The influence of light regime on the growth data and pigment composition of the plant Gentiana lutea cultured in vitro Текст научной статьи по специальности «Биологические науки»

Regulatory Mechanisms

in Biosystems

Regulatory Mechanisms

in Biosystems

ISSN 2519-8521 (Print) ISSN 2520-2588 (Online) Regul. Mech. Biosyst., 9(2), 258-266 doi: 10.15421/021838

The influence of light regime on the growth data

and pigment composition of the plant Gentiana lutea cultured in vitro

L. R. Hrytsak*, A. I. Herts*, N. V. Nuzhyna**, M. M. Cryk*, V. V. Shevchenko***, N. M. Drobyk*

*Ternopil Volodymyr Hnatiuk National Pedagogical University, Ternopil, Ukraine **Taras Shevchenko National University of Kyiv, Kyiv, Ukraine

***lnstitute of Plant Physiology and Genetics, National Academy of Sciences of Ukraine, Kyiv, Ukraine

Article info

Received 10.03.2018 Received in revised form

12.04.2018 Accepted 15.04.2018

Ternopil Volodymyr Hnatiuk National Pedagogical University, M. Kryvonosa st., 2, Ternopil, 46027, Ukraine. Tel.: +38-067-453-94-19. E-mail: [email protected]

Kyiv Taras Shevchenko National University, Symona Petlyury st., 1, Kyiv, 01032, Ukraine. Tel.: +38-067-339-97-73. E-mail: nuzhynan@gmail. com

Institute of Plant Physiology and Genetics, National Academy of Sciences of Ukraine, Vasylkivska st., 31/17, Kyiv, 03022, Ukraine. Tel.: +38-067-405-79-24. E-mail: [email protected]

Hrytsak, L. R., Herts, A I., Nuzhyna, N. V., Cryk, M M., Shevchenko, V. V., & Drobyk, N. M (2018). The influence of light regime on the growth data and pigment composition of the plant Gentiana lutea cultured in vitro. Regulatory Mechanisms in Biosystems, 9(2), 258-266. doi:10.15421/021838

New technologies of reintroduction of plant species presuppose implementing both traditional and biotechnological methods for obtaining certain planting materials. However, plants cultivated in vitro exist in specific conditions that lead to changes in their structural and functional state. This explains why it is hard for them to adapt to ex vitro and in situ conditions. Therefore, there is a need for the development of a multistage method of cultivating in vitro plants that would make the influence on their adaptive mechanism in ex vitro and in situ conditions possible. One of its stages is the optimization of the light regime of cultivation which can both initiate the change of the state of the photosynthetic apparatus of plants and increase their bioproductivity stimulating the work of their protective system. This work studies changes in the morphogenesis, growth data and pigment composition of the rare species of Gentiana lutea L. of three populations in the Ukrainian Carpathian (mountains Pozhyzhevska and Sheshul-Pavlyk, plateau Lemska) in vitro focusing particularly on the cultivation light regime. The research has proved the inefficiency of using fluorescent lamps of daylight lamps (LD) type as source of illumination because the low intensity of luminous flux in the area of photosynthetically active radiation (PAR), as well as high proportion of wavelength of blue (400-500 nm) and green (500-600 nm) range in the spectrum cause specific reactions of photomorphogenesis, which, despite the high content of pigments in plastids, lead to poor development of root systems, stretching the stems, formation of small leaves with thin leaflet plate, generally low productivity and low adaptive potential of G. lutea plants to ex vitro and in situ conditions. Complement of cold white light lamps to the fluorescent lamps LD type in the ratio of 1 : 1 enables one to increase the intensity of illumination in the field of PAR and raise the fraction of wavelength of red range (600-700 nm). Such light conditions both improve the bio-productivity of G. lutea plants of all three populations cultured in vitro in comparison to the LD type regimen, reducing the content of chlorophyll b and carotenoids in light-harvesting complexes of photosystems and facilitate an increase in the microclonal multiplication factor without using higher concentrations of exogenous growth regulators,which significantly reduces the cost of the process of obtaining planting materials. It was proved that a combination of LD type lamps, cold white light lamps and phytolamps in the ratio 1 : 1 : 0.6 should be used on the final stages of preparation of the planting material of G. lutea before transferring it to ex vitro and in situ conditions. This relates to the fact that the increase of the wavelength of the red range results in the widening of the active surface of the leaves, rise in the content of photosynthetic pigments, and the noticeable growth of the aboveground and underground parts of the plants. The article assumes that the use of such illumination mode will ensure a faster transition of cultured in vitro G. lutea plants from heterotrophic to autotrophic nutrition, improving their adaptive potential and enabling easier adaptation to non-sterile ex vitro and in situ conditions.

Keywords: in vitro cultivation; morphogenesis; intensity of the flux; photosynthetically active radiation; radiation spectrum

Вплив свгглового режиму на pocroBi параметри

та шгментний склад культивованих in vitro рослин Gentiana lutea

Л. Р. Грицак*, А. I. Герц*, Н. В. Нужина**, М. М. Крук*, В. В. Шевченко***, Н. М. Дробик*

*Тернотльський нацюнальний педагогiчний yHieepcumem iMem Володимира Гнатюка, Тернотль, Украта **Кшвський нацюнальнийymieepcumem iMemi Тараса Шевченка, Кшв, Украта ***1нститут фiзiологiiрослин i генетики НАН Украти, Кшв, Украта

HoBi технологи рештродукцп вида рослин передбачають застосування не лише традищйних, а i б^ехнологгчних мепэдв для отримання посадкового матерiалу. Однак культивоваш in vitro рослини перебувають у специфiчних умовах, яю викликають змши 1х структурно-

функцюнального стану. Це пояснюе складтсть адапгаци до умов ex vitro та in situ. Тому виникае необхщшстъ розроблення багатоступенево1 технологи кулътивування in vitro рослин, яка б дозволила цшеспрямовано впливати на ïx адаптацшний потенцiал до умов ex vitro та in situ. Один з ïï етатв - оптимiзацiя свшювого режиму кулътивування, здатного не лише шщювати змiну стану фотосинтегичного апарату рослин, а й щдвищувати ïx бюпродуктившсть та стимулювати роботу захисжа системи. Вивчено змiну морфогенезу, ростових параметрiв та пiгменгного складу рослин in vitro трьох популяцiй УкраУнсъких Карпат (iз пр Пожижевсъка, Шешул-Павлик i полонини Лемсъка) рiдкiсного виду Gentiana lutea L. залежно вщ свiтлового режиму кулътивування. Встановлено недощльшсть використання як джерела освiтлення люмшесцентних ламп денного свiтла, осюльки низька iнтенсивнiстъ ïx свiтлового потоку в обласп фотосинтетично активно!' радiацiï, висока частка у спекгрi хвиль синього (400-500 нм) та зеленого (500-600 нм) дiапазонiв запускають специфiчнi реакци фотоморфогенезу, яю, незважаючи на високш вмiст пiгменгiв у пластидах, спричиняють слабкий розвиток коренево системи, витягування стебел, утворення дрiбниx листков iз тонкою листковою пластинкою, загальноУ низькоУ продуктивности та низького адаптацiйного потенщалу рослин G. lutea до умов ex vitro та in situ. Корекщя свплового режиму ламп денного свила лампами холодного бiлого свила у спiввiдношеннi 1 : 1 дозволяе пщвищити iнтенсивнiсгъ освiтлення в обласп ФАР та збшьшити частку хвиль червоного дiапазону (600-700 нм). Таю свилта умови не лише жшпшують бiопродукгивнiстъ культивованих in vitro рослин G. lutea уах трьох популяцш порiвняно з режимом ЛД ламп, зменшують вмiсг xлорофiлу b i каротиноïдiв у свiтлозбиралъниx комплексах фотосистем, а i дозволяють зб^шити коефiцiенг мiкроклоналъного розмноження без додаткового застосування концентрацiй екзогенних регулягорiв росту. Це значно здешевлюе процес отримання посадкового матерiалу. Комбiнацiю люмiнесцентниx ламп денного свшта, холодного бiлого свила та фгголамп у спiввiдношеннi 0,6 : 1 : 1 дощльно використовувати на заключних етапах тдготовки посадкового матерiалу G. lutea до перенесення в умови ex vitro та in situ. Це пов'язано з тим, що пiдвищення частки хвиль червоного дiапазону сприяе збшьшенню ефективжя поверxнi листков, вмiсгу фотосинтетичних пiгментiв, найбiлъшому приросту надземжа та тдземжа частин рослин. Зроблено припущення, що використання такого режиму освгтлення забезпечить швидший перехщ культивованих in vitro рослин G. lutea вщ гетеротрофного до автотрофного живлення, жшпшить ïx адаптацiйний потенцiал i дозволить легше пристосуватися до нестерильних умов ex vitro та in situ.

Ключов слова: культивування in vitro; морфогенез; ^енсившсть евилового потоку; фотосинтетично активна радащя; спектри випромiнювання

Вступ

Антропогенна трансформация довилля викликала руйнуван-ня структуры бшьшосп рослинних угрупувань. Це спричинило порушення популяцш багатьох видв, замзну конкурентного типу стратегш на стрестолерантний або рудеральний з ознаками ди-греси, зниження показниив продуктивносп та життевосп рослин i, як наслщок, фрагментацию мсць зростання, зменшення кшькосп особин у популяциях i генетичну ерозто (Kramer & Havens, 2009; Mayorova et al., 2015a). З ще1 причини в остант деся-тилшя штенсивно розробляються rn®i штегроваи технологй, як1 поеднують у соб елементи збереження як in situ, так i ex situ та передбачають рештродукщю рщисних та зникаючих видв у природы умови, де вони ранше росли, однак були знищеш внаслщок антропогенного навантаження на популяцп (Burney & Burney, 2007; Maschinski & Albrecht, 2017). Volis & Blecher (2010) запропонували нову стратепю рештродукци, щд назвою «кваз1 in situ», яка передбачае п'ять важливих етапiв вщ первинного аналзу розподiлу рщисних видiв у природа, вщбору 1х матер1алу, розмноження рослин в умовах, яю максимально вщповщають 1х еколопчним потребам, дослщження життевого циклу видiв та визначення комплексу абютичних та бютичних фактор1в, що впливають на 1х популяцшну структуру, до за-ключного етапу мониторингу успшносп рештродукци цих так-сошв у природы умови. При цьому поряд 1з традицшними методами розмноження та отримання посадкового матер1алу все час-тше пропонуеться використовувати бютехнолопчи (Sarasan et al., 2006; Bisht et al., 2017; Keziah & Devi, 2017), зокрема, метод мшроклонального розмноження in vitro, який дозволяе швидко отримати рослинний матер1ал, необхщний для вщтворення та повернення у природу представниив багатьох видв рослин (Kiran et al., 2014), у тому числ1 видв роду Gentiana L. (Drobyk et al., 2015), зокрема, його рщисного високопрного таксона -Gentiana lutea L. (Drobyk et al., 2015; Hrytsak et al., 2017).

