CC BY
7
12. Румянцев Г. И., Новиков С. М. //Там же.— 1984.— № 2. — С. 19—21.
13. Рязанов В. А. Ц Предельно допустимые концентрации атмосферных загрязнений. — М., 1952. — Вып. 1.— С. 9—25.
14. Рязанов В. А. Санитарная охрана атмосферного воздуха.— М., 1954.
15. Санитарные нормы проектирования промышленнных предприятий: СН 245—71. —М., 1972.
16. Саноцкий И. В. // Профилактическая токсикология. — М., 1984. —Т. 2, Ч. 1. —С. 6—19.
17. Сидоров К. К. Оценка кумулятивного эффекта химических соединений при различных режимах ингаляцион-
ного воздействия. // Гиг. и С. 93—94.
сан. — 1972. — № 5.
18. Указания по расчету рассеивания в атмосфере вредных веществ, содержащихся в выбросах предприятий: СН 369—74. — М., 1975.
19. Фролова А. Д., Дворкин Э. А., Лисман М. В. // Гиг. и сан. — 1983. — № 12.— С. 53—56.
20. Шефтель В. О. II Там же.— 1986. — № 8. — С. 70—73.
21. Штабский Б. М. II Там же.— 1973. —№ 8. — С. 24— 28.
22. Штабский Б. М., Шатинская И. Г. II Там же.— 1985.— № 3. — С. 57—60.
Поступила 08.06.88
УДК 579.84.083.137
Из мржтшм
Г. П. Калина, Г. М. Тру хина, Н. Б. Комзолова
СРЕДА ДЛЯ ОПРЕДЕЛЕНИЯ ПОДВИЖНОСТИ НЕФЕРМЕНТИРУЮЩИХ ГРАМОТРИЦАТЕЛ ЬНЫХ
МИКРООРГАНИЗМОВ
Московский НИИ гигиены им. Ф. Ф. Эрисмана
Проведение комплексных санитарно-микро-биологических исследований объектов окружающей среды, включающих, помимо определения общего числа мезофильных бактерий и коли-титра, также большой набор дополнительных индикаторных микроорганизмов (фекальных стрептококков, клебсиелл, протеев, псевдомонад, ацинетобактеров и др.)» а также патогенных микроорганизмов — сальмонелл и энтеровирусов, требует применения широкого ассортимента тестов. Одним из таких ключевых тестов является определение подвижности. Так как среди индикаторных микроорганизмов имеются неферментирующие грамотрицательные микроорганизмы (НФГОМ), необходимо было разработать простую экономическую среду для определения подвижности этой группы микроорганизмов, которая в то же время была бы пригодна и для определения подвижности ферментирующих факультативно-анаэробных видов.
Подвижность — ключевой признак большинства видов сальмонелл, псевдомонад, протеев, аэромонад. Неподвижны шигеллы, клеб-сиеллы, ацинетобактеры, моракселлы, флавобак-терии. Утрата жгутиков может иметь место у псевдомонад [5], протеев, однако эти виды в воде, как правило, сохраняют подвижность.
Отсутствие подвижности — стойкий признак семейства Neisseriaceae, в которое входят роды Neisseria, Branhamella, Moraxella, Acinetobac-ter, а также родов Brucella, Francisella, Fla-vobacterium, Paracoccus. В некоторых семейст-
вах или родах неподвижность свойственна отдельным видам, например в роде Pseudomonas только P. mallei выделяется отсутствием подвижности, а в роде Bordetella, напротив, подвижность характерна только для В. meningo-septicum, а В. pertussis и В. parapertussis неподвижны. Следует отметить, что приобретение «плавающей» подвижности фенотипически неподвижными штаммами в противоположность «дергающейся» — явление пока не обнаруженное, тогда как утрата жгутиков фенотипически подвижными штаммами может быть обусловлен на воздействием различных факторов окружающей среды, а также возникнуть в процессе микробной диссоциации.
Предложено много способов определения подвижности. Наиболее ранний, известный с XIX века, тест —микроскопия жидкой культуры в «висячей капле» — описан и в современных руководствах [3, 9]. Жгутики развиваются лучше при выращивании культуры при комнатной температуре [1, 3, 6], и наиболее четко выявляется подвижность в начале логарифмического роста культуры, наступающего через 8—12 ч после посева. Исследование более старых, 16—24-часовых, культур может привести к ложноотрицательным результатам. Окраска жгутиков специальными красками [1] трудоемка, малонадежна и применяется редко. Малодоступными для практических лабораторий являются методы электронной микроскопии [8]. Наиболее распространенный и широко применяемый при исследованиях ферменти-
рующих факультативно-анаэробных бактерий способ посева уколом в полужидкий агар столбиком [7] при исследованиях НФГОМ не надежен [6]. В 1970 г. R. Hugh [21 предложил для выявления в неподвижных ассоциациях подвижных клеток использовать разработанный в 1938 г. метод выявления сальмонелл на 0,3 % агаре в чашках. При этой концентрации агар сползает при передвижении чашки, зоны роста сливаются. Определение этим методом нескольких штаммов в одной чашке невозможно, что значительно снижает производительность труда, требует большой расход посуды и среды. Однако идея создания широкого доступа кислорода к развивающейся культуре заслуживает внимания.
