ПРИМЕНЕНИЕ КОНДИЦИОНИРОВАННОЙ СРЕДЫ ОТ МЕЗЕНХИМАЛЬНЫХ СТРОМАЛЬНЫХ КЛЕТОК В ПРОТОКОЛЕ ПО ПОЛУЧЕНИЮ МЕГАКАРИОЦИТОВ И ТРОМБОЦИТОВ EX VIVO

Ключников Д.Ю.; Языкова М.Ю.; Степанов А.А.; Волчков С.Е.; Тюмина О.В.

https://doi.org/10.35754/0234-5730-2021-66-4-526-538 [ЩЗ

I

ПРИМЕНЕНИЕ КОНДИЦИОНИРОВАННОМ СРЕДЫ ОТ МЕЗЕНХИМАЛЬНЫХ СТРОМАЛЬНЫХ КЛЕТОК В ПРОТОКОЛЕ ПО ПОЛУЧЕНИЮ МЕГАКАРИОЦИТОВ И ТРОМБОЦИТОВ EX VIVO

Ключников Д. Ю.1*, Языкова М. Ю.2, Степанов А. А.3, Волчков С. Е.1, Тюмина О. В.1,4

1ГБУЗ «Самарский областной медицинский центр Династия», 443095, Самара, Россия

2ФГАОУ ВО «Самарский национальный исследовательский университет им. академика С.П. Королева», 443086, Самара, Россия 3ФГБНУ «Научно-исследовательский институт биомедицинской химии им. В.Н. Ореховича», 119121, Москва, Россия 4ФГБОУ ВО «Самарский государственный медицинский университет» Министерства здравоохранения Российской Федерации, 443099, Самара, Россия

РЕЗЮМЕ

BY 4.0

Введение. Интерес представляет использование кондиционированной среды от мезенхимальных стромальных клеток (МСК) с целью увеличения экспансии CD34+ гемопоэтических стволовых клеток (ГСК).

Цель — анализ эффективности двух методов получения мегакариоцитов и тромбоцитов человека ex vivo из CD34+ ГСК пу-повинной крови c использованием кондиционированной среды от мезенхимальных стромальных клеток и среды IMDM. Методы. Сравнивали два метода культивирования, отличающиеся формулировкой питательных сред. Для контроля экспрессии поверхностных антигенов использовали тромбоциты периферической крови здоровых доноров. CD34+ ГСК были выделены из мононуклеарной фракции клеток пуповинной крови методом иммуномагнитной селекции. Полученные клетки вносили в концентрации 1 х 104 кл/мл в 24-луночные планшеты и культивировали при 39 °C и 10 % CO2 в течение первых 7 сут., после чего условия меняли на 37 °C и 5 % CO2 и культивировали 14 сут. В первой группе до 7-х сут. культивирование проводили на кондиционированной МСК среде, содержащей тромбопоэтин (30 нг/мл), фактор стволовых клеток (2 нг/мл), интерлейкин (ИЛ)-6 (75 нг/мл) и ИЛ-9 (13,5 нг/мл), а во второй группе использовали среду IMDM с аналогичным цитокиновым коктейлем. По окончании культивирования проводили подсчет клеток на гемоцитометре. Определение экспрессии CD34, CD41a, CD42b проводили с помощью проточной цитометрии.

Результаты. Образование мегакариоцитов наблюдали на 7-е сут. культивирования. Уровень экспрессии c использованием кондиционированной среды от мезенхимальных стромальных клеток (1-я группа) по CD41a составил 5,84 ± 0,33 % против 10,43 ± 1,08 % с применением среды IMDM (2-я группа). К 13-м суткам отношение увеличилось до 42,05 ± 1,71 и 61,78 ± 1,71 % соответственно. CD41a+ мегакариоциты 1 -й группы экспрессировали маркер CD42b на уровне 96,85 ± 1,06 %, против 88,7 ± 0,56 % во 2-й группе. Среднее количество ядросодержащих клеток на 11-е сутки было достоверно больше при культивировании в кондиционированной МСК среде и составило 326,02 ± 1,86 х 10 4 кл/мл против 197,26 ± 10,55 х 10 4 кл/мл при использовании IMDM. Образование протромбоцитов было заметно c помощью микроскопии уже с 12-х суток. Соотношение CD41a+/CD42b+ тромбоцитов составляло 59,5 ± 3,85 % в 1-й группе, против 65,9 ± 8,72 % во 2-й группе, при этом уровень экспрессии маркера в контрольных тромбоцитах венозной крови составил 96,11 ± 0,89 %.