Рослини, отримат з використанням культури клпин i тканин in vitro, здатн швидше проходити етапи онтогенезу, харак-теризуються високою яюстю, високим коефщентом розмноження, штенсивним приростом бiомаси тощо (Belokurova, 2010; Oceania et al., 2015). Однак процеси росту, розвитку та продуктивтсть культивованих in vitro рослин залежать вщ багатьох факторiв, у тому числi вщ стану 1х фотосинтетичного апарату. На думку V. P. Kucheriavyi et al. (2003), це пояснюеться тим, що функцю-нальт процеси в рослинному оргаизм за значимстю розташо-вуються у таюй послiдовностi: фотосинтез, дихання, бiосинтез вторинних речовин, транспiрацiя, рiст i розвиток. Функцюнуван-ня фотосинтетично1 системи, з одного боку, залежить вiд ендо-генно1 регуляци (гормонально1 та метаболiчноl) (Ling & Jarvis,

2015; Sun & Zerges, 2015), а з шшого, вщ екзогенно1, оскiлъки шгмент-бшковий комплекс фотосинтетичних мембран реагуе на змшу зовшшшх умов вирощування (Gururani et al., 2015).

Культивування рослин in vitro передбачае створення штучного живильного середовища, що за багатьма параметрами вщ-р1зняеться вщ природних умов зростання видiв (Cruz-Cruz et al., 2013). Вщмшносп стосуються також штенсиБносп та якосп освггаення, газового складу повпря культивациного посуду, рГбня вщносжд вологосп, особливостей мiнералъного живлення тощо. Живильш середовища часто збагачет сахарозою, яка, з одного боку, е джерелом карбону та зумовлюе швидший ргст рослин, а, з шшого, пригшчуе накопичення хлорофтв, зменшуе актив-тсть фермента хлоропласта i процеси фiксацiï СО2 (Banas & Gabrys, 2007; Dingenen et al., 2016). Змша складу та метаботзму пiгмент-бiлковиx комплексiв фотосинтетичних мембран хлоропласта впливае на загальний рiвенъ метаболiзму, рух асимшятТв, синтез ростових речовин тощо (Schöttler & Tôth, 2014; Ling & Jarvis, 2015). Тому це позначаеться не лише на формувант фото-синтетично1 системи, а й на ïï здатностi у подальшому адаптува-тися до функцiонування в умовах ex vitro (Kodun-Ivanova, 2017).

1з лiтературниx джерел ведомо, що видова специфiка рослин визначае ïx потреби у спек^ свiтла та його штенсивносп ви-промiнювання у ргзних дiлянкаx фотосинтетично активноï радiа-niï (ФАР) (Ouzounis et al., 2015). Для промисловоï теxнологiï вирощування рослин використовують рiзне спiввiдношення хвиль синього (Ес), зеленого (Ез) та червоного (Еч) дiапазонiв, зокрема: для сцюфшв -

Ес : Ез : Еч = 15-20% : 35-45% : 40-45%, а для гелюфшв -

Ес : Ез : Еч = 10-20% : 15-20% : 60-75%. При цьому мшшально допустимий дТапазон штенсивносп ФАР, за якого вегетативт органи ще здатн1 рости, становить 1530 Вт/м2; оптимальна для сцГоф1тГб штенсивтсть св1тлового потоку 70 Вт/м2, а для гелюфшв ïï дапазон коливаеться в межах 150-220 Вт/м2 (Govorov et al., 2011).

Рщисний вид G. lutea - високопрний таксон, природт по-пуляцiï якого зростають у «холоднш зонГ^> субальпТиського поясу Украшських Карпат (Kobiv et al., 2017), Пiренеïв та Малоï Ази (Rossi et al., 2015). В Украшських Карпатах протягом вегетацiй-ного перюду кiлъкiстъ днгб гз середньодобовою температурою +15 °С не перевищуе 60-70, внесок прямоï радiацiï в сумарну -менший 40% (1234 МДж/м2) i наБiтъ блгтку через значну хмар-нГсть не досягае середнього рГбня, характерного для шших тери-торГй (Rybchenko & Savchuk, 2015). За таких умов освплення у спектрi випромiнювання збiлъшуетъся частка синьо-фюлетових хвиль. Це зумовлюе розвиток компенсаторних меxанiзмiБ у ви-сокопрних рослин, як! змГнюють iнтенсивнiстъ фотосинтетич-

них реакци, сшввщношення свплозбиральних Щгменпв у реак-циних центрах фотосистеми II, перебпу ф1з1олог1чних та бюхъ мчних процесiв (Kuster et al., 2016; Gong et al., 2018). Тому вибрати оптимальний для культивування в умовах in vitro високопрних рослин режим освплення, який би не порушував процеси ïх морфогенезу, дуже складно.

Поетапне зменшення у живильному середовищi МС/2 (сере-довище MC (Murashige & Skoog, 1962) з половинним вм1стом макро- та мкросолей) концентрацп NH4NO3, замша джерела карбону iз сахарози на низькомолекулярний манн, використан-ня як тдгримувального субстрату агару у поеднант з перлпом сприяе ефективншому вкоршенню мжроклонально розмноже-них рослин G. lutea, полшшуе ïх адаптацию до умов ex vitro та забезпечуе високий (до 51%) вщсоток ïx приживання у природа на першому рощ життя (Mayorova et al., 2015b). Отримат в таких умовах бютехнолопчт рослини мали морфологiчнi ознаки, яю зазвичай спостерп,ають за недостатнього освплення, або за неоптимального спектрального складу свила що, можливо, стало причиною значного зменшення показникiв виживання особин (до 15%) упродовж наступних двох рок1в. Тому для успппноУ ре-iнгродукцiï G. lutea необхщне обгрунтування та розроблення ефективншо:!, багатостутнчастш технологiï адапгащ отриманих in vitro рослин цього таксона як до умов ex vitro, так i до in situ. Ця технологи повинна сприяти швидк1й структурнш перебудовi культивованих in vitro рослин G. lutea тд час перенесення ïx в умови ex vitro та in situ; не допускати порушення функцюнування меxанiзмiв ïx фотозахисту за суттевого збiльшення кшькосп прямоï та сумаржа сонячноï радiацiï (до 350-400 Вт/м2) в умовах вiдкритого грунту (Saez, 2012). Оск1льки Viazov & Shalyho (2016) на прикладi Cucumis sativus L. показали, що оптимзацк свплово-го режиму не лише здатна викликати модифшацтю стану фотосин-тезувального апарату рослин, а i стимулювати роботу ïx заxисноï системи, у тому числi антиоксидантт1 та антипатогенжд, одним iз пiдxодiв для виршення вищезгадашд проблеми може стати змша свiтлового режиму пад час вирощування рослин in vitro.

Виходячи з вищезазначеного, мета наших достджень - ощ-нити залежнiсть ростових параметрiв, культивованих in vitro рослин G. lutea, вмсту та сгпввщношення в них основних фотосин-тезувальних пiгменгiв (xлорофiлiв a, Ь, каротинощв) вiд спектрального складу та штенсивносп свiтлового потоку в обласп ФАР штучних джерел освiтлення.

Результати цих дослщжень послужать основою для оптим-зацй свгглового режиму вирощування in vitro рослин G. lutea та розроблення схеми щдвищення ïx адаптацшного потенщалу на першому егат багатоступiнчастоï технологи стабтзаци / реш-тродукцй його популяци в Украшських Карпатах.

Матерiал i методи дослщжень

Дослiджували рщисний лжарський вид - G. lutea, який росте у високопрЧ Украшських Карпат у межах гшсометричних р1втв 1300-1500 м н. р. м.

Вихщний насшневий матерiал зiбрано щд час експедици в Украшських Карпатах у популяциях на горах (г.) Пожижевська (хр. Чорногора, Надвiрнянський р-н, Iвано-Франкiвська обл., 1 427 м н. р. м, 48°09'19'' N, 24°31'94" E), г. Шешул-Павлик (хр. Чорногора, Раивський р-н, Закарпатська обл., 1 627 м н. р. м., 48°08'99'' N, 24°21'58'' E), полонит (п.) Лемська (хр. Чорногора, Раxiвський р-н, Закарпатська обл., 1816 м н. р. м., 48°05'34'' N, 24°34'89'' E). Збирали насшня G. lutea вадповдао до дозволу, наданого Мiнiстерством екологи i природних ресуров Украши №4344/11-09 вщ 12.05.2009 р. та №7657/19-12 вгд 25.07.2012 р.

Отримаш in vitro проростки пересаджували у рщке живиль-не середовище MC/2, доповнене 0,1-0,2 мг/л кнетину. Мкро-клональне розмноження рослин проводили за ранше розробле-ними методиками (Strashniuk et al., 2004), використовуючи для достджень ашкальт живщ з двома парами листав. Для ïx росту та вкоршення використовували живильне середовище MC/2, доповнене 0,1 мг/л юнетину.

Мжроклонально розмножен рослини культивували у про-б1рках щд люмиесцентними лампами денного свпла (ЛД) ф1р-ми «General Electric» (Hungary) за штенсивносп свплового потоку в обласп ФАР 25 Вт/м2, фотоперюд 16/8, температура 19-21 °С. Ц умови культивування розглядали як контроль. Зпдно з тех-ычними характеристиками, коефгщент корисно! до ЛД ламп в обласп ФАР коливаеться в межах 9-12% (або 3,71-4,94 Вт/м2), спектральний склад: 22,3% - 400-450 нм, 19,5% - 450-500 нм, 22,3% - 500-550 нм, 22,3% - 550-600 нм, 11,8% - 600-650 нм, 3,7% - 650-700 нм (Velyt & Guzyk, 2013).

