CC BY
3010. Горячева Н.В., Булава Г.В., Ветошкин А.И. и др. Модификация определения циркулирующих иммунных комплексов различных величин в сыворотке крови человека // Клин. и лабор. диагн., 1997. — № 5. — С. 77-79.
11. Добрецов Г.Е., Грызунов Ю.А. Альбуминовый флуоресцентный тест // Сорбционные электрохи-
мические и гравитационные методы в современной медицине: Тр. Всеросс. конф. — М.: Гэотар Медицина, 1999. — С. 38-39.
12. Лужников Е.А. Клиническая токсикология. — М.: Медицина, 1999. — 416 с.
Материал поступил в редакцию 11.04.08.
N.F.Lezhenina, Ye.A.Luzhnikov, T.V.Yermokhina, N.V.Borovkova, Zh.A.Lisovik, A.N.Yelkov
SIGNIFICANCE OF IMMUNOLOGICAL INDICATORS IN DIAGNOSIS OF TOXICO-HYPOXIC ENCEPHALOPATHY AT ACUTE POISONING BY SUBSTANCES OF NEUROTOXIC ACTION
N.V.Sklifosovsky Research Institute of Emergency Medical Care, Moscow
Immunological indicators were investigated at acute poisonings by neurotoxic substances, particularly by psycho-pharmacological preparations (amitryptyline, carbamazipine, azaleptini) complicated by the development of toxico-hypoxic encephalopathy(THE). Their diagnostic importance was evaluated for determination of THE severity and for their inclusion in a detoxification complex of substrate anti-oxidant cytoflavin.
УДК [615.916:546.264]-036.11
Л.В.Кравченко, Н.В.Трусов, М.А.Ускова, И^Аксенов, Л.И.Авреньева, Г.В.Гусева, М.А.Васильева, А.В.Селифанов, В.А.Тутельян
ХАРАКТЕРИСТИКА ОСТРОГО ТОКСИЧЕСКОГО ДЕЙСТВИЯ ЧЕТЫРЕХХЛОРИСТОГО УГЛЕРОДА КАК МОДЕЛИ ОКИСЛИТЕЛЬНОГО СТРЕССА
ГУ НИИ питания РАМН, Москва
Однократное в/б введение крысам СС14 в дозе от 0,05—0,5 мл/кг приводило к быстрому развитию окислительного стресса, который характеризовался увеличением продуктов ПОЛ в плазме крови, снижением антиоксидант-ной емкости печени, подавлением активности антиоксидантных ферментов, выходом в цитозоль и в кровь орга-неллоспецифических ферментов, резким подавлением активности локализованных в микросомальной мембране ферментов. Обнаружено возрастание активности гемоксигеназы и уровня восстановленного глутатиона, находящихся в обратной корреляционной зависимости от степени выраженности токсического действия СС14, что может рассматриваться как адаптивный ответ, который определяет способность клетки к выживанию в условиях окислительного стресса.
Ключевые слова: окислительный стресс, четыреххлористый углерод, ПОЛ.
Введение. Четыреххлористый углерод (СС14) широко используется в экспериментальной токсикологии для изучения таких проявлений гепа-тотоксичности, как жировая дегенерация, фиброз, апоптоз, канцерогенез. Установлено, что токсическое действие СС14 связано в первую очередь с прооксидантным действием образующихся в процессе его метаболизма свободных радикалов — трихлорметильного СС13* и высокореактивного трихлорметилпероксильного СС13ОО* [16, 31]. Полагают, что в метаболизме СС14 принимают участие ряд изоформ цитохрома Р-450, но главная роль принадлежит CYP2E1. Результа-
ты исследований [15, 33] показали, что подавление активности и экспресси белка СУР2Е1 приводит к существенному ослаблению токсического действия СС14.
