CC BY
17DOI https://doi.org/10.47612/1999-9127-2021-31-7-21 УДК 575.174.4 + 575.162
Е. Л. Романишко, М. Е. Михайлова, А. И. Киреева, Р. И. Шейко
ВЫЯВЛЕНИЕ ГАПЛОТИПОВ ФЕРТИЛЬНОСТИ В БЕЛОРУССКОЙ ПОПУЛЯЦИИ КРУПНОГО РОГАТОГО СКОТА ГОЛШТИНСКОЙ
ПОРОДЫ
Государственное научное учреждение «Институт генетики и цитологии Национальной академии наук Беларуси» Республика Беларусь, 220072, г. Минск, ул. Академическая, 27 e-mail: lenaramanishko@mail.ru
Длительный искусственный отбор высокопродуктивных племенных животных скрытых носителей генетических аномалий привел к накоплению груза рецессивных мутаций в популяции крупного рогатого скота. Начиная с 2007 года в лаборатории генетики животных проводится исследование КРС голштинской породы по гаплотипам фертильности HHC, HHB и HHD, а с 2016 года добавили исследования по гаплотипам НН0, HH1, HH3, HH4, HH5, HCD, оказывающим влияние на воспроизводительные качества и ассоциированные с эмбриональной и ранней постэмбриональной смертностью телят. С помощью разработанных нами методов выявлены мутации в генах FANCI, APAF1, SMC2, GART, TFB1M, SLC35A3, ITGB2, APOB и UMPS, ассоциированные с данными гаплотипами. Мониторинг популяций КРС в Беларуси (n = 4 101 гол.) выявил частоту встречаемости животных скрытых носителей мутантных аллелей гаплотипа HH0, составившие 3,42%, НН1 — 2,82%, HH3 — 3,75%, HH4 — 0,59%, HCD — 2,35%, HH5 — 2,2%, HHC — 2,56%, HHB — 0,65%, HHD — 0%. Считаем, что дальнейшее проведение ДНК-диагностики племенного скота зарубежной и отечественной селекции позволит снизить распространение генетических дефектов, снижающих репродуктивные качества скота.
Ключевые слова: КРС, генетические дефекты, ДНК-тестирование, гаплотипы фертильности, APAF1, SMC2, GART, TFB1M, APOB, FANCI, SLC35A3, ITGB2, UMPS.
Введение
В Республике Беларусь основная доля молочного скота приходится на поголовье голшти-низированной черно-пестрой породы. В связи с интенсивной селекцией, направленной на увеличение молочной продуктивности и применение искусственного осеменения спермой быков зарубежной селекции, у коров выявляются проблемы, связанные со снижением их репродуктивной способности [1-3]. Причиной являются LoF-мутации, которые в гомозиготном состоянии проявляют летальный эффект и приводят к гибели эмбрионов. В настоящее время в голштинской породе выявлены 12 га-плотипов фертильности (HCD, НН0, НН1, НН2, НН3, НН4, НН5, НН6, НН7, ННВ, ННС, НТО), оказывающие влияние на осеменение и ассоциированные с эмбриональной и ранней постэмбриональной смертностью на различных стадиях развития [4].
Гаплотип фертильности НН0, ранее известный как брахиспинальный синдром крупного
рогатого скота, это заболевание опорно-двигательного аппарата, которое характеризуется как выраженным снижением массы тела, задержкой роста, тяжелым пороком развития сердца, почек и яичек, так и снижением плодовитости животных и увеличением сервис-периода коров. Причиной данного генетического дефекта является делеция 3 329 п. н. в гене FANCI. Первоначально данное заболевание обнаружено у быка Sweet Haven Tradition (США) [5-9].
Гаплотип фертильности HH1 приводит к спонтанной эмбриональной смертности на разных сроках стельности у гомозиготных животных по мутантному аллелю. Причинной мутацией НН1 является однонуклеотидный полиморфизм C^T в гене APAF1 (rs448942533), который обуславливает аминокислотную замену Gln579Stop-кодон. Это приводит к укорочению белка APAF1, который необходим для нормального эмбрионального развития. Впервые мутация обнаружена у быка Pawnee Farm Arlinda Chief и его сына Walkway Chief mark
(США) [10-12].
Гаплотип фертильности HH3 приводит к потере стельности коров. Однонуклеотидный полиморфизм Т^С в гене SMC2 (rs456206907) приводит к аминокислотной замене Phe 1135 Ser. Белок SMC2 играет важную роль в процессах репарации ДНК, конденсации хромосом и их сегрегации в процессе клеточного деления. Впервые гаплотип НН3 выявлен у быков Glendell Arlinda Chief и Gay View Skyliner (США) [10, 13-15].
Гаплотип фертильности НН4 вызывает эмбриональную смертность. Однонуклеотидный полиморфизм A^C в гене GART (rs465495560) обуславливает аминокислотную замену Asn290Thr, вследствии чего нарушается синтез белка GART, который участвует в биосинтезе пуринов и необходим для нормального эмбрионального развития. Широкое распространение гаплотипа HH4 произошло от французского быка Jocko Besne [4, 16].
Гаплотип фертильности HH5 обуславливает эмбриональную смертность в срок до 2 месяцев стельности. Причиной эмбриональной смертности является делеция размером 138 т. п. н. в гене TFB1M, который инициирует трансляцию белков в митохондриях. Нарушение биосинтеза у гомозиготных животных вызывает абортируемость эмбрионов. Распространение гаплотипа HH4 произошло от канадского быка Thornlea Texal [17].
Гаплотип фертильности HCD (дефицит хо-лестерола) характеризуется нарушением метаболизма холестерина, что приводит к потере аппетита и веса, физической слабости, диарее (не поддающейся медикаментозному лечению) и вызывает гибель телят в первые недели или месяцы жизни. У гетерозиготных животных наблюдается пониженное содержание холестерина в крови, в то время как у гомозиготных животных холестерин вообще отсутствует. Генетической причиной возникновения гаплотипа HCD является вставка 1 299 п. н. в гене АРОВ. Эта инсерция обуславливает сдвиг рамки считывания и приводит к отсечению 97% соответствующего белка длиной 4 567 аминокислот (Glyl35ValfsX10). Такой дефектный белок блокирует выделение хиломикрона из клеток кишечника и ведет к абсорбции холестерина. Распространение в популяции голштинско-го скота HCD произошло от канадского быка
Mauglin Storm [17-19].