Для експерименту вщбрано по 10 вихщних, отриманих шляхом пророщування in vitro насшин рослин G. lutea з трьох популяци (г. Пожижевська, г. Шешул-Павлик, п. Лемська), яю мж-роклонально розмножували з метою отримання потр1бно! для дослщження кшькосп рослинного матер1алу. Для з'ясування впливу интенсивной! освплення та спектров випромшювання на ростов! параметри та вмст шгменпв у культивованих in vitro рослинах додатково використано люм1несцентн1 лампи Lumilux 36W 840 холодного бшого свила (ЛХБ) та фиолампи Fluora L36W/77 G13 (ФЛ) ф1рми Osram (Нмеччина). Свиловий потж ЛХБ зпдно з техтчними даними - 2 700 люмен, його интенсивность в обласп ФАР (7,5 Вт/м2), спектральний склад у дапазот ФАР: 12,8% - 400-450 нм, 20,1% - 450-500 нм, 12,3% - 500550 нм, 29,7% - 550-600 нм, 20,2% - 600-650 нм, 4,9% - 650700 нм (Velyt & Guzyk, 2013)). ФЛ мають так! характеристики: штенсившсть в обласп ФАР - 35,28 Вт/м2 або 28,22 Вт/м2 через 5 000 годин, спектральний склад: 15,5% - 400-450 нм, 3,7% -450-500 нм, 7,4% - 500-550 нм, 9,6% - 550-600 нм, 59,9% -600-650 нм, 3,9% - 650-700 нм (Velyt & Guzyk, 2013). Застосу-вання цих ламп дозволило щдвищити штенсившсть свплового потоку з 25 до 135 Вт/м2 i здшснити два вар1анти корекци спектрального складу (СК) контролю:

- перший варiант: iнтенсивнiсть свплового потоку в обласп ФАР 44 Вт/м2, сшввщношення ламп ЛД до ЛХБ становить 1 : 1, сумарний спектральний склад:

Ес : Ез : Еч = 37,35% : 42,35% : 20,3%;

- другий варiант: iнтенсивнiсть свплового потоку в обласп ФАР - 135 Вт/м2, сшввщношення ламп ЛД до ЛХБ та ФЛ становить 0,6 : 1 : 1, спектральний склад:

Ес : Ез : Еч = 29,5% : 32,42% : 38,08%.

У кожному iз трьох варiантiв (контроль та два варiанти ко-рекщ!) використовували по 30 рослин - по 10 iз кожно! з трьох популяци. Iнтенсивнiсть свплового потоку в обласп ФАР роз-раховували зпдно з «Нормами технолопчного проектування теп-лиць i тепличних комбшапв для вирощування овоч1в та розсади НТП10-95», за формулою:

SW

N = Ж

де N - юльюсть ламп (шт.); S - плоша примщення (м2); W - пи-тома потужнють освiтленостi (Вт/м2); W^ - питома потужнiсть лампи в обласп ФАР (Вт) (Velyt & Guzyk, 2013).

Рослж параметри аналiзували через 90 дб культивування. Пдраховували кiлькiсть листмв (NL), визначали висоту стебла (LS), довжину мжузлв (LIN), сиру масу листмв (WL), кореня (WR), надземно! частини (WS) та рослин у цшому (WP); плошу усiеi листково! поверхн1 (A) та плошу одного листка (ALI) вимрювали за допомогою програми Petiole (https://petioleapp.com). Аналiз цих параметргв дозволив визначити ефективнiсть утворення рослинами листково! поверхт та показники розвитку фотосинтетичного апарату (Bidl, 1989): в!дношення плош! листкв до бiомаси рослин (LAR), фотосинтетичне зусилля (LWR), плошу одинищ маси листка (SLA), а також в1дношення бiомаси стебла до бюмаси кореня (LSR).

ПiгменIи з листкв екстрагували диметилсульфоксидом (ДМСО, (CH3)2SO2) за методикою Mezhunts (2009). Визначення вмсту хлорофшв а (Chl a), b (Chl b) та суми каротинощв (Carot) проводили на спектрофотометрi СФ-46 за довжини хвиль 663, 645 i 440,5 нм, вщповщно. Концентрацiю хлороф!л!в визначали за фор-

мулами Манны - Арнона, а суму каротинощв - Вегтштейна (Mezhuts, 2009). Критерш доскжрно! р1зниц1 групових середах Тьюю (Honestly Significant Ditference) розраховано за допомогою програмного забезпечення Prism 6 та R-studio. Для узагальнення даних та виявлення взаемозв'язюв мiж кiлькiсними змiнними використано метод головних компонент (Principal component analysis). Критичний рiвень значимости для перевiрки статистичних гшотез у дослiдженнi приймали рiвним 0,05.

Результати

Аналiз морфометричних i алометричних параметрiв культи-вованих in vitro рослин виду G. lutea, яю репрезентують генофонд його двох природних (г. Шешул-Павлик, п. Лемська) та одне! штродуковано! популяц! (г. Пожижевська) показав, що iнгенсивнiсть !х ростових процесiв i розвиток значною мiрою за-лежать вщ спектрального складу свiтла та штенсивносп його потоку в дшянц ФАР.

У природному середовищi нижнi листки G. lutea утворюють розетку, а верхнi - стеблообгортт. Культивування in vitro осо-бин цього виду в умовах контролю за низько! iнгенсивностi ос-вплення та збiльшеноi у спекгрi частки хвиль Ес та Ез дапазотв викликае змши !х габiтусу. Це проявляться у не характерному для штактних рослин видовженнi мiжвузлiв, значному витягуван-нi стебел i утворент дрiбних довгочерешкових листкiв (рис. 1е). Низька також бiопродукгивнiсгь рослин контрольно! групи всiх дослiджених популяцш, про що свщчать показники фiтомаси !х надземних органiв i площi листково! поверхнi, якi у 2,9-3,7 раза (у випадку г. Пожижевська), 2,0-3,4 (п. Лемська), 2,5-3,7 раза (г. Шешул-Павлик) нижча жртняно з першим варiантом СК i у 2,9-5,1 раза (г. Пожижевська), 2,7-5,7 (п. Лемська), 3,1-5,5 раза (г. Шешул-Павлик) - iз другим варiантом дослщу (табл. 1).

У рослин контролю найпрше, порiвняно з обома варiантами СК, розвиваеться коренева система та утворюеться тонша на 1852% листкова пластинка. Низькi й величини фотосинтетичного зусилля, а також показники, що характеризують потужнють роз-

витку листкoвoï нoвeрxнi (LAR). Biдмiннiстъ кoнтрoлъниx рослин дoстoвiрнo не значна лише вiд параметра SLA рослин нершого вaрiaнтa CK (у випадку г. Пожижевська та г. Шешул-Павлик); за шшими параметрами рослини контрольна груни статистично дoстoвiрнo (Р < 0,001) вiдрiзняються вiд o6ox вaрiaнтiв дoслiдy.

Рис. 1. Змша гaбiтyсy культивованю in vitro рослин G. lutea популяци г. Шешул-Павлик за рiзниx свiтлoвиx рeж:имiв ïx вирощування: А - другий вaрiaнт свiтлoвoï корекцп; Б - перший вaрiaнт свiтлoвoï корекцп; В - контроль

Таблиця 1

Змша морфометричню i алометричню нaрaмeтрiв кyлътивoвaниx in vitro рослин G. lutea з рiзниx популяцш залежно вiд джерела свiтлa та штенсивносп свгглового потоку (Bт/м2) в обласп ФЛР, (n = 1Q, x i SD)

""Ba^iam NL, шт LS, см LIN, см WR, мг WS, мг WP, мг WL, мг Л, см2 ALI, см2 LSR, мг/мг LAR, см^/мг SLA, см^/мг LWR, мг/мг

Рослини з г. Пожижевська

Koнтрoль Ю,б i l,9b 9,1 i 2,1a 1,7 i Q,la 12,1 i l,3c 87,4 i 1Q,8° 99,4 i 12,1° 31,8 i 4,8c 2,7 i Q,4c Q,26 i Q,Q3c 7,24 i Q,l8a Q,Q26 i Q,QQlc Q,Q85 i Q,QQ2a Q,32 i Q,Qlc Baрiaнт 1 12,4 i 1,ба 5,б i Q,7" Q,9 i Q,lb 45,3 i 7,3Ь 253,7 i 41,3a 299,Q i 48,6a 111,3 i 5,9b 8,Q i 1,2Ь Q,64 i Q,Q6b 5,59 i Q,llb Q,Q26 i Q,QQlbQ,Q72i Q,QQ2b Q,34 i Q,Qlb Baрiaнт 1 1Q,3 i 1,3Ь 2,7 i Q,4c Q,6 i Q,lc 54,5 i 9,6a 255,2i 1б,7a 3Q1,9 i 35,4a l6Q,9i 18,3a 9,1 i Q,7a Q,89 i Q,Q7a 4,б2 i Q,37c Q,Q29 i Q,QQ2a Q,Q56 i Q,QQ3c Q,53 i Q,Q2a

Рослини з п. Лемська

^нтроль 1Q,7i 1,7° 9,4 i 1,7a 1,8 i Q,la 11,3 i Q,8c 84,5 i 4,8" 95,8 i 5,6o 29,2 i 2,3c 2,6 i Q,2c Q,24 i Q,Q2c 7,48 i Q,l8a Q,Q24 i Q,QQlcQ,Q87 i Q,QQ2a Q,3Q i Q,Qlc Baрiaнт 1 12,8 i 1,5a 4,5 i Q,5b Q,6i Q,l" 39,1 i 5,1° 222,Q i 35,9a 261,1 i 21,6a 85,9 i 1Q,7° 6,4 i Q,5b Q,48 i Q,Q5b 5,68 i Q,lQb Q,Q26 i Q,QQlbQ,Q7l i Q,QlQb Q,33 i Q,Q2b Baрiaнт2 1Q,5 i Q,9° 2,5 i Q,2c Q,5 i Q,lc 64,5 i 6,7a 224,2 i 21,8a 287,7 i 27,9a 145,3 i 13,5a 9,7 i Q,6aQ,9 i Q,Q6a 3,48 i Q,l3c Q,Q33 i Q,QQla Q,Q65 i Q,QQlc Q,5Q i Q,Qla

_Рослини з г. Шешул-Павлик_

Koнтрoль 1Q,4i 1,5a 9,8 i 1,4a 1,9 i Q,la 1Q,2 i l,7c 77,6 i 12,9° 88,5 i 13,6° 24,4i 3,2c 2,3 i Q,lc Q,22 i Q,Q5c 7,62 i Q,26a Q,Q25 i Q,QQ2c Q,Q92 i Q,QQla Q,28 i Q,Q2c 1,Q i Q,l" 37,9 i 3,1° 22Q,6 i 3Q,6a 258,5 i 35,8a 8Q,9 i 12,5° 6,9 i Q,2° Q,56 i Q,Q3° 5,81 i Q,lQb Q,Q26 i Q,QQ1°Q,Q83 i Q,QQl" Q,31 i Q,Ql" Q,6 i Q,lc 44,7 i 5,8a 236,5 i 37,9a 281,2 i 38,6a l34,7i 24,1a 8,6 i Q,4a Q,72 i Q,Q8a 5,32 i Q,26c Q,Q29 i Q,QQla Q,Q62i Q,QQ2c Q,48 i Q,Q2a

Примтки: a " c - oднaкoвi латинсью букви означають статистично нeзнaчyшi рoзбiжнoстi сeрeднix у рядi за критeрieм Тьюю (HSD); NL - юльюсть листав, LS - висота стебла, LIN - довжина м1жвузля, WL - сира маса листав, WR - сира маса кореня, WS - сира маса надземно!' частини, WP -загальна сира маса рослин, A - площа листкoвoï пoвeрxнi, ALI - площа одного листка, LSR - вщношення бюмаси нaдзeмнoï частини до бioмaси кореня, LAR - вщношення плoшi листав до бюмаси рослин, LWR - фотосинтетичне зусилля, SLA - площа одинищ маси листка.

