CC BY
5
УДК 613.632:547.559.49]-07:616.831-008.939:577.112.382.4]-073.916 + 615.917:547.559.49].015,42:616.831-008.3:577.1 12.382.4
Е. В. Спицын, А. Д. Павлов, Е. Ф. Морщакова, Л. В. Крохотина
ВЛИЯНИЕ ЭТИЛМЕРКУРХЛОРИДА НА СКОРОСТЬ
ВКЛЮЧЕНИЯ [1-иС]-ЛЕЙЦИНА В БЕЛКИ СУБКЛЕТОЧНЫХ ФРАКЦИЙ ГОЛОВНОГО МОЗГА, ПЕЧЕНИ И ПОЧЕК КРЫС
Пензенский институт усовершенствования врачей; Рязанский медицинский институт
Широкое применение ртутьорганических соединений в различных отраслях народного хозяйства, а также возможность их образования в природе из неорганических соединений ртути требуют дальнейшего всестороннего изучения механизмов их повреждающего действия, что имеет большое значение при разработке эффективных мер профилактики и лечения отравлений.
Данные литературы о влиянии ртутьорганических соединений на процессы биосинтеза белков противоречивы. В одних работах показано угнетающее влияние их на синтез белков [3, 4, 8, 10], в других — активирующее действие [7, 9].
Нашей задачей йви.юсь изучение влияния одного из наиболее токсичных ртутьорганических соединений — этил-меркурхлорида — на скорость биосинтеза белков в эксперименте.
Опыты проведены на белых крысах-самцах массой 160—200 г. Выполнено 5 серий исследований (в каждой на 6—10 животных). Этилмеркурхлорид вводили перорально ежедневно в водном растворе в дозе 2 мг/кг С/20 ЬО50) в течение 15 (I серия), 30 (II) и 45 (III серия) дней и в дозе 1 мг/кг ('/«о Ь05с,) в течение 60 дней (IV серия); V серия служила контролем. Голодавшим на протяжении 24 ч животным за час до умерщвления вводили внутри-брюшинно [1-14С)-лейцин с удельной активностью 51 — 53 мКи/ммоль в дозе 25 мкКи на 100 г массы тела. Под эфирным наркозом вскрывали брюшную стенку крыс, собирали кровь из брюшной аорты, холодным физиологическим раствором промывали через венозную систему печень и почки, извлекали головной мозг, печень и почки и помещали их в холодный изотонический раствор хлористого натрия. При 4 °С готовили 10 % гомогенаты исследуемых органов в сахарозе и методом дифференциального центрифугирования выделяли ядерную, митохондриальную и постмитохондриальную фракции. Белки полученных фракций осаждали 10 % раствором трихлоруксуснон кислоты, экстрагировали липиды этанолом, смесыо этанол — эфир (1:3), метанол—эфир (1:3) и эфиром, растворяли в 3 % щелочи и определяли концентрацию белка микробиу-ретовым методом. Количество раствора с содержанием белка 1 мг переносили в пробирку, осаждали белки гри-хлоруксусной кислотой и количественно переносили на стекловолокпистые фильтры СР/С, промывали 5 % тркхлор-уксусиой кислотой, спиртом и эфиром, высушивали при 40 °С и считали активность белковых препаратов на счетчике БЬ-ЗО фирмы «1п1ег1ес11шчие» (Франция) с жидким сцинтиллятором «игшо1уе-1». Изменения активности белков субклеточных фракций у животных опытных серий выражали в процентах :•< контролю (см. таблицу).
Как показали исследования, имеется определенная зависимость активности белков от дозы этилмеркурхлорида и длительности его воздействия. При 15-дневной интоксикации отмечено достоверное повышение активности белков ядерной фракции лишь в почках, а при 30-дпевпой — в печени и почках. При 45-дневном воздействии в период выраженных неврологических и общетоксических явлений наблюдалось снижение активности белка в головном мозге на 16,4 %. В почках активность белка соответствовала уровню 30-дневной затравки. Результаты эксперимента согласуются с данными литературы о высокой скорости накопления органических соединений ртути в ядрах клеток экспериментальных животных [6, 11]. Влияние ртути на процессы синтеза ядерных белков можно рассматривать
как одно из проявлений механизма реализации токсического эффекта, а также активации процессов детоксикации [5]. При 60-дневной интоксикации наблюдались более выраженная активация включения лейцина в почках (94,1 %) и тенденция к усилению включения в головном мозге и печени (16,2 и 14,2%)-
При исследовании белков митохондрнальных фракций отмечено увеличение скорости включения лейцина в органах животных, подвергавшихся 15-дневной интоксикации: в почках на 41,8%, в мозге и печени на 15,5 и 11,3% соответственно. При 30-дневной затравке наблюдалась еще большая активация в почках и печени (на 92,2 и 101,3 %), а при 45-дневной затравке — в мозге (на 27,9%). В печени активность оставалась на уровне 30-дневной затравки (97,8 %). Результаты исследований согласуются с данными оценки энергетического обмена при интоксикации этилмеркурхлоридом [2]. По показателям активности сук-цинатдегидрогеназы. цнтохром-с-оксидазы, пируваткнназы и концентрации пирувата, лактата и цитрата в органах животных выявлено нарушение энергетического обмена с преимущественным подавлением его аэробной фазы. Усиление синтеза ферментов энергетического обмена является защитным механизмом по восполнению инактивяровапных ферментов и восстановлению энергетического потенциала клетки.
