CC BY
66
ОРИГИНАЛЬНЫЕ СТАТЬИ ВЛИЯНИЕ ИЗМЕНЕНИЙ АКТИВНОСТИ... 59
УДК 616.348-006.6-02:616-092.4 М.А. Замкова, П.Б. Копнин, Н.В. Хромова, Б.П. Копнин ВЛИЯНИЕ ИЗМЕНЕНИИ АКТИВНОСТИ HSF1 НА РОСТ КЛЕТОК РАКА ОБОДОЧНОЙ КИШКИ ЧЕЛОВЕКА IN VITRO И IN VIVO ФГБУ «РОНЦ им. Н.Н.Блохина» РАМН, Москва Контактная информация Мария Анатольевна Замкова, лаборант-исследователь лаборатории цитогенетики НИИ канцерогенеза адрес: 115478 Москва, Каширское шоссе, 24, строение 15; тел. +7(495)324-17-39 e-mail: zamkovam@gmail.com Статья поступила 26.06.2011, подписана в печать 18.01.2012. Резюме Транскрипционный фактор HSF1 (Heat Shock Transcriptional Factor 1) обеспечивает защиту клеток от различных стрессов. Несмотря на то, что роль HSF1 в процессах канцерогенезе изучена довольно плохо, предполагается, что он является перспективной мишенью при противоопухолевой терапии. Для проверки этого предположения было изучено влияние различных модификаций активности HSF1 на скорость роста клеток рака ободочной кишки человека in vitro и in vivo. Анализ полученных сублиний клеток НСТ116 с подавленной экспрессией HSF1 или экспрессирующих конститутивно-активную и доминантно-негативную формы HSF1 показал, что ингибирование транскрипционной активности HSF1 увеличивает, а не снижает скорость роста опухолевых клеток как in vitro, так и in vivo, тогда как активация функции HSF1 приводит к противоположному эффекту. Эти изменения сопровождались соответствующими изменениями в уровне фосфорилирования МАР-киназы Erk, экспрессии HIF-1a и ангиогенной активности опухолевых клеток. По-видимому, изменения функции HSF1 могут модулировать рост опухолей разными путями, и требуются дальнейшие исследования для оценки возможности применения HSF1 в качестве потенциальной мишени противоопухолевой терапии. Ключевые слова: HSF1, HIF-1a, рак, пролиферация, ангиогенез.
M.A. Zamkova, P.B. Kopnin, N.V. Khromova, B.P. Kopnin EFFECT OF CHANGES IN HSF1 FUNCTION ON GROWTH OF HUMAN CARCINOMA CELLS IN VITRO AND IN VIVO FSBI «N.N. Blokhin RCRC» RAMS, Moscow Abstract HSF1 is a transcriptional factor that protects cells from various stresses, but its role in tumorigenesis is poorly understood. Nevertheless it was proposed that HSF1 represents perspective drug target whose inhibition could be used for cancer treatment. To check this idea we studied the influence of various modifications of HSF1 activity on growth of human colon cancer cells in vitro and in vivo. Analysis of established HCT116 sublines with down-regulated HSF1 or expressing constitutively-active and dominant-negative HSF1 mutants has shown that inhibition of HSF1 transcrip-tional activity accelerated rather than decelerated growth of tumor cells both in vitro and in vivo while activation of HSF1 function caused the opposite effect. These changes were accompanied with corresponding alterations in Erk MAP-kinases phosphorylation, HIF-1a expression and tumor microvessel density. Evidently changes in HSF1 function can modulate tumor growth by several pathways and further investigations are needed to assess HSF1 as potential cancer drug target. Keywords: HSF1, HIF-1a, cancer, proliferation, angiogenesis. Введение врежденных белков, предотвращение их агрегации, а также направление неправильно упакованных В последнее время накапливаются данные, белков на деградацию [13; 3]. указывающие на участие транскрипционного фак- Необходимо отметить, что эти белки, в до-тора HSF1 в регуляции онкогенного потенциала, по полнение к их защитной функции, могут также уча-крайней мере, некоторых