Сравнительный анализ цитокинового профиля плазмы крови крыс и мышей на in vivo-моделях гиперлипидемии

Ригер Николай Александрович; Апрятин С.А.; Евстратова В.С.; Трусов Н.В.; Балакина А.С.; Мжельская К.В.; Гмошинский И.В.

of scarless human fetal wound repair is deficient in transforming growth factor beta. J. Pediatr. Surg. 1995; 30: 198—203.

31. Thampatty B.P., Wang J.H. A new approach to study fibroblast migration. CellMotilCytoskeleton. 2007; 64(1): 1—5.

32. van Horssen R., Galjart N., Rens J.A., Eggermont A.M., ten Hagen T.L. Differential effects of matrix and growth factors on endothelial and fibroblast motility: application of a modified cell migration assay. J. CellBiochem. 2006; 99(6): 1536—52.

33. Kundra V., Escobedo J.A., Kazlauskas A., Kim H.K., Rhee S.G., Williams L.T., Zetter B.R. Regulation of chemotaxis by the platelet-derived growth factor receptor-ß. Nature. 1994; 367: 474—6.

34. Duband J.L., Dufour S., Thiery J.P. The instructive role of fibronectins in cell migrations during embryonic development. Ann. New York Acad. Sci. 1990; 588: 273—80.

35. Davis L.A., Ogle R.C., Little C.D. Embryonic heart mesenchymal cell migration in laminin. Dev. Biol. 1989; 133: 37—43.

36. Taraboletti G., Roberts D.D., Liotta L.A. Thrombospondininduced tumor cell migration: haptotaxis and chemotaxis are mediated by different molecular domains. J. Cell Biol. 1987; 105: 2409—15.

37. Maniwa S., Ochi M., Motomura T., Nishikori T., Chen J., Naora H. Effects of hyaluronic acid and basic fibroblast growth factor on motility of chondrocytes and synovial cells in culture. Acta Orthop. Scand. 2001; 72(3): 299—303.

38. Hasselaar P., Sage E.H. SPARC antagonizes the effect of basic fibroblast growth factor on the migration of bovine aortic endothelial cells. J. Cell. Biochem. 1992; 49: 272—83.

original article

39. Spring J., Beck K. and Chiquet-Ehrismann R. Two contrary functions of tenascin: dissection of the active sites by recombinant tenascin fragments. Cell. 1989; 59: 325—34.

40. Ehrlich H.P., Rajaratnam J.B. Cell locomotion forces versus cell contraction forces for collagen lattice contraction: an in vitro model of wound contraction. Tissue Cell. 1990; 22: 407—17.

41. Ehrlich H.P., Allison G.M., Leggett M. The myofibroblast, cadherin, alpha smooth muscle actin and the collagen effect. Cell Biochem. Funct. 2006; 24(1): 63—70.

42. Carracedo S., Lu N., Popova S.N., Jonsson R., Eckes B., Gullberg D. The fibroblast integrin alpha11beta1 is induced in a mechanosensitive manner involving activin A and regulates myofibroblast differentiation. J. Biol. Chem. 2010; 285(14): 10434—45.

43. Kohan M., Muro A.F., White E.S., Berkman N. EDA-containing cellular fibronectin induces fibroblast differentiation through binding to alpha4beta7 integrin receptor and MAPK/Erk 1/2-dependent signaling. FASEB J. 2010; 24(11): 4503—12.

44. Ott L.E., Sung E.J., Melvin A.T., Sheats M.K., Haugh J.M., Adler K.B. Fibroblast Migration Is Regulated by Myristoylated Alanine-Rich C-Kinase Substrate (MARCKS) Protein. PLoS one. 2013; 8(6): e66512.

45. Tang J., Liu H., Gao C., Mu L., Yang S., Rong M. et al. A small peptide with potential ability to promote wound healing. PLoS One. 2014; 9(3): e92082.

Поступила 03.10.16 Принята в печать 03.11.16

ЦИТОКИНЫ

УДК 616.153.45-008.61-092:612.017.1]-078.33-092.9

Ригер Н.А., Апрятин С.А., Евстратова В.С., Трусов Н.В., Балакина А.С., Мжельская К.В., Гмошинский И.В.

СРАВНИТЕЛЬНЫЙ АНАЛИЗ ЦИТОКИНОВОГО ПРОФИЛЯ ПЛАЗМЫ КРОВИ КРЫС И МЫШЕЙ НА IN VIVO-МОДЕЛЯХ ГИПЕРЛИПИДЕМИИ

ФГБУН «Федеральный исследовательский центр питания, биотехнологии и безопасности пищи», 109240, г Москва

Иммунная система способна реагировать на изменение соотношения жиров, белков и углеводов в рационах. Эти иммунологические реакции могут иметь межвидовые различия. В работе выполнен сравнительный анализ профиля иммунорегуляторных цитокинов плазмы крови крыс и мышей на модели гиперлипидемии. Материал и методы. Самки 48 крыс Wistar (a) и 48 мышей C57Black/6 (b) были разделены на 6 групп. Животные 1a—b получали рацион AIN93, 2a—b — избыток жиров (30% сухой массы), 3a—b — 20% фруктозы с водой, 4a—b — избыток жиров и фруктозы, 5a—b — избыток холестерина (0,5% сухой массы), 6a—b — избыток холестерина и фруктозы. На 63-й день эксперимента собирали кровь и отделяли плазму. Уровни цитокинов и ростовых факторов в плазме определяли на анализаторе Luminex 200 с использованием наборов Bio-Plex. Статистическую обработку выполняли с помощью пакета SPSS 20.0.

Результаты. У крыс групп 2a—6a избыток жиров, фруктозы и холестерина вызвал снижение уровней GM-CSF, M-CSF и увеличение EPO в плазме. Мыши из групп 2b—6b реагировали повышением содержания G-CSF и IL-3. Уровень хемокинов при избытке холестерина и фруктозы в рационе у крыс возрастал, а у мышей — снижался (группы 6a и 6b). Однако уровень EOTAXIN у мышей увеличился, а IL-5 у крыс — снизился. Избыток жиров и углеводов в рационе у крыс (группа 4a) снижал уровень IFN-y, IL-17A, TNF-a, способствуя увеличению IL-18, IL-1a и IL-4. У мышей избыток фруктозы снижал уровень IL-12p40, а добавление избыточного количества жира в рацион вызывало обратный эффект.