Заключение. Использование кондиционированной МСК среды увеличивает экспансию ядросодержащих клеток, однако уменьшает степень дифференцировки в мегакариоцитарную линию.

Ключевые слова: CD34+, гемопоэтические стволовые клетки, пуповинная кровь, мегакариоциты, тромбоциты, ex vivo, кондиционированная среда, мезенхимальные стромальные клетки

Конфликт интересов: авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов. Финансирование: исследование не имело спонсорской поддержки.

Для цитирования: Ключников Д.Ю., Языкова М.Ю., Степанов А.А., Волчков С.Е., Тюмина О.В. Применение кондиционированной среды от мезенхимальных стромальных клеток в протоколе по получению мегакариоцитов и тромбоцитов ex vivo. Гематология и трансфузиология. 2021; 66(4): 526-538. https://doi.org/10.35754/0234-5730-2021-66-4-526-538

I APPLICATION OF CONDITIONED MEDIUM FROM MESENCHYMAL STROMAL CELLS IN THE PROTOCOL FOR EX VIVO PRODUCTION OF MEGAKARYOCYTES AND PLATELETS

Klyuchnikov D. Yu.1*, Yazykova M. Yu.2, Stepanov A. A.3, Volchkov S. E.1, Tyumina O. V.1'4

'Samara Regional Medical Center Dynasty (Medical Centre Dynasty), 443095, Samara, Russian Federation 2Samara National Research University, 443086, Samara, Russian Federation 3Institute of Biomedical Chemistry, '' 9' 2', Moscow, Russian Federation 4Samara State Medical University, 443099, Samara, Russian Federation

ABSTRACT

Introduction. Of interest is the use of a conditioned medium from mesenchymal stromal cells in order to increase the expansion of CD34+ hematopoietic stem cells (HSCs).

Aim — to analyze the efficacy of two methods of ex vivo production of human megakaryocytes and platelets from CD34+ cord blood HSC using conditioned media from mesenchymal stromal cells and IMDM.

Methods. Two cultivation methods that differ from each other by medium composition were compared. As a control of antigen expression of the donor, venous blood platelets were used. CD34+ HSCs were isolated from mononuclear fraction of cord blood using the immunomagnetic selection technique. The resulting cells were introduced at a concentration of 1 x 104 cells/mL into 24-well plates and cultured at 39 °C and 10 % CO2 for the first 7 days, after which the conditions were changed to 37 °C and 5 % CO2 and cultured for 14 days. In Group 1, up to day 7, the culture was performed using conditioned medium from mesenchymal stromal cell containing TPO (30 ng/mL), SCF (2 ng/mL), IL-6 (7.5 ng/mL), IL-9 (13.5 ng/mL), and in Group 2 a IMDM medium with the same cytokine cocktail was used. The cells were calculated using haemocytometer. CD34, CD41a, CD42b expression was evaluated using flow cytometry. Statistic data was processed with using R-language. The differences were evaluated as statistically significant at significance level p < 0.05.

Results. Megakaryocyte production was observed starting from day 7 of culture. The expression level using conditioned medium from mesenchymal stromal cells (Group 1) according to CD41 a was 5.84 ± 0.33 % versus 10.43 ± 1.08 % using IMDM medium (Group 2). On day 13 the ratio increased up to 42.05 ± 1.71 % in Group 1 and 61.78 ± 1.71 % in Group 2. CD41 a+ megakaryocytes of Group 1 expressed the CD42b marker at the level of 96.85 ± 1.06 % versus 88.7 ± 0.56 % in Group 2. With the application of MSC conditioned medium the average number of nucleated cells was significantly higher on the day 11 and it was equal 326.016 ± 1.86 x 104 cells/mL vs 197.26 ± 10.55 x 104 cells/mL in IMDM medium. Proplatelet formation was observed with microscopy staring from the day 12. The ratio of CD41a+/CD42b+ platelets was 59.5 ± 3.85 % in conditioned medium, 65.9 ± 8.72 % in IMDM, and 96.11 ± 0.89 % in control platelets derived from venous blood. Conclusion. It was demonstrated that the use of MSC conditioned medium leads to an increase in the expansion of nucleated cells, however it decreases the rate of differentiation in megakaryocytes.

