CC BY
8
практически равную длину тела. Судя по ходу динамики показателей физического развития, отражающих возрастное развитие (см. табл. 1, 2) очевидно, что скорость роста тела в длину у горожан-тувинцев несколько замедляется после 16 лет. Юноши из старожилов подросли на 3,4—6,2 см. Как известно, физическое развитие и физическая подготовленность детей и подростков, как весомые составляющие здоровья, отражают общий уровень социально-экономических и гигиенических условий жизни различных групп населения.
Наблюдаемая дисгармония сильно связанных между собой показателей физического развития указывает на неблагоприятный характер одного или, вероятнее всего, нескольких из указанных факторов. Можно предположить, что такая картина связана с особенностями образа жизни городских подростков в русских школах: курением, употреблением алкоголя. Однако у юношей пришлого населения этого не наблюдается, хотя в остальном эти две категории достаточно похожи. По-видимому, этот феномен требует дополнительного более детального исследования в Республике Тыва.
Выводы. 1. У юношей более заметные сдвиги произошли по длине тела, увеличение стало происходить очень плавно начиная с 1950-го года, а с конца 1960-х — более явное. Городские тувинцы в 1950 г. незначительно отставали от сельских жителей по длине тела, а уже с 1955 г. стали опережать.
2. За последние 10—15 лет тувинские юноши стали заметно выше ростом, "подросли" почти на
10 см и почти догнали русских из старожилов и
приезжих, имеющих практически равную длину
тела.
3. Скорость роста тела в длину у горожан-тувинцев несколько замедляется после 16 лет.
Литература
1. Башкиров П. Н. Учение о физическом развитии человека. — М., 1962.
2. Бунак В. В. Антропометрия. — М., 1941.
3. Вербицкий Г. И. Исследование индивидуальных особенностей физического развития и некоторых двигательных качеств подростков в период полового созревания: Автореф. Дис. ... канд. биол. наук. — Л., 1971.
4. Властовский В. Г. Акселерация роста и развития детей. - М., 1976.
5. Дерябин В. Е. // Вопр. антропол. — 1980. — Вып. 65. - С. 67-79.
6. Карсаевская Т. В. Социальная и биологическая обусловленность изменений в физическом развитии ребенка. — Л., 1970.
7. Кон И. С., Таксами Ч. М. Традиционное воспитание детей у народов Сибири: Сборник статей. — Л., 1988.
8. Никитюк Б. А. Факторы роста и морфофункцио-нального созревания организма. — М., 1979.
9. Физиология школьника / Фарбер Д. А., Корниенко И. А., Сонькин В. Д. и др.
10. Хрипкова А. Г., Антропова М. В., Фарбер Д. А. Возрастная физиология и школьная гигиена. — М., 1990.
11. Хрисанфова Е. Н. Конституция и биохимическая индивидуальность человека. — М., 1990.
Поступила 26.04.06
Профилактическая токсикология и гигиеническое нормирование
О Н. Ф. КУШНЕРОВА, Ю. А. РАХМАНИН, 2008 УДК 615.322.015.2:615.23].03:615.916.099].015.42.07б.9
Я. Ф. Кушнерова, Ю. А. Рахманин
ВЛИЯНИЕ ИНТОКСИКАЦИИ ОКСИДАМИ АЗОТА НА МЕТАБОЛИЧЕСКИЕ РЕАКЦИИ ПЕЧЕНИ И ПРОФИЛАКТИКА ПОРАЖЕНИЙ
Тихоокеанский океанологический институт им. В. И. Ильичева ДВО РАН, Владивосток, НИИ экологии человека и гигиены окружающей среды им. А. Н. Сысина РАМН, Москва