Заключение. Таким образом, на фоне различных рационов (избыток углеводов, жиров и холестерина и их сочетания) изменяется уровень цитокинов и ростовых факторов в плазме лабораторных животных. При этом наблюдается существенная разница в цитокиновом профиле крыс и мышей, что обусловлено межвидовыми различиями в иммунологических реакциях.

Для корреспонденции: Ригер Николай Александрович, д-р мед. наук, ст. науч. сотр. лаборатории иммунологии ФГБУН «ФИЦ питания и биотехнологии», E-mail: rieger_63@mail.ru

оригинальные статьи

Ключевые слова: крысы; мыши; гиперлипидемия; цитокиновый профиль; ростовые факторы.

Для цитирования: Ригер Н.А., Апрятин С.А., Евстратова В.С., ТрусовН.В., Балакина А.С., Мжельская К.В., Гмо-шинский И.В. Сравнительный анализ цитокинового профиля плазмы крови крыс и мышей на in vivo-моделях гиперли-пидемии. Иммунология. 2017; 38(1): 11-18. DOI: 10.18821/0206-4952-2017-38-1-11-18

Rieger N.A., Apryatin S.A., Evstratova V.S., Trusov N.V., Balakina A.S., Mzhelskaya K.V., Gmoshnski I.V.

COMPARISON STUDY OF BLOOD PLASMA CYTOKINE PROFILES OF RATS AND MICE IN IN VIVO MODELS OF HYPERLIPIDEMIA

Federal Research Center of Nutrition and Biotechnology, 109240, Moscow, Russia.

The immune system is able to respond to the change in the correlation of macro - and micronutrients in the diets. These reactions can have interspecies differences. We analyzed blood plasma cytokine profiles of rats and mice in models of hy-perlipidemia. Materials and methods. 48 female Wistar rats (a) and 48 C57Black/6 mice (b) were divided into 6 groups and fed during 63 days: 1a—b a diet AIN93; 2a—b — with a high fat diet (30%-dry weight); 3a—b — 20% fructose with water, 4a—b — with high fat supplemented with fructose, 5a—b — with a high-cholesterol diet (0.5% of dry mass); 6a—b — with a high-cholesterol supplemented with fructose. Blood was collected and the plasma was separated. The level of cytokines determined using kits Bio-Plex on the Luminex200-analyzer. Statistical processing was performed using the SPSS 20.0. Results. Diets with high macronutrients in rats decreased the levels of GM-CSF, M-CSF and increased — EPO. Mice reacted to increasing G-CSF and IL-3. Levels of chemokines increased in rats with high-cholesterol diet supplemented with fructose, but in mice levels were reduced. However, the level of EOTAXIN in mice increased, and IL-5 in rats — decreased versus controls. High-fat diet supplemented with fructose in rats reduced IFN-y, IL-17A, TNF-a, contributing to the increase levels of IL-18, IL-1a and IL-4. In mice diet with high-fructose caused a reduction in IL-12p40, and adding fat — the opposite effect. Conclusions. Thus, diets with high-carbohydrates, high-fats and high-cholesterol were able to have impact on the level of cytokines, chemokines and growth factors in the blood plasma of rats and mice. A significant difference of the cytokine profile in rats and mice probably encourages interspecific differences in immunological reactions.

Keywords: rat; mouse; hyperlipidemia; cytokine profile; growth factors.

For citation: Rieger N.A., Apryatin S.A., Evstratova V.S., Trusov N. V., Balakina A.S., Mzhelskaya K. V., Gmoshnski I. V. Comparison study of blood plasma cytokine profiles of rats and mice in in vivo models of hyperlipidemia. Immunologiya. 2017; 38(1): 11-18. DOI: 10.18821/0206-4952-2017-38-1-11-18

For correspondence: RiegerNikolayA. Dr. Sci. Med., senior researcher of the department of immunology Federal Research Center of Nutrition and Biotechnology, E-mail: rieger_63@mail.ru

conflict of interest. The authors declare no conflict of interest.

Acknowledgments. The study had no sponsorship.

Received 28.08.16 Accepted 03.11.16

Питание, в том числе потребление макронутриентов — белков, жиров и углеводов, является важным регулятор-ным фактором иммунных функций в организме. Иммунная система способна значимо реагировать в ответ на изменение диет, причем проявляемый эффект может быть обусловлен как простым увеличением энергетической ценности рациона, так и соотношением отдельных макро- и микронутриентов [1]. При продолжительных алиментарных дисбалансах возможно нарушение функции различных звеньев иммунной системы, вследствие чего может произойти снижение противоинфекционной резистентности и повышение тяжести проявлений аутоиммунных и аллергических реакций [2, 3]. С другой стороны, в механизмы развития алиментарнозависимых заболеваний (ожирение, метаболический синдром, сахарный диабет 2-го типа, атеросклероз и др.) включаются различные иммунные компоненты, в том числе воспалительные реакции вследствие привлечения макрофагов, нейтрофилов и других клеток иммунной системы в гипертрофированную жировую ткань [4, 5].

При моделировании алиментарнозависимых состояний у лабораторных животных (крыс и мышей) получили распространение два подхода. Первый из них состоит в использовании нокаутных по отдельным ключевым генам липидного обмена животных, у которых гиперли-пидемия, атеросклероз, ожирение и другие алиментар-нозависимые заболевания могут развиваться спонтанно при потреблении сбалансированного рациона [6]. Данная модель в наибольшей степени соответствует наследственным гиперлипидемиям, наблюдаемым у людей при некоторых полиморфизмах генов жирового обмена.

Альтернативный подход состоит в кормлении животных обычных инбредных или аутбредных линий рационами с несбалансированным соотношением белков, жиров и простых углеводов, а также с повышенным содержанием холестерина, вызывающим гиперлипидемию. Эти in vivo-модели в большей степени соответствуют алиментарному ожирению и связанной с ним сопутствующей патологии [7—9]. Однако следует учесть, что реакции крыс и мышей на указанные алиментарные факторы могут значительно различаться. Возможная роль иммунной системы в этих различиях недостаточно изучена.

