CC BY
24
УДК біб.98і.455:57б.809.ЗЗ
А.А.Лапин, В.М.Павлов, А.Н.Мокриевич, Л.В.Домотенко, М.В.Храмов
простая жидкая питательная среда для молекулярно-генетических исследований РГАПС&ЕНА TULARENSIS
ФГУН «Государственный научный центр прикладной микробиологии и биотехнологии», Оболенск
Предложена простая жидкая питательная среда для наработки биомассы туляремийного микроба с целью выделения ДНК и антигенов из бактериальных клеток, а также для культивирования трансформантов Е Ш1агет1&\ Показано, что за исключением цистеина дрожжевой экстракт содержит полный набор аминокислот и рост-стиму-лирующих факторов, необходимый для роста Е (и1агет!&\
Ключевые слова: Francisella tularensis, питательная среда, дрожжевой экстракт.
Возбудитель туляремии, Francisella tularensis, является ауксотрофом [1], что характерно для внутриклеточных паразитов. Большую часть современных знаний о свойствах туляремийного микроба и реакции организма на F. tularensis были получены на модели вакцинного штамма F. tularensis 15/10, созданного аттенуацией природного изолята F. tularensis subsp holarctica. В последнее десятилетие интерес к молекулярно-генетическим исследованиям туляремийного микроба возрос из-за необходимости разработки современных препаратов для диагностики и профилактики туляремии. Используемые жидкие питательные среды либо сложны в приготовлении (многокомпонентная синтетическая среда Чемберлена [3]), либо содержат гидролизаты белков животного происхождения (бульон Мюллера-Хинтона, сердечномозговая вытяжка и триптиказо-соевый бульон [6, 8]), а также Т-бульон, включающий в себя сердечномозговой экстракт, триптон и кислотный гидролизат казеина [2]. Наличие пептидов в гидролизатах белков животного происхождения может представлять определенную проблему при выделении и очистки антигенов и ДНК из биомассы туляремийного микроба, выращенной на таких богатых средах [5].
Цель настоящего исследования - оптимизация состава жидкой питательной среды для проведения молекулярно-генетических работ с вакцинным штаммом туляремийного микроба (выделение ДНК, криотрансформация, электропорация и аллельный обмен).
В настоящей работе использован штамм F. tularensis 15/10, полученный из музейной коллекции живых культур (ФГУН ГНЦ ПМБ, Московская обл.). F. tularensis культивировали на твердой (FT-агар, ФГУН ГНЦ ПМБ, Оболенск) и жидкой питательной средах при 37 °С.
Базовый состав жидкой питательной среды (на 1 л): кислотный гидролизат казеина - 5 г («Roth»); дрожжевой экстракт - 5 г («Roth»); цистеина гидрохлорида моногидрат - 0,1 г («Sigma»); фосфат калия однозамещенный - 12 г; калий гидроксид - 3,9 г ; натрий хлористый - 5 г («Реахим», Россия); сульфат железа (II) семиводный - 6 мг («ЗАО Мосреактив»,
Россия); глюкозы - 10 г; рН среды - 7,2. Для оптимизации состава среды концентрации компонентов меняли в диапазоне: кислотный гидролизат казеина от 0 до 10 г, натрий хлористый от 5 до 20 г, цистеин от 0 до 0,4 г, глюкоза от 0 до 10 г.
Культуру выращивали в пробирках с 3 мл жидкой питательной среды на термостатируемой качалке (200 об/мин, 37 °С) в течение 5-18 ч. Отбор проб проводили на 2,5; 5 и 18 ч роста. Оптическую плотность клеточной суспензии измеряли при длине волны 590 нм с помощью фотоколориметра КФК-2. В качестве посевного материала использовали 24-часовую агаровую культуру, начальная концентрация клеток была около 8-108 КОЕ /мл (ОD5g0 ~0,05).
Кислотный или ферментативный гидролизат казеина входит в состав ряда питательных сред для выращивания Е tularensis. Для выяснения влияния гидролизата казеина на рост туляремийного микроба культуру Е tularensis 15/10 выращивали в течение 5 ч, измеряя оптическую плотность клеточной суспензии через 2,5 и 5 ч роста (табл. 1).
Из табл. 1 следует, что кислотный гидролизат казеина практически не улучшает качество среды, а при высоких концентрациях даже подавляет рост культуры туляремийного микроба.
Цистеин является ключевым стимулятором роста для Е tularensis [4, 7]. Для определения оптимальной концентрации этой аминокислоты в жидкой питательной среде туляремийную культуру выращивали в течение 5 ч и измеряли оптическую плотность
Таблица 1
Влияние кислотного гидролизата казеина на эффективность размножения F. tularensis
Концентрация гидролизата казеина, г/л 0 і,25 2,5 5 і0
Время, ч 2,5 5 2,5 5 2,5 5 2,5 5 2,5 5
Оптическая 2,6 6,5 2,6 6,7 2,7 6,4 2,6 6,7 2,2 4,0
плотность культуры в относительных единицах
Примечание. Здесь и в табл. 2, 3 за 1 взята оптическая плотность исходной культуры, точность измерений - 5 %.
бб
Таблица 2
Влияние цистеина на эффективность размножения F tularensis
Концентрация цистеина, г/л 0 0,004 0,0І 0,0З 0,і
Оптическая плотность 2,8 5,8 б,0 7,0 б,4
культуры в относительных единицах
клеточной суспензии (табл. 2).
Оптимальная концентрация цистеина в среде находится в пределах 0,03-0,1 г/л для начального этапа роста культуры, в случае же 18-часового выращивания оптическая плотность культуры достигала ОD5g0 - 1,40 для среды с 0,1 г/л цистеина и ОD5g0 -0,70 для среды с 0,03 г/л цистеина.