Keywords: CD34+, hematopoietic stem cells, cord blood, megakaryocytes, platelets, ex vivo, conditioned medium, ex vivo, mesenchymal stromal cells Conflict of interest: the authors declare no conflict of interest. Financial disclosure: the study had no sponsorship.

For citation: Klyuchnikov D.Yu., Yazykova M.Yu., Stepanov A.A., Volchkov S.E., Tyumina O.V. Application of conditioned medium from mesenchymal stromal cells in the protocol for ex vivo production of megakaryocytes and platelets. Russian Journal of Hematology and Transfusiology (Gematologiya i transfuziologiya). 2021; 66(4): 526-538 (in Russian). https://doi.org/10.35754/0234-5730-2021-66-4-526-538

Введение

Одной из важнейших функций тромбоцитов является поддержание целостности стенок сосудов и запуск механизма первичного гемостаза в случае их повреждений. Тромбоциты также принимают участие в антимикробных защитных иммунных реакциях, секреции цитокинов, индуцирующих воспаление, и ростовых факторов, необходимых для восстановления тканей [1]. Нарушение функций тромбоцитов и взаимодействия между тромбоцитами и другими иммунными клетками может быть причиной целого ряда заболеваний [2]. Концентраты тромбоцитов используют для трансфузий больным при тромбоцитопении, вызванной массивной кровопотерей и онкологическими заболеваниями, а также при наследственных нарушениях функции тромбоцитов [3—5]. В настоящее время тромбоциты для клинического применения могут быть получены только от доноров. Альтернативой донорским тромбоцитам могут стать тромбоциты, полученные из стволовых клеток в условиях ex vivo. Тромбоциты, полученные ex vivo, обладают преимуществами перед донорскими в связи с их доступностью и инфекционной безопасностью. Контаминация донорских тромбоцитов бактериальными и вирусными патогенами является одной из причиной осложнений при трансфузиях тромбоцитов [6]. Протоколы и технологии получения мегакариоцитов и тромбоцитов in vitro могут использоваться для изучения заболеваний тромбоцитопоэза, а изучение тромбоцито-поэза in vitro позволит глубже понять его механизмы, оценить влияние факторов регуляции [7].

Первые работы, доказывающие возможность получения тромбоцитов ex vivo, были проведены более 25 лет назад [8]. В настоящее время разработано множество протоколов по получению мегакариоцитов и тромбоцитов из различных источников: индуцированных плюрипотентных стволовых клеток (иПСК), эмбриональных стволовых клеток (ЭСК), гемопоэтических стволовых клеток (ГСК) костного мозга, ГСК пупо-винной крови и ГСК периферической крови. Однако, несмотря на все прилагаемые усилия, не разработано ни одной технологии получения тромбоцитов, в полной мере удовлетворяющей клинические потребности [9—11]. Во-первых, эффективность образования тромбоцитов ex vivo гораздо меньше, чем in vivo, и получение ex vivo клинически значимого количества тромбоцитов затруднительно [12, 13]. Во-вторых, тромбоциты, полученные ex vivo, в ранее предложенных протоколах несколько отличаются от тромбоцитов, полученных из крови доноров [14]. Кроме этого, важным фактором является и уменьшение стоимости производственных затрат на получение тромбоцитов ex vivo [15].