Целью данной работы был сравнительный анализ возможных изменений в профиле цитокинов и ростовых факторов плазмы крови крыс и мышей, получавших рационы, способные вызвать состояния гиперлипидемии и ожирения (избыточное потребление пищевого жира, фруктозы и холестерина).

Материал и методы

Исследования проводили на 48 крысах-самках Wistar со средней начальной массой тела 123 ± 1 г и 48 мышах-самках линии C57Black/6 со средней начальной массой тела 17,8 ± 0,1 г (M ± m), полученных из питомника лабораторных животных филиала «Столбовая» ФГБНУ «Научный центр биомедицинских технологий» ФМБА России. Животных содержали группами по 2 особи на подстилке из опилок при 20—22 °C и режиме освещения 12/12 ч. Работу с животными выполняли в соответствии с руководством «Guide for the care and use of laboratory animals. 8th ed» [10] и Правилами лабораторной практики (Приказ Минздравсоцразвития России №

708Н от 23.08.2010 «Об утверждении правил лабораторной практики»).

Крысы и мыши были разделены на 12 групп по 8 животных (крысы: группы 1a, 2a, 3a, 4a, 5a, 6a; мыши: группы 1b, 2b, 3b, 4b, 5b, 6b). Средняя масса тела в группах животных каждого вида не различалась (p > 0,05, ANOVA). В течение 63 дней животные групп 1a и 1b (контрольные группы) получали полусинтетический рацион по AIN93 [11], 2a и 2b — рацион с избытком жиров (30% по массе сухого корма), 3a и 3b — рацион с добавлением 20% раствора фруктозы вместо воды, 4a и 4b — рацион с избытком жиров и добавлением 20% раствора фруктозы, 5a и 5b — рацион с избытком холестерина (0,5% по массе сухого корма), 6a и 6b — рацион с избытком холестерина и добавлением 20% раствора фруктозы вместо воды. Исследуемые рационы (включая контрольный) были изокалорийными, т. е. животные всех групп по фактическому потреблению корма получали одинаковое количество калорий, что достигалось изменениями в углеводном составе рационов в пределах физиологической нормы потребления. Выведение животных из эксперимента осуществляли путем де-капитации под эфирной анестезией. Кровь собирали в пробирки с добавлением 10% по объему антикоагулянта — 1% раствора гепарина в стерильном 0,15 М NaCl. После этого кровь центрифугировали при 3000 g в течение 15 мин для отделения плазмы. Образцы биологического материала хранили в лабораторной морозильной камере при -24 °C.

Для определения уровня цитокинов и ростовых факторов Eotaxin, гранулоцитарного колониеобразующего фактора (G-CSF), гранулоцитарно-макрофагального колониестимулирующего фактора (GM-CSF), интерферона гамма (IFN-y), интерлейкина 1-альфа (IL-1a), IL-1P, IL-2, IL-3, IL-4, IL-5, IL-6, IL-9, IL-10, IL-12 (p40), IL-12 (p70), IL-13, IL-17A, кератиноцитов (KC), белка-хемоаттрактанта моноцитов (MCP-1), макрофа-гального протеина воспаления 1-альфа (MIP-1a), MIP-1Р, регулятора активации Т-лимфоцитов (RANTES), фактора некроза опухоли альфа (TNFa) в плазме крови мышей использовали коммерческий набор Bio-Plex Pro Mouse Cytokine Grp I Panel 23-Plex; для определения уровня цитокинов/ростовых факторов эритропоэтина (EPO), G-CSF, GM-CSF, фактора роста и миграции кератиноцитов (GRO/KC), IFN-y, IL-1a, IL-2, IL-4, IL-5, IL-6, IL-7, IL-10, IL-12 (p70), IL-13, IL-17A, IL-18, ма-крофагального колониестимулирующего фактора (M-CSF), MCP-1, MIP-1a, MIP-3a, RANTES, TNFa, VEGF в плазме крыс — коммерческий набор Bio-Plex Pro Rat Cytokine Grp I Panel 24-Plex производства фирмы «BioRad Laboratories, Inc.» (США). Считывание результатов проводили на мультиплексном анализаторе Luminex 200 («Luminex Corporation», США) по технологии xMAP с использованием программного обеспечения Luminex xPONENT Version 3.1. Основные метрологические характеристики применяемого метода определения растворимых клеточных факторов в плазме: минимальное определяемое количество 10-3 пг/мл, погрешность определения (CV%) ± 7% в пределах одного определения (intraassay), ± 10% — для определений по разным стандартным графикам (interassay).

Статистическую обработку полученных данных выполняли с помощью пакета программ SPSS 20.0. Ввиду значительной дисперсии данных и предполагаемого отступления их эмпирического распределения от нор-

original article

мального закона распределения показатели содержания цитокинов и ростовых факторов в плазме крови животных были представлены медианой (Me) и интервалом минимального и максимального значения (Min—Max). Достоверность различия эмпирической функции распределения в группах животных оценивали с помощью непараметрического рангового критерия Манна— Уитни. Пороговое значение вероятности отклонения нуль-гипотезы было принято равным p < 0,05.

Результаты

В табл. 1 представлены результаты измерений цито-кинового профиля плазмы крови крыс. При оценке содержания гемопоэтических факторов зафиксированы достоверные различия по уровню G-CSF между группами животных 5a и 6a, по GM-CSF — между группами 2a, 3a, 5a и контролем. Также было отмечено достоверное по сравнению с контрольной группой (p < 0,05) снижение уровней M-CSF в группах 3a, 5a и 6a. При этом были выявлены достоверно (p < 0,05) более высокие уровни ЕРО в группах 2a и 4a по сравнению с группой 5a, получавшей только добавку холестерина к сбалансированному рациону.

Содержание в плазме большинства хемокинов — MIP-1a, MIP-3a, RANTES, GRO-KC, MCP-1 — значимо не изменилось в опытных группах по сравнению с контрольными крысами. Следует отметить только достоверное (p < 0,05) уменьшение уровня MIP-3a в группе 5a по сравнению с группами 6a и 1a.