Baрiaнт 1 12,2 i 1,8a 6,2 i Q,8° Baрiaнт 2 11,6 i 1,7a 3,7 i Q,5c

Застосування ламп ЛХБ у першиму Bapiarni СК дозволило щдвищити iнтенсивнiсть свплового потоку до 44,0 Вт/м2, а також скоригувати спектральний склад свила, зменшивши у ньо-му частку хвиль синього дiaпaзону та збиьшивши частку хвиль червоного спектра шртняно з контролем. При цьому частка хвиль зеленого спектра (500-600 нм) залишилася майже незмш-ною. Анaлiз гaбiтусу та ростових процеот показав, що таю свгг-ловi умови культивування спpиятливiшi для G. lutea. Висота стебел особин уох дослiджених популяцш в 1,6 раза (г. Пожижевська, г. Шешул-Павлик) та 2,1 раза (у випадку п. Лемська) змен-шуеться ж^няно з контролем (рис. 16). Водночас полшшу-ються параметри, що визначають пpодуктивнiсть рослин: фггома-са коренево! системи та надземно! частини, площа листково! по-

верхнi та вщносно! площi, що припадае на один листок. Стд за-значити, що вибiрка рослин усiх популяцш першого варiанта СК за показниками загалъно! сиро! маси та маси надземно! частини статистично достовiрно не вщданяеться вщ другого варiанта СК. Цей свпловий режим стимулюе утворення бiлъшо! кiлъкостi листкв у розрахунку на одну рослину та активуе розвиток па-зушних меристем. Однак за результатами аналiзу даних алометричних параметрiв ефективнiстъ утворення листково! поверхт ще доволi низъка, що позначаеться на фотосинтетичному зусиллi рослин (табл. 1). Корекця свiтлового фону контролю лампами ЛХБ та ФЛ (другий варiант), як i у випадку першого варiанта СК, дозволила щдвищити освiтленiсть до 3 000 лк, значно збшъ-шити штенсивтсть свiтлового потоку (135,4 Вт/м2) та оптитзу-

вати спектральний склад. Зменшилася в 1,4 раза часгка хвиль синьо-го та в 1,3 раза - зеленого д1апазонш, а червоного - збшьшилася у 2,5 раза. Аналз морфометричних i алометричних показниив показав, що у G. lutea в умовах другого варiанга СК поршняно з контролем бшьше нж утриш скорочуеться довжина мГжбузлГб; в 1,6-1,7 раза зростають величини фотосинтетичного зусилля, у 5,5-9,9 раза збiльшуеться маса листкв, у 3,3-3,8 раза - загальна площа листковоï поверxнi (рис. 1а). Значно краще розвиваеться коренева система, про що свадчагь показники вщношення бюма-си пагона до бюмаси кореневоï системи (LSR).

Серед багагьох факгорiв, що впливають на штенсившсть фотосинтезу, i, як наслщок, на бюсинтетичт процеси га продук-тиБтсгь рослин, найважливiша роль у гпгметт1 системи. Як по-казуюгь нашi дослщження, пiгментний комплекс пластид культивованих in vitro рослин G. lutea динамчно реагуе на змшу режиму освiтлення (табл. 2).

НйвищТ показники хлорофшв а, Ь i каротинощв xарактернi для рослин контрольна групи (табл. 2). Змша спектрального складу та штенсивносп освплення у першому варiантi СК зни-жуе концентрапи пiгментiБ в 1,2-1,5 раза як за вщношенням до контрольноï групи, так i у другому варiанri СК. Ще биьших змш зазнае пiгментний комплекс рослин другого варiанта СК: вмют хлорофшу а i каротиноИ^Е у даному випадку достобТрно значимо не вiдрiзняеться вщ контролю, однак концентрация хлорофшу Ь нижча. Це спричиняе збшьшення величини вщношення хлорофш а / хлорофш Ь у цьому варiантi СК порГбняно з контролем i першим варiантом СК. Водночас, за показниками вщно-шень хлорофш a / хлорофш Ь та хлорофш Ь / каротинощи рослини другого варiанта СК найбшьше наближенi до G. lutea Гз при-родних мсць росту (неопублкован данi).

Таблиця 2

Змша вмкту та спiввiдношення пиментв у культивованих in vitro рослин G. lutea з рТзних популящй залежно вщ джерела свiтла та штенсивносп свплового потоку (Вт/м2) в обласп ФАР (n =10, x ± SD)

Умови дослщу Chl а, мг/100 г сиро1 маси Chl Ь, мг / 100 г сиро1 маси Carot, мг/100 г Chl а / Ь сиро1 маси Chl а + Ь / car Chl а / car Chl Ь /car

Рослини з г. ПожижеБська

Контроль 109,5 ± 16,8a 29,0 ± 2,4a 44,1 ± 7,4a 3,78 ±0,05b 3,12 ± 0,14b 2,49 ± 0,08b 0,65 ± 0,03b

Вар1ант 1 80,5 ± 15,0b 21,5 ± 3,0b 32,4 ± 3,5b 3,76 ± 0,14b 3,13 ± 0,14b 2,48 ± 0,11b 0,66 ± 0,03b

Вар1ант 2 103,7 ± 16,6a 22,5 ± 3,1b 38,3 ± 3,1ab 4,59 ± 0,08a 3,31 ± 0,13а 2,71 ± 0,13a 0,59 ± 0,04a

Рослини з п. Лемська

Контроль 102,5 ± 7,8a 26,1 ± 2,0a 36,3 ± 2,4a 3,87 ± 0,14b 3,48 ± 0,12a 2,82 ± 0,07a 0,72 ± 0,02a

Вар1ант 1 86,3 ± 7,2b 22,2 ± 1,9b 35,4 ± 2,7a 3,90 ± 0,06b 3,06 ± 0,09b 2,43 ± 0,07c 0,63 ± 0,02b

Вар1ант 2 100,8 ± 9,1a 21,0 ± 2,0b 38,1 ± 3,6a 4,80 ± 0,15a 3,20 ± 0,09b 2,65 ± 0,17b 0,56 ± 0,04c

Рослини з г. Шешул-Павлик

Контроль 111,3 ± 14,04a 26,76 ± 3,9a 35,8 ± 4,7b 4,18 ± 0,22a 3,90 ± 0,18a 3,14 ± 0,17a 0,75 ± 0,03a

Вар1ант 1 74,0 ± 9,63b 20,35 ± 3,5b 27,6 ± 3,7c 3,72 ± 0,10b 3,40 ± 0,11b 2,68 ± 0,9b 0,72 ± 0,03b

Вар1ант 2 100,43 ± 4,97a 23,66 ± 1,0* 36,8 ± 3,2a 4,30 ± 0,21a 3,41 ± 0,16b 2,77 ± 0,13b 0,65 ± 0,26c

Примтки: а , c - однакоБ1 латинськi букви означають статистично незначущi розбшносп середшх у ряд1 за критерiем Тьюю (HSD); Chl а - хлорофш а, Chl Ь - хлорофш Ь, Carot - каротинощи, Chl а / Ь - вщношення хлорофшу а до хлорофшу Ь, Chl а + Ь / car - вщношення суми хлорофшв (а + Ь) до каротинодав, Chl а / car - вщношення хлорофшу а до каротиновдв, Chl Ь /сar - вщношення хлорофшу Ь до каротинодав.

MiscnonyiiHLiiHHe BapiroBaHHH noKa3HHKiB BigHomeHHH cyMH (a + b) xnopo^miB go KapoTHHolgiB, a raKox xnopo^iny a go KapoTHHolgiB, He go3Bonae hhko 3'acyBaTH ciyniHb Ix 3anexHocri Big CBiTio-bhx yMoB KyiLTHByBaHHH. npoTe, hk BugHo 3 Ta6inni 2, BigHomeHHH HaciKH xnopo^iny b go KapoTHHolgiB y nirMeHiHoMy KoMnieKci pociHH HaflBH^e y Komponi y Mipy 3pociaHHH iHTeHcuBHocri cBiTioBoro noToKy Ta HaciKH xbhul Eh giana»Hy y cneKTpi Bunpo-MiHKBaHHH BigHocHHfl BMicT xnopo^iiy b y nnciKax 3MeHmyertca, ^o cBignHTt npo 3MiHy cniBBigHomeHHH nirMeHT-6iiKoBnx kom-nieKciB, aKa Mome bhhbhthcl onTHMantHoro, ockikh Ha6nH»:eHa go npupogHol nonynanil Heo6xigHo 3a3HaHHTH, ^o, Ha BigMiHy Big pocToBHx napaMeipiB, ciyniHb cTaiHCTHHHo 3HaHHMoI MimrpynoBol gocToBipHol pi3HHni y BunagKy nirMeHTHoro cKiagy ge^o MeHmufl, oco6nHBo y BHnagKy BußipoK pocnHH i3 r. nommeBctKa i n. HeM-ctKa. flna pociHH r. Eemyi-üaBiHK ciyniHb cTaTUcTHHHo gocTo-BipHol pi3HHLii BMicTy nirMeHiiB Ta Ix cniBBigHomeHHH KoiHBaeitca b Memax Big P < 0,001 go P < 0,05.