Преимуществом получения мегакариоцитов и тромбоцитов из иПСК и ЭСК является их способность к самообновлению. С использованием иПСК получены два

типа мегакариоцитарных линий [16, 17] и разработан единственный протокол по получению мегакариоцитов с применением одобренных фармакологических препаратов и без использования каких-либо ксеноген-ных агентов, однако его эффективность также остается невысокой [18]. Использование иПСК позволяет получать мегакариоциты и тромбоциты, не экспрес-сирующие белки главного комплекса гистосовмести-мости (HLA-ABC/-), применение которых позволит избежать рефрактерности при лечении аллоимунизи-рованных больных [19, 20]. Однако количество и качество тромбоцитов, полученных при использовании иПСК, остаются очень низкими (< 10 тромбоцитов на 1 мегакариоцит), а также плюрипотентные клетки потенциально туморогенны, что ограничивает их применение в клинической практике [21, 22]. Высокая стоимость основанных на использовании иПСК технологий ограничивает их масштабное применение [13]. Мегакариоциты, полученные из иПСК меньшего размера, в сравнении с мегакариоцитами костного мозга имеют меньшую плоидность, чем полученные

из CD34+ ГСК [23].

Получение ГСК из костного мозга, периферической или пуповинной крови является гораздо более простой и менее дорогостоящей процедурой, чем получение плюрипотентных клеток. Протоколы получения тромбоцитов ex vivo с их использованием имели относительно высокую эффективность [13]. ГСК, в отличие от иПСК, используются в клинической практике. Кроме этого, CD34+ ГСК пуповинной крови обладают большим потенциалом к пролиферации, чем CD34+ ГСК костного мозга или мобилизованной периферической крови [24]. Использование ГСК позволяет получать мегакариоциты и тромбоциты однократно, и поэтому требуется получение новых ГСК для повторения протокола.

Поскольку эффективность образования тромбоцитов из мегакариоцитов in vivo гораздо выше, чем в экспериментах ex vivo [7], разрабатываются также подходы по использованию полученных ex vivo мегакариоцитов в качестве продукта для трансфузий [25]. В клинических целях коммитированные мегакариоцитарные предшественники и мегакариоциты могут использоваться при трансплантации ГСК пуповинной крови для сокращения длительности периода тромбоцито-пении у онкогематологических больных. Есть данные, свидетельствующие о возможности и безопасности инфузий мегакариоцитарных предшественников, полученных ex vivo, для лечения больных с тромбоцито-пенией [26, 27].

Интерес представляет использование кондиционированной среды от мезенхимальных стромальных клеток (МСК) с целью увеличения экспансии CD34+ ГСК. Такое действие обусловлено содержанием в кон-

диционированной среде (секретоме МСК) человека ростовых факторов и других компонентов, экспресси-руемых МСК и играющих ключевую роль в регуляции взаимодействия между клетками и нишей для обеспечения их биологических функций [28]. Ростовые факторы, содержащиеся в кондиционированной МСК среде, увеличивают пролиферацию клеток [29]. Секретом МСК также стимулирует ex vivo экспансию CD34+ клеток [30-33], что влияет на эффективность получения мегакариоцитов ex vivo.

Целью настоящей работы являлась разработка и анализ протокола по получению мегакариоцитов и тромбоцитов человека из CD34+ ГСК пуповинной крови с использованием кондиционированной МСК среды и оценка его эффективности по сравнению со средой IMDM.

Методы

Выделение фракции мононуклеарных клеток (МНК) из пуповинной крови. В качестве источника клеток использовали пуповинную кровь рожениц, давших свое добровольное письменное согласие на использование крови в научных целях. Пуповинную кровь не подвергали криоконсервации, время от момента родов до момента начала выделения клеток составляло не более 24 ч. Для выделения МНК из цельной пуповинной крови использовали среду Lymphoprep (Lymphoprep™, Density gradient medium for the isolation of mononuclear cells, STEMCELL Technologies Inc., Канада) согласно протоколу производителя. Собранные на этапе выделения МНК, полученные от 3-5 единиц пуповинной крови, пулировали для увеличения общего количества клеток и сглаживания междонорской вариабельности.

Выделение CD34+ клеток из пула МНК. Выделение CD34+ клеток проводили из пула полученной ранее фракции МНК пуповинной крови с помощью метода позитивной иммуномагнитной селекции с использованием набора Human CD34 Selection Kit (EasySep™ Human CD34 Positive Selection Kit II, Immunomagnetic positive selection kit, STEMCELL Technologies Inc., Канада) и магнита Purple EasySep® (EasySep™ Magnet, Magnet for column-free immunomagnetic separation, STEMCELL Technologies Inc., Канада) согласно инструкции производителя.