Для цитокинов, участвующих в дифференцировке Т-хелперных (Th) клеточных популяций и в регуляции иммунного ответа, воспаления и процессов апоптоза (IFNy, IL-1a, IL-4, IL-5, IL-10, IL-12 (p70), IL-13, IL-17A, IL-18, TNFa), также выявлен ряд изменений в зависимости от характера потребляемого рациона. Так, в плазме крыс группы 5a отмечено достоверное (p < 0,05) снижение содержания IFNy по сравнению с остальными группами за исключением 3a (рацион с добавкой фруктозы). Уровень IL-17A был существенно снижен в группах 3a и 5a (добавка холестерина) по сравнению с контрольной группой (p < 0,05). При этом избыток жира на фоне приема фруктозы (4a) и фруктозы на фоне избытка холестерина (6a) приводили к увеличению уровня этого цитокина, как следует из сравнений групп 3a с 4a и 5a с 6a соответственно (p < 0,05). Напротив, содержание IL-18 и IL-1a было достоверно (p < 0,05) повышено у крыс, получавших добавку холестерина и фруктозу (6a), по сравнению с простым избытком холестерина (5a). У животных группы 6a был также значимо (p < 0,05) снижен уровень TNFa в сравнении с контролем. Уровень IL-5 достоверно снижался в группе 3a, получавшей добавку фруктозы, по сравнению с контролем. Содержание IL-4 в группе 6a, получавшей фруктозу и холестерин, было достоверно повышено по сравнению с обеими группами крыс, получавших эти добавки по отдельности (3a, 5a).

В табл. 2 представлены результаты измерений цитоки-нового профиля плазмы крови мышей. В отличие от крыс у большинства мышей в плазме отсутствовали определяемые в пределах чувствительности метода количества IFN-y. Ненулевой уровень EOTAXIN был выявлен у 19 из 48 мышей, из которых 1 принадлежала к группе 1b, 3 — к 2b, 5 — к 3b, 2 — к 4b и по 4 — к 5b и 6b. Различие между группами 1b и 3b и между 3b и 4b было достоверным (p < 0,05). Существенный уровень IL-4 был обнаружен у 24 из 48 мышей в группах 1b—6b, а содержание других ци-

оригинальные статьи

токинов, участвующих в дифференцировке ТЪ, естественных киллеров и регуляции воспаления и апоптоза (ГЬ-1а, IL-2, IL-5, IL-6, IL-10, Ш-12 (р70), IL-12 (р40), IL-13, Ш-17А), было доступно измерению у всех 48 животных. При этом было выявлено достоверное (р < 0,05) снижение со-

держания гомодимерной формы ГЬ-12 (р40) у группы 2Ь (высокожировой рацион) по сравнению как с контролем, так и с группами, получавшими дополнительные количества фруктозы на фоне высокожирового и высокохолестеринового рациона (4Ь и 6Ь соответственно). Характерно,

Таблица 1

Уровни цитокинов в плазме крыс

Анализируемый фактор, пг/мл Группы животных

1а (п = 8) 2а (п = 8) 3а (п = 8) 4а (п = 8) 5а (п = 8) 6а (п = 8)

ЕРО 0,11 0,175 0,08 0,205 0,042А6 0,195

(0,08—0,63) (0,03—0,93) (0,03—0,38) (0—0,83) (0—0,30) (0—0,59)

G-CSF < 0,001 < 0,001 < 0,001 < 0,001 < 0,0016 < 0,0015

(< 0,001—0,02) (< 0,001—0,01) (< 0,001—0,002) (< 0,001—0,03) (< 0,001—0,001) (< 0,001—0,12)

GM-CSF 0,022А5 < 0,002' < 0,002' 0,01 < 0,002й 0,025

(< 0,002—0,04) (< 0,002—0,02) < 0,002—0,02) (< 0,002—0,09) (< 0,002—0,01) (< 0,002—0,08)

СХ^1 (GRO-KC) 0,18 0,16 0,19 0,16 0,26 0,31

(0,11—0,79) (0,09—0,26) (0,12—0,36) (0,07—0,61) (0,09—0,56) (0,05—0,87)

0,095 0,045 0,04 0,045 01,2,4,6 0,155

(0—0,50) (0—0,30) (0—0,14) (0—0,14) (0—0,05) (0,03—1,87)

IL-10 0,16 0,17 0,13 0,18 0,11 0,31

(0,08—0,31) (0—0,31) (0,07—0,42) (0,03—0,27) (0,05—0,31) (0—1,11)

IL-12 (р70) 0,03 0,03 0,02 0,04 0,02 0,02

(0,01—0,05) (0—0,09) (0,01—0,13) (0—0,07) (0—0,13) (0—0,22)

IL-13 0,03 0,03 0,02 0,035 0,014 0,03

(0,01—0,05) (0—1,35) (0,01—0,11) (0,02—0,76) (0,01—0,08) (0—0,20)

IL-17А 0,053,5 0,045 0,021А6 0,043 0,0212 0,053

(0,02—0,26) (0,02—0,10) (0,01—0,05) (0,02—0,19) (0—0,07) (0,01—0,39)

IL-18 0,14 0,415 0,29 0,45 0,172,6 0,435

(0,06—0,73) (0—1,11) (0,11—0,98) (0—1,44) (0—0,57) (0—0,85)

IL-1а 0,18 0,15 0,14 0,10 0,086 0,195

(0,04—0,47) (0,07—0,37) (0,04—0,22) (0,08—0,15) (0,04—0,19) (0,08—1,42)

IL-2 0,55 0,50 0,43 0,47 0,39 0,53

(0,21—1,92) (0,04—0,83) (0,16—0,90) (0,24—0,80) (0,26—0,61) (0,22—4,91)

IL-4 0,07 0,046 0,036 0,05 0,046 0,072,3,5

(0—0,23) (0—0,10) (0,02—0,08) (0,02—0,07) (0,01—0,49) (0,03—1,01)

IL-5 0,313 0,27 0,20' 0,29 0,20 0,26

(0,17—0,47) (0,12—0,58) (0,17—0,26) (0,13—0,37) (0,15—0,54) (0,19—0,67)

IL-6 0,12 0,04 0,06 0,05 0,02 0,06

0—0,37 (0—0,18) (0—0,12) (0—0,12) (0—0,06) (0,01—1,98)

IL-7 0,66 0,80 0,98 0,88 1,61 2,91

(0,27—0,53) (0,10—2,20) (0,33—2,53) (0,09—6,73) (0,08—7,80) (0,09—12,2)

МСР-1 1,17 0,68 1,06 1,41 0,94 0,81

(0,59—2,03) (0,49—2,02) (0,35—2,08) (0,13—3,60) (0,43—1,65) (0,46—1,49)

M-CSF 1,073,56 0,91 0,8816 0,836 0,78' 0,641,3,4

(0,88—1,27) (0,29—1,32) (0,70—1,14) (0,72—1,24) (0,51—0,89) (0,52—0,91)

iНе можете найти то, что вам нужно? Попробуйте сервис подбора литературы.