Комплексный порок позвоночника (CVM или гаплотип ННС) — моногенное летальное аутосомно-рецессивное заболевание, приводящее к аномальному развитию позвоночного столба, контрактуре конечностей, деформации костей, патологии сердечно-сосудистой системы и др. Однако, помимо дефектов развития, это заболевание вызывает аборты или рождение недоношенных, мертворожденных телят, поэтому также относится к гаплотипам фертильности — ННС. Причинной мутацией гаплотипа является однонуклеотидная замена гуанина на тимин (G^T) в гене SLC35A3 (rs438228855), кодирующий синтез транспортера UDP-N-ацетилглюкозамина, локализованного в мембране аппарата Гольджи. В результате мутации происходит замена валина на фенилаланин (p.Val180Phe) в белке-переносчике уридиндифосфат-Ы-ацетилглюкозамина (UDP-GlcNAc), который регулирует транспорт нуклеотидсвязанных сахаров, и участвует в гли-козилировании белков, играющих важную роль в формировании позвоночника и ребер. Распространителем этого генетического дефекта является бык класса элита Carlin-M Ivanhoe Bell (7Н543) [20-22].
Дефицит адгезии лейкоцитов (BLAD или HHB) — моногенное летальное аутосомно-рецессивное заболевание, приводящее к нарушению иммунного ответа организма на инфекционные агенты. У больных животных происходит нарушение адгезии и диапедеза. Заболевание возникает в следствии замены A^G (rs445709131) в гене ITGB2, кодирующем синтез мембранного гликопротеина — лейкоцитарного ß2-интегрина, что приводит к замене аспа-рагиновой кислоты на глицин (p.Asp128Gly). Больные гомозиготные животные погибают, так как не способны противостоять бактериальным инфекциям из-за слабого иммунитета и нарушения способности нейтрофилов проникать из кровотока к очагам инфекции. У животных развивается пневмония, стоматит, энтерит, периодонтит и др., что приводит к гибели телят в первый год жизни. Данное заболевание также относится к гаплотипу фертильности ННВ и впервые обнаружено у быка Carlin-M Ivanhoe Bell [22-24].
Дефицит уридинмонофосфатсинтетазы (DUMPS или ННО) — наследственное леталь-
ное аутосомно-рецессивное заболевание, причиной которого является однонуклеотидная замена С^Т в гене UMPS. В результате мутации цитозин в кодоне 405 (CGA — аргинин) заменяется на тимин (TGA stop-кодон), что приводит к дефициту фермента уридинмоно-фосфатсинтетазы, который является ключевым элементов при de novo синтезе пиримидиновых нуклеотидных оснований. Нарушение синтеза фермента приводит к ранней эмбриональной смертности на стадии имплантации эмбриона в матку. Распространение DUMPS произошло от быка Skokie Sensation Ned 1308101 и его потомков [25].
Генетические дефекты BLAD, DUMPS и CVM в популяции голштинского скота исследуются с 1992, 1993 и 2006 годов соответственно. В настоящее время мутации, приводящие к снижению фертильности и повлекшие эмбриональную и раннюю постэмбриональную смертность, получили название «гаплотипы фертильности». Поэтому ранее известный генетический дефект как комплексный порок позвоночника (CVM) обозначают как гаплотип фертильности HHC, дефицит адгезии лейкоцитов (BLAD) — ННВ, а дефицит уридинмоно-фосфатсинтетазы (DUMPS) — HHD.
Наличие в популяции голштинского скота гаплотипов фертильности, приводящих к пре-натальной и постнатальной смертности телят, влечет за собой значительные экономические потери и приводит к накоплению в поголовье скота генетического груза мутаций. Современные молекулярные методы позволяют проводить ДНК диагностику племенных животных и выявлять животных скрытых носителей генетических дефектов, исключая тем самым их из селекционного процесса. Поэтому целью нашего исследования явилась разработка методов детекции полиморфизмов в генах ассоциированных с гаплотипами фертильности, а также проведение анализа генетической структуры белорусской популяции голштинского племенного скота и определение частоты мутантных аллелей, вызывающих генетически детерминированные наследственные заболевания.
Материалы и методы
В качестве объекта исследования был использован крупный рогатый скот голштин-ской породы (n = 4 101 гол.). Материалом для
исследования служила ДНК, выделенная из биологического материала — цельной крови, проб ткани (ушной выщип) и спермы. Выделение ДНК проводили набором реагентов «Ну-клеосорб» («Праймтех», Беларусь). Количество выделенной ДНК определяли с помощью флуориметра DeNovix DS 11 FS с использованием набора реагентов для измерения концентрации ДНК DeNovix dsDNA Broad Range Kit (DeNovix, США). Для идентификации 9 гаплотипов фертильности крупного рогатого скота были использованы следующие методы: ПЦР, ПЦР-ПДРФ, АС-ПЦР-РВ, ПЦР-РВ и секвенирование по Сэнгеру для валидации методов (табл. 1).
ПЦР (полимеразная цепная реакция)
Полимеразную цепную реакцию проводили на приборе С-1000 (Bio-Rad, США). Для получения специфичных ПЦР-продуктов в исследуемом локусе гена FANCI (гаплотип НН0), использовали следующие праймеры: 5'-GCTCAAGTAGTTAGTTGCTCCACTG-3' и 5'-ATAAATAAATAAAGCAGGATGCTGAAA-3' [26]. ПЦР в объеме 20 мкл реакционной смеси, содержала: 5 х ПЦР буфер (+MgCl2), по 0,3 мкМ каждого праймера, 0,2 мМ dNTP, 1U ДНК-полимеразы, деионизированную MQ-H2O и 10 нг геномной ДНК. Полимеразную цепную реакцию проводили по программе: 98 °С — 30 с; 98 °С — 5 с; 66 °С — 20 с; 72 °С — 1 мин (35 циклов).
Для получения ПЦР-продуктов гена TFB1M (га-плотип НН5) использовали следующие прайме-ры: 5'-AGATATGCTAAAGTTTACCTAGAAGAA-3', 5'-CTGAAGCTCCATTCTGAGTCAT-3', 5'-TGCTCTATGAATTTTGTGAATGGT-3' [17]. ПЦР в объеме 20 мкл реакционной смеси, содержала: 1 х ПЦР буфер (+MgCl2), по 0,2-0,4 мкМ праймеров, 0,2 мМ dNTP, 1 ед. Taq-полимеразы, MQ-H2O и 15 нг геномной ДНК. Программа амплификации: 95 °С — 3 мин; 95 °С — 30 с; 55 °С — 30 с; 72 °С — 1 мин (40 циклов).