типов неопластических ствовать в стабилизации некоторых белков, являю-клеток, что позволяет рассматривать его в качестве щихся ключевыми регуляторами клеточной проли-потенциальной мишени для терапии [14; 17]. Ос- ферации и выживаемости (Cdk4, HER2/ErbB2, Akt, и новная роль HSF1 сводится к защите клетки от воз- т. п.) и в регуляции множества сигнальных молекул, действия на нее неблагоприятных условий. В ответ включая MAPK и mTOR [14; 3]. на действие различных стрессов (тепловой шок, Влияние HSF1 на возникновение опухолей гипоксия, свободные радикалы, тяжелые металлы и наблюдалось в различных модельных системах. т. д.) происходит активация HSF1 и приобретение Показано, что дефицит HSF1 приводит к снижению им способности связываться со специфичной по- частоты образования спонтанных опухолей у мы-следовательностью нуклеотидов, расположенной в шей с нокаутом р53, существенному изменению у промоторе активируемых им генов - HSE. Главны- них спектра спонтанных опухолей [3; 12], а также к ми мишенями HSF1 являются гены белков теплово- ингибированию процесса канцерогенеза в коже, го шока (HSPs - HSP90, HSP70, HSP60, HSP40 and вызванного мутацией в H-ras [3]. HSP27). HSPs представляют собой шапероны, Однако данные о влиянии HSF1 на развитие функциями которых являются: восстановление по- опухолей неоднозначны. С одной стороны, во мно-
№ 1/том 11/2012 РОССИЙСКИЙ БИОТЕРАПЕВТИЧЕСКИЙ ЖУРНАЛ
60
ОРИГИНАЛЬНЫЕ СТАТЬИ
ВЛИЯНИЕ ИЗМЕНЕНИЙ АКТИВНОСТИ..
гих типах опухолей наблюдается повышенное содержание HSP28, HSP70 и HSP90, которое коррелирует с увеличением уровня экспрессии HSF1 [6; 2; 15; 18]. Считается, что повышенный уровень HSF1 и HSPs способствует развитию опухолей путем ингибирования процесса программируемой клеточной смерти вследствие предотвращения образования неправильно упакованных белков, а также специфичной положительной регуляции экспрессии и функционирования некоторого числа антиапоптотических белков, таких как Bag3, Bcl-XL, Mcl-1, и Bcl-2 [7]. Кроме того, некоторые данные указывают, что увеличение активности HSF1 может стимулировать онкогенез и через HSPs-независимые механизмы, включая нарушения в регуляции митоза и нестабильность генома [16], изменения регуляции клеточной пролиферации, метаболизма глюкозы и выживаемости [14; 3].
С другой стороны, ряд данных указывает на негативное влияние гиперактивности HSF1 на пролиферацию и/или выживаемость неопластических клеток. Например, было показано, что экспрессия конститутивно-активной формы HSF1 индуцирует Fas-опосредованный апоптоз [19] и снижает онко-генное влияние активированного Ras за счет ингибирования экспрессии c-fos [1].
Чтобы исследовать влияние изменений активности HSF1 на опухолевый рост и оценить возможности ингибирования прогрессии рака ободочной кишки путем различных модификаций функции HSF1, нами были получены сублинии клеток HCT116 с лентивирусными конструкциями, вызывающими увеличение или снижение активности HSF1. Анализ полученных линий показал, что модификации активности HSF1 могут влиять на рост опухолей, воздействуя как на размножение неопластических клеток в результате модуляции активности МАР-киназы Erk, так и на их ангиогенную активность за счет изменения уровня экспрессии транскрипционного фактора HlF-1a(Hypoxia Induced Factor 1a). Таким образом, снижение активности HSF1 может приводить к увеличению скорости роста по крайне мере некоторых типов опухолей, что указывает на необходимость более тщательного изучения возможностей применения ингибиторов функции HSF1 для терапии онкологических заболеваний.
