CC BY
3
дующим образом, снижалась по сравнению с контролем в 2,6 раза, по сравнению с показателем при воздействии этанола в 5 раз и увеличивалась по отношению к показателю при воздействии только 7-ГХЦГ в 1,5 раза. Последовательное введение этанола и пестицида повышало активность АЛТ, ингибированную при раздельном введении как этанола, так и пестицида, однако этот показатель не достигал значений контрольной группы. Отношение АСТ/АЛТ было в 2 раза ниже контроля и соответствовало показателю при введении только у-ГХЦГ. При исследовании электролитов получены следующие результаты: содержание калия снижалось по сравнению с по: казателями при раздельном введении ксенобиотиков, однако оставалось повышенным по сравнению с контролем. Количество натрия в опыте соответствовало средним показателям, полученным при воздействии этанола и пестицида. Существенных различий в содержании кальция и хлора не было, а коэффициент K/Na соответствовал показателям контроля.
Достоверных изменений в содержании билирубина и его фракций по сравнению с контролем не обнаружено, несмотря на то что раздельное введение ксенобиотиков достоверно изменяло этот показатель в сторону увеличения при введении этанола и в сторону снижения при воздействии 7-ГХЦГ. Соотношение фракций прямого и непрямого билирубина было в пределах контрольных значений.
Введение деспироля на фоне этанола способствовало возвращению к норме количества общего белка. Активность АЛТ была низкой и соответствовала показателям при воздействии этанола. Следовательно, преобладающее действие на активность АЛТ оказывает этанол. Активность ACT в опыте выше, чем в контроле и при воздействии деспироля в 1,4 и 3,1 раза соответственно, но ниже, чем при воздействии только этанола. Индекс де Ритиса составил 3,5 и приближался по значению к показателям при воздействии этанола. В содержании электролитов
%
калия и натрия в сыворотке крови наблюдались изменения, вызываемые введением деспироля. Достоверных изменений в количестве других электролитов не установлено.
На основании полученных данных можно сделать заключение о том, что ксенобиотики действуют на мембраны клеток, нарушают их проницаемость, изменяя тем самым содержание электролитов и ферментов в плазме крови.
Последовательное действие двух ксенобиотиков резко отличается от их раздельного действия на организм. Если у-ГХЦГ введен на'фоне этанола, то на первый план выступают признаки отравления пестицидом. При отравлении деспиро-лем на фоне этанола наблюдается картина отравления как этанолом, так и пестицидом. Предварительное введение этанола ограничивает отрицательное действие пестицидов на активность изучаемых ферментов и содержание билирубина.
Эти данные следует учитывать при оказании медицинской помощи лицам, подвергшимся отравлению такими сочетаниями.
Литература
1. Байнова А. // Съвр. мед.— 1981.— Т. 32.— № 3.— С. 83— 87.
2. Борисков В. П. // Вопросы охраны труда и здоровья сельскохозяйственных рабочих.— Краснодар, 1986.— С. 128—
131.
3. Виевская Г. А. //Журн. невропатол. и психиатр.— 1974.— № 2.— С. 244—246.
4. Зорьева Т. Д., Белоножко Н. Г., Титок В. А. // Пленум Госкомиссии: Тезисы доклада.— М., 1973.— С. 87.
5. Мельников И. И. Пестициды: Химия, технология и применение.—М., 1987.
6. Олейник А. Н. Поражение печени ксенобиотиками и алкоголем, пути повышения эффективности их фармакотерапии: Автореф. дис. ... д-ра мед. наук.— М., 1984.
7. Свешникова 3. А. // Фармакология и токсикология.— Киев, 1973.—Вып. 8.—С. 132—134.
8. Титова Г. А. // Коронарная и легочная недостаточность.— Рязань, 1980.— С. 56.
9. Турапина Н. Н., Истатов X. И., Ганиев X. Г. // Экспериментальная патология печени.— Душанбе, 1981.— Вып. 4.— С. 126—134.