MIP-1а 0,03 0,03 0,02 0,04 0,03 0,04

(0,01—0,05) (0,05—0,56) (0,01—0,06) (0,01—0,32) (0,01—0,12) (0—0,20)

MIP-3а 0,155 0,10 0,10 0,12 0,091,6 0,125

(0,06—0,22) (0,05—0,18) (0,05—0,23) (0,08—0,22) (0,01—0,12) (0,09—0,78)

RANTES 1,195 0,67 0,62 0,77 0,371 0,55

(0,43—2,43) (0,26—0,99) (0,21—1,21) (0,32—2,04) (0,20—1,28) (0,35—2,84)

ТОТа 0,056 0,03 0,03 0,076 0,04 0,011,4

(0,01—0,14) (< 0,006—0,09) (< 0,006—0,08) (< 0,006—1,80) (< 0,006—0,07) (< 0,006—0,07)

VEGF 0,04 0,03 0,03 0,04 0,02 0,03

(0,02—0,05) (0,01—0,79) (0,02—0,12) (0,02—0,59) (0,02—0,09) (0,08—0,19)

original article

Таблица 2

Уровни цитокинов в плазме мышей

Анализируемый фактор, пг/мл Группы животных

1b (n = 8) 2b (n = 8) 3b (n = 8) 4b (n = 8) 5b (n = 8) 6b (n = 8)

EOTAXIN < 0,0043 < 0,004 1,3114 < 0,0043 0,12 0,72

(< 0,004—1,16) (< 0,004—1,10) (< 0,004—1,84) (< 0,004—1,08) (< 0,004—1,45) (< 0,004—1,69)

G-CSF 0,05 0,06 0,07 0,075 0,044 0,08

(0,02—0,11) (0,04—0,08) (0,03—0,18) (0,05—0,13) (0,01—0,12) (0,02—0,12)

IFN-Y < 0,007 < 0,007 < 0,007 < 0,007 < 0,007 < 0,007

(< 0,007—0,05) (< 0,007— < 0,007) (< 0,007—0,01) (< 0,007— < 0,007) (< 0,007— < 0,007) (< 0,007— < 0,007)

IL-10 0,04 0,03 0,03 0,04 0,02 0,04

(0,02—0,05) (0,02—0,05) (0—0,07) (0,02—0,06) (0,01—0,07) (0—0,05)

IL-12 (p40) 0,372 0,291A6 0,34 0,392 0,41 0,432

(0,28—0,59) (0,16—0,40) (0,21—0,80) (0,25—0,58) (0,21—0,53) (0,19—0,73)

IL-12 (p70) 0,13 0,18 0,15 0,11 0,08 0,13

(0,02—0,33) (0,12—0,26) (0,06—0,51) (0—0,38) (0—0,28) (0,08—0,29)

IL-13 0,23 0,35 0,203 0,21 0,23 0,34

(0,12—1,18) (0,17—0,58) (0—0,74) (0,08—0,93) (0,03—0,44) (0,09—0,59)

IL-17A 0,03 0,02 0,01 0,01 0,03 0,02

(< 0,003—0,05) (0,01—0,16) (< 0,003—0,06) (0,01—0,12) (0,01—0,08) (< 0,003—0,12)

IL-1a 0,02 0,03 0,03 0,02 0,03 0,02

(0,01—0,05) (0,01—0,47) (0,01—0,04) (0,01—0,07) (0,01—0,04) (0,02—0,05)

IL-1ß 0,74 0,46 0,38 0,64 0,55 0,55

(0,31—1,27) (0,30—3,69) (0,20—2,30) (0,25—2,32) (0,31—1,68) (0,32—1,80)

IL-2 0,02 0,02 0,02 0,02 0,01 0,01

(< 0,003—0,05) (0,01—0,05) (0,01—0,05) (0,01—0,03) (0,01—0,03) (< 0,003—0,03)

IL-3 02 - 6 0,01! 0,01! 0,011 0,011 0,011

(< 0,001—0,02) (< 0,001—0,02) (< 0,001—0,03) (< 0,001—0,05) (< 0,001—0,01) (< 0,001—0,05)

IL-4 < 0,008 < 0,008 < 0,008 < 0,008 < 0,008 < 0,008

(< 0,008—0,01) (< 0,008—0,01) (< 0,008—0,02) (< 0,008—0,02) (< 0,008—0,01) (< 0,008—0,01)

IL-5 0,06 0,03 0,03 0,05 0,05 0,05

(0,02—0,18) (0,02—0,43) (0,01—0,20) (0,02—0,19) (0,02—0,17) (0,03—0,18)

IL-6 0,01 0,01 0,01 0,01 0,01 0,01

(< 0,002—0,02) (< 0,002—0,03) (< 0,002—0,01) (< 0,002—0,07) (< 0,002—0,02) (< 0,002—0,04)

KC 0,016 0,01 0,01 0,01 0,01 0,011

(0,01—0,06) (0,01—0,02) (0—0,03) (0—0,03) (0—0,03) (0,01—0,02)

MCP-1 0,34 0,30 0,30 0,40 0,31 0,35

(0,07—1,06) (0—0,89) (0,07—0,66) (0—1,30) (0,07—1,21) (0,23—0,72)

MIP-1a 0,125 0,09 0,145 0,12 0,0713 0,09

(0,07—0,45) (0,04—0,77) (0,06—0,28) (0,06—0,21) (< 0,001—0,13) (0,03—0,14)

MIP-1b 0,03 0,02 0,02 0,04 0,02 0,03

(0,01—0,09) 0,01—0,09 (0,01—0,09) (0,01—0,14) (< 0,001—0,05) (0,01—0,16)

RANTES 0,06 0,06 0,07 0,06 0,07 0,09

(0,01—0,12) (0—0,11) (0—0,12) (0,02—0,12) (0,02—0,10) (0,04—0,14)

TNFa 0,52 0,38 0,45 0,82 0,56 0,55

(0,27—2,67) (0,24—1,97) (0,11—1,46) (0,36—3,33) (0,12—1,51) (0,19—5,10)

оригинальные статьи

что уровни гетеродимерных молекул этого цитокина, ]Ъ-12 (р70), достоверно не зависели от состава рационов в сравниваемых группах мышей. Также ГЬ-13 и в отличие от крыс ГЬ-1а и ГЬ-17А не были, по-видимому, мишенями применявшихся диетических манипуляций, в том числе в группах 5Ь и 6Ь, получавших холестерин.