Для получения специфичных ПЦР-продуктов гена АРОВ (гаплотип НСD) использовали следующие олигонуклеотидные прай-меры: 5'-GGTGACCATCCTCTCTCTGC-3', 5'-AGTGGAACCCAGCTCCATTA-3', 5'-CACCTTCCGCTATTCGAGAG-3' [18]. ПЦР в объеме 20 мкл реакционной смеси, содержала: 1 х ПЦР буфер (+MgCl2), по 0,1-
Таблица 1
Описание летальных гаплотипов фертильности и методов их идентификации
Гаплотип Ген Хромосома Локализация Полиморфизм (SNP) Тип мутации Метод
HH0 FANCI 21 2118487021188198 - делеции 3329 п. н. (Val876Leufs26X) ПЦР
HH1 APAF1 5 62810245 rs448942533 C > Т (Gln579Ter) ПЦР-ПДРФ
HH3 SMC2 8 93753358 rs456206907 Т > C (Phe1135Ser) АС-ПЦР-РВ
HH4 GART 1 1997582 rs465495560 A > C (Asn290Thr) ПЦР-РВ
HH5 TFB1M 9 92,350,05293,910,957 - делеция 138 т. п. н. ПЦР
HCD АРОВ 11 77,953,38078,040,118 - вставка 1299 п. н. (Glyl35ValfsX10) ПЦР
HHC SLC35A3 3 43261945 rs438228855 G > T (Val180Phe) ПЦР-РВ
HHB ITGB2 1 144770078 rs445709131 A > G (Asp128Gly) ПЦР-РВ
HHD UMPS 1 69756880 - C > T (Arg405X) ПЦР-ПДРФ
0,3 мкМ праймеров, 0,2 мМ dNTP, 1 ед. Taq-полимеразы, MQ-H2O и 15 нг геномной ДНК. Программа амплификации: 95 °С — 3 мин; 95 °С — 30 с; 58 °С — 30 с; 72 °С — 1 мин (35 циклов).
Определение аллельных вариантов генов FANCI, TFB1M, АРОВ осуществляли с помощью электрофореза в 1,7% агарозном геле (SeaKem LE Agarose, «Lonsa») с интеркали-
Ml ] 2 3 11КО 4 М2
рующим красителем ZUBR Green-1 («Прайм-тех», Беларусь). Анализ результатов проводили относительно маркера молекулярных масс SM1113 и SM0623 100bp DNA Ladder («Thermo scientific», EU) и контрольных образцов. Анализ и учет полученных результатов ПЦР фрагментов генов FANCI (рис. 1), TFB1M (рис. 2), АРОВ (рис. 3) осуществляли с помощью системы гель-документирования
МЗ 1 ПКО 2 3 4 5
hp J
inj
_ — — — —
442 п.н.
256
1I.H.
Рис.1. Электрофореграмма ПЦР-продуктов локуса гена FANCI: М1 — маркер молекулярной длины, DNA Ladder SM 1123; М2 — SM1113; 1 и 2 — здоровые животные (BYF или НН0Т), ПЦР-продукт 3738 п. н.; 3 — животное-носитель брахиспины (BYC или НН0С), ПЦР-продукты 409 п. н. и 3738 п. н.; ПКО — положительный контрольный образец; 4 — контроль без матрицы (NTC)
Рис.2. Электрофореграмма ПЦР-продуктов локуса гена TFB1M: М3 — маркер молекулярной длины, SM0623; ПКО — положительный контрольный образец; 1 — контроль без матрицы (ЫГС); 2, 3, 5 — здоровые животные (НН5Т), ПЦР-продукт 422 п. н.; 4 — животное-носитель нормального и мутантного аллеля (НН5С), ПЦР-продукты 442 п. н. и 256 п. н.
43ÖH.H. 249 н и..
1 2 3 4 5 6 7 ПКОM
■И
Рис.3. Электрофореграмма рестрикционных фрагментов локуса гена АРОВ: М — маркер молекулярной длины, SM0623; 1 — контроль без матрицы (№ГС); 2 — положительный контрольный образец (ПКО); 3, 4-7 — здоровые животные (НСD0), ПЦР-продукт 249 п. н.; 8 — животное-носитель нормального и му-тантного аллелей (НСD1 или НСD3), ПЦР-продукты 249 п. н и 436 п. н)
микс, по 0,5 мкМ каждого праймера и 5 нг геномной ДНК. Программа амплификации: 94 °С — 3 мин; 95 °С — 30 с, 61 °С — 30 с; 72 °С — 40 с (35 циклов). Для анализа ре-стрикционных фрагментов использовали 1 ед. Aval.
Определение генотипов животных по генам APAF1 и UMPS осуществляли с помощью электрофореза в 3% агарозном геле (SeaKem LE Agarose, «Lonsa») с интеркалирующим красителем ZUBR Green-1 («Праймтех», Беларусь). Анализ результатов проводили относительно маркера молекулярных масс SM1233 DNA Ladder («Thermo scientific», EU) и контрольных образцов. Анализ и учет полученных результатов ПЦР фрагментов генов
М i 2 3 4 5 6 7 8 9
Quantum ST4 («Vilber lourman», Франция). Животные-носители мутаций помечаются символом С (carrier), а свободные от мутации особи символом F (free) или T (Tested Non-Carrier).
ПЦР-ПДРФ (полимеразная цепная реакция - полиморфизм длин рестрикционных фрагментов)
ПЦР проводили на приборе С1000 (BioRad, США). Дизайн праймеров для получения специфичных фрагментов гена APAF1 (НН1) длиной 1бб п. н. осуществлялся с помощью программы Primer 3. Анализ последовательности исследуемых генов проводили с помощью Ensembl в форматах FASTA. Реакционная смесь для ПЦР в 20 мкл реакционной смеси содержала: 10 х ПЦР буфер, 1 ед. Taq-полимеразы, 2 мM MgCl2, 0,2 мM dNTPs, по 0,3 мкM каждого праймера, MQ-H2O и по 10 нг геномной ДНК для каждого образца. Программа амплификации: 94 °С — 5 мин; 94 °С — 30 с; 59 °С — 30 с; 72 °С — 40 с; 72 °С — 40 с; 72 °С — 1 мин (32 цикла). Для анализа рестрикционных фрагментов использовали 1 ед. Cac8I.
Для получения специфичного ПЦР-продукта гена UMPS (ННD) длиной 241 п. н. использовали праймеры: 5'-ATTACCAATCAATAGCTTACCTCC-3', 5'-TGAGTTCAATGTGAATGAGAAAAT-3' [27]. ПЦР проводили в 25 мкл реакционной смеси, которая содержит: 2х DreamTaq мастер
Рис.4. Электрофореграмма рестрикционных фрагментов локуса гена APAF1: М — маркер молекулярной длины, DNA Ladder SM1223; 1-3, 5-7 — здоровые животные (HH1T), длина рестрикционного фрагмента 77 п. н.; 4 — животное-носитель нормального и мутант-ного аллеля (НН1С), ПЦР-продукты 89 п. н. и 77 п. н.; 8 — ПКО — положительный контрольный образец;
9 — контроль без матрицы (NTC)
1 2 3 4 5 6 M
241 п.н 158 п.н 83 п.н.