Поступила 15.01.90
КОЛЛЕКТИВ АВТОРОВ. 1991
УДК 616.36-02:661.185|-07
JI. А. Иванова, А. А. Калашников, Ю. Н. Талакин, В. Д. Алешина, О. А. Матвеенко
ИСПОЛЬЗОВАНИЕ МОДЕЛИ ПЕРФУЗИРУЕМОЙ ПЕЧЕНИ ДЛЯ ИССЛЕДОВАНИЯ ВЛИЯНИЯ СИНТЕТИЧЕСКИХ МОЮЩИХ СРЕДСТВ НА КЛЕТОЧНЫЕ МЕМБРАНЫ
Донецкий медицинский институт им. М. Горького
Характер действия поверхностна-активных ве- [4] о выведении под их воздействием холестерина ществ (ПАВ), а также синтетических моющих из плазматических мембран клеток, средств (CMC), содержащих в своем составе ПАВ, Целью настоящей работы являлось исследована липидные компоненты мембран клеток изучен в ние характера действия CMC (на примере порош-общих чертах. В частности, имеются сообщения ка «Лотос») на обмен липидов в перфузируемой
печени крысы. В экспериментах применяли нормо-термическую перфузию печени крысы с использованием замкнутой установки, описанной Т. А. Поповым [8].
Подключение печени к перфузионному аппарату осуществляли по методу Миллера через воротную вену с оттоком перфузата через нижнюю полую вену1. В качестве перфузата применяли 70 мл среды, состоящей из среды 199 (45 %), полиглюкина (40%), отмытой эритроцитной массы (5%) и аутокрови (10%). Продолжительность перфузии 120 мин. ^
Проведены 2 серии исследований с добавлением в перфузат непосредственно перед печенью водного раствора CMC «Лотос», содержащего 2,7 мг (I серия) и 13,5 мг (II серия) моющего порошка, что составляет 0,1 и 0,5 LD50 CMC «Лотос» соответственно. Контролем служили показатели перфузии интактных крыс, у которых CMC в перфузат не вводили.
В перфузате, отбираемом через 15, 30, 60, 90 и 120 мин от начала перфузии, определяли содержание общих липидов по цветной реакции с сульфо-ванилиновым реактивом [6], холестерина и его эфиров [6], фосфолипидов [1], триглицеридов с применением диагностического набора реактивов
«Лахема» (ЧССР), малонового диальдегида (МДА) по реакции с тиобарбитуровой кислотой [3], диеновых конъюгатов (ДК) фотометрически [5].
Для оценки функционального состояния печени оценивали ее способность синтезировать мочевину [6], определяли рН среды, содержание белка по Лоури и эритроцитов.
Результаты исследования выражали как в абсолютных значениях, так и в процентах по отношению к исходному уровню, за который принимали пробу, отобранную через 15 мин от начала перфузии, когда заканчивался период стабилизации органа и исследуемое вещество в перфузат не поступало. Полученные данные обрабатывали общепринятыми методами вариационной статистики, достоверными считали результаты при рс0,05.
Результаты. Показатели перфузии печени интактных крыс свидетельствовали о том, что использованная техника перфузирования обеспечивала неизменное функциональное состояние органа на протяжении 2 ч опыта. Способность печени синтезировать мочевину сохранялась (ее количество в перфузате увеличилось за время эксперимента на 50 %), уровень белка и глюкозы был постоянным. Некоторое несовершенство техники для поддержания кровообращения приводило к снижению на 120-й минуте опыта содержания эритроцитов в среде на 25 %. Активность катал азы при этом повышалась на 70 % по сравнению с исходным уровнем (табл. 1).
1 Операцию подключения печени к перфузионной системе проводила Н. В. Животникова.
Особое значение при оценке функциональной полноценности печени придается ее способности секретировать или поглощать липиды с последующей их эстерификацией или окислением.