Взаимодействие образующихся радикалов СС14 с ПНЖК фосфолипидов мембран инициируют перекисное окисление липидов (ПОЛ) с последующим развитием цепной реакции сво-боднорадикального окисления, что приводит к глубоким нарушениям функциональных свойств мембран — подавлению активности мембраносвязанных ферментов, выходу ци-тозольных ферментов в кровь, декомпартмен-
тализации кальция и, в конечном итоге — к апоптозу и некрозу гепатоцитов [25, 31]. Индуцированный CCl4 окислительный стресс усугубляется подавлением активности антиоксидантных ферментов и усилением расхода и снижением содержания в клетке таких приоритетных антиоксидантов как а-токо-ферол и восстановленная форма убихи-нона [14]. Подтверждением роли окислительного стресса в механизме гепа-тотоксического действия CCl4 являются данные о защитном действии антиоксидантов при интоксикации CCl4 [4, 35]. В связи с этим в последние годы СС14-ин-дуцированный окислительный стресс находит применение в качестве одной из немногих моделей для оценки in vivo антиок-сидантных свойств различных биологически активных соединений, повсеместно используемых как БАД к пище или как компоненты функциональной пищи.
Целью настоящей работы явилось изучение биохимических параметров, характеризующих окислительный стресс при остром гепатотокси-ческом действии CCl4.
Материалы и методы исследования. Исследования проводили на 5-ти группах крыс-самцов Вистар (по 6 животных в каждой) с массой тела 150 г. Животным опытных групп вводили в/б однократно CCl4 в дозе 0,05, 0,10, 0,25 и 0,50 мл/кг в виде 2,5, 5, 12,5 и 25% раствора в оливковом масле. Крысам контрольной группы вводили равное количество масла — 2 мл/кг.
Через 24 ч после введения CCl4 в плазме крови определяли активность аланинаминотранс-феразы (с использованием набора реактивов фирмы «Лахема»), содержание МДА (малонового диальдегида) — продукта ПОЛ [19], общую антиоксидантную емкость (ОАЕ) в системе FRAP [6]. В гомогенате печени определяли содержание восстановленного (SH-) глутатио-на [28] и одного из продуктов окисления ДНК — 8-гидрокси-2-дезоксигуанозина (8-oxodG), ис-
50 100 150 200
Мочевая кислота (%от контроля)
250
Рис. 1. Корреляция между уровнем мочевой кислоты и антиокси-дантной емкостью (АОЕ) плазмы крови крыс через 24 ч после введения CCl4 в дозах от 0,05 до 0,50 мл/кг
пользуя метод [10] с некоторыми модификациями. Во фракции цитозоля печени изучали активность антиоксидантных ферментов — каталазы [3], супероксидисмутазы [21], глутатионтранс-феразы с 1-хлор-2,4-динитробензолом в качестве субстрата [12], хинонредуктазы [5] и ОАЕ. В выделенных из гомогенатов печени микросомах определяли активность некоторых изоформ ци-тохрома Р-450 — CYP1A1 (субстрат-маркер это-ксирезоруфин), CYP1A2 (субстрат-маркер ме-токсирезоруфин), CYP3A (субстрат тестостерон) [9, 20, 30], а также активность UDP-глюкуро-нозилтрансферазы с п-нитрофенолом в качестве субстрата [8] и гемоксигеназы [18]. Кроме того, в гомогенатах и цитозоле определяли активность лизосомальных ферментов — арилсульфа-таз, ß-глюкуронидазы, катепсинов B и D [1].
Статистическую обработку результатов проводили с использованием программ Statgrafics и Microsoft Office Excel 2003.
Результаты и обсуждение. У животных опытных групп не наблюдали каких-либо видимых проявлений токсического действия CCl4. На вскрытии также не выявляли каких-либо макроскопических изменений внутренних органов, в том числе и печени, за исключением умеренного увеличения ее относительной массы — на 20—34% по сравнению с контрольными величинами.
