CC BY
16роль играет стерический фактор, насыщенность связей и геометрия молекул растворителя, которые индекс Гильденбранда не учитывает.
ЛИТЕРАТУРА
1. Chandrasekhar S. Liquid Crystals of Disklike Molecules // Advances in Liq. Cryst. 1982. V. 5. P. 47-78.
2. Усольцева Н.В. и др. // Изв. вузов. Химия и хим. технология. 1998. Т. 41. Вып. 6. С. 36-40.
3. Lydon J. // Handbook of Liquid Crystals / Ed. by D. Demus, J. Goodby, G.W. Gray, H.-W. Spiess and V. Vill. 1998. V. 2B. Chap. XVIII. P. 981-1007.
4. Maiti P.K. et al. // Liq. Cryst. 2002. № 5. P. 619-626.
5. Usol'tseva N. et al. // 6th International Symposium on Metallomesogens, 10-13 June 1999, Rotenburgh a.d. Fulda, Germany. P. 88-89.
6. Смирнова А.И. и др. // Изв. РАН. Сер. хим. 2000. № 1. С. 129-136.
7. Usol'tseva N. et al. // Liq. Cryst. 1994. V. 16. № 4. P. 601-616.
Проблемная лаборатория жидких кристаллов
8. Голованов А.В., Казначеев А.В., Сонин А.С. //
Изв. РАН. Сер. физ. 1995. Т. 59. № 3. С. 82-89.
9. Kohne B., Praefcke K., Billard J. // Z. Naturfosch. 1986. № 41b. P. 1036-1044.
10. Kohne B., Praefcke K. // Angew. Chem. 1984. V. 96. P. 70.
11. CRC Handbook of Chemistry and Physics. A ready Ref. Book of Chem. and Phys. Data; 58th edition (1977-78) / Ed. Robert C. Weast. Ph.D. CRC Press. Inc. 2255 Palm Beach Lines Berd., Wesr Palm. Beach, Florida. 33409. P. C-726.
12. Neuling H.W. et al. // Z. Naturforsch. 1987. V. 42a. P. 631-635.
13. Usol'tseva N. et al. // SPIE, Liq. Cryst. Chem. and Structure. 1998. V. 3319. P. 338-342.
14. Praefcke K., Holbrey J.D., Usol'tseva N. // Mol. Cryst. Liq. Cryst. 1996. V. 288. P. 189-200.
15. Tschierske C. // J. Mater. Chem. 1998. V. 8. № 7. P. 1485-1508.
УДК 677.46/47;677.31.021
А.В. ЧЕШКОВА
ВЛИЯНИЕ ФЕРМЕНТОВ ЛИПАТИЧЕСКОЙ АКТИВНОСТИ НА КОНВЕРСИЮ ЛАНОЛИНА В ПРОЦЕССЕ ОБЕЗЖИРИВАНИЯ ШЕРСТЯНОГО ВОЛОКНА
(Ивановский государственный химико-технологический университет.)
Проведена сравнительная оценка влияния ферментов на обезжиривание шерстяного волокна в процессе ферментативной промывки (липазой Новозим Asp.orizae, протеа-зой Алкалаза Bac.subtilus и их смесью), поверхностно-активными веществами при рН 7,5 и мыльно-содовым раствором. Методом химическохо анализа и ИК-спектроскопии выявлены различия в деструктирующем действии липаз (рН 6,1) и щелочных растворов (рН 11,5) на ланолин шерстяного волокна. Установлено, что в процессе гидролиза ланолина с участием липатических ферментов специфика проявляется в стерическом эффекте, связанном с величиной ацильного остатка и его положением (а- или ß).
В процессе очистки и модификации шерстяных текстильных материалов требуется способность реагентов к специфическому воздействию на поверхность субстрата, не приводящая к существенному нарушению его структурных и прочностных характеристик, то есть тополитическая активность[1]. Очистка шерсти от природных загрязнений, таких как шерстяной воск, ланолин, жиропот, является одним из важных факторов модификации поверхности волокна в процессах первичной подготовки. Промытая шерсть должна содержать определенное количество природных жировых веществ, придающих волокну эластичность, на уровне 0,5-0,75%. Сильно
обезжиренное шерстяное волокно отличается низкой эластичностью и ломкостью, что приводит к существенному его укорочению в процессе формирования топса, пряжи, ткани. Большое содержание жиро-восковых веществ вызывает трудности при чесании и при последующем процессе крашения. Применяемые на фабриках первичной обработки шерсти методы промывки не всегда позволяют обеспечить требуемое качество шерстяного волокна: оно часто желтеет, теряет прочность вследствие неселективного воздействия химических реагентов на примеси.
