CC BY
60
Заболеваемость острым панкреатитом (ОП) из года в год неуклонно растет. Больные с ОП составляют 5-10% от общего числа пациентов хирургического профиля. В 15-20% наблюдений развитие ОП носит тяжелый деструктивный характер. Результаты лечения больных с ОП остаются неутешительными. Так, в Российской Федерации в 1997,1998,1999 годах смертность от острого панкреатита составила соответственно 1,94,1,98, 2,08 на 1000 населения [1].
Среди причин высокой летальности одно из важных мест занимает поздняя диагностика разнообразных осложнений, неадекватный выбор консервативной и хирургической тактики.
Острый панкреатит не ограничивается поражением поджелудочной железы (ПЖ), а носит системный характер и сопровождается внеорганными осложнениями в 60,8-96,5%. Наибольшую опасность представляют ранние осложнения, характеризующиеся нарушением функции сердечно-сосудистой системы, легких, печени, почек. По данным ряда авторов, синдром панкреатогенной гепатаргии и острой токсической дистрофии печени встречается практически у всех больных с панкреонекрозом (ПН), что значительно усугубляет тяжесть клинического течения и нередко является причиной летального исхода.
Печень, являясь коллектором всей венозной крови органов живота, за исключением почек и надпочечников, принимает на себя «удары» активированных панкреатических ферментов и образующихся в зоне деструкции вторичных факторов агрессии уже в раннем периоде развития острого панкреатита, а затем продуктов тканевого распада и гнойно-гнилостного воспаления ПЖ и забрюшинной клетчатки. Неизбежно возникающие в ответ на это длительное гуморальное воздействие расстройства микроциркуляции и органного кровотока приводят к выраженной гипоксии печеночной паренхимы на фоне недостатка снабжения гепатоцитов энергетическими и пластическими субстратами.
В последнее время в клиническую практику активно внедряется метод озонотерапии. Молекулы озона чрезвычайно реакционноспособны. Первичные реакции озона и клетки выражаются в образовании продуктов озонолиза - гидропероксидов, прежде всего ненасыщенных жирных кислот фосфолипидов мембран. Мембрана клетки становится подвижной, пластичной и начинает пропускать внутрь клетки озониндуцированные пероксиды. Взаимодействие этих пероксидов с внутриклеточными структурами вызывает развитие ответной реакции, проявлениями которой являются активация ферментов и систем, участвующих в обезвреживании перекисей и кислородных радикалов, активизация гликолиза, стимуляция пентозофосфатного пути утилизации глюкозы, повышается активность окислительного декарбоксилирования пировиноградной кислоты с образованием ацетил-коэнзима А, наблюдается активация цикла лимонной кислоты, реализуется прямое воздействие на митохондриальную транспортную систему с уменьшением НАДН и оксидация цитохромов.
Инфузия озонированного физиологического раствора повышает концентрацию в печени глютатиона, цитохрома Р-450, увеличивает активность глютатион-редуктазы и супероксидесмутазы. На субклеточном уровне" через сутки после озонирования в гепатоцитах отмечается гипервезикуляция и гипертрофия цистерн гладкого эндоплазматического ретикулума, гиперплазия микротелец (пероксисом) и митохондрий, новообразование гликогена в резорбирующихся жировых включениях, признаки повышенной функциональной активности ядер [3,4].
Изложенные механизмы действия озона, основные реакции на него организма и структурно-функциональные изменения печени под действием озонотерапии делают теоретически обоснованным и патогенетически оправданным применение озона при гипоксических состояниях печени.
Для изучения воздействия озона на печень перспективным представляется исследование перфузии печени озонированным физиологическим раствором in situ.
Метод перфузии органов в настоящее время широко применяется в физиологии, различных областях экспериментальной клинической медицины. Под термином «перфузия» понимают поддержание жизнедеятельности организма путем пропускания через его кровеносную систему специальной среды - перфузата, выполняющего функции крови.
Наиболее широкое распространение получили эксперименты с использованием печени крыс, для которых детально разработана методика перфузии, методы контроля и определения адекватности проводимого опыта, под которым понимается сохранение морфофункциональной целостности печени в процессе всего эксперимента. С помощью этого метода были исследованы параметры перфузии и изучено их влияние на функции изолированной печени, изучены механизмы образования и отделения желчи, проведена оценка фармакологических, токсических и гипоксических воздействий на структуру и функции органа, изучены регуляторные механизмы метаболических процессов, исследованы процессы газообмена и др.
Использование метода нерециркуляционной безгемоглобиновой перфузии изолированного органа in situ для оценки метаболического состояния печени крыс обусловлено необходимостью регистрации параметров, которые характеризовали бы метаболизм печени в целом. Этот метод позволяет наиболее адекватно оценивать, в частности, интенсивность дыхания печени, скорость продукции органом таких метаболитов, как лактат и пируват, а также обеспечивает возможность регистрации такого важного параметра углеводного обмена печени, как скорость выделения глюкозы в сосудистое русло или, напротив, ее поглощения [2].