BMct nirMeHiiB y ^oTocHHTeiHHHoMy anapaii, pocToBi npone-ch gerepMLHyroTbCH reHomnoM pocnHH. G neBHi MranonyianiHm BigMiHHocTi noKa3HHKiB gocnigmeHHx napaMeipiB hk y pocnHH koh-TpoitHol rpynu, TaK i o6ox BapiaHiiB CK (ra6i. 1, 2). OgHaK bhhb-nem TeHgeHnii ^ogo 3mlhh ra6nycy, Mop^oMeipHHHHx, aioMeT-phhhhx napaMeipiB Ta nirMeHTHoro CKiagy 3aiemHo Big CBiTioBoro pemHMy KyitTHByBaHHH in vitro xapaKrepm gna BHßipoK pociHH ycix Tptox gocnigmeHHx nonynaniH. MomHa npunycTHTH, ^o ne 3arantHa Bugocnenu^inHa peaKnia G. lutea Ha 3MiHy iHTeHCHBHocTi BHnpoMiHKBaHHH Ta noro cneKipantHoro cKnagy.

flna BciaHoBneHHH KopenanjHHHx 3B'a3KiB Mim poctobhmh npo-necaMH, nirMeHiHHM cKiagoM G. lutea Ta cbitiobhmh pemuMaMH Ix Bupo^yBaHHH in vitro 3a 3HaHHoI gucnepcii oTpuMaHux noKa3HHKiB 3aciocoBaHo Meiog ronoBHux KoMnoHeHT. Цe go3Bonuio 3MeHmu-th po3MipHicib oTpuMaHux gaHux i c^iopMyBaTH Ix y cneniantHi

фактсральш комплекси - головн! компоненти (РС 1, РС 2), що бшьш iнформативно вiдображають характер впливу свплового режиму на переб1г морфофiзiологiчних процеот у культивованих in vitro рослин G. lutea. Як видно з рисунка 2, змшт (Dim 1 i Dim 2), що корелюють з вщповщними компонентами РС 1 i РС 2 враховують 73,5% дисперси витрюваних показник1в у контрольна групi культивованих in vitro G. lutea та двох варiантах СК дослiджених популяц1й. При цьому Dim 1 вичерпуе 57,7%, а Dim2 - 15,8% сумарно1 дисперсiï.

Основний внесок у визначення стану культивованих рослин за Dim 1 дають показники, як1 характеризуюсь прирiст бiомаси та зб^льшення гтщ листковоï поверхнi рослин, а також сп1вв1д-ношення п1гмент1Б у реакцшних центрах i свiтлозбиральних комплексах фотосистем. Змшна Dim 2 об'еднуе параметри, що вщображають залежнiсть к1лькост1 листюв та вм^сту хлороф^лу a, хлорофшу b, каротиноïдiБ в1д свплових умов культивування.

Характер розгашування параметров у просторi головних компонент дозволив видшити три групи показниюв (кластеров), що детерм1нован1 певним свпловим режимом i в1дпов1дають контролю (А), першого варiанта СК (Б), другого варiанта СК (В) (рис. 2). При цьому в межах групи уа параметри мж собою корелюють позитивно; м1ж дiаметрально протилежно розташо-ваними параметрами спостер^гаеться негативна корелящя.

Як видно з рисунка 2, кластер А включае параметри L, LIN, LSR, SLA, вщношення хлороф1л b / каротино1ди. Це щатверд-жуе той факт, що умови контролю найбшьше впливають на зм-ну довжини (L, LIN) осьових органов. Тому з цими параметрами тiсно пов'язаний показник LSR, який визначае в1дношення бiо-маси надземноï частини до бiомаси кореня. Сильним стохастич-ним зв'язком умови контролю пов'язаш з показниками товщини листковоï пластинки (SLA) та вщношенням хлороф^лу b до ка-ротинощв (b / car) у свплозбиральному комплексi ФС II. Прина-

лежнсть параметра вщношення хлорофш b / каротинощи до облает! кластера контролю дозволяе чткше штерпретувати дат таблиц! 2 та щдтвердити сильний стохастичний зв'язок ще! ве-личини лише з режимом освiтлeння контролю.

Застосування методу головних компонент дозволило щд-твердити iншi нашi попередт висновки: що свiтловi умови пер-шого варiанта СК сприяють збшьшенню кiлькостi листк1в у рослин; що мж групою величин LWR, SLA, вщношення хлорофш a / хлорофш b та режимом першого варiанта СК вщсутнш кореля-цйний зв'язок. Незначне перекривання областей кластерш Б i В означае, що на показники продуктивностi рослин (WP, WS, WR, WL, A, ALI) свiтловий режим першого варiанта менше впливае, тж ми це припускали пщ час анализу усереднених даних таблиц 1.

5.0-

Chla

-4 0 4

D¡m1 (67.7%)

Рис. 2. Зв'язки морфометричних, алометричних параметров та шгментного комплексу культивованих in vitro рослин Í3 популяцш (г. Пожижевська, г. Шешул-Павлик, п. Лемська) G. lutea 3Í свнловими режимами 1х вирощування: A - контроль; Б - перший вар1ант СК; В - другий вар1ант СК: позначення - див. табл. 1, 2

Тсне же групування величин WP, WS, WR, WL, A, ALI, LWR, SLA, хлорофш a / хлорофш b у межах облает! кластера В вказуе як на позитивну кореляцю м!ж ними, так i на сильний стохастичний зв'язок мж цими параметрами та свнловим режимом цього варiанга.

Вище ми зазначали складнiсть виявлення набору чинниив, що впливають на шгментну систему пластид культивованих in vitro G. lutea. Застосування методу головних компонент дозволило точнше з'ясувати характер залежносп показниив як одного вщ шшого, так i вщ свiтловиx умов. Особливосп розташу-вання у двовитрнш площит величин, що стосуються вмсту шгментш (хлорофшу a, b, каротиновдв), а також вщношень суми хлорофтв (а + b) / каротиновдв (a + b / car) i хлорофшу а / каро-тинощв (a / car) вказують на юнування слабкого позигивного кореляц1йного зв'язку м!ж ними. Вектор же 1х тяжшня до проекций головних компонент РС 1 i РС 2 визначае стушнь кореляцй-ного зв'язку з режимами освплення контрольно! та дослщних груп рослин. Тому розташування показниив хлорофшу a i каро-тинощБ в областi нульово! позначки головно! компоненти РС 1 означае, що на 1х величини майже однаково впливають як умови контролю, так i другого варiанта СК. Водночас вщхилення 1х вектс^ (Chl a, Carot) у бж контрольно! групи вказуе на дещо бшьшу домшуючу роль саме цього свплового режиму. Характер направленосп векгорiБ хлорофшу a та каротиновдв вщносно

областi кластера першого Bapiarna означае, що мж ними кснуе негативний кореляциний зв'язок.

Вектор нaпpaвленоcтi величини хлорофш b (Chl b) також вказуе на ïï бшьший стохастичний зв'язок 3i cвiтловим режимом контpольноï групи, що зумовлено специфкою роботи свпло-збирального комплексу ФС II за таких умов. Застосування методу головних компонент дозволило виявити кореляцит зв'язки з режимами освплення величин, що характеризують ввдношення як суми хлорофшв (a + b) до каротинощв, так i хлорофшу a до каротинощв. Як видно з рисунка 2, напрям вектоpiв цих величин сввдчить про ïх сильнший кореляц1йний зв'язок iз контрольною групою, нж iз дослдними вapiaнтaми СК.

Обговорення

Анaлiз отриманих експериментальних даних дозволяе при-пустити, що штенсившсть ростових процеов i морфогенез культивованих in vitro рослин G. lutea за piзних умов освплення кон-тролюються складними мехаизмами, яю залежать не лише вщ особливосп функцюнування фотоcинтетичноï системи. Це пов'я-зано з тим, що свпло здатне переключати мехашзми ендогеннм pегyляцiï та pеaлiзyвaти ввдповщщ програми морфогенезу. Його фiзiологiчне значення для рослин не обмежуеться лише фотосинтезом, а поширюеться на числены системи контролю за ростом i розвитком оргашзму (Kainachuk et al., 1990; Kaiserli & Chory, 2016). При цьому доведено, що рют рослин визначае од-ночасне поеднання трьох параметров: якоcтi cвiтлa, його штен-сивносп та тривалосп да (Folta & Childers, 2008).

Сучасними дослщженнями доведено, що до системи фото-pегyляцiï морфогенезу входять рецептори та трансдуктори свп-лового сигналу: фггохроми, яю поглинають хвилi Еч i дальнього червоного дапазошв; криптохроми, фототрошни та нефотосин-тетичнг каротини - yльтpaфiолет (УФ А, УФ В) та Ес; суперхром (неохром) - область Ес i Еч (Wang & Deng, 2002).

Нин немае единого погляду щодо мехатзм1в трасляцй свп-лового сигналу в кттит. Однак схиляються до думки, що по-глинене сенсорними шгментами cвiтло не лише спричинюе синтез макроерпчних хiмjчних сполук через pеaлiзaцiю фотосинте-тичноï функци, а також утворюе сигнал, здатний передаватися по компонентах цитозолю та геному, актжзуючи цитозольш компоненти, екcпpеcjю генв COP, DET, FUS, продукти яких бе-руть участь у регуляци пpоцеcjв морфогенезу (Franklin et al., 2005). При цьому вiдбyвaeтьcя змша ендогенного гормонального балансу рослини, який контролюе як процеси росту та розвитку, так i роботу фотосинтетичного апарату. Припускають, що фото-регуляторн системи, якj вщтвщають за фотосинтез i морфогенез, можуть мати як спшьш фоторецептори, так i cпецифiчнj для кожнм з них (Lau & Deng, 2010).

Складнсть взаемода бaгaтоpjвневих регуляторних мехатз-мiв, що jнтегpyють процеси росту та фотосинтезу не дозволяе на даний час з'ясувати ва кореляц1йн1 зв'язки мjж структурно-функцюнальними характеристиками фотосинтетичного апарату та продуктивнгстю рослин (Kabashnikova, 2011). Однак припускають, що мехашзми, якj ввдповщають за picт рослин, являють собою регуляторт системи першого порядку, а мехатзми, що визначають стан шгменттам системи та jнтенcивнjcть пеpебjгy фотосинтетичних реакц1й, е регуляторними системами другого порядку (Nemoikyna, 2003; Zavoruev et al., 2011).