Рис.5. Электрофореграмма рестрикционных фрагментов локуса гена UMPS: 1-2, 4-6 — здоровые животные (DPF или ННЭТ) — 158 п. н. и 83 п. н.; 3 — животное-носитель мутантной аллели (ЭРС или ННЭС) — 241 п. н., 158 п. н. и 83 п. н.; М — маркер SM1233
APAF1 (рис. 4) и UMPS (рис. 5), осуществляли с помощью системы гель-документирования Quantum ST4.
АС-ПЦР-РВ (аллель-специфическая полиме-разная цепная реакция в реальном времени)
AC-ПЦP проводили на приборе CFX96 (Bio-Rad, CШA). Дизайн праймеров для получения специфичных фрагментов гена SMC2 (НН3) осуществлялся с помощью программы Primer 3. Анализ последовательности исследуемых генов проводили с помощью Ensembl в форматах FASTA. Реакционная смесь для проведения ПЦР в 20 мкл содержала: 2х SYBR Green qPCR мастер микс, по 0,3 мкМ каждого праймера и 15 нг геномной ДНК. Программа амплификации: 95 °C — 10 мин; 95 °C — 10 с; 59 °C — 30 с; 62 °C — 30 с (40 циклов). Анализ и учет полученных результатов ПЦР осуществляли с использованием программного
обеспечения Bio-Rad CFX Maestro 3.1 (рис. 6).
ПЦР-РВ (полимеразная цепная реакция в реальном времени)
ПЦР-РВ проводили на приборе CFX96 (BioRad, США). Дизайн праймеров для получения специфичных фрагментов гена SMC2 (НН3) осуществлялся с помощью программы Primer 3. Анализ последовательности исследуемых генов проводили с помощью Ensembl в формате FASTA. Реакционная смесь для проведения ПЦР в 20 мкл содержала: 2х SNP Genotyping мастер микс, по 0,25-0,5 мкМ каждого праймера и 15 нг геномной ДНК. Программа амплификации: 95 °С — 10 мин; 95 °С — 10 с; 59 °С — 30 с; 62 °С — 30 с (40 циклов). Мультиплексную ПЦР по генам SLC35A3 (HHC) и ITGB2 (HHB), проводили в 25 мкл реакционной смеси, которая содержала: 10 мкл разбавителя, 0,5 мкл Taq -
Рис.6. Выявление полиморфизма 3404Т > С в гене SMC2 с помощью аллель-специфической ПЦР-РВ по: 1 — животное-носитель мутантного аллелеля (НН3С), ДО: = +0.2; 2 — здоровое животное (ННЗТ), ДО: = -10.3
полимеразы и 5 нг геномной ДНК. Программа амплификации: 95 °С — 3 мин; 95 °С — 15 с, 63 °С — 40 с (50 циклов). Анализ и учет полученных результатов ПЦР по гену GART (рис. 7), гену SLC35A3 (рис. 8) и ITGB2 (рис. 9) осуществляли с использованием программного обеспечения Bio-Rad CFX Mаestro 3.1.
Секвенирование по Сэнгеру
Методом прямого секвенирования последовательности ДНК создана коллекция референтных образцов с известными генотипами по генам, ассоциированным с гаплотипами фертильности голштинского скота HH0, HH1, HH3, HH4, HH5, HCD. Специфичные ПЦР-продукты контрольных образцов изучаемых локусов генов вырезали из геля и очищали с помощью набора реагентов Silica Bead DNA
Gel Extraction Kit («Thermo scientific», Литва). Для постановки секвенирующей ПЦР использовали Big Dye Terminator v3.1 Cycle Sequencing Kit. Секвенирующую ПЦР проводили согласно следующим условиям: 960 °С
— 1 мин (25 циклов): 960 °С — 10 с, 500 °С
— 5 с, 600 °С — 4 мин; 160 °С — 5 мин. ПЦР-продукты после секвенирующей ПЦР очищали от непрореагировавших флуоресцентно-меченых терминаторных нуклеотидов переосаждением этанолом/Ш2ЭДТА. Определение нуклеотидной последовательности проводили на приборе 3500 Genetic Analyzer («Applied Biosystems», США). Генотипирова-ние референтных образцов показало полное совпадение результатов, полученных посредством секвенирования по Сэнгеру.
Рис.7. Выявление полиморфизма 869A > C в гене GART методом ПЦР-РВ: 1 — животное-носитель мутантного
аллеля (HH4C); 2 — здоровое животное (HH4T)
Рис.9. Выявление полиморфизма 416А > G в гене ITGB2 методом ПЦР-РВ: 1 — здоровое животное (BLF или ННВТ ); 2 — животное-носитель мутантного аллеля (BLC или ННВС)
Результаты и обсуждение
С помощью разработанных нами методов была исследована выборка (п = 4 101 гол.) крупного рогатого скота голштинской породы, разводимой в Республике Беларусь. Совместно с «Белплемживобъединением» и областными селекционно-генетическими центрами впервые в Беларуси был сформирован банк данных
племенных животных с отметкой о наличии/ отсутствии носительства генетических дефектов. Анализ генетической структуры популяции голштинской породы белорусской селекции показал, что из исследованных животных 305 были носителями одного генетического дефекта и 13 носителями двух дефектов. Оценена частота встречаемости гаплотипов фер-
тильности НН0, НН1, НН3, НН4, НН5, HCD, ННС, ННВ и HHD в белорусской популяции (табл. 2).