Подсчет CD34+ ГСК. Подсчет CD34+ ГСК и их жизнеспособности проводили методом проточной цито-метрии на проточном цитометре FACSCanto (Becton Dickinson, США) с использованием антител против CD34 и CD45 (Anti-Human CD45 FITC/CD34 PE, Clone 2D18G12, Becton Dickinson, США), а также пробирок Trucount (BD Trucount™, Absolute Counting Tubes, Becton Dickinson, США) для абсолютного подсчета клеток согласно инструкции производителя.

Подготовка кондиционированной МСК среды. Для подготовки кондиционированной среды использовали куль-

туру МСК человека, полученную из ткани пуповины. Клетки 2-го пассажа вносили в среду aMEM с 200 мМ L-глутамина (Альфа-МЕМ с L-глутамином, ООО «БиолоТ», Россия), содержащую 10 % эмбриональной телячьей сыворотки (Research Grade Fetal Bovine Serum, HyClone, США) в количестве 1 х 10 3 кл/см 2 площади культуральной посуды. Спустя 2 суток среду заменяли на свежую среду того же состава, а на 5-е сутки среды собирали в центрифужные пробирки объемом 50 мл и центрифугировали при ускорении 400 g в течение 10 мин для удаления клеток. Отсутствие контаминации клетками среды подтверждали позже в процессе культивирования CD34+ ГСК с помощью световой микроскопии. Общее количество клеток на см 2 пластика составляло 1 х 10 5, а время инкубирования (экспозиции) на среде — 3 суток.

Культивирование CD34+ ГСК. Использовалось два варианта культуральных сред: кондиционированная МСК среда (среда на основе aMEM) и среда IMDM с добавлением GlutaMAX (Iscove's Medium w/GlutaMAX-I, STEMCELL Technologies Inc., Канада). В каждую из вариантов были внесены ре-комбинантные цитокины: тромбопоэтин (ТПО) — 30 нг/мл (Thrombopoietin, Recombinant Human Protein, 100 мкг, Life Technologies, США), фактор стволовых клеток (ФСК) (Stem Cell Factor, SCF) — 2 нг/мл (SCF/C-Kit Ligand CTS™, Recombinant Human Protein, 100 pg, Life Technologies, США), ин-терлейкин (ИЛ)-6 — 7,5 нг/мл (IL6 Recombinant Human Protein, 10 pg, Life Technologies, США), ИЛ-9-13,5 нг/мл (IL9 Recombinant Human Protein, 10 pg, Life Technologies, США). Вместо сыворотки использовался сывороточный заменитель BIT 9500 (BIT 9500 Serum Substitute, Supplement for serum-free cell culture media, STEMCELL Technologies Inc., Канада). Состав используемых сред приведен в таблице 1.

Протокол был разбит на 2 этапа, первый из которых проводили в условиях температуры 39 °C и C0210 % в течение первых 7 сут. Второй этап проводили в условиях температуры 37 °C и C02 5 % c 7-х до 14-х сут. При этом на первом этапе до 7-х сут. CD34+ ГСК культивировались на кондиционированной МСК среде и на среде IMDM с добавлением GlutaMAX (Iscove's Medium w/GlutaMAX-I, StemCell Technolog Канада) (рис. 1).

Культивирование проводили в 24-луночных планшетах (Cell Culture Plate, SPL Life Sciences Co., Ltd., Республика Корея) с рабочим объемом 1 мл в каждой лунке. CD34+ клетки вносили в количестве 1 х 10 4 кл/мл культуральной среды. На 4-е сутки проводили замену половины среды, а на 7- е сутки общую концентрацию клеток доводили до 3-3,4 х 10 5 кл/мл.