В настоящей работе был исследован процесс промывки шерстяного волокна с использова-
нием промышленных ферментов, которые обладают селективной активностью по отношению к жировым веществам (Липолаза 100 Ь и Новозим 735) или протеолитической активностью ( Алкала-за 2,5 Ь). Эксперименты проводили на немытом грубом мериносовом шерстяном волокне, характеризующимся средней тониной 29,1-34мкм, содержанием грубых волокон (с тониной более 30мкм) до 30%, белизной 50,8 - 54,3%, желтизной 36,4 - 45,5%, содержанием жировосковых загрязнений на уровне 12,5-14,0 %.
Промывку осуществляли в растворах ферментов ( 0,2 % от массы обрабатываемого субстрата) при рН 6,1 при температуре 40-430С, модуле 1:50. Эти условия эксперимента моделировали процесс промывки в пятисекционной шерстомойной машине МП-5Ш [1]. Длительность пребывания волокна в моющем растворе варьировали от 10 до 60 минут. Сравнение эффективности действия ферментов осуществляли с образцами шерстяного волокна, промытыми мыльно-содовыми моющими растворами и растворами бинарных смесей ПАВ в соответствии с технологиями традиционно применяемыми на стадии первичной обработки волокна. Первичным критерием при поиске наиболее эффективных липаз для удаления жировых веществ и протеаз для модификации кератина шерсти явилась их высокая активность и стабильность в среде близкой к нейтральной. Но уже на начальных этапах исследования «нейтральных» ферментов было определено, что далеко не каждый из них во временных рамках, заданных действующим оборудованием, способен должным образом воздействовать на поверхность субстрата, а именно осуществлять эффективное обезжиривание шерстяного волокна и в тоже время минимально его повреждать [1,2].
Методом экстракции установлено, что содержание жировосковых загрязнений на волокне после промывки водой соответственно 6,63-9,36%. Из представленных в табл. 1 результатов видно, что максимальную степень удаления жировоско-вых загрязнений обеспечивает промывка мыльно-содовым раствором и композиционные составы липазы и протеазы. Несколько уступает этим результатам промывка с ПАВ, где степень удаления жировосков за 10 минут составляет 70%, что на 12% меньше, чем при промывке мыльно-содовым раствором.
При промывке с липазой степень удаления жировосков сопоставима с результатами промывки с ПАВ и остаточное содержание загрязнений за 10 мин составляет 2,38%. Промывка с протеазой не обеспечивает эффективное удаление загрязнений в
течение 10 мин. Тем не менее, остаточное содержание жировосков при промывке в течение 60 мин составляет 2,47%, что соответствует удалению загрязнений на уровне 73,6%. По всей видимости, обезжиривание шерстяного волокна при промывке протеа-зами происходит за счет повреждения чешуйчатого слоя, а удержание перешедших в раствор липидов -посредством образования комплексов или коллоидных частиц с белковыми молекулами фермента, которые в этом случае выступают в качестве ПАВ. Определенный вклад в обезжиривание шерстяного волокна при участии протеаз вносят реакции, приводящие к нарушению бимолекулярной липидной прослойки за счет гидролиза включенных в нее белковых веществ кератиновой природы.
Таблица 1.
Результаты обезжиривания шерстяного во-
локна в процессе промывки.
ТВВ Содержание жировосковых загрязнений, %
10 минут* 60 минут
Контрольный опыт, промывка 6,63-9,36 5,85
водой
Сульфанол, Превоцелл, рН 7,5 2,91 1,11
Мыльно -содовый раствор, рН 9 1,64 0,61
Липаза, рН 6,1 2,38 1,26
Протеаза, рН 6,1 8,19 2,47
Композиция липазы и протеазы 1,05 0,65
Селективность действия Алкалазы на вещества белковой природы подтверждают результаты химического анализа ланолина, подвергнутого обработке с использованием данного фермента (табл.2).Реакцию гидролиза ланолина проводили при соотношении субстрата и воды 1:1, из расчета, что концентрация фермента составляла 0,2% от массы субстрата. После расслоения смеси и отделения водной фракции осуществляли отбор проб субстрата для химического анализа.