Содержание общих липидов, фосфолипидов, триглицеридов, холестерина в ходе перфузии ин-тактной печени изменялось мало. Обращает на себя внимание снижение способности перфузи-руемой печени образовывать эфиры холестерина: коэффициент эстерификации (отношение эфи-росвязанного холестерина к общему) изменялся от 31 % в начале перфузии до 48 % в конце ее, в то время как в норме, по данным литературы [7], две трети холестерина плазмы эстерифицировано жирными кислотами. Отношение холестерин/фос-фолипиды в перфузионной среде колебалось в пределах физиологической нормы для сыворотки крови (от 1,85 до 2,6).
Введение в систему кровообращения печени водного раствора CMC изменяло содержание липидов в перфузионной среде. Так, низкая доза CMC приводила к незначительному повышению концентрации общих липидов, уровень которых к 120-й минуте опыта на 30 % превышал исходный и на 16 % — контрольный. Под воздействием высокой дозы CMC увеличение концентрации общих липидов в перфузате было более значительным, достигало максимума к 90-й минуте перфузии и составляло 232 % по отношению к исходному уровню, что на 110 % выше уровня соответствующего контроля (табл. 2).
Известно, что в состав общих липидов входят триглицериды, фосфолипиды, свободный холестерин и его эфиры, неэстерифицированные жирные кислоты.
Определение отдельных липидных компонентов в перфузионной среде показало, что увеличение содержания общих липидов при воздействии CMC происходит в основном за счет нарастания концентрации фосфолипидов. Оно отмечалось на ранних стадиях опыта (через 30 мин от начала перфузии) и было характерно для обеих действующих доз CMC. Коэффициент холестерин/фосфолипиды резко снижался. Если в контроле в конце перфузии он составлял 1,84, то под воздействием низкой и высокой доз CMC — 0,3 и 0,22 соответственно. Кроме того, высокая доза вызывала раннее достоверное увеличение концентрации общего холестерина (на 60 % к 60-й минуте перфузии) в основном за счет свободной его фракции (см. табл. 2).
Содержание эстерифицированного холестерина под влиянием высокой дозы CMC было в 5 раз ниже, чем в контроле, под воздействием низкой дозы — в 1,5 раза (см. табл. 2).
Клинические данные свидетельствуют о том, что понижение содержания эфиров холестерина в сыворотке крови пропорционально степени нарушения функции печени. Резкое же уменьшение их содержания является плохим прогностическим
Таблица 1
Показатели, характеризующие функциональное состояние интактной перфузируемой печени крысы
Время от начала перфузии, мин
Состав перфузата 15 30 60 90 0 120
Мочевина, ммоль/л 1,2±0,22 1,2±0,22 1,6±0,18 1,7±0,14 1,8±0,31
(130) (140) (150)
Белок, мг/мл 0,48±0,02 0,48±0,01 0,49=1=0,02 0,48±0,02 0,51 ±0,09
9 1 (103) (100) (108)
Глюкоза, ммоль/л 5±0,82 4,9±0,32 5±0,46 5,3±0,44 5,5±0,45
(98) (100) (Ю6) (Ю6)
Эритроциты, -109/л 151 ±8,9 138± 10,1 129,5=Ь 15,3 119,5± 18,7 113,5± 13
(91) (86) (79) (75)
Активность каталазы, мл
Н202/мл за 30 мин 15,3±1,7 17,44-2,1 20,8±0,81 23±1,1 25,5±1,8
(114) (136) (150) (170)
Общие липиды, г/л 2,8±0,2 2,7±0,13 3,1 ±0,29 3,1 ±0,4 3,1 ±0,4
(110) (110) (110)
Фосфолипиды, ммоль/л 0,28±0,12 0,29±0,09 0,3±0,15 0,32±0,11 0,31 ±0,09
(103) (110) (113) (111)
Триглицериды, ммоль/л 1,9±0,25 2,9±0,77 2,4+0,64 2,3±0,48 1,94=0,38
• (152) (128) (121) (100)
Холестерин общий, ммоль/л ш " 0,74±0,13 0,7-1-0,09 0,66-1-0,07 0,68±0,05 0,77±0,09
% (95) • (89) (92) (114)
Коэффициент эстерификации 46,5±7,6 47±7,3 48=4= 12,9
холестерина, % 314=16,1 47±9,2
Отношение холестерин/фос- 1,85 2,5
фолипиды 2,6 2,4 2,1
Примечание. Здесь и в табл. 2 в скобках дана величина показателя в процентах от исходного уровня.