При рассмотрении изменений в уровнях факторов гемопоэза следует отметить, что G-CSF определялся у всех мышей (в отличие от крыс) в ненулевых количествах. Уровни основного стимулятора гемопоэза ^-3 также отличались от нуля у всех мышей и достоверно увеличивались во всех группах по сравнению с контролем (р < 0,05).

Среди полифункциональных хемокинов и регуляторов роста стромальных клеточных элементов и ангиоге-неза наиболее выраженные достоверные изменения обнаружены у мышей в содержании МГР-1а, для которого отмечено снижение в высокохолестериновой группе 5Ь по сравнению с контролем и группой, получавшей избыток глюкозы (3Ь). Для фактора роста и миграции керати-ноцитов (КС) отмечено достоверное (р < 0,05) снижение

в группе мышей 6Ь, получавшей комбинацию добавок фруктозы и холестерина, в сравнении с животными контрольной группы.

Остальные цитокины и ростовые факторы не показали достоверно значимых межгрупповых различий у мышей, получавших применяемые экспериментальные рационы.

Обсуждение

Согласно данным литературы, развитие алиментарного ожирения и гиперлипидемии рассматривается как комплексный патологический процесс, важным звеном которого является миграция гранулоцитов, лимфоидных и моноцитарно-макрофагальных клеток в жировую ткань с последующим развитием системной воспалительной реакции [12—14]. Отдаленными последствиями клеточного хемотаксиса являются развитие инсулиновой резистентности жировой ткани и клеток печени [15], метаболического синдрома [16, 17], нарушение процессов синтеза, утилизации и транспорта холестерина [18], развитие стеатоза пе-

Таблица 3

Основные изменения в профиле цитокинов и хемокинов плазмы крови мышей и крыс в результате алиментарных воздействий

Направленность изменений под

Группы цитокинов Животные Факторы действием: Выполняемые функции, согласно [1, 27]

жира фруктозы холестерина

Регуляторы процессов кроветворения, дифференцировки клеток лимфоид-ного, миелоидного ряда и ретикуло-эндотелиальной системы

Регуляторы активности клеток иммунной системы

Крысы

Мыши

Крысы

Мыши

M-CSF

GM-CSF ЕРО G-CSF

т-3

т-1а

^-4 т-5 М№-3а RANTES ЕОТАХШ

М!Р-1а

Г

г

г *

г

*

Регуляторы воспаления и апоптоза

Крысы

^-12 (р40) ТОТа

т-17А Т*** * ^-18 — Т*

Мыши CXCL1 ^О-КС)

* Стимуляция пролиферации и дифференцировки

гемопоэтических клеток в макрофаги

* Стимуляция макрофагов и гранулоцитов

— Стимуляция эритропоэза

Стимуляция роста и дифференцировки гемо-поэтических клеток в гранулоциты, макрофаги, эозинофилы

Т Контроль дифференцировки, роста и функции гра-

нулоцитов и макрофагов. Стимуляция роста тучных клеток, эозинофилов и эритроидных клеток

* Активация макрофагов, индукция белков главного

iНе можете найти то, что вам нужно? Попробуйте сервис подбора литературы.

комплекса гистосовместимости

Активация Т-, В-лимфоцитов, фибробластов и др. Активны полифункционально

*** Активация ТЬ2-лимфоцитов

Активация ТЬ2-лимфоцитов

* Активация клеточного иммунного ответа

* Активация Т-лимфоцитов

Активация ранних стадий клеточного иммунного ответа

* Активация клеточного иммунного ответа

Активация ТЫ-лимфоцитов *** Воспаление, апоптоз

* Воспаление, индукция синтеза ^-1, ^-6, ТОТа

Воспаление, стимуляция активности NK-клеток, выработки №N-7

*** Воспаление, активация нейтрофилов

Примечание. Значимые изменения уровня цитокинов: * — на фоне повышенного потребления холестерина; ** — на фоне избытка жира

в рационе;

на фоне повышенного потребления фруктозы.

*

Т

чени с ее хроническим воспалением, приводящим в конечном счете к фиброзному перерождению ткани [19, 20]. В условиях разрастания жировых депо активизируются процессы ангиогенеза, которые, однако, не могут «успевать» за ростом жировой ткани, результатом чего является развитие хронической гипоксии и оксидантного стресса с выделением значительного количества токсических продуктов перикисного окисления липидов [21]. Важным звеном всех указанных патологических изменений является реакция различных популяций клеток иммунной системы, включая лимфоциты, дендритные клетки, макрофаги [22], а также адипоцитов, фибробластов, эндотелиальных клеток и прочих стромальных элементов, что проявляется изменениями цитокинового и хемокинового профиля плазмы крови [23]. Основные виды таких изменений, зафиксированные в настоящем исследовании у крыс и мышей в результате диетических интервенций трех типов (повышение квоты потребляемого жира, фруктозы, а также добавка холестерина), суммированы в табл. 3.

В группе факторов, ответственных за процессы кроветворения и дифференцировки клеток (ЕРО, G-CSF, GM-CSF, M-CSF) [23], у крыс наблюдалось угнетающее воздействие со стороны пищевого жира и холестерина. Эффект фруктозы был неоднозначен: отмечено как снижение уровня хемокинов в этих группах, так и увеличение их содержания на фоне высокохолестеринового рациона. У мышей в данном семействе цитокинов выявлено однозначное стимулирующее влияние всех изученных пищевых факторов (жир, фруктоза, холестерин) на уровень ^-3.