Световую микроскопию культуры клеток проводили ежедневно с помощью систем Zeiss AxioObserver на ПО AxioVision v.4.6.3 и Zeiss AxioStar Plus (Carl

Таблица 1. Состав сред для культивирования Table 1. Composition of culture medium

Компоненты Кондиционированная среда Среда на основе IMDM

Components Conditional medium Medium based on IMDN

aMEM + -

IMDM - +

BIT 9500, % 20 20

ТПО, нг/мл/TPO, ng/mL 30 30

ФСК, нг/мл/SCF, ng/mL 2 2

ИЛ-6, нг/мл/IL-ó, ng/mL 7,5 7,5

ИЛ-9, нг/млД-9, ng/mL 13,5 13,5

CD34+rCK

CD34+HSC

Рисунок 1. Схема эксперимента Figure 1. Experiment design

Zeiss Microscopy GmbH, Германия). Абсолютный подсчет количества клеток проводили с помощью гемо-цитометра (Metallized Hemacytometer Reicherr Bright-Line, Hausser Scientific Company, США) на 4-е, 7-е, 10-е и 14-е сутки культивирования. Количество тромбоцитов венозной крови донора и тромбоцитоподоб-ных частиц, полученных ex vivo, определяли на гематологическом анализаторе BC 5300 Mindray (Mindray Medical International Limited, КНР).

Проточную цитометрию проводили на проточном цитофлуориметре FACSCanto (Becton Dickinson, США) с использованием антител против CD34,

CD41a, CD42b. Для определения тромбоцитов, полученных ex vivo, экспрессирующих CD41a и CD42b, предварительно проводили настройку области для проточной цитометрии с использованием контрольных тромбоцитов венозной крови взрослого донора. Для этого 6 мл венозной крови взрослого донора собирали в 2 пробирки по 3,6 мл с 3,2 % цитратом натрия (BODYWIN, PN0542S, КНР). Кровь центрифугировали при 330 g 10 мин без торможения. Плазму, содержащую тромбоциты, собирали пипетировани-ем верхней фазы образца и центрифугировали еще раз при 1500 g в течение 15 мин. Супернатант удаля-

Сутки культивирования

Days of cultivation

Рисунок 2. Количество ядросодержащих клеток в процессе культивирования Figure 2. The number of nucleated cells

ли, а осадок ресуспендировали в буфере для отмывки клеток (CellWASH, Becton Dickinson, США). Подсчет количества мегакариоцитов проводили умножением абсолютного количества клеток на процентное соотношение CD41a+CD42b+ клеток в культуре. Тромбоциты определяли как CD41a+/CD42b+ события в регионе де-бриса при проточной цитометрии.

Статистический анализ. Статистическую обработку данных и построение графиков проводили с использованием языка R version 3.6.1 [34]. Для анализа и сравнения независимых групп применяли W-критерий Вилкоксона. Различия признавали как статистически значимыми приp < 0,05.

Результаты

Экспансия ядросодержащих клеток. При культивировании CD34+ ГСК с применением кондиционированной среды на 13-е сут. наблюдалась более чем 300-кратная экспансия ядросодержащих клеток. Выявлены достоверные отличия в степени экспансии ядросодержащих клеток с использованием кондиционированной МСК среды и IMDM (рис. 2).

На 4-е сутки культивирования с применением кондиционированной МСК среды среднее количество ядросодержащих клеток составляло 18,35 ± 2,13 х 10 4 кл/мл, с применением среды на основе IMDM — 8,98 ± 1,18 х 10 4 кл/мл; на 7- е сутки — 49,57 ± 4,38 х 10 4 и 29,77 ± 3,6 х 10 4 кл/мл; на 9-е сутки — 160,91 ± 11,37 х 10 4 и 106,33 ± 6,04 х 10 4 кл/мл; на 11-е сутки — 326,02 ± 11,86 х 10 4 и 197,26 ± 10,55 х 10 4 кл/мл соответственно (рис. 2).

Созревание мегакариоцитов. Появление мегакариоцитов наблюдалось уже с 7-х суток культивирования

и на кондиционированной МСК среде, и на IMDM (рис. 3).

Анализ экспрессии CD41a маркера показал, что с 4-х по 13-е сутки соотношение CD41a+ клеток увеличилось с 1,65 ± 0,26 % клеток общей популяции на кондиционированной среде до 42,05 ± 1,71 % и с 2,08 ± 0,43 % на среде IMDM до 61,78 ± 1,71 % (рис. 4).

Выявлены значимые отличия в экспрессии CD42b антигена между полученными ex vivo CD41a+ мегака-риоцитами (рис. 5).