Застосування такого тдходу дозволяе пояснити icнyючy не-в1дпов1дн1сть мiж високим вмjcтом п1гментгв хлорофшу a, хлорофшу b i каротинощв у фотосинтетичному апаратг та загаль-ною низькою пpодyктивнjcтю рослин G. lutea контрольна групи. За низьких значень jнтенcивноcтi оcвiтлення рослини фактично не здатнг поглинати хвилi Еч диапазону (Dong et al., 2014). Низка регуляторних фиохромлв поглинае cвiтло у ближньому та даль-ньому червоному диапазонах i регулюе синтез вyглеводjв у про-цеа фотосинтезу, тому перебгг моpфофiзiологjчних реакци може визначати низька iнгенcивнjcть свплового потоку Еч i

висока частка хвиль Ес i Ез дапазошв (iß перевагою зеленого свила у спекгр! ЛД ламп).

Збшьшення у спекгр! частки синього дапазону зм!нюе меха-н!зми регуляцй функцюнування так звано! «системи високо! енергй» (Margitay, 2006) та модифжацй шгментного складу фотосинтетичного апарату. Це супроводжуеться зростанням концентраций хлорофшу a, хлорофшу b i каротиновдв у рослин контролю, оскшьки у хлорофшу a поглинання в синьому дiапазонi в 1,3 раза бшьше, н!ж у червоному, а у хлорофшу b - утрич (Margitay, 2006). Каротинощи теж мають максимуми поглинання в Ес дапазот. За нижчо! !нтенсивност! освплення вони викону-ють функщю додаткових свплозбиральних ЩгменпБ i !х частка збшьшуеться у свплозбиральному комплекс! ФС II (Havaux et al., 2000; Bailey et al., 2004; Syvash et al., 2016). Проте ефекгив-тстъ передач! енергй в!д каротиновдв до хлорофтв залежить як в!д виду каротиноадв, так i в!д !х положення у фотосинтетичному апарат! та не перевищуе 35-90%, тод як ефективигсть передач! енергй в антенних комплексах хлорофшу становить 100% (CafFarri et al., 2007).

Так! змши струкгури у свплозбиральному комплекс! ФС II G. lutea контрольно! групи мали б компенсувати для них нестачу св!гла та, як результат, пол!пшити продуктивнють. Проте р!зн! спекгри св!гла та р!зна його штенсившстъ можуть здшснювати протилежний вплив на один i той самий ф!з!олог!чний процес (Dou et al., 2017). За даними багатьох досл!джень (Vicente & Garcia, 1981; Tañada, 1984; Golovatskaya, 2005; Folta & Maruhnich, 2007), трансдукщя св!тлових сигнал!Б Ез i Ес дапазошв зд!йснюеться не лише фотосинтетичними п!гментами, ф!тохромами та крип-тохромами, а й додатковими фоторецепторами, що працюють на нижчих або вищих енерг!ях випромшювання. Це акгив!зуе с!тку вторинних посередниюв та гормональну систему регуляцй рослини й може зменшити концентрацию ендогенно! шдолш-оцгово! кислоти (ЮК) i збшьшити вм!ст деяких форм вшьних пберелтав (Nemoykina & Karnachuk, 2002). Зг!дно з досл!джен-нями Voskresenskaya (1987), Ес спекгр стимулюе бшковий об-м!н, а Еч - вуглеводний. Тому сумац!я ефекпв впливу хвиль Ес та Ез дапазошв у спектр! контролю, ймов!рно, здатна зм!нити переб!г метабол!чних процеов та природний гормональний баланс рослин контрольно! групи G. lutea вс!х достджених попу-ляци. Це запускае специф!чн! реакци фотоморфогенезу, як! спричиняють слабкий розвиток коренево! системи, витягування стебел, утворення др!бних листкв !з тонкою листковою пластинкою та загальну низьку продукгившстъ G. lutea в контроле Под1бн! результати отриман! Cope & Bugbee (2013) п!д час вивчення зм!н ростових парамегр!Б рослин Raphanus sativus за впливу низько! штенсивност! св!тла з високою часткою хвиль Ес i Ез. Як насл!док, так! особини мають слабкий адапгацшний потенциал. Це тдтверджують наведен! нами дан! щодо !х значно! легальност! на першому та другому роках життя п!сля перене-сенняу природу.

Тому додаткове використання ламп ЛХБ для корекцд св!г-лового режиму культивування G. lutea (перший вар!ант СК) дозволило щдвищити штенсившстъ св!тлового потоку, збшьшити поглинання фотосинтетичним апаратом фотошв Ек спектра та, певною мрою, збалансовувати регуляторн! системи, що контро-люють ростов! процеси та фотосинтез G. lutea. Це тдтверджують результати морфометричного анал!зу та п!гментного складу рослин цього вар!анта СК. Зниження вм!сту вс!х п!гменг!Б, по-р!вняно з контролем, ймов!рно, означае перебування рослин у задовшьшших свплових умовах. Однак низьке в!дношення хлорофш а / хлорофш b у хлоропластах вказуе на ще вщносно висо-ку концентрацию хлорофшу b у свплозбиральному комплекс! ФС II (Leong & Anderson, 1984; Matsuda et al., 2007).

Це дозволяе припустити, що свплов! умови першого вар!ан-та СК ще не повною мрою в!дпов!дають ф!зюлопчному оптимуму свнлозабезпечення, необх!дному для повноцшного функцюнування фотосинтетичного апарату рослин G. lutea. На ко-ристь цього св!дчать низьк! показники розвитку фотосинтетичного апарату (табл. 2) в особин цього вар!анта досл!ду. Проте

так! свiтловi умови, поршняно з контролем та другим варiантом СК, !н!ц1ювали утворення у рослин G. lutea вс!х досл!джених популяци бшьшо! кiлькостi листкв та мжроклональне розмно-ження. Подiбнi результати отримали Nemoykyna & Karnachuk (2002) п!д час культивування in vitro гад лампами «бшого спектра» рослин виду Yucca elephantipes R. За переважання у спeктрi хвиль Ес дапазону збшьшуеться ефект впливу екзогенного ци-тоюншу, доданого у живильне середовище для культивування (Nemoykyna & Karnachuk, 2002). 1мов!рно, сумування спектр!в ЛД i ЛХБ ламп посилило д!ю введеного до складу живильного середовища регулятора росту К!нетину, що не лише сприяло збшьшенню к!лькост! листк!в, а й актив!зувало р!ст пазушних меристем G. lutea. Така оптим!зац!я свплового режиму дозволяе збшьшити коефщент м!кроклонального розмноження G. lutea без додаткового застосування б!льших концентраций екзогенних регулятор!в росту, що значно здешевлюе процес отримання по-садкового матер!алу.

Оптим!зацш спектрального складу в област! ФАР штучного св!тла за рахунок п!двищення частки хвиль Еч д!апазону збалан-совуе регуляторн! системи, що вщповщають за рют та фотосинтез (Nemoykyna & Karnachuk, 2002). За таких умов у рослин не лише достатньо збшьшуеться загальна площа листково! поверх-н!, а й спостeрiгаетъся максимальний фотосинтез !з одиницц И поверхт. Це зумовлено декшькома причинами: червоне св!тло у дапазот 600-640 нм мае найвищий квантовий вих!д для ф!кса-цц СО2, фотол!зу води та видшення О2, тому тдвищуе ефектив-тсть роботи фотосинтетичного апарату (Hogewoning et al., 2013); оптим!зац!я спектрального складу та !нтенсивност! осв!тлення вр!вноважуе сп!вв!дношення ф!тогормон!в та !нг!б!тор!в росту, що в!дображаеться на зм!н! швидкост! росту та продуктивност! рослин (Lau & Deng, 2010).

Ц висновки п!дтвeрджуютъ ! результати наших експеримен-тальних досл!джень, оск!льки додаткове застосування ф!толамп у другому вар!ант! СК, як! у своему спектр! мають високу частку хвиль червоного д!апазону, дозволило отримати максимальний прир!ст сиро! бюмаси не лише надземно!, а й шдземно! частини у рослин G. lutea. Зпдно з досл!дженнями Karnachuk (2002), ко-рекцк «бшого спектра» лампами «червоного спектра» в культивованих in vitro рослин збшьшуе концентрацию ендогенно! 1ОК, що сприяе !х швидшому укор!ненню. Добре же розвинена коренева система одна з головних умов ф!з!олог!чно! стаб!льност! рослинного орган!зму, оск!льки завдяки зб!льшенню площ! всмоктування коренево! системи тканин ! орган!в рослини кра-ще забезпечуються необх!дною к!льк!стю макро- та м!кроеле-мент!в (Bao et al., 2014).

Оптим!зац!я св!тлових умов культивування in vitro рослин G. lutea у другому вар!ант! СК позначилася й на загальному баланс! фотосинтетичних п!гмент!в, як! м!стяться в реакц!йних центрах ! св!тлозбиральних комплексах фотосистем. Рослини, фотосинтез яких в!дбуваеться в оптимальних умовах, у пластидах м!стятъ зазвичай високий пул хлороф!лу а (Leong & Anderson, 1984; Walters, 2005). Як показали наш! дослвдження, вмст хлоро-ф!лу a, а також каротино!д!в у пластидах рослин G. lutea другого вар!анта СК високий ! достов!рно значимо (за винятком г. Шешул-Павлик) не в!др!зняеться в!д контролю. Проте зниження концен-трац!! хлороф!лу b у св!тлозбиральних комплексах вказуе на пе-ребування рослин у комфортних щодо св!тлозабезпечення умовах. Високий вм!ст каротино!д!в у даному випадку зумовлений !х фотозахисною функцею (Bailey et al., 2004; Lichtenthaler et al., 2007). Можна припустити, що висок! концентрат!! шгментв у фотосинтетичному апарат! культивованих in vitro рослин G. lutea другого вар!анта СК забезпечать не лише б!льшу !х пластичн!сть, а й швидший перех!д в!д гетеротрофного до автотрофного жив-лення та кращу здатн!сть особин адаптуватися до нестерильних умов ex vitro та in situ.

Зовн!шн!й вигляд рослин G. lutea другого вар!анта СК най-б!льше в!дпов!дае габ!тусу !нтактних особин цього виду. Значно вкорочен! м!жвузля ускладнюють процедуру живцювання рослин in vitro. Тому доц!льно використовувати св!тловий режим другого

варiанта дослщу лише на заключних етапах подготовки посадко-вого матералу G. lutea до перенесення в умови ex vitro та in situ.