В белорусской популяции голштинов выявлено 91 животное-носитель BYС или ННОС. Частота мутантного аллеля гена FANCI в выборке белорусской популяции скота (2 662 гол.) составляет 1,74%; частота животных-носителей мутации составила 3,42%, в выборке коров — 8,26% и быков — 2,37%. Аналогичные данные были получены А. ^айЬ с соавторами, которые показали, что частота встречаемости животных-носителей мутантного аллеля в выбор-
ных (по первому гаплотипу фертильности) 29 гол. были носителями мутации в гене APAF1 (НН1С), 22 гол. — среди быкопроизво-дящих коров и 7 гол. — в выборке племенных быков. Частота встречаемости животных-носителей мутации составила 2,82% в популяции, в выборке быков — 1,22% и в выборке коров — 4,82% (табл. 2). Частота мутантного аллеля гена APAF1 в популяции составляет 1,41% (табл. 2). Эта частота выше, чем в исследовании, проведенном Segelke D. и соавторами в 2016 году в популяции немецких голштинов, где частота составила всего 0,88% [31]. Согласно литературным данным A. Khatib с соавторами, частота встречаемости животных-носителей мутации в выборке быков составила 1,71%, а в выборке коров российской популяции — 6,39% [27]. В результате исследования
ке быков составила 3,97% и в выборке коров — 4,52% в российской популяции голштинско-го скота [27]. Согласно литературным данным Fang, при исследовании китайской популяции в 2013 году, была выявлена частота встречаемости BYC 4,9% у быков и 2,2% у коров [5], а в исследовании VanRaden и др. в 2011 году в США частота BYC составила 6,0% [10]. Согласно исследованию C. Briano-Rodriguez в Уругвае в 2021 году 3,39% выборки телят составили носители гаплотипа фертильности (BYQ [30].
Из 1 029 гол. проанализированных живот-
2021 года С. Briano-Rodriguez в Уругвае показано, что 4,44 % выборки телят составили носители гаплотипа фертильности НН1С [30].
В исследованной выборке животных (1 041 гол.) выявлено 39 животных-носителей НН3С, частота встречаемости животных-носителей составила 3,75% в популяции, в выборке коров — 4,82%, в выборке быков — 2,91% (табл. 2). Аналогичные данные получены при исследовании популяции голштинов в Уругвае, где частота носителей гаплотипа фертильности НН3С составила 3,13% [30]. Также наши данные соотносятся с данными полученными исследователями в таких странах, как Россия — 2,88% [27], США — 2,95% [32], Франция — 3,1% [33] и Германии — 3,29% [31].
При генотипировании 1 025 гол. по четвертому гаплотипу фертильности выявлено
Таблица 2
Частоты встречаемости аллелей и генотипов исследуемых гаплотипов фертильности в белорусской популяции голштинского крупного рогатого скота
Гапло-тип Кол-во протестированных жив., гол. Кол-во животных-носителей, гол. Частота животных-носителей, % Частота мутантного аллеля, %
Всего Быков Коров Всего Быков Коров Всего Быков Коров Всего Быков Коров
HH0 2 662 2 190 472 91 52 39 3,42 2,37 8,26 1,74 1,19 4,13
HH1 1 029 573 456 29 7 22 2,82 1,22 4,82 1,41 0,61 2,41
HH3 1 041 585 456 39 17 22 3,75 2,91 4,82 1,87 1,45 2,41
HH4 1 025 569 456 6 1 5 0,59 0,18 1,10 0,29 0,09 0,55
HH5 1 022 566 456 24 9 15 2,35 1,59 3,29 1,17 0,80 1,64
HCD 1 497 747 750 33 21 12 2,2 2,81 1,60 1,10 1,41 0,80
HHC 3 979 2 754 1 225 102 58 44 2,56 2,10 3,60 1,28 1,05 1,80
HHB 3 979 2 754 1 225 26 12 14 0,65 0,44 1,14 0,33 0,22 0,57
HHD 3 257 2 307 950 0 0 0 - - - - - -
6 животных-носителей НН4С, 5 из которых в выборке быкопроизводящих коров и один племенной бык. Частота встречаемости животных-носителей составила 0,59% в популяции, в выборке быков — 0,18% и среди коров — 1,1% (табл. 2). Частота мутантного аллеля гена GART (0,29%) в белорусской популяции оказалась ниже, чем в других странах. Так, согласно исследованию C. Briano-Rodriguez, в уругвайской выборке молодняка 1,04% составили носители гаплотипа фертильности НН4С [30]. Согласно исследованию Fritz с соавторами, проведенному в 2013 году во Франции, частота встречаемости НН4С составила 3,6% [16]. В популяции российской черно-пестрой породы частота НН4С составила 1,14%, у голштин США — 0,37% [32], в популяции французских голштинов — 4,4% [33].
В результате ДНК-диагностики 1 022 гол. из белорусской популяции было выявлено 24 особи скрытых носителей НН5С в популяции, 15 из которых выявлены в выборке быкопроиз-водящих коров и 9 гол. в выборке племенных быков. Частота встречаемости животных-носителей мутантного аллеля гена TFB1M в популяции составила 2,35%, в выборке быков — 1,59%, у быкопроизводящих коров — 3,29% (табл. 2). Аналогичная частота встречаемости НН5С составила 2,23%; 2,22%; 2,76% и 1,9% в России, США, Германия и Франция соответственно [27, 32, 31, 33]. C. Briano-Rodriguez в уругвайских телят выявлено 0,26% носителей гаплотипа фертильности НН5С [30]. В немецком поголовье Schütz с соавторами в 2016 году выявили 5,5% частоту животных-носителей мутации гена TFB1M [17].
Анализ генотипирования 1 497 гол. скота выявил 33 особи-носителя мутации гена АРОВ, в популяции частота животных-носителей НСDС составила 2,2%; в выборке коров — 1,6%; быков — 2,81%. Похожие данные были получены C. Briano-Rodriguez в Уругвае, где 2,61 % составили носители гаплоти-па фертильности НСDС [30]. В исследовании A. Khatib с соавторами, показана большая частота встречаемости животных-носителей мутантного аллеля, которая составила 5,66%. Также похожая тенденция с большой частотой животных-носителей выявлена в выборке быков — 6,83% и меньшая у коров — 2,61%, по сравнению с другими гаплотипами. Ре-
зультаты генотипирования немецкой голшти-но-фризской популяции показывают частоту HCDC — 6,7% [17] и США — 2,5% [32].
При проведении ДНК-диагностики 3 979 гол. КРС, выявлено 102 гол. носителей CVC или ННСС в белорусской популяции, в выборке быкопроизводящих коров — 44 гол. и в выборке племенных быков — 58 гол. Частота встречаемости животных-носителей мутантного аллеля гена SLC35A3 составила 2,56% в популяции; в выборке быков — 2,1% и в выборке коров — 3,6% (табл. 2). В Уругвае 2,09% носители гаплотипа фертильности CVC [30]. В 2010 г. в России частота животных-носителей мутации гена SLC35A3 составила 1%, в турецкой популяции — 3,4% [34].