В настоящее время остро стоит вопрос разработки медицинских технологий защиты организма человека от воздействия вредных химических веществ техногенного происхождения. В условиях непрерывно расширяющихся контактов человека с химическими веществами возрастает вероятность острых и хронических отравлений веществами-окислителями (порох, взрывчатые вещества, ракетное топливо, лекарства, удобрения, красители и др.). Основными антропогенными источниками, содержащими оксиды азота (гидратированные формы азотной и азотистой кислот, нитрат- и нитрит-ионы, пе-роксиды), являются процессы горения при температуре выше 1000°С (автотранспорт, стационарные источники). Потенциальная опасность для организма человека, исходящая от вдыхания паров этих веществ или их употребления с водой и продуктами питания, обусловлена активацией свободнорадикапьных реакций, пероксидации липидов, формированием тканевой гипоксии и нарушением детоксикационной функции печени [9, 12]. Проживание людей в зонах риска техногенных катастроф, в экологически неблагоприятных регионах требует поиска
нетрадиционных подходов к фармакопрофилактике поражений печени. Одним из таких подходов является профилактическое использование растительных препаратов, содержащих комплексы биологически активных полифенолов, обладающих способностью гасить свободнора-дикальные реакции [19]. В настоящее время наиболее широкой популярностью пользуется элеутерококк, защитное действие которого при гипоксии связывают с регулирующим влиянием на углеводный и пластический обмен [3]. Также экспериментально показано, что новый антигипоксант амтизол (3,5-диамино-1-тиа-2,3-диазол), являющийся циклическим производным гутимина, при интоксикации мышей и крыс адреналином или оксидами азота оказывал защитное действие, нормализуя гравиметрические показатели выраженности легочной гипергидратации [8].
Целью работы явилось изучение профилактического влияния антигипоксанта амтизола и элеутерококка при моделировании у животных интоксикации оксидами азота.
Эксперимент проводили на крысах Вистар массой 180—200 г, содержащихся в стандартных условиях вива-
Таблица 1
Влияние элеутерококка и амтизола на биохимические показатели печени крыс при поражении оксидами азота (М ± т)
Биохимический параметр 1-я группа 2-я группа 3-я группа 4-я группа
р-глюкозидаза, нмоль/мин/г 0,22 ± 0,01 0,40 ± 0,04*** 0,34 ± 0,01*** 0,27 ± 0,02*
р-галактозидаза, нмоль/мин/г 0,53 ± 0,04 0,79 ± 0,06** 0,68 ± 0,03 0,56 ± 0,07
р-глюкуронидаза, мкмоль/мин/г 1,12 ± 0,07 1,58 ± 0,05*** 1,37 ± 0,09** 1,23 ± 0,11
УДФ-гтф, мкмоль/мин/г 2,97 ± 0,14 4,77 ± 0,08*** 4,17 ± 0,07"* 3,52 ± 0,17*
Гексуроновые кислоты, ммоль/кг 19,20 ± 0,70 26,74 ± 0,47*** 24,28 ± 0,69*** 22,11 ± 0,58**
Гексозы, ммоль/кг 152,7 ± 6,4 90,4 ± 4,7*** 120,6 ± 4,8 133,3 ± 5,1*
СОД, ед/мг белка 108,5 ± 11,0 344,9 ± 13,0"* 180,6 + 10,8*** 146,4 ± 10,3*
МДА, мкмоль/г 68,9 ± 7,74 172,3 ± 10,82*** 128,1 ± 8,80*" 102,1 ± 6,85"
Лактат, мкмоль/г 1,73 ± 0,07 5,19 ± 0,07*** 2,65 + 0,12*** 2,17 ± 0,10"
Пируват, мкмоль/г 0,13 ± 0,005 0,20 ± 0,01*** 0,16 ± 0,005*** 0,15 ± 0,006*
НАД7НАДН 682 342 544 622
Примечание. Здесь и в табл. 2 достоверные различия с контролем: * — р < 0,05; ** — р < 0,01;
■ р < 0,001.