Таблица 1
Активность органеллоспецифических ферментов, содержание МДА и антиоксидантная емкость (АОЕ) плазмы крови крыс через 24 ч после введения 00!4 в дозе от 0,05 до 0,50 мл/кг
Показатель Группа животных, доза CCl4 мл/кг
контрольная 1-я опытная, 0,05 2-я опытная, 0,10 3-я опытная, 0,25 4-я опытная, 0,50
Аланинаминотрансфераза, мкат/л 0,57+0,06 0,95+0,18 1,32+0,15* 2,03+0,34* 2,71+0,44*
Арилсульфатаза, нмоль/мин-мл 4,26+0,25 4,20+0,65 5,15+0,32 5,60+0,47* 7,65+0,35*
МДА, нмоль/мл 3,30+0,20 3,55+0,14 3,87+0,10* 4,99+0,34* 5,83+0,49*
АОЕ, мМ Fe2+ эквиваленты 0,36+0,02 0,31+0,008* 0,36+0,02 0,46+0,04* 0,48+0,03*
Примечание. Здесь и в табл. 2 и 3 данные представлены в виде M±m, * — р < 0,05 по отношению к контролю
Таблица 2
Показатели антиоксидантного статуса крыс через 24 ч после введения СС14 в дозе от 0,05 до 0,50 мл/кг
Показатель Группа животных, доза CCl4 мл/кг
контрольная 1-я опытная, 0,05 2-я опытная, 0,10 3-я опытная, 0,25 4-я опытная, 0,50
АОЕ, мМ Fe2+ эквиваленты 11,28+0,16 9,38+0,50 8,16+0,47* 6,86+0,38* 5,42+0,59
Каталаза, ммоль/мин-мг белка 0,82±0,07 0,66+0,07 0,58+0,08* 0,52+0,03* 0,50+0,04*
Супероксиддисмутаза, Ед/мг белка 217+4 217+5 215+4 196+5* 192+3*
Глутатионтрансфераза, мкмоль/мин-мг белка 1,02+0,03 0,88+0,07 0,95+0,07 0,90+0,10 0,68+0,03*
Хинонредуктаза, мкмоль/мин-мг белка 0,36+0,07 0,23+0,03 0,26+0,04 0,19+0,03* 0,15+0,04*
Гемоксигеназа, пмоль/мин-мг белка 8,52+1,80 18,05+4,86* 14,60+1,09* 13,28+0,98* 12,15+1,22*
8Н-Глутатион, мкмоль/г ткани 6,16+0,38 11,90+0,58* 10,00+,90* 8,11+0,92 6,67+0,92
8-оксо-2 дезоксигуанозин, 8-odG/105 dG 2,00+0,35 1,03+0,14* 1,93+0,23 1,32+0,21 1,94+0,25
Активность аланинаминотрансферазы, которая обычно рассматривается в качестве показателя степени токсического поражения печени и повреждения плазматической мембраны, возрастала в плазме крови на 67, 132, 256 и 375%, соответственно у крыс 1—4-ой опытных групп (табл. 1). В плазме крови обнаружено также возрастание активности органеллоспецифического фермента — лизосомальной арилсульфатазы — на 19, 31 и 80% у животных, получавших СС14 в дозе 0,10, 0,25 и 0,50 мл/кг, соответственно. Это сопровождалось дозозависимым увеличе-
40 60 80
Каталаза (% от контроля)
100
90
Е 80
о е 70
X о 60
ас 1- 50
О
35 40
ш 30
О 20
<
10
0
Рис. 2
В ♦ ♦ ♦
г = 0,77 ♦ * — —' ♦ ♦ ♦
♦ ♦ ♦
20 40 60 80
Хинонредуктаза (% от контроля)
100
Корреляция между активностью каталазы (А), хинонредук-тазы (В) и антиоксидантной емкостью (АОЕ) печени крыс через 24 ч после введения СС14 в дозах от 0,05 до 0,50 мл/кг
нием накопления МДА в плазме крови от 10 до 77%. ОАЕ плазмы крови достоверно снижалась у крыс 1-ой опытной группы, но с увеличением дозы CCl4 возрастала на 28% у животных 3-ей, и на 33% — у крыс 4-ой опытной группы, что, вероятнее всего, отражает изменения уровня мочевой кислоты в крови. Как видно из рис. 1, имеется тесная корреляционная связь (г = 0,78) между изменением концентрации мочевой кислоты и изменением АОЕ плазмы крови. Стоит отметить, что до 60% ОАЕ плазмы крови, определяемой с помощью FRAP системы, приходится на долю мочевой кислоты [26].