Опыты проводили на белых беспородных крысах обоих полов массой 170-220 г.
Перфузия в контрольной группе животных осуществлялась стерильным раствором Кребса-Хензелейта. В экспериментальной группе животных вначале перфузия печени осуществлялась раствором Кребса-Хензелейта, а затем озонированным физиологическим раствором.
Перфузия печени в управляемых условиях разделялась на два этапа: вводный и основной. На вводном этапе происходила реанимация после периода ишемии и адаптация культивируемого органа к условиям искусственного кровообращения на фоне гипотермической перфузии при программно сниженной скорости кровотока. Органная реанимация происходила в течение 2035 минут. В период органной реанимации повышался уровень ферментов цикла трикарбоновых кислот, увеличивалось соотношение лактат/пируват (13,6+1,3, Р<0,05). Увеличивалась рС02 до 1,08+0,05 мкмоль/мин»г ткани (Р<0,05), снижалось потребление кислорода тканью печени до 2,53+0,18 мкмоль/мин*г ткани. Концентрация К+ повышалась до 3,07+019 ммоль/л (Р<0,05). Уровень глюкозы увеличивался до 14,2+0,18 ммоль/л (Р<0,05). В начале перфузии кровоток на уровне микроциркуляторного русла был равен 31,4+2,1 мл/мин*100 г ткани, что составляет 72,3% от среднего уровня микроциркуляции
(МЦ) интактной печени in vivo (МЦ интактной печени в брюшной полости 43,5+9,7 мл/мин» 100 г ткани (Р<0,05)).
Во время основного этапа перфузии в контуре циркуляции постепенно увеличивалась температура с параллельным ступенчатым повышением скорости перфузии. Через 40 минут после начала перфузии исследуемые параметры перфузируемой печени достигали нормального уровня, характерного для избранной биолого-технической системы.
На следующем этапе в контуре циркуляции с повышением скорости перфузии постепенно увеличивалась температура.
К 40-й минуте исследуемые параметры перфузируемой печени достигали нормального уровня, характерного для избранной биолого-технической системы. Уровень пирувата составлял 0,23+0,03 Мм, лактата 0,87+0,24 Мм, соотношение Л/П - 3,78+0,02, р02 перфузата в воротной вене - 320,6+33,9 мм рт. ст., потребление 02 тканью печени достигало 3,67+0,23 мкмоль/мин*г ткани, содержание С02 снижалось до 0,86+0,05 мкмоль/мин*г ткани (Р<0,05). Увеличивалось количество выделяемой желчи до 0,87+0,15 мкл/мин*г ткани (Р<0,05). Кровоток на уровне микроциркуляторного русла возрастал до 31,6+2,3 мл/мин» 100 г ткани (76% от среднего значения МЦ интактной печени в брюшной полости (Р<0,05)). Содержание глюкозы в оттекающем от печени перфузате составляло 5,87+0,42 ммоль/л. Концентрация К+ равнялась 2,7+0,07 ммоль/л. При проведении нормотермической перфузии поддерживались физиологические константы: рН и р02 перфузата, портальное давление, скорость перфузии и температурный режим.
В последующий промежуток времени отмечалась стабильная работа печени с незначительными колебаниями исследуемых величин. В то же время к 50-й минуте перфузии происходило снижение потребления кислорода, к 70-й минуте оно составляло 85,3%, а к моменту завершения эксперимента - 76,3% (Р<0,05) от уровня 30-й минуты (окончание этапа реанимации печени). В ткани печени отмечалось небольшое увеличение рС02 (рис. 1). Парциальное давление кислорода в перфузате изменялось незначительно.
С 50-й минуты происходило постепенное снижение капиллярного кровотока, и к окончанию перфузии он составляет 84,3% от уровня 30-й минуты (Р<0,05). К концу эксперимента происходило снижение желчеобразовательной функции печени, к 90-й минуте количество выделенной желчи составляло 81,6% от уровня 30й минуты (Р<0,05). Колебания значений пирувата, лактата, глюкозы, коэффициента Л/П и содержания К+ в оттекающем перфузате были незначительными.
Проведенный корреляционный анализ результатов контрольной серии экспериментов выявил прямую зависимость желчеобразовательной функции печени от уровня потребления кислорода и его парциального напряжения в ткани органа (г = 0,7).
