуоресцентной микроскопии, используя специфичные зонды и микроманипулятор для нанесения царапины. В нейроглиаль-ных культурах царапины шириной « 0,1 и 1 мм наносили спустя 3 и 18 дней после посадки культуры (3 и 18 ДВК). Для количественной оценки регенерации культур подсчитывали среднюю длину нейритов, количество ветвлений и окончаний нейритов на единицу поверхности в зоне повреждения. При травмировании «молодой» культуры (3 ДВК) формирование нейрональной сети начиналось через сутки, достигая наибольшей скорости на 2-3 день после нанесения царапины. Затем развитие нейрональ-ной сети в зоне повреждения замедлялось. Помимо роста нейритов, наблюдалась диффузия в повреждённую зону клеток из неповрежденной части культуры. В «зрелых» культурах (травма на 18 ДВК) нейритов, прорастающих в царапину из неповрежденной зоны, было на ~40% меньше и они имели в 2-3 раза меньший диаметр.
В нейро-глиальной культуре в первые минуты после нанесения царапины происходит скачкообразный рост внутриклеточной концентрации Са2+ ([Ca2+]i) и митохон-дриального потенциала (ATm) в нейронах. В 22,3 ± 5,1% нейронов (n=264) развивался вторичный подъем [Ca2+] i (отсроченная кальциевая дизрегуляция, ОКД) и синхронное падение ATm. Около 85% таких нейронов находилось на расстоянии <100 мкм от границы повреждения. Доля нейронов, развивших ОКД, увеличивалась с увеличением возраста культуры. Удаление Са2+ из буферного раствора подавляло посттравматическое увеличение [Ca2+] i и падение ATm, указывая на вход Ca2+ из буфера, как на причину роста [Ca2+]i.