Рисунок 3. Микрофотография мегакариоцитов в культуре клеток на 7-е сутки, ув. х100

Figure 3. Microphotography of megakaryocytes in culture on day 7, magnification x]Q0

Сутки культивирования

Days of cultivation

Рисунок 4. Изменение экспрессии CD41a маркера в процессе культивирования Figure 4. Changing of CD4 1 a expression level during cultivation

100

80

Q я

и о

Jo

Q я

и о

60

40

20

IMDM

KC / MSC CM

Сутки культивирования

Days of cultivation

Рисунок 5. Процентное соотношение CD42b+ клеток от CD41a+ клеток на 11-е и 13-е сутки культивирования Figure 5. Percentage of CD42b+ cells from CD41a+ cells on days 11 and 13 of culture

На 11-е сутки культивирования 83,73 ± 5,3 % С041а+ клеток экспрессировали С042Ъ на кондиционированной среде и 95,6 ± 0,99 % — на 1МОМ, а на 13-е сутки 96,85 ± 1,06 % на кондиционированной среде и 88,7 ± 0,56 % на 1МОМ соответственно.

Образование протромбоцитов и высвобождение тромбоцитов. Образование протромбоцитов и высвобождение тромбоцитов наблюдалось, начиная с 12-х сут. культивирования (рис. 6).

Отмечены различия в экспрессии маркеров клеточной дифференцировки С041а и С42Ь на тромбоцитоподоб-ных частицах (ТПЧ), полученных в протоколе с приме-

нением кондиционированной среды, и тромбоцитами, полученными в протоколе с использованием только 1МОМ среды, а также их отличия от контрольных тромбоцитов венозной крови взрослого донора. В среднем, только 68,98 ± 6,1 % ТПЧ, полученных с использованием кондиционированной МСК среды, экспрессировали С041а+, против 68,98 ± 6,1 % с использованием 1МОМ. В контроле 98,16 ± 0,19 % тромбоцитов венозной крови экспрессировали С041а. Количество ТПЧ, коэкспрессирующих характерные С041а и С042Ъ, также отличалось между ТПЧ, полученными с использованием кондиционированной среды, !МОМ и контрольными тромбоцитами

Рисунок 6. Микрофотографии протромбоцитов в культуре клеток на 12-е сутки, ув. x100, среда IMDM (протромбоциты отмечены стрелками) Figure 6. Microphotography of proplatelets in culture on day 12, magnification x 100 (proplatelets indicated with arrows)

Донорские тромбоциты Donor platelets

IMDM

iНе можете найти то, что вам нужно? Попробуйте сервис подбора литературы.

KC / MSC CM

CD41a+

CD41a+ CD42b+

Рисунок 7. Средние значения процентного значения CD41a+ и CD41a+/CD42b+ тромбоцитов, полученных в эксперименте и контрольных тромбоцитах (*** — p < 0,001)

Figure 7. Mean of percentage of CD41a+ and CD41a+/CD42b+ platelet number produced in experiment vs control platelets (*** — p < 0.001)

венозной крови. В среднем, только 59,51 ± 3,86 % ТПЧ, полученных с использованием кондиционированной среды, экспрессировали CD41a и CD42b, 65,88 ± 8,73 % — с использованием IMDM, и 97,95 ± 0,23 % контрольных тромбоцитов (рис. 7).

Таким образом, соотношение тромбоцитов, экс-прессирующих CD41a и CD42b, достоверно отличалось, и средние значения составляли 48,27 ± 5,22 % для кондиционированной среды и 54,53 ± 8,01 % для IMDM. Среднее процентное отношение живых CD41a+/CD42b+ тромбоцитов в контроле составляло 96,11 ± 0,89 %. При пересчете на абсолютное количество средние значения CD41a+/CD42b+ тромбоцитов, полученных с использованием кондиционированной

среды, составили 117 ± 7,42 х 10 4 кл/мл, с использованием 1МБМ — 115,3 ± 32,06 х 10 4 кл/мл (рис. 8).