На основТ узагальнення експерименгальних даних можна за-пропонувати схему оптимзаци свплового режиму вирощування in vitro посадкового матерiалу G. lutea, яка передбачае двоетапне культивування: 1) мгкроклональне розмноження та рют рослин in vitro за свилових умов першого варiанга СК; 2) вкорГнення отриманих пагоив за режиму освплення другого варiаша СК.

Висновки

Морфогенез i бюпродуктивтсть культивованих in vitro рослин G. lutea не лише залежать вщ вм1сту пiгментiв та ïx сшввод-ношення в реакциних центрах i свiтлозбиральниx комплексах фотосистем, а й регулююгься складншими мехаызмами, здатни-ми змiнювати ендогенний фiтогормональний баланс i перебiг метаботчних реакцiй. Фотосинтетичний апарат культивованих in vitro рослин G. lutea за змгни спектрального складу свпла та його штенсивносп упродовж 90 дб здатний повтстю перебуду-ватися та змшити кiлькiсне спiввiдношення пiгментiв, що позна-чаегься на iнтенсиБностi його функцюнування.

Отримаш результати показали недоцiльнiсть культивування рослин G. lutea под лампами ЛД, оскшьки таи свиловТ умови запускають специфiчнi реакци фотоморфогенезу, яю виклика-ють слабкий розвиток кореневоï системи, витягування стебел, утворення дрТбних листкв Тз тонкою листковою пластинкою та загальноï низьим продуктивностГ рослин.

Виявлено ефекгивнiсть впливу корекци спектрального складу та штенсивносп освплення ламп ЛД лампами ЛХБ на проце-си росту та розвитку in vitro рослин G. lutea. Зроблено припу-щення, що сумування спекгрiв ЛД i ЛХБ посилило даю екзоген-ного Кн, уведеного до складу живильного середовища. Це, у свою чергу, спричинило шплювання росту пазушних меристем. Тому культивування in vitro рослин G. lutea в таких свгглових умовах не лише полГпшуе ïx бюпродуктивтсть поргвняно Тз за-стосуванням лише лампи денного свила (контроль), а й дозволяе збшьшити коефшТент мгкроклонального розмноження без додат-кового використання екзогенних регуляторгв росту фиогормо-нТв, що значно здешевлюе процес отримання посадкового мате-рТалу. Показано ефективнють застосування комбГнаци ламп ЛД, ЛХБ i фгголамп у спiввiдношеннi 0,6 : 1 : 1, водповодно, для корекци свгглового режиму вирощування рослин G. lutea на заключних етапах подготовки ïx посадкового матерТалу до перенесення в умови ex vitro та in situ. Це пов'язано з тим, що пТдви-щення частки хвиль Еч даапазону збиьшуе ефектиБисть поверх-н листкв, вмсту фотосинтетичних пГгмента, найбиьшого приросту надземно! та подземн^ частин. Припускаемо, що це забез-печить швидший переход культивованих in vitro рослин G. lutea вод гетеротрофного до автотрофного живлення, посилить ïx адаптацшний потенщал i дозволить легше пристосуватися до не-стерильних умов ex vitro та in situ.

Виявленг тенденци щодо змгни габиусу, морфометричних, алометричних параметрiв та пТгментного складу залежно вод свплового режиму культивування in vitro характеры для вибГрок рослин усгх трьох дослГджених популяци. Враховуючи цг дан та результати методу головних компонент, можна припустити, що це загальна видоспецифТчна реакцгя G. lutea на змгну гнтен-сивностг випромгнювання та його спектрального складу.

Застосування дисперсГйного аналзу та методу головних компонент дозволило точнгше Гнтерпретувати результати дослТджен-ня. На основТ отриманих результата розроблено схему опгим1зацй свТтлового режиму вирощування in vitro рослин G. lutea для пщви-щення ïx адаптацгйного потенцгалу та реалТзувати завдання першого етапу багатоступiнчастоï технологи стабтзаци / реГнтродук-цй популяци цього виду на територй Украшських Карпат.

References

Bailey, S., Horton, P., & Walters, R. G. (2004). Acclimation of Arabidopsis thaliana to the light environment: The relationship between photosynthetic function and chloroplast composition. Planta, 218, 793-802.

Banas, A K., & Gabrys, H. (2007). Influence of sugars on blue light-induced chloroplast relocations. Plant Signaling and Behavior, 2(4), 221-230.

Bao, Y., Aggarwal, P., Robbins II, N. E., Stumock, C. J., Thompson, M. C., Tan,

H. Q., Tham, C., Duan, L., Rodriguez, P. L., Vernoux, T., Mooney, S. J., Bennett, M. J., & Dinneny, J. R. (2014). Plant roots use a patterning mechanism to position lateral root branches toward available water. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 111(25), 9319-9324.

Belokurova, V. B. (2010). Methods of biotechnology in system of efforts aimed at plant biodiversity preservation (Review). Cytology and Genetics, 44(3), 174-185.

Bidl, K. L. (1989). Fotosintez i bioproduktivnost': Metody opredelenija [Photosynthesis and bioproductivity: Methods of determination]. Ahropromizdat, Moscow (in Russian).

Bisht, S. S., Bisht, A. S., & Chauhan, R. S. (2017). In-vitro mutagenesis induction to improve abiotic stress in tissue cultured plantlet of Picrohiza kurroa Royle ex. Benth: An endangered plant of Western Himalayas, India. Medicinal and Aromatic Plants, 6(2), 287.

Burney, D. A, & Burney, L. P. (2007). Paleoecology and "inter-situ" restoration on Kaua'i, Hawai'i. Frontiers in Ecology and the Environment, 5, 483-490.

Caffarri, S., Passarini, F., Bassi, R., & Croce, R. (2007). A specific binding site for neoxanthin in the monomeric antenna proteins CP26 and CP29 of Photosystem II. FEBS Letters, 581(24), 4704-4710.

Cope, K. R., & Bugbee, B. (2013). Spectral effects of three types of white light-emitting diodes on plant growth and development: Absolute versus relative amounts of blue light. HortScience, 48(4), 504-509.

Cruz-Cruz, C. A., Gonzalez-Arnao, M. T., & Engelmann, F. (2013). Biotechnology and conservation of plant biodiversity. Resources, 2, 73-95.

Dingenen, J. V., De Milde, L., Vermeersch, M., Maleux, K., De Rycke, R., De Bruyne, M., Storme, V., Gonzalez, N., Dhondt, S., & Inze, D. (2016). Chloroplasts are central players in sugar-induced leaf growth. Plant Physiology, 171(1), 590-605.

Dong, C., Fu, Y., Liu, G., & Liu, H. (2014). Low light intensity effects on the growth, photosynthetic characteristics, antioxidant capacity, yield and quality of wheat (Triticum aestivum L.) at different growth stages in BLSS. Advances in Space Research, 53, 1557-1566.

Dou, H., Niu, G., Gu, M., & Masabni, J. G. (2017). Effects of light quality on growth and phytonutrient accumulation of herbs under controlled environments. Horticulturae, 3(2), 36.

Drobyk, N. M., Grytsak, L. R., Mel'nyk, V. М., Kravets, N. B., Konvalyuk,

I. I., Twardovska, M. O., & Kunakh, V. A. (2015). In vitro manipulation and propagation of Gentiana L. species from the Ukrainian Flora. In: The Gentianaceae - Volume 2: Biotechnology and Applications. Springer, Berlin, Heidelberg, 45-79.

Folta, K. M., & Childers, K. S. (2008). Light as a growth regulator: Controlling plant biology with narrow-bandwidth solid-state lighting systems. HortScience, 43(7), 1957-1964.

Folta, K. M., & Maruhnich, S. A. (2007). Green light: A signal to slow down or stop. Journal of Experimental Botany, 58(12), 3099-3111.

Franklin, K. A., Larner, V. S., & Whitelam, G. C. (2005). The signal transducing photoreceptors of plants. The International Journal of Developmental Biology, 49, 653-664.

Golovatskaya, I. F. (2005). The role of cryptochrome 1 and phytochromes in the control of plant photomorphogenetic responses to green light. Russian Journal of Plant Physiology, 52(6), 822-829.

Gong, J., Zhang, Z., Zhang, C., Zhang, J., & Ran, A. (2018). Ecophysiological responses of three tree species to a high-altitude environment in the southeastern tibetan plateau. Forests, 9(2), 48.

Govorov, P. P., Velyt, I. A., Shchyrenko, V. V., & Pylypchuk, R. V. (2011). Dzherela svitla dlja vyroshhuvannja ovochiv v umovah zakrytogo g'runtu [Lamp surfaces for vegetables in conditions of suspended soil]. Dzhura, Ternopil' (in Ukranian).

Gururani, M. A., Venkatesh, J., & Tran, L. S. (2015). Regulation of photosynthesis during abiotic stress-induced photoinhibition. Molecular Plant, 8(9), 1304-1320.

Havaux, M., Bonfils, J. P., Lutz, C., & Niyogi, K. K. (2000). Photodamage of the photosynthetic apparatus and its dependence on the leaf developmental stage in the npq1 Arabidopsis mutants deficient in the xanthophyll cycle enzyme violaxanthin de-epoxidase. Plant Physiology, 124(1), 273-284.

Hogewoning, S. W., Wientjes, E., Douwstra, P., Trouwborst, G., van Ieperen, W., Croce, R., & Harbinson, J. (2012). Photosynthetic quantum yield dynamics: From photosystems to leaves. The Plant Cell, 24(5), 1921-1935.

Hrytsak, L. R., Melnyk, V. M., Konvaliuk, I. I., Kravets, N. B., Mosula, M. Z., & Drobyk, N. M. (2017). Mikroklonal'ne rozmnozhennja vydiv rodu Gen-tiana L. flory Ukrai'ny [Microclonal propagation of Gentiana L. species from the Ukrainian flora]. Scientific Issues Ternopil Volodymyr Hnatiuk National Pedagogical University. Series Biology, 1(68), 74—82 (in Ukranian).

Kabashnikova, L. F. (2011). Fotosinteticheskij apparat i potencial hlebnyh zlakov [Photosynthetic apparatus and the potential of cereals]. Belorusskaja nau-ka, Minsk (in Russian).

Kaiserli, E., & Chory, J. (2016). The role of photochromes in triggering plant developmental transitions. In: eLS. John Wiley & Sons Ltd, Chichester.