Как видно из данных, представленных в табл. 2, однократное введение CCl4 приводит к зависимому от дозы подавлению активности антиоксидант-ных ферментов. Так, при максимальной дозе CCl4 активность каталазы была снижена на 40%, активность хинон-редуктазы — более чем в два раза, глу-татионтрансферазы — на 33% и супер-оксиддисмутазы — на 12%. Обнаруженное при этом снижение АОЕ цитозо-ля — на 17, 28, 39 и 52%, соответственно у крыс 1-4-ой опытных групп, находилось в прямой корреляционной зависимости от снижения активности в ци-тозоле антиоксидантных ферментов и, в первую очередь, активности каталазы и хинонредуктазы (рис. 2). Активность гемоксигеназы, в отличие от активности других антиоксидантных ферментов печени, достоверно возрастала, причем в зависимости обратной от дозы CCl4 — на 112, 72, 58 и 43%, соответственно, у животных, получавших CCl4 в дозе 0,05, 0,10, 0,25 и 0,50 мл/кг. Аналогичным образом изменялось и содержание в печени восстановленного глутатиона — возрастало на 93, 62, 32 и 8%, соответственно дозе CCl4.
120
120
Таблица 3
Активность микросомальных ферментов печени крыс, через 24 ч после введения СС14 в дозе от 0,05 до 0,50 мл/кг
Показатель Группа животных, доза СС14 мл/кг
контрольная 1-я опытная, 0,05 2-я опытная, 0,10 3-я опытная, 0,25 4-я опытная, 0,50
Этоксирезоруфиндеэтилаза (СУР 1А1), пмоль/мин-мг белка 38,96+3,03 28,43+2,95* 15,16+1,49* 10,22+1,75* 4,10+ 0,42*
Метоксирезоруфиндеэтилаза (СУР 1А2), пмоль/мин-мг белка 161,3+34,7 86,6+28,7* 77,2+12,2* 20,0+7,8* 19,2+4,9*
Тестостерон-бр-гидроксилаза (СУР ЗА), нмоль/мин-мг белка 1,59+0,11 1,08+0,17* 0,95+0,17* 0,57+0,01* 0,34+0,08*
UDP-Глюкуронозилтрансфераза, нмоль/мин-мг белка 39,0+0,38 31,0+2,2* 27,7+2,2* 17,7+2,9* 9,8+0,9*
В доступной литературе отсутствуют сведения о возможном окислительном повреждении клеточной ДНК при остром или хроническом токсическом действии СС14. В настоящей работе (табл. 2) у крыс опытных групп не было обнаружено увеличения образования 8-oxodG — биомаркера окислительного повреждения ДНК [2]. Более того, у крыс 1-й опытной группы, получавших минимальную дозу СС14, количество 8-oxodG в ДНК клеток печени достоверно снижалось.
Особо высокой чувствительностью к токсическому действию СС14 отличались микросо-мальные ферменты (табл. 3). Уже при минимальной дозе СС14 (0,05 мл/кг) активность CYP1A1, CYP1A2, СУрЗА и UDP-глюкуронозилтранс-феразы была снижена на 27, 46, 32 и 21%, соответственно, а при максимальной дозе СС14 (0,50 мл/кг) - на 90, 88, 80 и 75%.
* * * * ^^ 1ц
^^ * ^^^ контроль
* ————— * * *
-- 2г
" * * ~ * Зг
доза ССЦ,
0,05 0,25 0,50 мл/кг
Рис. 3. Изменение активности арилсульфатазы (1), р-глюкуронидазы (2) и катепсина В (3) в гомогенате (г) и цитозоле (ц) печени крыс через 24 ч после введения СС14 в дозах 0,05, 0,25 и 0,50 мл/кг
* - р < 0,05
Усиление процессов ПОЛ рассматривается в качестве одной из основных причин дестабилизации лизосомальной мембраны. Результаты изучения влияния СС14 на активность ферментов лизосом в гомогенате печени (общая активность) и во фракции цитозоля печени (неседи-ментируемая активность) выявили зависимое от дозы СС14 снижение активности катепсина В > р-глюкуронидазы ^ арилсульфатазы в гомогенате при одновременном возрастании их активности — катепсина В > р-глюкуронидазы ^ арилсульфатазы, во фракции цитозоля (рис. 3). Активность катепсина D не изменялась достоверно, хотя сохранялась тенденция к ее снижению в гомогенате и возрастанию в цитозоле. Такое перераспределение активности ферментов как результат их «выхода» из лизосомы в цитоплазму клетки свидетельствует о нарушении стабильности лизосомальной мембраны.