рия. Животные были распределены на 4 группы по 20 крыс в каждой: 1-я группа (контроль) — интактные животные; 2-я — ингаляция оксидами азота в концентрации 4,3 мг/м3 (ПДК в атмосферном воздухе составляет 0,4 мг/м3) экспозиция 6 мин; 3-я — профилактическое введение амтизола в дозе 40 мг/кг за 30 мин до ингаляции оксидами азота с последующей ингаляцией в течение 6 мин; 4-я — профилактическое введение элеутерококка в течение 3 нед с последующим введением амтизола за 30 мин до ингаляции оксидами азота и с последующей ингаляцией в течение 6 мин. Животных выводили из эксперимента декапитацией через 60 мин после экспозиции оксидами азота. Водный комплекс полифенолов из элеутерококка (предварительно освобожденный от спирта путем упаривания в вакууме аптечный экстракт) вводили внутрижелудочно в количестве 100 мг/кг массы тела. Доза в 100 мг/кг общих полифенолов соответствует известной терапевтической дозе для полифенольных гепато-протекторов [2]. Аналогичная доза для комплекса полифенолов из элеутерококка эквивалентна 5 мл/кг его спиртового экстракта и разработана как стресс-протек-тор [1]. В гомогенатах печени определяли концентрации пирувата, лактата, активность ферментов, осуществляющих детоксикацию ксенобиотиков: (3-глюкозидазы (КФ 3.2.1.21), р-галактозидазы (КФ 3.2.1.23), р-глюкуронида-зы (КФ 3.2.1.31) [11, 13], уридиндифосфат-глюкуронил-трансферазы (УДФ-гтф; КФ 2.4.1.17) [7]. Концентрации гексуроновых кислот и гексозы определяли по методу [11]. Антиоксидантную систему печени исследовали по активности супероксиддисмутазы (СОД; КФ 1.15.1.1)
[15]. Перекисное окисление липидов определяли по концентрации малонового диальдегида [5]. Соотношение НАД+/НАДН определяли по концентрациям пирувата и лактата. Хроматографическое распределение нейтральных липидов и их количественное определение проводили методом одномерной тонкослойной хроматографии
[16]. Выживаемость животных (количество выживших животных в течение 24 ч после ингаляции) рассчитывали по методу [6].
Выживаемость животных после ингаляции оксидами азота составляла 16%, тогда как предварительное введение амтизола повышаю выживаемость до 50%, а совместное введение элеутерококка и амтизола способствова-
ло выживаемости 80% животных. При исследовании активности лизосомальных ферментов р-глюкозидазы (мембраносвязанного) и р-галактозидазы (цитозольного) в печени крыс 2-й группы (ингаляция оксидами азота) отмечалось увеличение в 1,5—2 раза (табл. 1). Это свидетельствует о повышении проницаемости мембран ли-зосом и выходе ферментов из органелл, что обусловлено образованием высокоактивных нитрат- и нитрит-ионов, супероксидных радикалов, пероксинитритов, в связи с чем оксиды азота относятся ко 2-му классу опасности. Факт увеличения активности УДФ-гтф на 61% (р < 0,001) и уровня гексуроновых кислот на 39% (р < 0,001) определяет активацию защитных механизмов организма, в частности, детоксикационной функции печени. Снижение количества гексоз в печени на 41% (р < 0,001) обусловлено стрессовой реакцией на токсикант, которая проявляется в активации гликогенолиза и высвобождения глюкозы. Далее глюкоза используется для синтеза гексуроновых кислот, а также окисляется в каскаде реакций анаэробного и аэробного гликолиза (реакции детоксикации протекают с участием восстановленных никотинамидных эквивалентов, которые образуются при метаболизме глюкозы). Увеличение активности Р-глюкуронидазы на 41% (р < 0,001) является негативным фактором, так как происходит расщепление глюку-ронидов, и ксенобиотики обратно поступают в кровь (явление кишечно-печеночной циркуляции ксенобиотика).
Анализ изменений параметров липидного обмена печени (табл. 2) показал, что воздействие оксидов азота формирует в организме экспериментальных животных типичную картину окислительного стресса, тканевой гипоксии и развитие токсического гепатита. Это проявлялось в увеличении содержания триацилглицеринов (ТАГ) на 53% (р < 0,001) за счет их ресинтеза из жирных кислот и глицерина, мобилизуемых при липолизе из жировой ткани в ответ на стрессовую реакцию и выброс в кровь катехоламинов. Увеличение уровня холестерина (ХС) на 28% (р < 0,001) можно объяснить активацией его синтеза из ацетилкоэнзима-А. При стрессе происходит избыточное образование ацетата из жирных кислот в связи с усилением их распада и подавлением синтеза. Достоверное уменьшение содержания эфиров жирных
Таблица 2
Влияние элеутерококка и амтизола на содержание нейтральных липидов в печени крыс при поражении оксидами азота (М ± ш), усл. ед.