Karnachuk, R. A., Negretskii, V. A., & Golovatskaya, I. F. (1990). Gormonal'-nyj balans lista rastenij na svetu raznogo spektral'nogo sostava [Hormonal balance in the plant leaf under light differing in quality]. Russian Journal of Plant Physiology, 37(3), 527-534 (in Russian).

Keziah, S. M., & Devi, C. S. (2017). Essentials of conservation biotechnology: A mini review. IOP Conference Series: Materials Science and Engineering, 263, 022047.

Kiran, G., Venugopal, R. B., Jabeen, F. T. Z., Kaviraj, C. P., & Srinath, R. (2004). Rapid regeneration of Mentha piperita L. from shoot tip and nodal explants. Indian Jounal of Biotecnology, 3, 594-598.

Kobiv, Y., Prokopiv, A., Nachychko, V., Borsukevych, L., & Helesh, M. (2017). Distribution and population status of rare plant species in the Marmarosh Mountains (Ukrainian Carpathians). Ukrainian Botanical Journal, 74(2), 163-176.

Kodun-Ivanova, M. A. (2017). Pokazateli vodnogo stressa mikroklonal'no raz-mnozhennyh rastenij osiny Populus tremula pri ih vyrashhivanii v uslovi-jah ex vitro [Indicators of water-stress of microclonal aspen Populus tremula to the ex vitro conditions]. Trudy Belarusian State Technological University, 1(2), 146-155.

Kramer, F. T., & Havens, K. (2009). Plant conservation genetics in changing world. Trends in Plant Science, 14(11), 599-607.

Kucherjavyi, V. P., Mokryj, V. I., Shymkiv, O. B., Bashuc'ka, U. B., Bejnc, S., & Viljem, B. (2003). Diagnostyka ta optymizacija bio-naturoju stijkosti fitome-liorantiv devastovanyh landshaftiv [Diagnostic and optimisation by bio-natu-ra of vitality of phytomeliorant of devastated landscape]. Scientific bulletin of UNFU, 13(5), 303-307 (in Ukranian).

Kuster, V. C., De Castro, S. A. B., & Vale, F. H. A. (2016). Photosynthetic and anatomical responses of three plant species at two altitudinal levels in the Neotropical savannah. Australian Journal of Botany, 64(8), 696-703.

Lau, O. S., & Deng, X. W. (2010). Plant hormone signaling lightens up: Integrators of light and hormones. Current Opinion in Plant Biology, 13(5), 571-577.

Leong, T. Y., & Anderson, J. M. (1984). Adaptation of the thylakoid membranes of pea chloroplast to light intensities. I. Study on the distribution of chlorophyll-protein complexes. Photosynthesis Research, 5(2), 105-115.

Lichtenthaler, H. K., Marek, A. A., Kalina, M. V., & Urban, O. J. (2007). Differences in pigment composition, photosynthetic rates and chlorophyll fluorescence images of sun and shade leaves of four tree species. Plant Physiology and Biochemistry, 45(8), 577-588.

Ling, Q., & Jarvis, P. (2015). Functions of plastid protein import and the ubi-quitin-proteasome system in plastid development. Biochimica et Biophysi-ca Acta (BBA) - Bioenergetics, 1847(9), 939-948.

Margitay, L. (2006). Osoblyvosti vmistu fotosyntezujuchyh pigmentiv u roslyn introdukovanyh vydiv rodiv Sedum L. i Crassula L. [Features of the content of photosynthetic pigments in plants of introduced species of genera Sedum L. and Crassula L.]. Bulletin Taras Shevchenko National University of Kyiv. Series Introduction and Conservation of Plant Diversity, 10, 38-40 (in Ukranian).

Maschinski, J., & Albrecht, M. A. (2017). Center for plant conservation's best practice guidelines for the reintroduction of rare plants. Plant Diversity, 39(6), 390-395.

Matsuda, R., Ohashi-Kaneko, K., Fujiwara, K., & Kurata, K. (2007). Analysis of the relationship between blue-light photon flux density and the photo-synthetic properties of spinach (Spinacia oleracea L.) leaves with regard to the acclimation of photosynthesis to growth irradiance. Soil Science and Plant Nutrition, 53(4), 459-465.

Mayorova, O. Y., Hrytsak, L. R., & Drobyk, N. M. (2015a). The strategy of Gentiana lutea L. populations in the Ukrainian Carpathians. Russian Journal of Ecology, 46(1), 43-50.

Mayorova, O. Y., Hrytsak, L. R., & Drobyk, N. M. (2015b). Adaptation of Gentiana lutea L. plants obtained in vitro to ex vitro and in situ condition. Biotechnologia Acta, 8(6), 77-86.

Mezhuts, B. K. (2009). Primenenie dimetilsul'foksida v kachestve rastvoritelja fotosinteticheskih pigmentov v polevyh issledovanijah [Application of di-methylsulfoxide as a solvent of photosynthetic pigments in field investigations]. Bulletin of State Agrarian University of Armenia, 3, 40-44 (in Russian).

Murashige, T., & Skoog, F. A. (1962). A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue culture. Physiologia Plantarum, 15(3), 473-497.

Nemoykina, A. L., & Karnachuk, R. A. (2002). Sovmestnoe dejstvie sveta raz-nogo spektral'nogo sostava i jekzogennyh gormonov na mezostrukturu Yucca elephantipes R. v kul'ture in vitro [The combined action of light of different spectral composition and exogenous hormones on the Yucca elephantipes R. mesostructure in vitro culture]. Journal Investigated in Russia, 174, 1930-1937 (in Russian).

Oceania, C., Doni, T., Tikendra, L., & Nongdam, P. (2015). Establishment of efficient in vitro culture and plantlet generation of tomato (Lycopersicon esculentum Mill.) and development of synthetic seeds. Journal of Plant Sciences, 10(1), 15-24.

Ouzounis, T., Rosenqvist, E., & Ottosen, C.-O. (2015). Spectral effects of artificial light on plant physiology and secondary metabolism: A review. HortScience, 50(8), 1128-1135.

Rossi, M., Fisogni, A., & Galloni, M. (2016). Biosystematic studies on the mountain plant Gentiana lutea L. reveal variability in reproductive traits among subspecies. Plant Ecology and Diversity, 9(1), 97-104.

Rybchenko, L. S., & Savchuk, S. V. (2015). Potencial gelioenergetychnyh kli-matychnyh resursiv sonjachnoi' radiacii' v Ukrai'ni [Potential of the climatic solar radiation energy resources in Ukraine]. Ukrainian Geographical Journal, 4, 16-23 (in Ukrainian).

Saez, P. L., Bravo, L. A., Saez, K. L., Sanchez-Olate, M., Latsague, M. I., & Rlos, D. G. (2012). Photosynthetic and leaf anatomical characteristics of Castanea sativa: A comparison between in vitro and nursery plants. Biologia Plantarum, 56(1), 15-24.

Sarasan, V., Cripps, R., Ramsay, M. M., Atherton, C., McMichen, M., Prender-gast, G., & Rowntree, J. K. (2006). Conservation in vitro of threatened plants-progress in the past decade. In Vitro Cellular and Developmental Biology - Plant, 42(3), 206-214.

Schottler, M. A., & Tôth, S. Z. (2014). Photosynthetic complex stoichiometry dynamics in higher plants: Environmental acclimation and photosynthetic flux control. Frontiers in Plant Science, 5, 188.

Strashniuk, N. M., Hrytsak, L. R., Leskova, O. M., & Melnyk, V. M. (2004). Vvedennja v kul'turu in vitro dejakyh vydiv rodu Gentiana L. [Introduction to the in vitro culture of some species of genus Gentiana L.]. Physiology and biochemistry of cultivated plants, 36(4), 327-334 (in Ukranian).

Sun, Y., & Zerges, W. (2015). Translational regulation in chloroplasts for development and homeostasis. Biochimica et Biophysica Acta, 1847(9), 809-820.

Syvash, O. O., Fomishyna, R. N., Zaharova, T. O., & Zolotar'ova, E. K. (2016). Hhlorofilazna aktyvnist' i pigmentnyj sklad lystkiv roslyn riznyh jarusiv shyrokolystjanogo lisu [Chlorophyllase activity and pigment composition in leaves of forest plants of different layers of broad-leaved forest]. The Bulletin of Kharkiv National Agrarian University. Series Biology, 2(38), 75-83 (in Ukrainian).

Tanada, T. (1984). Interaction of green or red light with blue light on the dark closure Albizzia pinnules. Physiologia Plantarum, 61(1), 35-37.

Velyt, I. A., & G'uzyk, D. V. (2013). Vybir dzherel svitla dlja optychnogo op-rominennja roslyn tomativ, ogirkiv ta rozsady [Selection of light sources for optical irradiation of plants of tomatoes, cucumbers and seedlings]. Control, Navigation and Communication Systems, 25, 128-132 (in Uk-ranian).

Viazov, E. V., & Shalyho, N. V. (2016). Aktivnost' fotosinteticheskogo appara-ta i zashhitnaja sistema rastenij ogurca (Cucumis sativus L.) pri uzkopolos-nom osveshhenii razlichnogo spektral'nogo sostava [Photosynthetic apparatus and defense system of cucumber (Cucumis sativus L.) plants under led lighting of different spectral composition]. Proceedings of the National Academy of Sciences of Belarus. Series of Biological Sciences, 4, 19-26 (in Russian).

Vicente, C., & Garcia, I. (1981). Decrease in phytochrome pelletability induced by green + far-red light in Trifolium repens. Biochemical and Biophysical Research Communication, 100(1), 17-22.

Volis, S., & Blecher, M. (2010). Quasi in situ: A bridge between ex situ and in situ conservation of plants. Biodiversity and Conservation, 19(9), 2441-2454.

Voskresenskaya, N. P. (1987). Fotoreguljatornye reakcii i aktivnost' fotosinteti-cheskogo apparata [Photoregulatory reactions and activity of the photosyn-thetic apparatus]. Russian Journal of Plant Physiology, 34(4), 669-684 (in Russian).

Walters, R. G. (2005). Towards an understanding of photosynthetic acclimation. Journal of Experimental Botany, 56(411), 435-447.

Wang, H., & Deng, X. W. (2002). Phytochrome signaling mechanism. In: The Arabidopsis book, 3. The American Society of Plant Biologists, Rockville.

Zavoruev, V. V., & Zavorueva, E. N. (2011). Fluorescencija list'ev topolej, ras-tushhih vblizi avtomobil'nyh dorog [Fluorescence of poplar leaves growing near highways]. Atmospheric and Oceanic Optics, 24(5), 437-440 (in Russian).