При выращивании культуры Е tularensis в жидкой питательной среде в течение 5 ч с различным содержанием глюкозы не выявлено существенной разницы в оптической плотности клеточных суспензий (табл. 3), хотя наиболее эффективный рост бактерий наблюдали в среде с 2 г/л глюкозы.
Изменение концентрации хлористого натрия в среде в пределах 5-20 г/ л существенно не влияло на скорость роста культуры. Наибольший прирост оптической плотности за 5 ч роста (ОD5g0 - 0,64) наблюдали при концентрации хлористого натрия 10 г/ л.
Добавление соли железа незначительно влияло на размножение туляремийного микроба в исследуемой жидкой питательной среде. Так, при добавлении железа до концентрации 6 мг/л оптическая плотность культуры за 5 ч роста увеличивалась в 6,7 раз, а без железа - в 4,8 раза.
Полученные данные показывают, что в жидкой питательной среде для туляремийного микроба дрожжевой экстракт может служить единственным источником аминокислот и рост-стимулирующих факторов, за исключением цистеина. Этот вывод справедлив при культивировании культуры Е tularensis с посевной дозой более 1-108 КОЕ /мл, при меньших посевных дозах наблюдали торможение скорости роста на начальном этапе культивирования (результаты не приведены).
В результате анализа экспериментальных данных нами был выбран оптимальный состав жидкой питательной среды (на 1 л): дрожжевой экстракт -5 г, калия фосфат однозамещенный - 12 г; калия гидроксид - 3,9 г; натрий хлористый - 10 г; цистеина гидрохлорида моногидрат - 0,1 г, сульфат железа (II). 7-водного - 6 мг, глюкоза - 2 г; рН среды 7,2).
Данная среда оптимальна для наработки биомассы туляремийного микроба с целью выделения ДНК и антигенов из клеток, а также может использоваться в генетических работах по трансформации плазмидных ДНК в Е tularensis и аллельному обмену в геноме туляремийного микроба (результаты будут опубликованы в последующих работах).
Таблица 3
Влияние глюкозы на эффективность размножения F tularensis
Концентрация глюкозы, г/л 0 і 2 5 І0
Оптическая плотность б,0 б,8 7,7 б,8 5,7
культуры в относительных единицах
Работа выполнена по Государственному контракту № 128-Д от 11.06.09 г. в рамках Федеральной целевой программы «Национальная система химической и биологической безопасности Российской Федерации (2009-2013 годы)».
СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ
1. Олсуфьев Н.Г. Таксономия, микробиология и лабораторная диагностика возбудителя туляремии. М.: Медицина; І975. І92 с.
2. Павлович Н.В., Мишанькин Б.Н. Прозрачная питательная среда для культивирования Francisella tularensis. Антибиотики и. мед. биотехнол. І987; З2:іЗЗ-7.
3. FrancisE. The amino-acid cistine in the cultivation of tular-ence. Public Health Reports. І92З; З8(З):З24—7.
4. Chamberlain R.E. Evaluation of live tularemia vaccine prepared in a chemical defined medium. Appl. Microbiol. І9б5; ІЗ:2З2—5.
5. Hazlett K.R.O., Caldon S.D., McArthur D.G., Cirillo K.A., Kirimanjeswara G.S., MagguilliM.L. et al. Adaptation ofFrancisella tularensis to the mammalian environment is governed by cues which can be mimicked in vitro. Infect. Immun. 2008; 7б:4479—88.
6. Lee B.Y., HorwitzM.A., Clemens D.L. Identification, recombinant expression, immunolocalization in macrophages, and T-cell responsiveness of the major extracellular proteins of Francisella tularensis. Infect. Immun. 200б; 74:4002—іЗ.
7. Traub A., Mager J. Studies on the nutrition of Pasteurella tularensis. J. Bact. І9б0; 79:5бб—7і.
8. Twine, S. M., MykytczukN. C., PetitM. D., Shen H., Sjostedt A., Wayne C. J. et al. In vivo proteomic analysis of the intracellular bacterial pathogen, Francisella tularensis, isolated from mouse spleen. Biochem. Biophys. Res. Commun. Biochem. Biophys. Res. Commun. 200б; З45:Гб2і—ЗЗ.
Об авторах:
Лапин А.А., Павлов В.М., Домотенко Л.В., ХрамовМ.В., Мокриевич А.Н. Государственный научный центр прикладной микробиологии и биотехнологии. 142279, Московская обл., Серпуховский р-он, п. Оболенск. E-mail: vitpav@obolensk.org
A.A.Lapin, V.M.Pavlov, A.N.Mokrievich, L.V.Domotenko, M.V.Khramov
Simple Liquid Nutrient Medium for Molecular Genetic Investigations of Francisella tularensis
State Scientific Center of Applied Microbiology and Biotechnology, Obolensk, Moscow region
Proposed was the simple liquid nutrient medium for tularemia agent biomass growth with the aim to isolate DNA and antigens out of bacterial cells and to culture the tranformants of F.tularensis. Shown was that yeastrel contained complete set of amino acids and growth stimulating agents required for F.tularensis growth, except for cysteine.
Key words: Francisella tularensis, nutrient medium, yeastrel.
Authors:
Lapin A.A., Pavlov V.M., Mokrievich A.N., Domotenko L.V., Khramov M.V. State Research Center of Applied Microbiology and Biotechnology. Obolensk. E-mail: vitpav@obolensk.org
Поступила І4.09.09.
б7