При проведении ДНК-диагностики 3 979 гол. голштинского скота в Беларуси выявлено 26 гол. носителей мутации гена ITGB2 в популяции, в выборке быкопроизводящих коров — 14 гол. и в выборке племенных быков — 12 гол. Частота животных-носителей мутантного аллеля ITGB2 в белорусской популяции составила 0,65%, в выборке быков — 0,44%, у коров — 1,14% (табл. 2). Согласно исследованиям M. Gozdek с соавторами, в популяции польского голштинского скота частота встречаемости BLC или ННВС-носителей мутации гена ITGB2 составила 0,21% [29]. Из данных C. Briano-Rodriguez в Уругвае частота носителей гаплотипа фертильности BLC — 1,04% [30]. Похожие данные получены и в России, где частота BLC составила 0,94% [27]. Это указывает на тот факт, что скрининг племенных животных, проводимый во многих странах в течении более чем 20 лет, позволил снизить частоту встречаемости животных-носителей гаплотипа фертильности ННВ.
В ходе исследований 3 257 гол. белорусской популяции животных-носителей мутации дефицита уридинмонофосфатсинтетазы (HHD) выявлено не было. Аналогичные данные показывают M. Gozdek с соавторами (2020). В популяции польского голштинского скота не были выявлены животные носители (DPC) мутации гена UMPS [29]. В популяции российских голштинов также не выявлены носители гаплотипа фертильности HHD [27]. Поскольку данное наследственное заболевание КРС исследуют с 1993 года, вероятно, что за такое продолжительное время все носители данного
генетического дефекта были выявлены и выведены из селекционного процесса. С 2020 года Минсельхозпрод Беларуси исключил гаплотип ННО из перечня обязательных к тестированию заболеваний КРС.
Схожие данные частоты животных-носителей гаплотипов фертильности в популяциях голштинского крупного рогатого скота в разных странах свидетельствуют об интенсивной селекции на увеличение молочной продуктивности с использованием спермы выдающихся быков-производителей мировой селекции. Таким образом, поток мутантных генов среди голштинской породы, в том числе и в белорусской популяции, происходит через криоконсервированную сперму в результате искусственного осеменения. Различие частоты животных-носителей летальных гаплотипов фертильности у коров (НН0 — 8,26%; НН1 — 4,82%; НН3 — 4,82%; НН4 — 1,10%; НН5 — 3,29%; ННС — 3,60%; ННВ — 1,14%) по сравнению с быками (НН0 — 2,37%; НН1 — 1,22%; НН3 — 2,91%; НН4 — 0,18%; НН5 — 1,59%; ННС — 2,81%; ННВ — 0,44%) можно объяснить тем, что в основном диагностика генетически обусловленных наследственных заболеваний проводится предпочтительно у поголовья быков-производителей и реже у быкопроизводящих коров, вследствие чего мутантные аллели накапливаются в поголовье коров. Дальнейшее распространение мутантных аллелей, вызывающих снижение фертильности животных, может быть связано с использованием гетерозиготных быкопроиз-водящих коров.
В исследованной выборке белорусского скота были выявлены 13 животных (табл. 3) парных носителей двух разных гаплотипов фер-
тильности, которые они получили от одного или обоих родителей. Животных-носителей трех и более генетических дефектов в своем геноме выявлено не было. Из 39 животных-носителей НН3 трое были также носителями пятого гаплотипа фертильности (НН5), двое — носителями дефекта холестерола (НCD) и один — носитель комплексного порока позвоночника (ННС). Каждая группа животных-носителей того или иного гаплотипа, включала по крайней мере от 1 до 3 носителей других гаплотипов фертильности. Несмотря на большое количество носителей CVC (гаплотип ННС) (102 особи), только одна из них была носителем третьего гаплотипа фертильности (НН3) и две — носителями дефицита адгезии лейкоцитов (гаплотип ННВ). Другие парные сочетания гаплотипов показаны в таблице 3.
Анализ результатов скрининга белорусской популяции голштинского крупного рогатого скота на носительство генетических дефектов, снижающих плодовитость (гаплотипов фертильности) по годам показан в таблице 4 и на рисунке 10.
Анализ ДНК-скрининга (2015-2021 гг.) белорусской популяции голштинского скота на носительство генетических дефектов, снижающих плодовитость животных, показал, что с годами количество животных-носителей му-тантного аллеля (табл. 3), а также их частота (рис. 10) в исследуемой популяции снижается, так как выявленные особи — скрытые носители мутаций — элиминируются из селекционного процесса. Однако частота встречаемости гаплотипов фертильности НН0, НН1, НН3, НН5, HCD остается еще высокой, так как их диагностика начала проводиться недавно, и составляет у племенных животных 3,02%; 1,18%;
BYС
HH1С
НН3С
НН4С
НН5С
ЖШ,3
сус/ ННСС
вьс/ ннвс
DPC/ ннбс
BYС
91
HH1С
29
НН3С
39
НН4С
2
1
2
1
3
2
1
6
1
Таблица 3
Распространенность животных-носителей парных сочетаний гаплотипов в популяции белорусского голштинского крупного рогатого скота
Окончание таблицы 3
BYO ИШС НН3С НН4С НН5С HCD1,3 cvc/ ННСС blc/ hhbc DPC/ hhdc
НН5С - 1 3 1 24 - - - -
HCD1,3 - - 2 - - 33 - - -
CVC/ ННСС - - 1 - - - 102 2 -
BLC/ ННВС 1 - - - - - 2 26 -
DPC/ KBDC - - - - - - - - -
ix
10
£
7 6
JJl'i
JÜV1
JÖ1T -НосшмНШ. —H-KKI^TC.TM МНС
Рис.10. Мониторинг частоты встречаемости животных-носителей гаплотипов фертильности в белорусской
популяции
-1 Kxkvjih ПСО
-1 k-зтлн KHÜ -Hcofrtv* "III1.
1'ог-|-е-1и IIIU мшпляш
4,12%; 1,76%; 2,41% соответственно. В то же время такие генетические дефекты как: СУМ, BLAD исследуются в белорусской популяции с 2007 г. и их частота значительно снизилась с 4,63% и 1,73% соответственно в 2015 г. до 0,51 и 0,0% соответственно в 2021 г. [35].
Заключение
Проведение ДНК-диагностики наследственных генетических дефектов (НН0, НН1, НН3, НН4, НН5, НСБ, ННС, ННВ и ННБ) крупного рогатого скота голштинской породы белорусской селекции, которые оказывают влияние на воспроизводительные качества коров и ассоциированы с эмбриональной и ранней постэмбриональной смертностью на различных стадиях развития, позволяют выявлять животных скрытых носителей мутаций.