Биохимический параметр
1-я группа
2-я группа
3-я группа
4-я группа
ТАГ
СЖК
ЭЖК
ХС
ЭХС
Остаточная фракция
14,70 + 0,43 22,00 ± 0,35 14,12 ± 0,16 14,65 ± 0,22 15,33 ± 0,46 19,20 ± 1,23
22,48 ± 0,81"* 25,54 ± 0,56"* 10,40 + 0,38*** 18,79 ± 0,32"* 9,28 ± 0,13"* 13,51 ± 0,61
20,32 ± 0,80*** 24,82 ± 0,65** 11,16 ± 0,58*" 16,18 ± 0,46** 12,61 ± 0,24*** 14,91 ± 0,78
18,65 ± 0,49*** 23,27 ± 0,48* 12,32 ± 0,61* 15,83 ± 0,39* 13,92 ± 0,45* 16,01 ± 0,53
71
№ 1
2008
кислот (ЭЖК) на 26% {р < 0,001) и эфиров холестерина (ЭХС) на 40% (р < 0,001) свидетельствует о нарушении этерифицирующей функции печени, а также синтеза и катаболизма липопротеинов. Отмечены активация реакций перекисного окисления липидов (ПОЛ) и формирование тканевой гипоксии. Это подтверждается достоверным возрастанием малонового диальдегида в печени в 2,5 раза, лактата — в 3 раза, пирувата — на 50% и снижением соотношения НАД+/НАДН в 1,5 раза.
Введение амтизола до ингаляции оксидами азота животным 3-й группы сопровождалось менее выраженными, чем у животных 2-й группы, отклонениями от контроля изученных биохимических параметров. Так, активность Р-глюкозидазы, (З-галактозидазы, р-глюкуронида-зы и УДФ-гтф была увеличена соответственно на 55, 19, 22 и 40% (р < 0,01—0,001), что свидетельствует о наличии радикальных реакций и активации II фазы детоксикации ксенобиотиков. Также оставалась повышенной активность СОД (на 66%; р < 0,001). Содержание гексуроно-вых кислот печени было выше относительно контроля на 26% (р < 0,001), т. е. активировалась система глюкуро-нидной коньюгации. Уровень гексоз был несколько ниже, чем в контроле, но в то же время на 33% выше, чем во 2-й группе. В то же время оставался высоким уровень лактата (на 53% выше контроля) и сниженным соотношение НАД7НАДН (на 20%), т. е. тканевая гипоксия сохранялась, но была менее выраженной, чем у животных 2-й группы.
Характеризуя липидный обмен печени следует отметить, что введение амтизола не снимало жировую инфильтрацию. Это проявлялось в достоверном увеличении ТАГ на 38% (р < 0,001) и свободных жирных кислот (СЖК) на 13% (р < 0,01). Кроме того, показатели этерифицирующей функции печени (ЭЖК и ЭХС) были достоверно снижены на 21 и 11% (р < 0,001) соответственно. Также активным было перекисное окисление липидов, что подтверждается высоким уровнем малонового диальдегида МДА (на 86%; р < 0,001). Следовательно, амтизол полностью не снимал токсические проявления оксидов азота, а только несколько уменьшал выраженность эффекта.
У крыс 4-й группы, получавших элеутерококк и амтизол, изученные биохимические параметры печени были более близки к таковым в контроле. Так, активность мембраносвязанного фермента лизосом р-глюкозидазы была выше контроля на 23% (р < 0,05), а активность ци-тозольных р-галактозидазы и р-глюкуронидазы нормализовалась. Содержание гексуроновых кислот было выше контроля на 15% (р < 0,01), а количество гексоз печени было снижено на 12% {р < 0,05). В то же время при сравнении этой величины с таковой во 2-й группе отмечался более высокий уровень гексоз в печени как при введении амтизола (на 33%; р < 0,001), так и амтизола с элеутерококком (на 48%; р < 0,001). Величина лактата была выше контроля на 16% (р < 0,01), а соотношение НАД7НАДН - на 10%.