В семействе цитокинов, являющихся регуляторами процессов воспаления и апоптоза, обращает на себя внимание положительное влияние избытка фруктозы на фоне высокохолестеринового рациона в отношении увеличения количества ГИ8 в плазме у крыс. У мышей указанные эффекты отсутствовали. Потребление избыточных количеств фруктозы и холестерина приводило у крыс к снижению уровней ГЬ-17а и функционально связанного с ним TNFa. Одно из следствий этого может состоять в угнетении катаболизма жировой ткани на фоне дислипидемии и процессов регуляции апоптоза в дистрофически измененных клетках [24, 25]. У мышей основной мишенью угнетающего воздействия со стороны избытка холестерина, очевидно, становится продукция фактора роста и миграции кератиноцитов (КС; см. табл. 3), обозначаемого еще как белок-активатор нейтрофилов ^АР-3) и участвующего в механизмах воспалительных реакций, тесно связанных с миграцией гранулоцитов [27].

Эффекты влияния фруктозы в отношении цитокинов-регуляторов клеточного и гуморального звена иммунитета были у крыс преимущественно стимулирующими и максимально проявлялись на фоне высокохолестеринового рациона (см. табл. 3). Это было справедливо в отношении как активаторов клеточного (1Б^у), так и гуморального (И-4) иммунного ответа. Исключение составил ГЬ-5, на уровень которого избыток фруктозы оказывал в основном отрицательное воздействие. Избыток только холестерина в рационе у крыс оказывал преимущественно угнетающее действие на общую продукцию 1Б^у, что согласовывалось с увеличением уровней ГЬ-4, секреция которого подавляется при высоких уровнях интерферона [27].

original article

У мышей стимулирующее влияние избытка фруктозы на регуляцию Т-клеточного звена иммунитета имело менее специфический по сравнению с крысами характер и включало стимулирующее действие на EOTAXIN и гомодимерную форму IL-12 (p40). Жир, напротив, оказывал на эти медиаторы иммунного ответа угнетающее действие; холестерин значимо угнетал уровни MIP-1a (см. табл. 3).

Таким образом, обнаруженные изменения в профилях цитокинов, хемокинов и ростовых факторов опытных групп по сравнению с контрольными животными, получавшими сбалансированный корм, свидетельствуют о возникающих структурных и регуляторных изменениях в организме крыс и мышей при избытке жира, фруктозы и холестерина в рационе. Эти изменения могут отражаться не только на клеточном росте и дифференцировке, но и влияют на секрецию факторов, участвующих в регуляции метаболических процессов и иммунологических реакций, поддерживающих гомеостаз организма. Возникающие изменения в продукции факторов роста, про- и противовоспалительных агентов превращают дистрофически измененные ткани в среду для поддержания хронического воспаления на фоне гиперлипидемии [26].

Полученные результаты указывают на то, что продукция цитокинов ряда ключевых семейств и ростовых факторов является чувствительной мишенью алиментарных воздействий. В наибольшей степени это проявилось при рационах с избытком фруктозы и холестерина (группы 6а и 6b). При этом наблюдается существенная разница в цитокиновом профиле крыс и мышей, что обусловлено межвидовыми различиями в иммунологических реакциях. Выявленная группа эффектов имеет большое значение, т. к. позволяет обосновать механизмы влияния алиментарных факторов на процессы хронического воспаления, что наиболее важно в аспекте изучения патогенеза ожирения, метаболического синдрома, атеросклероза и других алиментарнозависимых заболеваний, вызванных гиперлипидемией.

Финансирование. Исследование не имело спонсорской поддержки.

Конфликт интересов. Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

литература

1. Catherine G.R. Jackson. Nutrition and the Strength Athlete. Health & Fitness; CRC Press; 2000.

2. Хаитов Р.М. Иммунология. М.: Гэотар-Медиа; 2009.

3. Шарманов Т.Ш. Питание и иммунитет. Вопросы питания. 1982; 5: 3—12.

4. Трошина И.А., Петров И.М., Гагина Т.А., Медведева И.В., Малеев В.В. Гормонально-иммунологический статус и особенности питания у лиц с ожирением. Бюллетень сибирской медицины. 2007; 1: 97—104.

5. Melnik B.C. The potential mechanistic link between allergy and obesity development and infant formula feeding. Allergy Asthma Clin. Immunol. 2014; 10(1): 37—50.

6. Yazdi F.T., Clee S.M., Meyre David. Obesity genetics in mouse and human: back and forth, and back again. Peer J. 2015; 3: e856. Published online 2015 March 24. doi: 10.7717/peerj.856.

7. Jawien J., Nastalek P., Korbut R. Mouse models of experimental atherosclerosis. J. Physiol. Pharmacol. 2004, 55(3): 503—17.

8. Woods S.C., Seeley R.J., Rushing P.A., D'Alessio D., Tso P. A controlled high—fat diet induces an obese syndrome in rats. J. Nutr. 2003, 133(4): 1081—7.

9. Tran L.T., Yuen V.G., McNeill J.H. The fructose—fed rat: a review on the mechanisms of fructose—induced insulin resistance and hypertension. Mol. Cell. Biochem. 2009; 332(1): 145—59.

оригинальные статьи

10. Guide for the care and use of laboratory animals. Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals; Institute for Laboratory Animal Research (ILAR); Division on Earth and Life Studies (DELS); National Research Council of the national academies. 8th Ed. Washington: The National Academies Press; 2011.

11. Reeves P.C. AIN—93 purified diets for the study of trace elements metabolism in rodents. In: Watson R.R., eds. Trace elements in laboratory rodents. CRC Press. 2000.

12. Weisberg S.P., McCann D., Desai M., Rosenbaum M., Leibel R.L., Ferrante A.W. Obesity is associated with macrophage accumulation in adipose tissue. J. Clin. Invest. 2003; 112(12): 1796—808.

13. Hulsmans M., De Keyzer D., Holvoet P. MicroRNAs regulating oxidative stress and inflammation in relation to obesity and atherosclerosis. FASEB J. 2011; 25: 2515—27.