Выявлена частота встречаемости животных-
носителей мутантных аллелей по гаплотипу НН0 — 3,42%; НН1 — 2,82%; НН3 — 3,75%; НН4 — 0,59%; НСБ — 2,35%; НН5 — 2,2%; ННС — 2,56%; ННВ — 0,65%; ННБ — 0%. Учитывая распространенность изучаемых LoF-мутаций в белорусской популяции гол-штинского крупного рогатого скота как среди быков-производителей, так и среди племенных коров, необходимо проводить скрининг племенных животных и использовать полученные результаты в селекционно-племенной работе, что позволит при подборе родительских пар снизить вероятность получения среди потомства гомозиготных носителей му-тантных аллелей.
Таким образом, ДНК-диагностика крупного рогатого скота голштинской породы белорусской селекции, направленная на выявление генетически детерминированных заболеваний,
Таблица 4
Результаты скрининга белорусской популяции голштинского крупного рогатого скота на носительство генетических дефектов,
снижающих плодовитость
Год ВУ (НН0) нн1 ню нн4 нн5 нсб ннс ннв ннб
и ВУС 11 нн1с п ннзс и нн4с и нн5с и нсб1,3 11 СУС ннсс 11 вьс ннвс 11 БРС ннбс
2015 - - - - - - - - - - - - 1 101 51 1 101 19 1 101 0
2016 58 0 10 1 10 1 10 1 10 1 10 1 620 21 620 2 620 0
2017 921 32 295 8 297 8 292 3 292 9 291 0 832 12 832 2 850 0
2018 630 39 304 15 314 9 303 0 300 6 301 7 376 9 376 2 376 0
2019 288 4 100 1 100 10 100 1 100 2 100 5 287 3 287 1 290 0
2020 566 10 150 2 150 4 150 1 150 3 422 11 565 5 565 0 20 0
2021 199 6 170 2 170 7 170 0 170 3 373 9 198 1 198 0 0 0
Еч
I
а я 8
СО §
(Я
и
я я
а> ч ё
ё н я я о
(Я
позволяет выбраковать из стада животных-носителей генетических дефектов, оздоровить популяцию и, соответственно, значительно снизить экономические потери в животноводстве.
Список использованных источников
1. Barbat, A. Female fertility in French dairy breeds: current situation and strategies for improvement / A. Barbat, Le Mezec P. // J. Reprod. Dev. - 2010. - № 56.
- P. 15-21.
2. Dobson, H. The high producing dairy cow and its reproductive performance / H. Dobson, R. F. Smith, M. D. Royal Reprod. Domest. // Anim., 2007. - 42 (Suppl. 2). - P. 17-23.
3. Oltenacu. P. A., Broom, D. M. The impact of genetic selection for increased milk yield on the welfare of dairy cows // Animal Welfare. - 2010. -19(S). - P. 39-49.
4. Зиновьева, Н. А. Гаплотипы фертильности голштинского скота // Сельскохозяйственная биология. - Т. 51. - 2016. - C. 423-435.
5. Fang, L. Identification of brachyspina syndrome carriers in Chinese Holstein cattle. / L. Fang [et al] // J Vet Diagn Invest. - 2013. - V. 25. - P. 508-510.
6. Ruse, A. Detection of Brachyspina carriers within Polish Holstein-Friesian bulls /A. Ruse, S. Kaminski // Polish Journal of Veterinary Sci. - 2015.
- Vol. 18, No. 2. - P. 453-454.
7. Брахиспина — наследственная аномалия, снижающая плодовитость крупного рогатого скота / М. Е. Михайлова, А. И. Киреева, Е. Л. Романишко // сборник научных трудов «Факторы экспериментальной эволюции организмов», Украшське това-риство генетиюв i селекцiонерiв iм. М. I. Вавилова.
- Том 22. - 2018. - С. 149-152.
8. Agerholm, J. S. Familial occurrence of Danish and Dutch cases of the bovine brachyspina syndrome / J. S. Agerholm, K. Peperkamp // Veterinary Research.
- 2007. - 3:8. - P. 6.
9. Testoni, S. Brachyspina syndrome in two Holstein calves / S. Testoni, A. Diana, E. Olzi, A. Gentile // The Veterinary Journal. - 2007. - V 177. -Issue 1. - P. 144-146.
10. Van Raden, P. M. Harmful recessive effects on fertility detected by absence of homozygous haplotypes / P. M. Van Raden, K. M. Olson // J. Dairy Sci. - 2011. - № 94. - Р. 6153-6161.
11. Cooper, T. A. Genomic evaluation of Ayrshire dairy cattle and new haplotypes affecting fertility and stillbirth in Holstein, Brown Swiss and Ayrshire breeds
/ T. A. Cooper, G. R. Wiggans, P. M. Van Raden // JAM. - 2013. - C. 206.
12. De Zio D. Apafl in embryonic development — shaping life by death, and more / De Zio D., Maiani E., Cecconi F. // Int. J. Dev. Biol. - 2015. - 59(1-3). -P. 33-39.
13. М. Е. Михайлова, Е. Л. Романишко, А. И. Киреева. Детекция полиморфизма rs456206907 гена SMC2, детерминирующего гаплотип фертильности hh3 у крупного рогатого скота / Молекулярная и прикладная генетика. - 2018. - T. 25. - С. 67-72.
14. Mc Clure M. C., Bickhart D., Null D., Bovine exome sequence analysis and targeted SNP genotyping of recessive fertility defects BH1, HH2 and HH3 reveal causative mutation in SMC2 for HH3 // PLoS ONE. - 2014. - 9. - Р. 125-130.
15. Daetwyler, H. D. Whole-genome sequencing of 234 bulls facilitates mapping of monogenic and complex traits in cattle // Nature Genet. - 2014. -№ 46. - P. 858-865.
16. Fritz, S. Detection of haplotypes associated with prenatal death in dairy cattle and identification of deleterious mutations in GART, SHBG and SLC37A2 / S. Fritz, A. Capitan, A. Djari // PLoS ONE. - 2013.
- Р. 8(6).
17. Schütz, E. The Holstein Friesian lethal haplotype 5 (HH5) results from a complete deletion of TBF1M and CDH from an ERV-(LTR) insertion into the coding region of APOB / E. Schütz, C. Wehrhahn, M. Wanjek // PLoS ONE. - 2016. - 11(4). - Р. 154160.
18. Menzi, F. A transposable element insertion in APOB causes cholesterol deficiency in Holstein cattle / F. Menzi, N. Besuchet, M. Fragniere // AnimGenet.
- 2016. - № 47.-P. 253-257.
19. Зиновьева, Н. А. Дефицит холестерина
- новый рецессивный генетический дефект голштинского скота / Н. А. Зиновьева, О. В Ко-стюнина, В. В. Волкова // Молочное и мясное скотоводство. - 2016. - C. 5-8.