В 4-й группе крыс липидный обмен печени сохранялся в большей степени, чем в 3-й группе. Так, количество ТАГ было выше на 27% (р < 0,001), СЖК на 6% (р < 0,05), а ЭЖК и ЭХС снижено на 10-13% (р < 0,05). Количество ХС было увеличено на 8% (р < 0,05).
Таким образом, антигипоксант амтизол, обладая мембраностабилизирующим эффектом [14], по-видимо-му, снимал опасность глубокого нарушения функционального состояния главного органа детоксикации — печени. Введение элеутерококка увеличивало эффективность амтизола, что подтверждается более высокой выживаемостью животных. Биохимический механизм этого феномена в значительной мере обусловлен непосредственным участием входящих в состав элеутерококка полифенолов, которые обладают протонофорными свойствами (снятие гиперпротонемии) и могут выступать в качестве самостоятельной окислительно-восстановитель-ной системы (фенол-семихинон-хинон). Известно, что растительные полифенолы имеют способность улавли-
вать свободные оксигенные и пероксильные радикалы, образуя при этом относительно стабильный феноксил-радикал [18]. В этой системе важная роль отводится нестойкому семихинонному радикалу, играющему роль "ловушек" для реакционноспособных радикалов [17]. Также следует отметить, что растительные полифенолы активируют реакции глюконеогенеза из лактата [10], что объясняет феномен более высокой концентрации гексоз в печени животных 4-й группы, чем у животных 3-й группы. Сохранение этерифицирующей функции печени может быть обусловлено активацией полифенолами ле-цитин-холестеринацилтрансферазы (ЛХАТ) [4], которая катализирует перенос жирных кислот с лецитина на холестерин с образованием его эфиров и поступлением в гепатоцит возросшего потока этерифицированного холестерина.
Выводы. 1. Ингаляция оксидами азота в концентрации 4,3 мг/м3 сопровождается напряжением системы детоксикации ксенобиотиков в печени, развитием тканевой гипоксии, жировой инфильтрации и ухудшением ее этерифицирующей функции.
2. Антигипоксант амтизол и растительный полифе-нольный препарат элеутерококк повышают выживаемость животных при интоксикации оксидами азота.
3. Предварительное введение антигипоксанта амтизола до ингаляции способствует меньшему поражению функциональных систем печени.
4. Предварительное введение элеутерококка и последующее введение амтизола в большей степени обладали защитным эффектом на антитоксическую функцию и липидный метаболизм печени, чем таковое при введении только амтизола.
5. Применение элеутерококка в ежедневной диете или в составе продуктов питания (элеутерококковый сахар, столовые воды с элеутерококком и др.) позволит решить проблему выживания в районах возможных техногенных катастроф и экологически неблагоприятных регионах.
Литература
1. Брехман И. И. Элеутерококк. — Л., 1968.
2. Венгеровский А. И., Маркова И. В., Саратиков А. С. // Ведомости фарм. комитета. — 1999. — № 2. — С. 9-12.
3. Галушкина Л. Р., Морозов Ю. В. // Фармация. — 1993. - № 2. - С. 30-33.
4. Гаскина Т. К, Курилович С. А., Горчаков В. Н. // Вопр. мед. химии. - 1989. - Т. 35., № 4. - С. 24-28.
5. Гончаренко М. С., Латинова А. М. // Лаб. дело. — 1985. - № 1. - С. 60-61.
6. Жангелова М. Б. Медиаторные процессы при отеке легких: Автореф. дис. ... д-ра мед. наук. — Л., 1988.
7. Кокаровцова М. Г., Якушко В. Е., Кузьминская У. А. // Лаб. дело. - 1977. - № 3. - С. 179.
8. Кропотов А. В. Экспериментальный отек легких и его фармакопрофилактика антигипоксантами: Автореф. дис. ...д-ра мед. наук. — СПб., 1997.