На основании приведенных данных можно сделать вывод, что при нормотермической перфузии in situ в пределах 90 минут изолированная печень крысы сохраняет свою функциональную состоятельность и морфологическую основу, может служить адекватной моделью для исследования влияния озонированного физиологического раствора (ОФР) на ее структуру и метаболические функции. Оптимальным временем проведения исследования являются 30-90-е минуты, так как именно в эти сроки орган полностью адаптирован к экстракорпоральным условиям и практически полноценно функционирует.
К концу 90-й минуты перфузии начиналась развиваться гипоксия печени, выражающаяся в снижении р02 и повышении рС02, появлялась стойкая тенденция к снижению желчеобразования и капиллярного кровотока при сохраняющихся в пределах нормы биохимических параметрах.
Опытная серия экспериментов состояла из 15 нормотермических перфузии печени in situ. Методика забора, предперфузионной подготовки и подключения органа в контур циркуляции была такой же, как в контрольной серии.
После окончания периода реанимации органа и его адаптации к условиям искусственного кровообращения, что соответствовало 30-й минуте эксперимента, начинали вводить озонированный физиологический раствор в воротную вену.
ОФР в концентрации 2 мг/л вводили со скоростью 1 мл за 10 минут с помощью предусмотренного в конструкции аппарата специального устройства в дозе 1/10 объема циркулирующего перфузата.
Анализ данных, полученных в опытной серии экспериментов, выявил рост р02 перфузата, по сравнению с контролем, сразу после начала введения озонированного физиологического раствора в контур циркуляции. Уже через 20 минут от начала инфузии ОФР р02 перфузионного раствора повышался на 35,6%, а к моменту окончания введения - на 47,2%. В последующем отмечался постепенный спад парциального напряжения 02 в перфузате, однако цифры содержания кислорода в растворе оставались более высокими на протяжении всего времени эксперимента и к 90-й минуте были на 23% выше, чем в контроле (Р<0,05) (рис. 2).
В эти же сроки отмечался рост р02 в ткани печени. Так, спустя 20 минут от начала введения ОФР содержание кислорода в печени увеличивалось на 9,7%, а к 30-й минуте - на 20,3% по сравнению с контрольной группой (Р<0,05).
Кислородная емкость печени к моменту окончания эксперимента превосходила аналогичный показатель контрольной серии на 36% (Р<0,05).Содержание С02 в печени к окончанию перфузии ОФР было на 9% меньше, чем в контрольной серии (рис. 3).
С повышением р02 в перфузионном растворе и ткани печени при введении в контур циркуляции ОФР отмечалось выраженное усиление желчеобразовательной функции печени на протяжении всей перфузии. Начиная с 40-й минуты желчеобразование увеличивалось на 30,2%, с 60-й - на 52,3% по сравнению с контрольной группой. К моменту окончания перфузии уровень желчеотделения превосходил контрольный на 35% (Р<0,05).
На фоне введения ОФР происходило значительное усиление микроциркуляции в печени, которая приближалась к уровню микрокровотока интактной печени in vivo. С момента окончания введения ОФР намечалась тенденция к снижению МЦ, однако падение капиллярного кровотока происходило медленнее, и показатели оставались на более высоком уровне вплоть до окончания опыта. Даже на 90-й минуте перфузии МЦ печени в опытной серии была на 46% выше, чем в контрольной (Р<0,05).
Биохимические показатели перфузируемой печени не выходили за пределы нормы.
При проведении корреляционного анализа установлена высокая зависимость между инфузией ОФР и р02 перфузионного
раствора (г = 0,79). При увеличении парциального напряжения 02 в перфузате возрастала кислородная емкость в ткани
печени (г = 0,81). Имелась прямая зависимость желчеотделения от р02 печени (г = 0,79). Уровень микроциркуляции
коррелировал с введением озонированного физиологического раствора (г = 0,73).
Проведенные исследования нормотермической перфузии печени показали, что внутрипортальное введение ОФР не оказывает угнетающего действия на функциональную активность органа и не влияет на его морфологическую структуру. Внутрипортальная инфузия озонированного физиологического раствора способствует зашите гепатоцитов от гипоксии за счет увеличения кислородной емкости ткани печени и умеренного снижения содержания С02. Антигипоксическое действие ОФР при введении в воротную вену является ведущим гепатопротекторным механизмом этого препарата. Внутрипортальные инфу-зии ОФР улучшают тканевую перфузию печени. При введении озонированного физиологического раствора более активно происходит желчеобразование, что подтверждает усиление детоксикационной функции печени.
Рис. 1. Динамика потребления кислорода и выделения углекислого газа тканью печени при нормотермической перфузии печени in situ раствором Кребса-Хензелейта
Рис. 2. Сравнительная динамика парциального напряжения кислорода в перфузате в контрольной и опытной сериях
М к мо Ль; Mil и-
К
Рис. 3. Динамика потребления кислорода и выделения углекислого газа тканью печени при нормотермической перфузии печени in situ озонированным физиологическим раствором