Материалы и методы
Клетки. Клетки рака ободочной кишки человека НСТ116 (p53+/+, CCL-247, ATCC) и клетки HEK293T (CRL-11268, ATCC) культивировали в среде DMEM (SH300003.04, HyClone) с добавлением 10%-ной эмбриональной телячьей сыворотки (FBS; SH30070.03, HyClone) и пенициллина/стрептомицина (15140, GIBCO) при 37 °С в атмосфере 5 %-ного СО2. Для создания теплового шока клетки инкубировали при 43 °C в течение 45 мин.
Создание конструкций. Конститутивно-активная (делеция аминокислот с 203 по 315), доминантно-негативная (делеция аминокислот с 455 по 523) формы HSF1 человека, а также дикий тип HSF1, клонированные в плазмиду pcDNA 3.1(+) (Invi-trogen), были любезно предоставлены Dr. Richard Voellmy (Отделение Биохимии и Молекулярной Биологии, Университет Майами, Медицинская школа Миллера). Эти последовательности HSF1 были клонированы в лентивирусный вектор pLenti6 по сайтам рестрикции NheI/EcoRI. Для создания конструкции shHSF1, экспрессирующей ми-РНК к HSF1 был ис-
пользован лентивирусный вектор pLKO (Sigma). По сайтам рестрикции AgeI/EcoRI в него были клонированы смысловая последовательность, соответствующая нуклеотидам с 353 по 373 мРНК HSF1 человека (5'-AAGTACTTCAAGCACAACAAC-3'), шпилька, антисмысловая последовательность, комплементарная смысловой и поли-Т-последовательность для терминации транскрипции [20].
Для создания вектора, содержащего HSF1-респонсивные элементы (HSE), были синтезированы следующие олигонуклеотиды (Evrogen): смысловая последовательность:
5'-CTAGCAGACCCGAAACTGCTGGAAGATTCCCGAAACTTCTGGT-3'
антисмысловая последовательность:
5'-CTAGACCAGAAGTTTAGGGAATCTTCCAGCAGTTTCGGGTCTG-3'
Образованный в результате отжига и лиги-рования указанных олигонуклеотидов фрагмент двуцепочечной ДНК, в состав которого была включена четырежды повторяющаяся последовательность HSE, был клонирован в вектор pLentiA-mCMV-Luc-puro по сайту рестрикции эндонуклеа-зы XbaI. Вектор pLentiA был любезно предоставлен проф. П.М. Чумаковым (Институт молекулярной биологии им. Энгельгардта, Москва). Правильная ориентация клонированных фрагментов была подтверждена с помощью рестрикционного анализа и сиквенирования ДНК (Evrogen).
Получение клеточных сублиний, стабильно экспрессирующих созданные конструкции. Вирусы, необходимые для инфекции эукариотических клеток, получали путем ко-трансфекции в клетки HEK293T следующих плазмид: pLenti6, pLentiA и pLKO, содержащие созданные конструкции, и хел-перных плазмид (dR 8,2 и pVSV-G). Трансфекцию проводили, используя кальций-фосфатный метод. Последующее заражение линии НСТ116 рекомби-нантными вирионами, полученными через 24-72 ч после трансфекции, проводили, используя суперна-тант культур пакующих клеток. Последующую селекцию инфицированных клеточных культур проводили в течение 6 - 7 дней в среде, содержащей 1 мкг/мл пуромицина (P8833, Sigma), для векторов pLentiA и pLKO и 5 мкг/мл бластицидина (R210-01, Invitrogen) для вектора pLenti6.
Детекция мРНК трансдуцированных конструкции методом ОТ-ПЦР. Тотальную мРНК выделяли с помощью TRI Reagent (T9424, Sigma). Реакцию обратной транскрипции проводили, как описано ранее [8]. Для определения экспрессии соответствующих конструкций были использованы следующие праймеры: для Act-HSF1, wt-HSF1, shHSF1 прямой 5' -TGACGGACGTGCAGCTGATG-3', обратный 5'-CAGGCTACGCTGAGGCACTT-3'; для dN-HSF1, wt-HSF1, shHSF1 прямой 5'-GACAAGAATGAGCTCAGTGAC-3', обратный 5'-AACAACCTGCAGGGTCAGTC-3'. Для определения мРНК а-тубулина использовали следующие праймеры:
прямой 5'- GTTGGTCTGGAATTCTGTCAG -3' обратный 5'- AAGAAGTCCAAGCTGGAGTTC -3'.