14. You T., Nicklas B.J. Chronic inflammation: role of adipose tissue and modulation by weight loss. Curr. Diabet. Rev. 2006; 2: 29—37.

15. Ning B., Wang X., Yu Y., Waqar A.B., Yu Q., Tomonari K., Shiomi M., Liu E., Wang Y., Fan J. High—fructose and high—fat diet— induced insulin resistance enhances atherosclerosis in Watanabe heritable hyperlipidemic rabbits. Nutr. Metab. (Lond) 2015; 12: 30. Published online 2015 August 12. doi: 10.1186/s12986-015-0024-3

16. Ройтберг Г.Е., ред. Метаболический синдром. М.: МЕД-М54 пресс-информ; 2007.

17. Hutcheson R., Rocic P. The metabolic syndrome, oxidative stress, environment, and cardiovascular disease: The great exploration. Exp. Diabetes Res. 2012; 2012: 271028. Published online 2012 July 9. doi: 10.1155/2012/271028.

18. Kim Y., Park T. DNA microarrays to define and search for genes associated with obesity. Biotechnol. J. 2010; 5(1): 99—112.

19. Ma Y., Huang Y., Yan L., Gao M., Liu D. Synthetic FXR agonist GW4064 prevents dietinduced hepatic steatosis and insulin resistance. Pharm. Res. 2013; 30: 1447—57.

20. Inoue M., Ohtake T., Motomura W., Takahashi N. Increased expression of PPARgamma in high fat diet—induced liver steatosis in mice. Biochem. Biophys. Res. Commun. 2005; 336: 215—22.

21. Savini I., Catani M.V., Evangelista D., Gasperi V., Avigliano L. Obesity—associated oxidative stress: strategies finalized to Improve Redox State. J. Mol. Sci. 2013; 14(5): 10497—538. Published online 2013 May 21. doi: 10.3390/ijms140510497.

22. Kumar M.S., Priyanka J., Prashant M. Microarray evidences the role of pathologic adipose tissue in insulin resistance and their clinical implications. J. Obes. 2011; 2011: 587495. Published online 2011 April 28. doi: 10.1155/2011/587495.

23. Donath M.Y., Shoelson S.E. Type 2 diabetes as an inflammatory disease. Nat. Rev. Immunol. 2011; 11(2): 98—107.

24. Strieter R., Kunkel S., Bone R. Role of tumor necrosis factor—alpha in disease states and inflammation. Crit. Care Med. 1993; 21(Suppl. 10): S447—63.

25. Syn Wing-Kin, Choi S.S., Diehl A.M. Apoptosis and cytokines in nonalcoholic steatohepatitis. Clin. Liver Dis. 2009; 13(4): 565—80.

26. Boonloh K., Kukongviriyapan V., Kongyingyoes B., Kukongviriya-pan U., Thawornchinsombut S., Pannangpetch P. Rice bran protein hydrolysates improve insulin resistance and decrease pro-inflammatory cytokine gene expression in rats fed a high carbohydrate-high fat diet. Nutrients. 2015; 7(8): 6313—29.

references

1. Catherine G.R. Jackson. Nutrition and the Strength Athlete. Health & Fitness; CRC Press; 2000.

2. Haitov R.M. Immunology.\Immunologiya]. Moscow: Geotar-Media.; 2009. (in Russian)

3. Sharmanov T.Sh. Nutrition and immunity. Voprosy pitaniya. 1982; 5: 3—12. (in Russian)

4. Troshina I.A., Petrov I.M., Gagina T.A., Medvedeva I.V., Maleev V.V. The hormonal and immunological status and features of nutrition at persons with obesity. Byulleten' sibirskoy meditsiny. 2007; 1: 97—104. (in Russian)

5. Melnik B.C. The potential mechanistic link between allergy and obe-

sity development and infant formula feeding. Allergy Asthma Clin. Immunol. 2014; 10(1): 37—50.

6. Yazdi F.T., Clee S.M., Meyre David. Obesity genetics in mouse and human: back and forth, and back again. Peer J. 2015; 3: e856. Published online 2015 March 24. doi: 10.7717/peerj.856.

7. Jawien J., Nastalek P., Korbut R. Mouse models of experimental atherosclerosis. J. Physiol. Pharmacol. 2004, 55(3): 503—17.

8. Woods S.C., Seeley R.J., Rushing P.A., D'Alessio D., Tso P. A controlled high—fat diet induces an obese syndrome in rats. J. Nutr. 2003, 133(4): 1081—7.

9. Tran L.T., Yuen V.G., McNeill J.H. The fructose—fed rat: a review on the mechanisms of fructose—induced insulin resistance and hypertension. Mol. Cell. Biochem. 2009; 332(1): 145—59.

10. Guide for the care and use of laboratory animals. Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals; Institute for Laboratory Animal Research (ILAR); Division on Earth and Life Studies (DELS); National Research Council of the national academies. 8th Ed. Washington: The National Academies Press; 2011.

11. Reeves P.C. AIN—93 purified diets for the study of trace elements metabolism in rodents. In: Watson R.R., eds. Trace elements in laboratory rodents. CRC Press. 2000.

12. Weisberg S.P., McCann D., Desai M., Rosenbaum M., Leibel R.L., Ferrante A.W. Obesity is associated with macrophage accumulation in adipose tissue. J. Clin. Invest. 2003; 112(12): 1796—808.

13. Hulsmans M., De Keyzer D., Holvoet P. MicroRNAs regulating oxi-dative stress and inflammation in relation to obesity and atherosclerosis. FASEB J. 2011; 25: 2515—27.

14. You T., Nicklas B.J. Chronic inflammation: role of adipose tissue and modulation by weight loss. Curr. Diabet. Rev. 2006; 2: 29—37.

15. Ning B., Wang X., Yu Y., Waqar A.B., Yu Q., Tomonari K., Shiomi M., Liu E., Wang Y., Fan J. High—fructose and high—fat diet— induced insulin resistance enhances atherosclerosis in Watanabe heritable hyperlipidemic rabbits. Nutr. Metab. (Lond) 2015; 12: 30. Published online 2015 August 12. doi: 10.1186/s12986-015-0024-3

16. Roytberg G.E., eds. Metabolic syndrome. [Metabolicheskiy sindrom]. Moscow: MED-M54 press-inform; 2007. (in Russian)