9. Куценко С. А. Основы токсикологии. — М., 2002.
10. Кушнерова Н. Ф., Спрыгин В. Г., Фоменко С. Е., Рах-манин Ю. А. // Гиг. и сан. — 2005. — № 5. — С. 17-21.
11. Меркурьева Р. В., Билич Г. Л., Нарциссов Р. П. Биохимические и цитохимические методы определения активности ферментов и ферментных^ систем различной клеточной локализации. — Йошкар-Ола, 1982.
12. Недоспасов А. А., Беда Н. В. // Природа. — 2005. — № 7. - С. 35-42.
13. Покровский А. А., Кравченко Л. В., Тутельян В. А. // Биохимия. - 1971. - Т. 36, № 4. - С. 690-696.
14. Рахманин Ю. А., Кропотов А. В., Кушнерова Н. Ф., Веселков О. В. // Гиг. и сан. — 1998. - № 2. -С. 34-37.
15. Чумаков В. Н., Осинская Л. В. // Вопр. мед. химии.
- 1977. - № 5. - С. 712-716.
16. Amenta J. S. // J. Lipid Res. - 1964. - Vol. 5. - N 2.
- P. 270-272.
17. Flavonoids in Health and Disease / Eds C. A. Rice-Evance, S. L. Packer -New York, 1998.
18. Packer L., Rimbach G., Virgili F. // Free Radio. Biol. Med. - 1999. - Vol. 27., N 5-6. - P. 704-724.
19. Sanz M. J., Ferramliz M. L., Cejudo M. et al. // Xeno-biotica. - 1994. - Vol. 24.,N 7. - P. 689-699.
Поступила 08.02.07
Summary. Experimental studies were conducted on 4 groups of animals, each containing 20 rats: 1) intact animals (control); 2) the animals given inhaled nitric oxide al a concentration of 4.3 mg/m3 for 6 min; 3) those were prophylac-tically administered amtizole (40 mg/kg 30 min before in-
halation of nitric oxide with further 6-min inhalation; 4) those receiving Eleutherococcus for 3 weeks, followed by amtizole administration 30 min before nitric oxide inhalation and with further 6-min inhalation. After nitric oxide inhalation, animals' survival was 16%; the preadmmistration of amtizole enhanced the survival up to 50%; co-administration of Eleutherococcus and amtizole contributed to 80% survival. Inhalation of nitric oxides at a concentration of 4.3 mg/m3 resulted in the impairment of hepatic xenobiotic detoxification system, the development of tissue hypoxia, fatty infiltration, and deterioration of hepatic etherifying function. Preadministration of the antihypoxant amtizole prior to inhalation favored less hepatic dysfunction. Preadministration of Eleutherococcus and further amtizole administration have a protective effect on hepatic antitoxic function and lipid metabolism.
© КОЛЛЕКТИВ АВТОРОВ, 2008 УДК 614.777:579.681-078-092.9(470.55) '
Е. А. Пряхин, ГА. Тряпицына, В. А. Яшенев, А. Л. Бурмистрова, С. С. Андреев, Е. В. Сафонова, Л. В. Дерябина, И. А. Коломиец, К. С. Чернов
ОЦЕНКА ТОКСИЧЕСКИХ СВОЙСТВ ЦИАНОБАКТЕРИЙ ШЕРШНЕВСКОГО ВОДОХРАНИЛИЩА ЧЕЛЯБИНСКОЙ ОБЛАСТИ
ГОУ ВПО Челябинский государственный университет
Шершневское водохранилище является единственным источником хозяйственно-питьевого водоснабжения Челябинска и городов спутников, а также водоемом, который используется в рекреационных целях. Шершневское водохранилище расположено на р. Миасс в среднем ее участке. Длина водохранилища при нормальном подпорном уровне (НПУ) 18 км, средняя ширина 1,6 км, площадь водного зеркала 39,1 км2, объем при НПУ 176 млн м3. В настоящее время вода после очистки сосновскими водоочистными сооружениями соответствует требованиям ГОСТа Р 51232-98 "Питьевая вода" и СанПиНа 2.1.4.1074—01 "Питьевая вода. Гигиенические требования к качеству воды централизованных систем питьевого водоснабжения. Контроль качества". Однако эти нормативные документы не предусматривают оценку содержания цианотоксинов в питьевой воде. До настоящего времени не проводили токсикологические исследования по оценке влияния цианобактерий Шершневского водохранилища на животных и человека. Вместе с тем на сегодняшний день накопилось достаточно большое количество фактических материалов о токсическом воздействии цианобактерий на млекопитающих и человека [6, 8], и проблема определения безопасных для здоровья населения уровней содержания цианотоксинов в питьевой воде и продуктах питания отнесена ВОЗ к одной из приоритетных [8].