В наших исследованиях для определения ^подвижности микроорганизмов была использо-^вана агаровая среда различной степени вязкости. При разработке метода мы учитывали необходимость выполнения следующих требований: 1) широкий доступ кислорода воздуха к развивающейся культуре; 2) создание условий, препятствующих подсыханию агара, ведущему к увеличению его концентрации; 3) устранение развития на среде попадающих из воздуха грамположительных, как правило подвижных, микроорганизмов; 4) учет потребности различных НФГОМ в пищевых компонентах. В соответствии с этими требованиями были испытаны варианты с различными концентрациями агара — от 0,3 до 0,6%. С целью обеспечения развивающихся популяций кислородом воздуха использовался чашечный метод. Для устранения сползания агара при наклонении и перемещении чашки применялись двухслойные среды — плотный (2 %) агаровый нижний слой, обеспечивающий сцепку с нижним слоем и консолидацию верхнего слоя — агаровой среды малой вязкости. Сохранение постоянного уровня вязкости поверхности среды обеспечивалось на основе принципа разности осмотического давления в нижнем и верхнем слоях: отсутствие солей (особенно хлорида натрия) в нижнем слое и повышенная концентрация их в верхнем слое создают необходимую разницу осмотического давления, в результате чего связанная вода нижнего слоя постепенно поступает в верхний слой, предотвращая подсыхание поверхностного слоя среды. Торможение развития грамположительных бактерий, в основном споровых бацилл, достигалось введением в состав среды кристаллического фиолетового. В основном был принят традиционный состав верхнего слоя — мясопептонный бульон, но, учитывая повышенную потребность многих НФГОМ в пищевом составе среды, в состав последней могут быть введены сыворотка крови, набор ростовых факторов или аминокислот.
В предварительных опытах была выявлена непригодность полужидкого агара (независимо
от его концентрации), разлитого в чашки одним слоем. При посеве бляшками на свежеприготовленный 0,4 % агар, разлитый толстым слоем (50 мл на 1 чашку), независимо от температуры инкубации (37 °С в течение суток или 4 ч при 37 °С с хранением до следующего утра при комнатной температуре) у подвижных видов было настолько сильное роение, что оно захватывало и площадь, занятую колониями неподвижных НФГОМ. Увеличение концентрации агара до 0,5 % и посев бляшками (выдерживание в течение 5 ч при 37 °С, затем наблюдение в течение 3 сут при комнатной температуре) дали почти полное отсутствие образования венчика у Р. aeruginosa и других псевдомонад, кроме Р. fluorescens, а также у штамма аэромонад. Венчик образовывался у Alcali-genes faecalis и Е. coli. Повторный посев этих же культур на среду той же серии приготовле-ления, но хранившуюся при комнатной температуре 3 сут, не выявил роения у подвижных НФГОМ, кроме А. faecalis.
После предварительной проверки различных вариантов двухслойной среды мы приняли окончательный состав. Нижний слой — агар 1,5 г, дистиллированная вода 100 мл. Верхний слой — агар 0,4 г, пептон 1 г, хлорид натрия
I г, 0,01 % водный раствор кристаллического фиолетового 2 мл, мясной настой 100 мл. При необходимости дополнительно вводили 1—2 мл сыворотки крови и (или) 15—20 мл жидкого дрожжевого экстракта. При приготовлении среды соблюдались условия, исключавшие подсыхание поверхности среды: разлитые в чашки нижний и верхний слои не подсушивались, как обычно, под стеклянную крышку вкладывалась прослойка из фильтровальной бумаги, чашки по возможности использовались свежеприготовленные. После разлива нижнего слоя чашки оставляли в том же положении до заливки верхним слоем, этим достигалась соразмерность толщины обоих слоев. Посев производили вертикальным уколом разогнутой петлей до дна чашки. На одной чашке могут быть проверено 8—12 штаммов. Засеянную среду оставляли при комнатной температуре [3]. Учет результатов проводили через 18—20 и 40— 42 ч.
При проверке метода на чистых культурах различных ферментирующих грамоотрицатель-ных видов и НФГОМ — разных видах псевдомонад, ацинетобактеров — установлено полное соответствие с фенотипическими свойствами. Проверка, проведенная на кафедре гигиены
II ММИ им. Н. И. Пирогова'С использованием 7 штаммов Citrobacter, 4— Enterobacter, 10 — Е. coli, 4 — Klebsiella pneumoniae, 2— К. oza-enae и 4 — S. faecalis, а также 3 штаммов Р. aeruginosa и 12 — A. calcoaceticus, показала полное соответствие результатов исследований фенотипическим свойствам микроорганизмов.