симптомом и указывает на наступление недостаточности функции печени [2].
Содержание триглицеридов в перфузионной среде увеличивалось незначительно (на 20—30 %) и
не зависело от дозы действующего химического агента (см. табл. 2).
Количество эритроцитов в системе перфузируемой печени под воздействием высокой дозы
Таблица 2
Изменение состава перфузата в ходе перфузии печени крыс при введении через 15 мин от начала опыта различных
доз CMC «Лотос»
Показатель Доза CMC, мг Время от начала перфузии, мин
15 30 60 90 120
Эритроциты, -109/л 2,7 128±8,4 964=10,5 83±8,3 71 ±5,3 664-3,5
(75) (65) (55) (51)
13,5 132±28,1 67±23 51 ± 11 22± 14 224-20
(51) (39) (16,7) (16,7)
Активность каталазы, мл Н2О2/МЛ за 30 мин 2,7 10,2±4,5 31,7±8,5 39,7±9,1 38±6,9 37,54-6
(311) (389) (380) (370)
13,5 12,5±2 88±15 128±38 1284-38 139=4= 13
(702) (1024) (1024) (1110)
Общие липиды, г/л 2,7 2,8±0,29 3±0,33 3,2±0,49 3,4±0,67 3,64-0,32
(120) (130)
13,5 2,8±0,6 3,2±0,6 3,94-0,71 6,5±0,5 6,5±0
(140) (232) (232)
Фосфолипиды, ммоль/л 2,7 0,26±0,08 0,64-h0,3 1,024-0,5 1,0±0,4 0,74±0,2
(247) (392) (372) (282)
13,5 0,59±0,18 1,6=4=0,16 2,294-0,46 2,3±0,6 3,6=4=0
(269) (387) (399) (617)
Триглицериды, ммоль/л 2,7 1,24-0,32 1,564-0,43 1,6±0,6 1,4±0,6 1,6=4=0,3
13,5 1,3±0,4 1 ±0,2 1,034-0,22 1,2±0,2 —
Холестерин общий, ммоль/л 2,7 0,7±0,03 0,7±0,06 0,72±0,05 0,7±0,09 0,7±0,05
13,5 0,7±0,11 0,91 ±0,1 1,05=4=0,01 1,06±0,03 —
Коэффициент эстерификации холестерина 2,7 37±9,2 32±8,8 264-11,2 25± 12,4 6,8±6,8
13,5 23,6±5,1 12,7±6,6 24,44-2,1 20,8±3,1 -
Отношение холестерин/фосфолипиды 1 2,7 0,9 0,35 0,23 0,23 0,3
13,5 0,4 0,19 0,22 0,22
Примечание. Прочерк — определение не проводилось.
I vl V
1 N ♦
61>4Й
уменьшалось в 6 раз, а под воздействием низкой дозы — почти вдвое.
Гемолиз вызван, очевидно, действием изучаемых веществ на липидные компоненты плазматических мембран эритроцитов. В тесной связи с этим явлением находится нарастание в перфузате активности каталазы, как фермента эритроцитов, переходящего в перфузат после разрушения их мембран. Между степенью гемолиза эритроцитов и повышением активности каталазы в перфузате отмечена прямая связь. Если к 120-й минуте перфузии интактной печени количество эритроцитов снижалось на 25 %, а каталазная активность увеличивалась на 70 %, то под влиянием низкой дозы CMC эти показатели составляли 50 и 270 %, а высокой — 80 и 1010 % (см. табл. 2). В то же время содержание МДА и ДК в перфузионной среде практически не изменялось, что свидетельствует о незначительном изменении перекисного окисления липидов под воздействием CAIC.
Выводы. 1. Повреждающее действие CMC на клетки печени выражается в выведении из их мембран значительных количеств фосфолипидов.