Наиболее резко повышается скорость включения лейцина в белки митохондриальных фракций при 60-дневной затравке в дозе 1 мг/кг (в мозге до 83,5 %, печени до 114,2% и почках до 170,1 %).
В постмитохондриальной фракции скорость включения лейцина увеличивалась на 30-й день в мозге и почках (на 16,5 и 83,8%), на 45-й день снижалась в мозге до уровня контроля и в почках до 53,2 %. В другие сроки интоксикации имелась тенденция к усилению включения лейцина. Наибольшая скорость включения установлена при длительном (60 диен) введении этилмеркурхлорида в дозе 1 мг/кг — до 23,6 % в мозге и 104,2 % в почках. Более чем трехкратное увеличение активности глюкозо-6-фосфат-
Влияние этилмеркурхлорида на скорость включения [1-14С]-лейцина в белки субклеточных фракций головного мозга, печени и почек крыс
к Активность белков, % к контролю
та п мозг печень почки
о СС ■ X = X X
й) х . X X ж • X
Ч о. . л Я о. . - =* о. . л э
о =: х « О ^ 5 « о ч х
X X н та та X X с. X н го го
к о X й 5.-е- X 5 X К £-в
к та о £ =г щ с. о С та о («
41 < X о о 2 « X о о 2 X о о 2
О « г к 3 с X х № ** с: х х
I 0,2 15,5 —3.6 3.8 11.3 ■/7.5 41.3 41,8 26.0
Р >0,05 >0,05 >0,05 >0,05 >0.05 >0,05 >0. 05 <0.05 >0,05
I I —2.4 15,5 16,5 27,6 101,3 22,2 70. 1 92,2 83.8
Р >0,05 >0,05 <0,05 >0,05 <0,05 >0.05 <0.05 <0,05 <0,05
I I 1 — 16.4 27.9 -6,0 2,2 97.8 —2.3 78,3 69.9 53.2
Р <0,05 <0.05 >0 05 >0,05 <0.05 >0,05 <0, 05 <0.05 <0,05
IV 16.2 83,5 23,6 14.2 114,2 1.2 94, 1 170, I 104,2
р >0,05 <0,05 >0.05 >0,05 <0,05 >0,05 <0. 05 <Э,05 <0,05
Примем а п и е. Минус — снижение показателя.
дегидрогеназы в почках крыс при 30-дневпой затравке свидетельствует о стимуляции синтеза важных функциональных белков, участвующих в процессе детоксикации [1].
Таким образом, скорость включения лейцина в белки субклеточных фракций при интоксикации этилмеркурхло-ридом зависит от его дозы и длительности воздействия и отражает взаимосвязь токсических и дезннтоксикационных механизмов в тонких структурах клеток организма.
Выводы. 1. Этилмеркурхлорид изменяет скорость включения [1-14С1-лейцина в белки субклеточных фракций головного мозга, печени и почек самцов крыс.
2. Характер влияния этилмеркурхлорида (стимуляция или подавление включения) зависит от дозы препарата, длительности интоксикации, исследуемого органа и фракции.
3. Стимуляция скорости включения [1-|4С]-лейцина на введение этилмеркурхлорида рассматривается как компенсаторная реакция, направленная на восполнение функционально важных белков, инактнвированных в процессе интоксикации.
Литература
1. Спицын Е. В.— Гиг. и сан., 1980, № I, с. 83—84.
2. Спицын Е. В.— Гиг. труда. 1980, № 6, с. 54—55.
3. Трахтенберг И. М. — В кн.: Хроническое воздействие ртути на организм. Киев, 1969, с. 203—223.