Анализ люциферазной активности проводили, используя Steady-Glo Luciferase Assay System (E2510, Promega), согласно протоколу производителя; полученные значения нормализовали по концентрации белка.
Определение скорости роста клеточных культур. Клетки НСТ116 рассевали в 6-луночные платы по 20 000. Каждые два дня клетки трипсини-зировали и считали в камере Горяева. Эксперимент повторяли три раза.
ОРИГИНАЛЬНЫЕ СТАТЬИ ВЛИЯНИЕ ИЗМЕНЕНИЙ АКТИВНОСТИ... 1 61
Вестерн-блот анализ. Экстракты клеток лизи-ровали в охлажденном буфере RIPA (50 mM Tris-HCl pH 7.4, 150 mM NaCl, 1% deoxycholate Na, 1% NP-40, 0.1% SDS, 100 mM PMSF, 1 mM pepstatin A и 1 mM E64). Концентрацию белков определяли с помощью protein assay system (BioRad). Брали по 20 мкг белков. Электрофорез проводили в 12% SDS полиакриламид-ном геле; белки переносили на мембрану PVDF (RPN303F, Amersham GE Healthcare). Использовали антитела, специфичные к Erk (#9102, Cell Signaling), фосфо- Erk (#9106, Cell Signaling), HIF-1a (610959, BD Transduction Laboratories) и ß-актину (sc-81178, Santa Cruz). После инкубации с первичными антителами мембрану обрабатывали вторичными антителами (ан-ти-мышиные/кроличьи- HPR NA931V, Amersham GE Healthcare). Для проявки использовали хемолюминис-центный реагент ECL Plus (RPN2132, Amersham GE Healthcare) согласно протоколу производителя.
Анализ роста опухолевых ксенографтов. Эксперименты на животных проводили как было описано ранее [10]. В работе использовались самки бестимусных мышей линии D24J в возрасте 6-8 недель. Каждому животному подкожно прививалось по 2 опухоли (106 клеток, суспендированных в 100 мкл физиологического раствора). Размер опухолей измерялся каждые 3 дня, их объем высчиты-вался по формуле:
V = 1Ч(шир) х Ч(дл) х 0,5
Продолжительность эксперимента составляла 3 недели. Образовавшиеся опухоли использовали для иммуногистохимического анализа. Эксперименты повторяли как минимум 2 раза.
Иммуногистохимический анализ. Ткани опухолей фиксировали в 4 %-ном нейтральном формалине в течение 24 ч и заключали в парафин. Срезы толщиной 5мкм окрашивали МКА к CD34 (553731, BD Biosciences Pharmingen). Связывание первичных антител детектировали с помощью биотинилированных антикрысиных вторичных антител (559286, BD Biosciences Pharmingen) с последующей обработкой стрептавиди-ном-HRP (K0690, Dako). Связывание первичных антител к HIF-1a (Ab8366, Abcam) детектировали с помощью анти-мышиной Labelled Polymer-HPR (K4006; Dako). Активность пероксидазы выявляли с помощью 3',3'-диаминобензидина (DAB; K3468, Dako) согласно протоколу производителя. После этого препараты окрашивали гематоксилином Майера.
Подсчет сосудов в опухолевой ткани. Подсчет CD34+ кровеносных капилляров проводился при увеличении ><100. В каждой экспериментальной группе исследовали срезы 8-12 опухолей, для каждой опухоли анализировали 5 полей зрения.
Статистический анализ. Все данные представлены в виде среднего значения ± стандартное отклонение. Для определения статистической значимости различий использовали /-тест Стъюдента.