2. Способность печени эстерифицировать хо-
лестерин под воздействием экзогенных ПАВ снижается.
3. Процессы перекисного окисления липидов под влиянием CMC изменяются мало.
4. Наблюдающийся под влиянием CMC гемолиз эритроцитов является, по-видимому, следствием изменения их мембран за счет выведения липидных компонентов.
Литература
1. Биохимические методы исследования в клинике (справочник) / Под ред. А. А. Покровского.—М., 1969.— С. 314— 315.
2. Введение в клиническую биохимию: (Основы патобиохи-химии) / Под ред. А. А. Иванова.— М., 1969.— С. 208—213.
3. Владимиров Ю. А., Арчаков А. И. Перекисное окисление липидов в биологических мембранах.— М., 1972.— С. 252.
4. Волощенко О. И., Медяник И. А. Гигиена и токсикология бытовых химических веществ.— Киев, 1983.— С. 144.
5. Гаврилов В. БМешкорудная М. И. // Лаб. дело.— 1983.— № 3.— С. 33—35.
6. Колб В. Г., Камышников В. С. Клиническая биохимия.— Минск, 1976.—С. 152—154; 158—161.
7. Основы биохимии / Уайт А., Хендлер Ф., Смит Э. и др.— М., 1981.— Т. 2.— С. 804.
8. Попов Т. А. // Бюл. экспер. биол.— 1976.— № 3.— С. 122— 124.
Поступила 14.12.89
© КОЛЛЕКТИВ АВТОРОВ. 1991 УДК 613.632:667.641-074
А. Н. Боков, С. И. Гуськова, С. #. Федорчук, Е. П. Оноколова
ТОКСИКОЛОГО-ГИГИЕНИЧЕСКАЯ ОЦЕНКА ГЛИФТАЛЕВОЙ ЭМАЛИ ГФ-230
Ростовский медицинский институт
Особенностью лакокрасочных материалов в отличие от других классов полимерных композиций (стеклопластиков, релинов, линолеумов, древопла-стиков и др.) является то, что изначально они находятся в неотвержденном состоянии. При нанесении таких материалов на окрашиваемую поверхность одним из наиболее распространенных способов — пульверизационным — образуется «красочный туман», представляющий собой парогазо-аэрозольную смесь, состоящую в основном из растворителей и микроскопических частиц лакокрасочного состава. Затем начинается процесс отверждения материала, при этом из нанесенного покрытия (вначале отверждающегося, а затем и отвержденного) в воздушную среду могут мигрировать такие вещества, как растворители, пластификаторы, компоненты пленкообразующей основы и другие составляющие. Указанный процесс наиболее активно протекает в течение первых суток, в дальнейшем скорость миграции летучих веществ с поверхности лакокрасочного покрытия резко снижается [5].
Наши исследования показывают, что полимерные материалы, в том числе и лакокрасочные, могут нарушать различные специфические функции
организма, и в частности обусловливать изменения в генетическом аппарате половых и соматических клеток, оказывать гонадотоксическое и другие виды действия [2—4]. Поэтому представлялось целесообразным изучение наряду с общетоксическим и специфического (мутагенного, цито-генетического, гонадотоксического) действия комплекса веществ, мигрирующих в воздушную среду из отверждающегося и отвержденного покрытия новой эмали ГФ-230, изготовленной на основе глифталевого лака ГФ-046 и предлагаемой для окраски ограждающих конструкций.
Для этой цели эмаль методом пульверизации наносили на индифферентную поверхность (стекло) из расчета 225 г/м . Покрытие сразу помещали в камеру-генератор, где создавали следующие условия: насыщенность м2/м3, кратность воздухообмена 1,2 в час, температура 40 °С. Воздух из камер-генераторов круглосуточно поступал в затравочные камеры с подопытными животными. Эксперимент проводили в соответствии с методическими приемами, рекомендованными для гигиенической оценки полимерных материалов в моделированных условиях [1].
Затравку животных осуществляли в 2 вариан-