20. Thomsen, B., Horn, P., Panitz, F., Bendixen, E., Petersen, AH., Holm, LE., Nielsen, VH., Agerholm, JS., Arnbjerg, J., Bendixen, C. A missense mutation in the bovine SLC35A3 gene, encoding a UDP-N-acetylglucosamine transporter, causes complex vertebral malformation. // Genome Res. - 2006 - Т. 16
- С. 97-105.
21. Malher, X., Beaudeau, F., Philipot, JM. Effects of sire and dam genotype for complex vertebral malformation (CVM) on risk of return-to-service in Holstein dairy cows and heifers // Theriogenology -
2006 - Т. 65 - С. 1215-1225.
22. http://www.vgnki.ru/assets/files/broshyura-o-testah-golshtinskoj-porody.pdf
23. Shuster, D. E., Kehrli, M. E., Ackermann, M. R., Gilbert, R. O. Identification and prevalence of a genetic defect that causes leukocyte adhesion deficiency in holstein cattle // Proceedings of the national academy of sciences of the USA - 1992 -Т. 89 - С. 9225-9229.
24. Healy, P. J. Bovine Leucocyte Adhesion Deficiency (BLAD) — Another Genetic Defect of Holstein/Friesians // Australian Veterinary Journal -1992 - Т. 69 - С. 190.
25. Михайлова, М. Е. ДНК-технология выявления мутации, обуславливающей развитие наследственного заболевания DUMPS — ранняя абортируемость эмбрионов крупного рогатого скота: методич. рекомендации / М. Е. Михайлова, А. И. Киреева, Е. Л. Романишко. - Институт генетики и цитологии НАН Беларуси. - Минск, 2016. - 8 с.
26. Identification of brachyspina syndrome carriers in Chinese Holstein cattle / L. Fang, Y. Li, Y. Zhang, et. all // J. of Veterinary Diagnostic Investigation. -2013. - № 25. - Р. 508-510.
27. Усенбеков, Е. С Детекция точечной мутации у быков-производителей методом полимеразной цепной реакции / Е. С. Усенбеков // Актуальные проблемы ветеринарного акушерства и репродукции животных. - Горки. - 2013. - С. 146-153.
28. The distribution of lethal Holstein haplotypes affecting female fertility among the Russian Black-and-White cattle A. Khatib, A. M. Mazur, E. Prokhortchouk // EurAsian Journal of BioSciences. - 2020. - № 14. - Р. 2545-2552.
29. M. Gozdek Report on the incidence of hereditary disorders (BLAD, DUMPS) in the Polish
population of Holstein-Friesian cattle / M. Gozdek, M. Kolenda, D. Kamola // Acta Sci. Pol. Zootechnica. -2020. - № 19(3). - Р. 15-22.
30. C. Briano-Rodriguez Lethal and semi-lethal mutations in Holstein calves in Uruguay Muta^oes letais e semi-letais em bezerros da ra?a Holandesa no Uruguai / C. Briano-Rodriguez, A. Romero, S. Llambí et all// Ciencia Rural. - 2021. - v. 51. - №. 7. - Р. 1-7.
31. Segelke D. Considering genetic characteristics in German Holstein breeding programs / D. Segelke, H. Taubert, F. Reinhardt et all // J. of dairy science. -2016. - № 99(1). - Р. 458-467.
32. Cole, J. B. Phenotypic and genetic effects of recessive haplotypes on yield, longevity, and fertility /Cole, J. B., Null, D. J., VanRaden, P.M. // J Dairy Sci. - 2016. - № 99(9). - Р. 7274-7288.
33. Fritz, S. An initiator codon mutation in SDE2 causes recessive embryonic lethality in Holstein cattle / S. Fritz, C. Hoze, E. Rebours // J. of dairy science.
- 2018. - 101. - P. 6220-6231.
34. Meydan, H. Screening for bovine leukocyte adhesion deficiency, deficiency of uridine monophosphate synthase, complex vertebral malformation, citrullinaemia, and factor XI deficiency in Holstein cows reared in Turkey // Acta Veterinaria Scandinavica. - 2010. - № 52, 56.
35. М. Е. Михайлова, Р. И. Шейко, А. И. Киреева, Е. Л. Романишко, Н. А. Камыш, Н. И. Тиха-нович, О. А. Беляк, А. Н. Баяхов ДНК-скрининг рецессивных мутаций, обуславливающих развитие наследственных дефектов (BLAD- и CVM-синдромов) в популяции КРС в Беларуси /Молекулярная и прикладная генетика: сб. науч. тр. / Институт генетики и цитологии НАН Беларуси.
- Минск: Институт генетики и цитологии НАН Беларуси. - 2019. - Т. 27. - С. 90-96.
E. L. Ramanishka, A. I. Kireyeva, M. E. Mikhailova, R. I. Sheyko
IDENTIFICATION OF FERTILITY HAPLOTYPES IN THE BELARUSIAN POPULATION OF HOLSTEIN CATTLE
State Scientific Institution "Institute of Genetics and Cytology of the National Academy of Sciences of Belarus" 27 Akademicheskaya St., 220072 Minsk, Republic of Belarus e-mail: lenaramanishko@mail.ru
Long-term artificial selection of highly productive breeding animals, latent carriers of genetic diseases, has led to the accumulation of recessive mutations in the cattle population. Since 2007, the Laboratory of Animal Genetics has been researching the fertility haplotypes of Holstein cattle (HHC, HHB, and HHD), and since 2016, the Laboratory has started additional research by other haplotypes (HH0, HH1, HH3, HH4, HH5, HCD) that affect reproductive traits and are associated with embryonic and early postembryonic death of calves. Earlier developed methods allowed us to identify mutations in the FANCI, APAF1, SMC2, GART, TFB1M, SLC35A3, ITGB2, APOB, and UMPS genes associated with these haplotypes. Monitoring cattle populations in Belarus (n = 4101 heads) made it possible to reveal the frequency of occurrence of the hidden carriers of mutant alleles of the HH0 haplotype amounting to 3.42%, HH1
— 2.82%, HH3 — 3.75%, HH4 — 0.59%, HCD — 2.35%, HH5 — 2.2%, HHC — 2.56%, HHB — 0.65%, and HHD
— 0%. We believe that further DNA diagnostics of foreign and domestic breeding will allow diminishing the spread of genetic defects that degrade the reproductive qualities of cattle.
Keywords: Cattle, genetic defects, DNA testing, fertility haplotypes, APAF1, SMC2, GART, TFB1M, APOB, FANCI, SLC35A3, ITGB2, UMPS.
Дата поступления статьи: 13 сентября 2021 г.