Результаты и обсуждение
Для моделирования различных изменений активности HSF1 в опухолевых клетках были созданы лентивирусные конструкции, экспрессирую-щие дикий тип (wt), конститутивно-активную (Act), доминантно-негативную (dN) формы HSF1 и ми-РНК HSF1. Путем инфицирования этими конструкциями клеток рака ободочной кишки человека линии HCT116 были созданы сублинии, стабильно экспрессирующие трансгены. Присутствие и функционирование введенных последовательностей
в полученных сублиниях через 15-30 дней после инфекции было подтверждено с помощью ОТ-ПЦР, а в сублинии, несущей наблюда-
лось снижение уровня мРНК ЖР1 (рис. 1а). Для анализа изменений уровня транскрипционной активности ЖР1 в полученных культурах клеток, мы создали и трансдуцировали в них репортерную конструкцию рЬепйА-тСМУ- ЖБ-Ьис-риго, содержащую ЖР1-респонсивные элементы. Анализ люциферазной активности показал, что экспрессия Ай-ЖР1 приводит к 5-7-кратному увеличению активности ЖР1 в нормальных условиях (37 0С), тогда как результатом экспрессии dN-HSF1 является 60-80-кратное снижение транскрипционной активности HSF1 в условиях теплового шока (43 еС, 45 мин; рис. 1б).
Рис. 1. Влияние трансдукции конструкций HSF1-Act, HSF1-wt, HSF1-dN и shHSFl на уровень мРНК HSF1 (А) и на экспрессию люциферазного репортера, содержащего HSF1-ресшнсивные элементы (HSEs) (Б):
А: наверху - наличие мРНК введенных конструкций HSF1-Act и HSF1-dN; внизу - влияние HSF1-wt и shHSF1 на уровень мРНК HSF1; анализ содержания мРНК а-тубулина использован для контроля количества нанесенных образцов. Б: анализ люциферазной активности в клетках НСТ116, экспрессирующих HSF1-Act и HSF1-dN при нормальных условиях (37°C) (наверху) и HSF1-dN сразу после теплового шока (43 0C, 45 min) (внизу).
62 ОРИГИНАЛЬНЫЕ СТАТЬИ ВЛИЯНИЕ ИЗМЕНЕНИЙ АКТИВНОСТИ...
Исследование кинетики роста подкожных ксенографтов полученных сублиний клеток в бес-тимусных мышах (рис. 2а) показало, что трансдук-ция Act-HSF1 и wt-HSF1 в НСТ116 приводит к снижению скорости опухолевого роста (p < 0,05), тогда как ингибирование активности HSF1 за счет экспрессии shHSF1, наоборот, ускоряет рост опухолей (p<0,05). Экспрессия доминантно-негативной формы HSF1 также сопровождалась некоторым увеличением скорости роста опухолей, однако оно было статистически незначимым (рис. 2а).
Известно, что скорость роста опухолей зависит как от пролиферативной, так и от ангиогенной активности неопластических клеток. Анализ кинетики размножения клеток полученных сублиний in vitro показал, что экспрессия Act-HSF1 замедляет рост (p < 0,05), что согласуется с результатом экспериментов, проведенных in vivo. При этом ни wt-HSF1, ни shHSF1 не влияли на скорость роста НСТ116 in vitro (рис. 2б).
Рис. 2. Влияние экспрессии HSF1-Act, HSF1-wt, HSF1-dN и shHSF1 на скорость роста подкожных ксенографтов (А) и культур клеток in vitro (Б):
А: приведены типичные данные, полученные при анализе 20 опухолей в каждом из двух экспериментов (среднее значение ± стандартное отклонение, *p < 0,05, t-тест Стъюдента). Б: представлены типичные результаты одного из трех экспериментов (среднее значение ± стандартное отклонение, *p < 0,02, t-тест Стъюдента).
Это несоответствие между влиянием на скорость роста клеток HCT116, содержащих shHSF1, in
vivo и in vitro, могло объясняться ангиогенной активностью клеток, определяющей степень ваксуляриза-ции и скорость роста опухолей.