При исследовании воды и сточных жидкостей из 30 выделенных желатиназоположительных штаммов 21 был отнесен к ферментирующим, из них 2 (неподвижных) по прочим тестам были определены как клебсиеллы, остальные (подвижные) — как серратии. Из 9 желатиназоположительных НФГОМ 2 подвижные культуры по прочим ключевым признакам соответствовали псевдсмонадам, 6 — A. lwoffi.
Характерной особенностью роста бактерий рода Acinetobacter было образование вокруг круглой, выпуклой, с очерченным краем колонии, выросшей в месте укола, нежного, с трудом обнаруживаемого налета шириной 1 — 2 мм, редко увеличивающегося в последующие дни инкубации, чаще распознаваемого по своеобразному блеску на фоне матовой поверхности среды. Контрольный посев 17 штаммов A. lwoffi, 10—A. calcoaceticus и 15 — P. aeruginosa показал, что блестящий ободок образуется вокруг всех ацинетобактеров и отсутствует на границе ограниченного роения псевдомонад. Первоначальное предположение, что этот феномен обязан «дергающейся» подвижности за
счет фимбрий, описанных у ацинетобактеров [4], не подтвердилось. Во всех случаях отсев с блестящего ободка роста не давал. Немногочисленные штаммы бактерий рода Moraxella, выделенные нами из воды, были неподвижны.
Литература
1. Cowan S., Steel К. Manual for the- Identification of Medical Bacteria. — Cambridge, 1973.
2. Hugh R. // Manual of Clinical Microbiology / Ed. J. Blair
et al. — New York, 1970. —P. 175—190.
3. Hugh R.f! Glucose Nonfermenting Bacteria in Clinical Microbiology/Ed. G. Gilardi. — Florida, 1978.— P. 1—13.
4. Lautrop R. //Int. Bull. Bact. Nomenclat. — 1961. — Vol. 11. —P. 107—108.
5. Palleroni H. // Patterns of Progress. — London, 1978.— P. 1—80. •
6. Rubin S., Granato P., Wasiliaskas B.// Manual of clinical Microbiology. — New York, 1980. — P, 263—267.
7. Titsler R., Sandholzer L.//J. Microbiol. — 1936. — Vol. 31. —P. 263—267.
8. Topley and Wilson's Principles of Bacteriology and Immunity.— Baltimore, 1964.
9. Yu P., Washington J. // Laboratory Procedures in clinical Microbiology / Ed. J. Washington. — West Berlin, 1981.— P. 133—248.
Поступила 10.11.87
УДК 614.31:637.133.3]:725.42
• # В. П. Тулупов (Москва)
ГИГИЕНИЧЕСКИЕ ВОПРОСЫ РАЗМЕЩЕНИЯ И ПЛАНИРОВКИ ЦЕХОВ ПАСТЕРИЗАЦИИ И ПЕРЕРАБОТКИ МОЛОКА
В ПОДСОБНЫХ СЕЛЬСКИХ ХОЗЯЙСТВАХ
Качество молока и молочных продуктов, как известно, зависит от многочисленных факторов, определяющих условия их произвдоства. Обеспечение оптимальных гигиенических условий для выработки высококачественной молочной продукции особенно важно во вновь создаваемых подсобных сельских хозяйствах предприятий и организаций. К таким факторам прежде всего следует отнести размещение цехов пастеризации молока и производства молочной продукции на территории подсобного сельского хозяйства; их планировку, обеспечивающую соблюдение принципа поточности технологических процессов; внутреннюю отделку производственных помещений; оснащение необходимым технологическим оборудованием; устройство вентиляции, обеспечивающей нормируемые параметры микроклимата и чистоту воздуха по органолептическим, химическим и бактериологическим показателям.
Отсутствие необходимой нормативной документации, регламентирующей решение этих вопросов, вызывает затруднения у практических санитарных врачей при осуществлении предупредительного санитарного надзора за проектированием и строительством подсобных хо-
зяйств. Например, размещение цеха пастеризации молока в непосредственной близости к животноводческим помещениям может привести к отрицательному влиянию их на условия переработки молока и соответственно на качеств готовой продукции (специфические запахи, пыль, бактериальное загрязнение воздуха), а значительное удаление цеха неизбежно приведет к удлинению молокопроводов и затруднениям в их санитарной обработке.
Целью настоящей работы явилось техническое изучение опыта проектирования и эксплуатации цехов пастеризации молока и производства некоторых видов молочной продукции (сливки, сметана, творог) в четырех подсобных сельских хозяйствах, расположенных в Московской области. Цехи были построены по различным индивидуальным проектам, размещены на площадках с ровным рельефом местности, с наветренной стороны по отношению к животноводческим помещениям. В подсобном хозяйстве № 1, где содержится более 100 дойных коров, цех размещен на расстоянии 50 м от коровников, в хозяйстве № 2 (более 500 дойных коров) — на расстоянии 20 м, в хозяйстве № 3 с числом дойных коров более 200 — на рас-