Таким образом, результаты проведенных исследований показали, что однократное введение СС14 приводит к быстрому развитию токсического поражения печени, маркером которого служит дозозависимое возрастание активности аланин-аминотрансферазы в плазме крови, сопровождающееся значительными изменениями антиок-сидантного статуса крыс. Это проявлялось как в увеличении продуктов ПОЛ в плазме крови, так и снижением активности антиоксидантных ферментов в цитозоле печени и уменьшением величины АОЕ цитозоля — интегрального показателя антиоксидантного потенциала печени. Как видно из рис. 2, имеется тесная корреляция между зависимыми от дозы СС14 изменениями АОЕ цитозоля и изменениями активности каталазы (г = 0,69) и хинонредуктазы (г = 0,77). Поскольку каталаза является антиоксидантным ферментом количественно преобладающим в печени и, учитывая установленную корреляционную зависимость между ее активностью и уровнем АОЕ, можно предположить, что вызванное СС14 уменьшение АОЕ цитозоля является результатом снижения прежде всего активности каталазы.
_ 250
100 200 300 400 500 600 Аланинаминотрансфераза (%от контроля)
700
Рис. 4. Корреляция между активностью аланинаминотрансферазы в плазме крови и содержанием БИ-глутатиона в печени крыс через 24 ч после введения СС14 в дозах от 0,05 до 0,50 мл/кг
Особо следует отметить обнаруженное снижение активности хинонредуктазы. Этот фермент II-ой фазы метаболизма ксенобиотиков играет значительную роль в системе антиокси-дантной защиты — он осуществляет двухэлек-тронное восстановление хинонов в гидрохино-ны, предотвращая их одноэлектронное восстановление в нестойкие семихиноны и последующую генерацию АФК. Кроме того, хинонредук-таза обеспечивает восстановление убихинона в убихинол, обладающий высокой антиоксидант-ной активностью [27]. В исследованиях [14] показано, что при введении крысам CCl4 концентрация восстановленного убихинона (но не окисленного) снижалась в значительно большей степени, чем концентрация а-токоферола. Результаты настоящей работы позволяют предположить, что это связано не только с тем, что в условиях окислительного стресса среди липофиль-ных антиоксидантов восстановленный убихи-нон расходуется в первую очередь, но и с уменьшением его образования в результате подавления активности хинонредуктазы.
Как следствие окислительного стресса можно расценивать обнаруженное возрастание в печени крыс активности гемоксигеназы и содержания восстановленного глутатиона. Микро-сомальная гемоксигеназа — основной фермент, обеспечивающий деградацию гема с образованием биливердина, который быстро переходит в билирубин. Тем самым он выполняет функцию антиоксидантного фермента — удаляет из клетки гем, который является потенциальным проокси-дантом, и увеличивает количество билирубина, обладающего антиоксидантными свойствами. В ряде работ показано, что гемоксигеназа индуцируется при окислительном стрессе, в том числе вызванным CCl4 [24, 32]. Установлено, что в небольших дозах CCl4 усиливает экспрессию гена гемоксигеназы и гена ключевого фермента
синтеза глутатиона — у-глутамилцисте-инсинтетазы, и при этом наблюдается усиление транслокации в ядро редокс-чувствительного фактора транскрипции №0, одного из важных регуляторов экспрессии стресс-активируемых генов, к числу которых относятся и гены упомянутых ферментов [24]. Усиление токсического действия СС14 обнаружено у мышей-нокаутов по №0 [34]. Это позволяет рассматривать индукцию активности гемоксигеназы и увеличение уровня восстановленного глутатиона как адаптивный ответ на действие СС14, который, возможно, определяет способность клетки к выживанию в условиях окислительного стресса. Следует отметить при этом наличие тесной отрицательной корреляционной связи (г = ^0,86) между уровнем восстановленного глутатиона и активностью ала-нинаминотрансферазы, показателя степени токсического поражения печени (рис. 4).