Иммуногистохимический анализ срезов опухолевых тканей, окрашенных антителами к CD34, узнающих эндотелиальные клетки кровеносных сосудов, показал, что результатом экспрессии конститутивно-активной формы HSF1 является уменьшение числа сосудов с просветами (p < 0,05), тогда как ингибирование активности HSF1 приводит к противоположному эффекту (p < 0,05).
Экспрессия HSF1 дикого типа и доминантно-негативной формы HSF1 не оказывала статистически достоверного влияния на количество сосудов в опухолевых тканях (рис. 3; см. вклейку).
В основе воздействия изменений функции транскрипционного фактора HSF1 на пролифератив-ную и ангиогенную активность клеток могут лежать несколько механизмов, включая HSP-опосредованное изменение стабильности/активности MAPKs, Akt, mTOR [14; 3] и HIF-1a; модуляция функций других транскрипционных факторов, регулирующих клеточный цикл и апоптоз - р53 [9] и др.
Так как ключевыми регуляторами клеточной пролиферации и ангиогенеза считаются, соответственно, MAP-киназы Erk1/2 и HIF-1a [11; 4], мы провели анализ содержания фосфорилированных (активных) форм Erk и белка HIF-1a в клетках НСТ116, экс-прессирующих различные формы HSF1.
Вестерн-блот анализ показал снижение содержания фосфорилированных форм Erk (р42 и р44) в клетках, экспресирующих конститутивно-активную форму HSF1.
Влияние экспрессии HSF1 дикого типа на содержание активированного Erk было менее выраженным, тогда как доминантно-негативная форма HSF1 не изменяла содержание активных форм Erk (рис. 4а).
Однако обе указанные формы HSF1 увеличивали содержание HIF-1a. При этом в клетках с конститутивно-активным HSF1, наоборот, наблюдалось значительное снижение уровня белка HIF-1a (рис. 4а). Результаты иммуногистохимического анализа опухолевых срезов, окрашенных антителами к HIF-1a, полностью согласовывались с данными вестерн-блот анализа (рис. 4б).
Заключение
Полученные результаты впервые демонстрируют разнообразные эффекты различных модификаций функции транскрипционного фактора HSF1 на пролиферацию и ангиогенную активность клеток рака ободочной кишки человека и скорость роста их ксенографтов в бестимусных мышах.
Эти эффекты по крайней мере частично связаны с изменениями активности ключевых регуляторов клеточного цикла и ангиогенеза - белков Erk1/2 и HIF-1a.
Следует подчеркнуть, что предлагаемое в качестве нового терапевтического подхода ингиби-рование функции HSF1 приводит в исследованной модели не к замедлению, а к ускорению опухолевого роста, тогда как активация функции HSF1, наоборот, замедляет опухолевую прогрессию.
Противоположные эффекты ингибирования активности HSF1 на скорость роста опухолей, полученные на разных моделях/клеточных линиях, указывают на необходимость проведения более углубленных исследований для оценки возможности и путей использования транскрипционного фактора HSF1 в качестве терапевтической мишени.
ОРИГИНАЛЬНЫЕ СТАТЬИ ВЛИЯНИЕ ИЗМЕНЕНИЙ АКТИВНОСТИ... | 63
Литература
1. Chen C., Xie Y., Stevenson M.A. et al. Heat Shock Factor 1 Represses Ras-induced Transcriptional Activation of the c-fos Gene // J Biol Chem. - 1997. - 272. - P. 26803-6.
2. Ciocca D.R., Calderwood S.K. Heat shock proteins in cancer: diagnostic, prognostic, predictive, and treatment implications // Cell Stress Chaperones. - 2005. - 10. - P. 86-103.
3. Dai C., Whitesell L., Rogers A.B., Lindquist S. Heat Shock Factor 1 Is a Powerful Multifaceted Modifier of Carcinogenesis // Cell. - 2007. - 130. - P. 1005-18.