В процессе ферментативного гидролиза при участии липаз происходят существенные преобразования ланолина, характеризующиеся снижением точки плавления с 37,2 до 34,20С, эфирного, кислотного числа. Уменьшение кислотного числа модифицированного ланолина можно отнести за счет того, что часть жирных кислот переходит в водную фракцию. Изменение температуры плавления ланолина, гидролизованного при участии липаз, по всей видимости, является следствием накопления в нем растворимых примесей- кар-боновых кислот, ди- и моноглицеридов . По своей природе карбоновые кислоты обладают свойствами неионогенных ПАВ и удерживаются в твердой фракции за счет растворения (сольватации) или посредством микрокапсулирования.
Таблица 2.
Результаты химического анализа нативного и модифицированного ланолина.
Способ Кислотное число, Число омыле- V > Йодное число, Эфирное Температура
гидролиза мг КОН ния, мг КОН/г % число плавления, ОС
Исходный субстрат 7,17 36,39 43,93 29,22 37,8
Щелочной (рН 11,5) 2,24 5,60 29,73 3,36 37,2
При участии липазы (рН 6,1) 3,13 11,20 31,61 8,07 34,2
При участии протеазы 7,04 36,4 38,03 29,16 37,8
При щелочном гидролизе ланолина температура плавления его практически не снижается, что является, вероятно, следствием того, что в модифицированном ланолине жирные кислоты, образуемые в результате щелочного гидролиза , переходят в натриевые соли жирных кислот, которые легко экстрагируются водой. Более низкое содержание свободных жирных кислот в ланолине, подвергнутом щелочному гидролизу, подтверждается изменением кислотного числа и числа омыления по сравнению с нативным ланолином с 36,4 до 5,6 мг КОН/г.
В исходном субстрате (ланолине), как и ожидалось, эфирных связей больше, чем в гидро-лизованных субстратах. Можно видеть, что гидролиз триглицеридов в условиях высокой щелочности происходит более эффективно. Так, эфирное число ланолина после щелочного гидролиза составляет 3,36, а после ферментативного гидролиза 8,07. По содержанию ненасыщенных жирных кислот, характеризуемых показателем йодного числа, ланолин после ферментативного и щелочного гидролиза практически не отличается, что указывает на низкую специфичность используемой ли-полазы по отношению к насыщенным и ненасыщенным ацильным остаткам в триглицеридах ланолина. Если учесть, что ненасыщенность преимущественно локализована в ацильном фрагменте, при р-атоме в глицериновом остатке, то наблюдаемые результаты повышенной устойчивости высокомолекулярных ацильных остатков по сравнению с низкомолекулярными можно отнести также за счет их преимущественно положения в р-положениях, а низкомолекулярные в более доступных а-положениях глицеринового фрагмента. Этот вывод подтверждается результатами газожидкостной хроматографии (рис.1). Индентифи-кация пиков на хроматограмме проводилась по эталонным образцам чистых карбоновых кислот.
Как следует из хроматограммы, в исходном ланолине практически не содержатся низкомолекулярные легколетучие и растворимые в воде карбоновые кислоты с числом атомов углерода С1-С6, преимущественно присутствуют кислоты с
числом атомов углероды С8-С10 (каприловая, капроновая и др.), нерастворимые в воде, а также карбоновые кислоты с числом углеводородных атомов С12-С18. В составе кислот доминируют насыщенные карбоновые кислоты (рис.1 кривая 2, таблица 3). Полученные результаты позволяют сделать вывод о специфике действия исследуемой липазы по ацильному радикалу с числом углеводородных атомов менее 14-ти. Это выражается в том, что действие липатических реагентов направлено в первую очередь на гидролиз низкомолекулярных ацильных групп [2]. Как следствие этого, в продуктах реакции модификацифированного ланолина преобладают высшие ацильные остатки.