Преимущественное подавление синтеза белков микросомальной фракции печени и снижение активности микросомальных ферментов уже в первые часы после введения крысам СС14 показано в исследованиях разных лет [17, 25, 37]. Так, по данным [17] через 15 мин после введения СС14 в дозе 1 мл/кг содержание микросо-мального цитохрома Р-450 и активность некоторых цитохром Р-450 — зависимых монооксиге-наз в печени были снижены более, чем в два раза и продолжали снижаться на более поздних сроках. При введении СС14 внутрь в дозе 0,5 мл/кг через 24 ч в печени крыс активность ряда изо-форм цитохрома Р-450, в том числе СУР1А2 и CYP3A, снижалась на 70—75% [37]. Эти данные полностью совпадают с результатами наших исследований (табл. 3). Предполагаются два возможных механизма снижения активности мик-росомальных цитохромов при воздействии СС14 — нарушение структурных и функциональных свойств мембран ЭР в результате инициированного СС1300* свободнорадикального окисления липидов мембран и/или прямое ковалент-ное связывание другого радикала СС14 — СС13*, с гемом или с апопротеином цитохрома Р-450.
Интерес представляют полученные данные о дозозависимом возрастании неседиментируе-мой активности ферментов лизосом, которая характеризует «хрупкость», т.е прочность лизо-сомальной мембраны, отличающейся высокой чувствительностью к действию экзогенных и эндогенных липидных гидропероксидов. Как подчеркивает [23], резистентность клетки к окислительному стрессу в значительной степени определяется резистентностью лизосомальной мем-
браны к действию активных метаболитов кислорода. Нарушение стабильности лизосомальной мембраны и выход лизосомальных ферментов в цитозоль при токсическом действии CCl4 наблюдали и в исследованиях [13, 36].
Заслуживают внимания исследования последних лет, свидетельствующие о возможном вовлечении лизосом в процессы апоптоза [7, 22, 29]. Действие ряда классических индукторов апоптоза сопровождается увеличением проницаемости лизосомальной мембраны, высвобождением в цитозоль лизосомальных ферментов, в том числе катепсинов, и индукцией зависимого от митохондрий апоптоза. Таким образом, дестабилизация/увеличение проницаемости лизосомальной мембраны, по мнению [11], может служить своего рода маркером катепсин-опосредованного апоптоза. В связи с этим следует отметить обнаруженное в настоящей работе существенное возрастание во фракции цитозо-ля печени активности лизосомальных ферментов, в том числе катепсинов, и результаты исследований [36], наблюдавших тесную связь между выходом лизосомальных ферментов в цитоплазму гепатоцитов и увеличением числа TUNEL — позитивных (находящихся в апоптозе) клеток на разных сроках после однократного в/б введения CCl4 крысам.
Заключение. Полученные результаты свидетельствуют, что острое токсическое действие CCl4 при его однократном в/б введении сопровождается изменением целого ряда параметров, характеризующих состояние окислительного стресса и может быть использовано в качестве модели для изучения in vivo эффективности антиоксидантов с различным механизмом действия.
Авторы выражают благодарность к.м.н. Сото Селада Хорхе за проведение анализа мочевой кислоты.
Список литературы
1. Дингл Дж. Лизосомы. Методы исследования. - М.: Мир, 1980. - 342 с.
2. Жанатаев А.К., Дурнев А.Д., Серединин С.Б. //Вестн.РАМН, 2002. - № 2. - С. 45-49.
3. Aebi H. // Methods Enzymol., 1984. - V 105. -P. 121-126.
4. Baek S.-H, Park M, Suh J.-H, Choi H.-S. // Biosci. Biotechnol. Biochem, 2008. - V. 72. - P. 1176-1182.
5. Benson A., Hunkeler M. J., Talalay P. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1980. - V 77. - P. 5216-5220.