4. Diaz-Gonzalez J.A., Russell J., Rouzaut A. et al. Targeting hypoxia and angiogenesis through HIF-1alpha inhibition // Cancer Biol Ther. - 2005. - 4. - P. 1055-62.
5. HartlF.U. Molecular chaperones in cellular protein folding // Nature. - 1996. - 381. - P. 571-9.
6. Hoang A.T., Huang J., Rudra-Ganguly N. et al. A novel association between the human heat shock transcription factor 1 (HSF1) and prostate adenocarcinoma // Am J Pathol. - 2000. - 156. - P. 857-64.
7. Jacobs A.T., Marnett L.J. HSF1-Mediated BAG3 Expression Attenuates Apoptosis in 4-Hydroxynonenal Treated Colon Cancer Cells via Stabilization of Antiapoptotic Bcl-2 Proteins // J Biol Chem. - 2009. - 284.
- P. 9176-83.
8. Kopnin P.B., Agapova L.S., Kopnin B.P., Chumakov P.M. Repression of sestrin family genes contributes to oncogenic Ras-induced reactive oxygen species up-regulation and genetic instability // Cancer Res. - 2007.
- 67. - P. 4671-8.
9. Logan I.R., McNeill H.V., Cook S. et al. Heat shock factor-1 modulates p53 activity in the transcriptional response to DNA damage // Nucleic Acids Res. - 2009. - 37. - P. 2962-73.
10. Logunov D.Y., Ilyinskaya G. V., Cherenova L.V. et al. Restoration of p53 tumor-suppressor activity in human tumor cells in vitro and in their xenografts in vivo by recombinant avian adenovirus CELO-p53 // Gene Ther. - 2004. - 11. - P. 79-84.
11. Meloche S., Pouyssйgur J. The ERK1/2 mitogen-activated protein kinase pathway as a master regulator of the G1- to S-phase transition // Oncogene. - 2007. - 26. - P. 3227-39.
12. Min J.N., Huang L., Zimonjic D.B. et al. Selective suppression of lymphomas by functional loss of Hsf1 in a p53-deficient mouse model for spontaneous tumors // Oncogene. - 2007. - 26. - P. 5086-97.
13. Morimoto R.I. Regulation of the heat shock transcriptional response: cross talk between a family of heat shock factors, molecular chaperones, and negative regulators // Genes Dev. - 1998. - 12. - P. 3788-96.
14. Solimini N.L., Luo J., Elledge S.J. Non-oncogene addiction and the stress phenotype of cancer cells // Cell. -2007. - 130. - P. 986-8.
15. Tang D., Khaleque M.A., Jones E.L. et al. Expression of heat shock proteins and heat shock protein messenger ribonucleic acid in human prostate carcinoma in vitro and in tumors in vivo // Cell Stress Chaperones. -2005. - 10. - P. 46-58.
16. Wang Y., Theriault J.R., He H. et al. Expression of a Dominant Negative Heat Shock Factor-1 Construct Inhibits Aneuploidy in Prostate Carcinoma Cells // J Biol Chem. - 2004. - 279. - P. 32651-9.
17. Whitesell L., Lindquist S. Inhibiting the transcription factor HSF1 as an anticancer strategy // Expert Opin Ther Targets. - 2009. - 13. - P. 469-78.
18. Whitesell L., Lindquist S.L. HSP90 and the chaperoning of cancer // Nat Rev Cancer. - 2005. - 5. - P. 76172.
19. Xia W., Voellmy R., Spector N.L. Sensitization of Tumor Cells to Fas Killing // J Cell Physiol. - 2000. - 183.
- P. 425-31.
20. Yin C., Xi L., Wang X. et al. Silencing heat shock factor 1 by small interfering RNA abrogates heat shock-induced cardioprotection against ischemia-reperfusion injury in mice // J Mol Cell Cardiol. - 2005. - 39. -P. 681-9.
НАУЧНЫЕ ЖУРНАЛЫ РОНЦ ИМ. Н.Н. БЛОХИНА РАМН