Рис. 1. Хроматограмма ланолина шерстяного волокна: 1 - исходный немодифицированный ланолин;
2 - после модификации липазой.
Таким образом, выявлено влияние сте-рических факторов на гидролитическую устойчивость ацильных фрагментов в ланолине к действию исследуемой липазы А8р.оп7ае (Новозайм) в зависимости как от величины (молекулярной мас-
сы или числа углеродных атомов) ацильных остатков, так и их доступности (а или в - положение). Жирнокислотная и позиционная специфичность исследуемой липазы является причиной неполной степени обезжиривания шерстяного волокна в процессе промывки (табл.1).
Полученные ИК-спектры нативного и модифицированного ланолина (рис. 2) позволяют идентифицировать полученные в результате гидролиза соединения. Используемый метод суспензий для получения данных ИК-спектров, ввиду ряда недостатков, связанных с трудностью контроля толщины слоя и плотности образца, может удовлетворять требованиям только качественного и полуколичественного анализа.
О прохождении реакций гидролитического расщепления сложноэфирной связи при участии липаз свидетельствует снижение значений относительной оптической плотности при 1050 и 1735 см-1. Полоса поглощения при 1735 см-1, соответствующая валентным колебаниям карбонильной группы в эфирах, наиболее интенсивна в немодифициро-ванном ланолине. Отличительной характеристикой спектральных кривых поглощения для образцов гидролизованного ланолина является отсутствие пиков в низкочастотной области. На спектрах ланолина четко проявляются полосы поглощения при 625, 841, 800, 881 см-1, отвечающие поглоще-
Расчетные результаты содержания высших ж: ланолине по данным газо
нию ароматических соединений, придающих ланолину окраску, например таких как каротиноиды, госсипол, метионин, меланиноподобные вещества. Снижение интенсивности данных полос свидетельствует об уменьшении концентрации веществ ароматической природы в субстрате за счет их удаления в процессе гидролиза [2,3 ].
Пропускание osssssassä Miphatic Acetate Ester» л/ 3500 3000 Л 2500 2000 1500 /Т ( 1000 500
Волновое число (см-1)
350 -300- § 250 f 200 " 150100 l 3500 3000 \ I f 2500 2000 Волновое число (см-1) А 1500 /V б) 1000 500
Рис. 2. ИК-спектры: после ферментативного гидролиза липазой А8р.опгае.
Работа выполнена при финансовой поддержке Гранта Минобразования Т- 02-10.2-1984.
Таблица 3.
ных кислот в нативном и модифицированном дкостной хроматографии.
Высшая жирная кислота Отношение площадей пиков
Исходный субстрат* Субстрат модифицированный липазой* Исходный субстрат ** Субстрат модифицированный липазой**
Насыщенные высшие жирные кислоты
Каприновая (С10) 1,30 1,4 1,47 0,41
Лауриновая (С12) 1 1 1 1
Миристиновая (С14) 4,39 10,84 4,62 30,91
Пальмитиновая (С16) 5,77 11,12 6,87 36,42
Стеариновая (С18) 3,38 6,69 5,74 29,57
Ненасыщенные высшие жирные кислоты
Деценовая (С10) 1,39 0,86 1,56 1,57
Миристолеиновая (С14) - 4,28 3,43 20,47
Пентадециловая (С15) 1,95 8,79 2,21 31,95
Гексадециловая (С16) 4,53 7,83 6,07 26,45
Гептадециловая (С17) 3,36 8,97 3,64 26,18
* Верхняя фракция, растворимая в гептане.
** Нижняя фракция, растворимая в щелочи. Площадь пика лауриновой кислоты принята за стандарт 8х/8 пика лауриновой кислоты=1.
ЛИТЕРАТУРА
1. Филлипович Ю.Б.Основы биохимии.-М.:Высшая школа.1993.-93 с.
2. Михайлова С.Л., Чешкова А.В., Шибашова С.Ю.
Кафедра химической технологии волокнистых материалов
Изв. вузов. Технология текстильной пром-сти. Иваново.2001.№3.С.52-55. 3. Збинден 3.Р. Инфракрасная спектроскопия высо-кополимеров. Изд. Мин., М.:1966.С.317.