4. Cheung М., Verity М. А. — Environ. Res., 1981, vol. 24, p. 286—298.
5. Miller Т. В.. Klavano P. A.. Yerstad A. C. — Toxicol. Appl. Pharmacol., 1961, vol. 3, p. 459—468.
6. Norselh T. — Biochem. Pharmacol., 1967, vol. 16, p. 1645—1654.
7. Omata S., Tsubaku H„ Sakimura K. et al. — Arch. Toxicol., 1981, vol. 47, p. 113—123.
8. Omata S„ Mornose Y„ Ueki H. et al. — Ibid., 1982, vol. 49, p. 203—214.
9. Sauve G. J.. Nicholis D. — Int. J. Biochem., 1981, vol.13, p. 981—990.
10. Syversen T. L. M. — Toxicol. Lett., 1982, vol. 10, p. 31—34.
11. Yoshino Y., Mozai Т., Nakao K- — J. Neurochem., 1966, vol. 13, p. 397—406.
Поступила 25.12.81
УДК 613.652.4:615.285.71-074
М. С. Петросян
ОПРЕДЕЛЕНИЕ МИКРОКОЛИЧЕСТВ НЕКОТОРЫХ СИМ-ТРИАЗИНОВ В ВОЗДУХЕ
Филиал ВНИИ гигиены и токсикологии пестицидов, полимеров и пластических масс,
Ереван
Метазин, сульфазин, карагард — гербициды группы симметричных триазинов, широко применяемых в сельском хозяйстве. Это белые кристаллические вещества, хорошо растворимые в органических растворителях, практически нелетучие, с относительно высокой термической стабильностью. При проведении сельскохозяйственных работ находятся в воздухе в виде аэрозолей.
Нами ранее были разработаны методики определения метазина, сульфазина и компонентов гербицидной смеси карагарда в воде, почве и растительном материале [1, 2].
Целью настоящего исследования являлась разработка условий концентрирования и определения мнкроколичеств метазина, сульфазина и компонентов гербицидной смеси карагарда в воздухе рабочей зоны.
Для поглощения аэрозолен изученных соединений наиболее эффективными оказались фильтры «синяя лента». Исследуемый воздух со скоростью 5 л/мин протягивали через фильтр «синяя лента», предварительно промытый смесыо хлороформ—ацетон—диэтиловый эфир (1:1:1), помещенный в фнльтродержатель. Для анализа отбирали 50 л воздуха (для определения '/г ПДК или ориентировочно безопасного уровня воздействия достаточно отобрать 2—3 л воздуха). При хранении проб в течение 5 дней потери не превышали 0,5—1 %.
Фильтры переносили в коническую колбу, метазин и карагард экстрагировали хлороформом или ацетоном трижды по 25—30 мл, периодически встряхивая. Объединенные экстракты сушили безводным сульфатом натрия и концентрировали на ротационном испарителе при температуре бани не выше 80 °С до объема примерно 0,2—0,3 мл. Растворитель удаляли досуха па воздухе. Сухой остаток в колбе растворяли в 1 мл ацетона, и далее определение осуществляли методами газожидкостной и тонкослойной хроматографии.
Экстракцию сульфазина с фильтров проводили водой трижды по 25—30 мл. К объединенному водному экстракту добавляли 10 % раствор бикарбоната натрия до рН 7,0—8,0, тщательно перемешивали и извлекали образовавшийся метазин из водного экстракта хлороформом триж-
ды по 25—30 мл. Далее поступали аналогично анализу метазина.
Идентификацию и количественное определение проводили с помощью газожидкостной и тонкослойной хроматографии. Для газохроматографического анализа применяли хроматограф с термоионным детектором. Условия хрома-тографирования: колонки стеклянные длиной 1 м и внутренним диаметром 3 мм, носитель — хроматон ¡М-АШ (0,16—0,20 мм) с нанесенными фазами 5 % БЕ-ЗО или 5 % ХЕ-60 либо верзамид-900. Температура термостата колонок 185СС. испарителя 225°С. Скорость газа-ноентеля (азота) на выходе из колонки 20—22 мл/мин, скорость потока воздуха 400 мл/мин, водорода 14—17 мл/мин. Скорость протяжки ленты самописца 240 мм/ч, диапазон шкалы электрометра 110-|0А, объем вводимой пробы 1—3 мкл. Параметры удерживания в указанных условиях хроматогра-фирования приведены в таблице.
Неподвижные фазы 5 % ХЕ-60 и 3 % верзамид-900 позволяют раздельно определять оба компонента карагарда. Колонка же 5 % БЕ-ЗО может быть использована для суммарного определения его компонентов. Нижний предел обнаружения для метазина 5 нг, для хлоркарагарда 3 иг, для метоксикарагарда 5 нг.
При использовании тонкослойной хроматографии экстракт после анализа методом газожидкостной хроматогра-
Время удерживания исследуемых сим-триазинов на различ пых неподвижных фазах
Препарат Неподвижная Л-аза
5 % ХЕ-60 5 % SE-30 3 % верза-мнд-900
Метазин 10 мин 30 с 7 мин 3 с 9 мин 10 с
Хлоркарагард 6 мин 10 с 2 мин 40 с 5 мин 40 с
Метоксикарагард 4 мин 50 с 2 мин 40 с 4 мин 40 с