В связи с этим цель нашего исследования — определение токсических свойств цианобактерий Шершневского водохранилища.
Исследования были проведены при поддержке Министерства по экологической и радиационной безопасности Челябинской области.
Исследования были выполнены на самцах и самках мышей линии СВА и белых беспородных мышей, а также на самках крыс линии Вистар неинбредного разведения. Возраст мышей составлял 2 мес, масса тела 18—20 г. Возраст самок крыс составлял 2,5 мес, масса животного 130—150 г. Оценку раздражающего действия на кожу и глаза проводили на самках кроликов-альбиносов, возраст которых на момент проведения тестирования составлял 5—6 мес, масса тела равнялась 2—2,2 кг. Всего использовано 550 мышей СВА, 80 белых беспородных мышей, 25 самок крыс, 6 кроликов.
Отбор цианобактерий и пробоподготовку осуществляли согласно руководству [8]. Цианобактерии собирали из поверхностных слоев воды Шершневского водохрани-
лища с помощью фитопланктонной сети. В лабораторных условиях определяли родовой состав. Полученный материал замораживали, затем высушивали в термостате при температуре 45°С, растирали в агатовой ступке в мелкий порошок. Далее проводили экстракцию цианотоксинов из проб с применением метанола: 0,85 г пробы смешивали с 20 мл 75% метанола, выдерживали 1 ч, отбирали супернатант. Остаток снова смешивали с метанолом и выдерживали 12 ч; процедуру повторяли 3 раза. Метанольную вытяжку, полученную в 4 процедурах, сливали в одну емкость, высушивали в термостате при температуре 45°С. Из сухого остатка на физиологическом растворе готовили рабочий раствор, концентрация которого соотносилась с определенным количеством сухой массы цианобактерий при помощи коэффициента пересчета.
При оценке острой токсичности пробы цианобактерий вводили животным внутрибрюшинно. Длительность наблюдения за животными составляла 14 сут после введения. Проводили вскрытие животных, погибших в течение 14 сут, часть выживших животных забивали через 2 нед., а другую часть через 2 мес. Животных вскрывали, проводили макроскопическое исследование.
Для установления статистических параметров токсичности проб вычисляли ЛД50, ошибку и 95% доверительный интервал с помощью метода пробит-анализа по Личфилду [1,3]. Степень токсического воздействия цианобактерий на организм оценивали согласно классификации, предложенной Ь. А. 1^угоп [7].
Оценку раздражающего действия цианобактерий на кожу проводили в соответствии с протоколом [4]. 500 мг сухой массы цианобактерий смачивали физиологическим раствором и апплицировали на кожу. Площадь аппликации составляла 6 х 2 см, продолжительность воздействия — 4 ч. По окончании воздействия вещество удаляли с помощью воды. Обследование животных проводили сразу после удаления, через 1 ч и через 1, 2, 3, 4, 5 сут после завершения экспозиции. Контролем служили неапплицированные участки кожи. Степень раздражения определяли в соответствии с классификацией реакции кожи [4]. При оценке раздражающего воздействия цианобактерий на глаза пробу готовили в объеме 0,1 мл, которая соответствовала метанольной вытяжке из 100 мг сухих цианобактерий. Пробу закапывали в конъюнкти-вальный мешок одного глаза каждого животного. Другой
73
Iii 2008