6. Benzie I.F., Strain J.J. // Anal. Biochem., 1996. - V. 239. - P. 70-76.
7. Boya P., Andreau K., Poncet D. et al. // J. Exp. Med., 2003. - V 197. - P. 1323-1334.
8. BurchellB., WeatherillP. //Methods Enzymol., 1981. - V 77. - P. 169-176.
9. Burke M.D., Mayer R.T. // Chem. Biol. Interact., 1983. - V. 45. - P. 243-258.
10. Cadenas S., Barja G., Poulsen H.E., Loft S. // Carcinogenesis, 1997. - V 18. - P. 2373-2377.
11. Gyrd-Hansen M, Farkas T., Fehrenbacher N. etal.//Mol.Cell.Biol., 2006. - V 26. - P. 7880-7891.
12. Habig W.H., Pabst M.J., Jakoby W.B. // J. Bi-ol.Chem, 1974. - V 249. - P. 7130-7139.
13. Hubich A.L, Bondar A.V., Kastsiuk T.U. et al. //Hepatol. Res., 2007. - V 37. - P. 416-424.
14. Kucharska J., Ulichna O., Gvozdjakova A. et al. //Physiol. Res., 2004. - V 53. - P. 515-521.
15. Lee K.J., Choi J.H., Khanal T. et al. // Toxicology, 2008. - V. 248. - P. 18-24.
16. Manibusan M.K., Odin M, Eastmond D.A. // J. Env. Sci. Health, Part C, 2007. - V. 25. - P. 185-209.
17. Matsubara T, Mori S., Touchi A. et al. // Japan J. Pharmacol., 1983. - V. 33. - P. 435-445.
18. McNally S.J., Ross J.A., James Garden O., Wigmore S.J. //Anal. Biochem., 2004. - V. 332.. -P. 398-400.
19. Mihara M., Uchiyama M. // Anal. Biochem., 1978. - V. 86. - P. 271-278.
20. Nakajima M, Nakamura S, Tokudome S. et al. //Drug Metab. Dispos, 1999. - V. 27. - P. 1381-1391.
21. Nishikimi M., Rao N.A., Yagi K. // Biochem. Biophys.Res.Commun., 1972. - V. 46. - P. 849-854.
22. Paris C., Bertoglio J., Breard J. // Apoptosis., 2007. - Vol. 12. - P. 1257-1267.
23. Persson H. L., Kurz, T., Eaton J.W., Brunk U.T. //Biochem.J., 2005. - V. 389. - P. 877-884.
24. Randle L.E., Goldring C.E.P., Benson C.A. et al.//Toxicology, 2008. - V. 243. - P. 249-260.
25. Recknagel R.O. // Pharmacol.Rev., 1967. -V. 19. - P. 145-208.
26. Rice-Evans C.A. // Free Rad.Res., 2000. -V. 33. - P. S59-S66.
27. Ross D., SiegelD. //Methods Enzym., 2004. -V. 382. - P. 115-144.
28. Sedlak J., Lindsay R.H. // Anal. Biochem., 1968. - V. 25. - P. 192-205.
29. Stoka V., Turk V., Turk B. // Biol. Chem,. 2007. - V. 388. - P. 555-560.
30. Umegaki K., Saito K., Kubota Y., et al. // Jpn. J. Pharmacol., 2002. - V. 90. - № 4. - P. 345-351.
31. Weber L.W., Boll M, Stampfl A. // Crit.Rev. Toxicol., 2003. - V. 33. - P. 105-136.
32. Wen T., Guan L., Zhang Y.-L., Zhao J.-Y. // Toxicology, 2006. - V. 228. - P. 51-57.
33. Wong F. W., Chan W.Y., Lee S.S. // Toxicol. Appl. Pharmacol., 1998. - V. 153. - P. 109-118.
34. Xu W., Hellerbrand C., Kohler U.A. et al. // Lab. Invest., 2008. - V. 88. - P. 1068-1078.
35. Yang Y.-S., Ahn T.-H., Lee J.-C. et al. //Food Chem. Toxicol, 2008. - V. 46. - P. 380-387.
36. Yasuda M., Okabe T., Itoh J. et al. // J. Histo-chem. Cytochem., 2000. - V. 48. - P. 1331-1339.
37. Yokogawa K., Watanabe M., Takeshita H. et al. //Int. J. Pharm., 2004. - V. 269. - P. 479-489.
Материал поступил в редакцию 24.10.08.