Эффективность протокола. Образование мегакарио-цитов на кондиционированной МСК среде было достоверно ниже, чем на 1МОМ, и составило 73,25 ± 6,01 х 10 4 кл/мл на кондиционированной среде и 105,87 ± 7,15 х 10 4 кл/мл на 1МОМ на 11-е сутки. Кроме этого отмечено, что количество зрелых мегакариоцитов также было достоверно ниже на кондиционированной среде, чем на среде на основе 1МОМ и составило 61,33 ± 5,03 х 10 4 кл/мл (8Б; 8Е 1,59) против 101,21 ± 6,83 х 10 4 кл/мл (рис. 8).

Проведенный анализ показал, что при использовании кондиционированной среды средний выход С041а+ ме-

100

£ о

Ф -Q

ZT ®

5 о

с

о

IMDM

KC / MSC CM

+ =

-"jf Ф

О Q +

U

Q ci ^O

É S

о fe s с

и er l p

ld

? "ш

:

о

X

CD41a+ CD41a+ CD42b+

Мегакариоциты на11-е сутки

Megakaryocytes on day 11

Рисунок 8. Абсолютное количество CD41a+ мегакариоцитов и зрелых CD41a+/CD42b+ мегакариоцитов на 11 -е сутки культивирования ( Figure 8. Absolute quantity of CD41a+ megakaryocytes and mature CD41a+/CD42b+ megakaryocytes on day 11 /*** — p < 0.001)

— p < 0,001)

гакариоцитов составил 73,25 ± 6,01 на 1 инициальную С034+ ГСК, зрелых С041а+/С042Ъ+ мегакариоцитов — 61,33 ± 5,03 на 1 инициальную С034+ ГСК; при использовании среды 1ЖОЖ средний выход С041а+ мегакариоцитов составил 105,87 ± 7,15 на 1 инициальную С034+ ГСК, зрелых С041а+/С042Ъ+ мегакариоцитов — 101,21 ± 6,83 на 1 инициальную С034+ ГСК. При этом один зрелый С041а+/С042Ъ+ мегакариоцит в среднем образовывал 117 ± 27,42 С041а+/С042Ъ+ тромбоцитов на кондиционированной среде и 115,3 ± 32,06 — на 1ЖВЖ.

Теоретический кумулятивный выход мегакариоцитов при использовании кондиционированной МСК среды и среды на основе 1ЖОЖ также достоверно отличался. На 4-е сут. была проведена замена половины среды (фактор разведения 1—2), а на 7-е сут. в лунках с 1ЖОЖ культура была разведена в 1,93 раза (фактор разведения 2—1,93), в культуре с кондиционированной средой в 2,89 раза (фактор разведения 2—2,89). Факторы разведения для расчета для культуры с 1ЖОЖ составили 3,86, а для кондиционированной среды — 5,78. Таким образом, при применении кондиционированной среды среднее значение теоретического кумулятивного выхода С041а+ мегакариоцитов составило 423,39 ± 34,73, а при применении среды на основе 1ЖОЖ — 408,64 ± 27,58. Теоретический кумулятивный выход зрелых С041а+/С042Ъ+ мега-кариоцитов при применении кондиционированной среды составил 354,5 ± 29,08, а при применении среды на основе 1ЖОЖ — 390,66 ± 26,37. Теоретический кумулятивный выход живых С041а+/С042Ъ+ тромбо-

цитов при применении кондиционированнои среды составил 676,26 ± 58,5, а при применении IMDM — 445,06 ± 123,75. Данные по теоретическому кумулятивному выходу на 1 инициальную CD34+ ГСК представлены на рисунке 9.

Обсуждение

Использование кондиционированной среды приводило к достоверному увеличению пролиферации ядросодержащих клеток в процессе культивирования (на 11-е сутки — 326,02 ± 11,86 х 10 4 кл/мл). Предположительно, такое действие обусловлено содержанием в кондиционированной среде секретома МСК человека, состоящего из цитокинов, хемокинов, молекул клеточной адгезии, ростовых факторов, гормонов, микровезикул и экзосом, и играющих ключевую роль в регуляции взаимодействия между клетками и нишей для обеспечения их биологических функций [35]. Ростовые факторы, содержащиеся в кондиционированной МСК среде (секретоме МСК), увеличивают пролиферацию клеток [29]. Секрет МСК также стимулирует ex vivo экспансию CD34+ клеток [30—33], влияя тем самым на общую эффективность получения мега-кариоцитов.

С другой стороны, использование кондиционированной МСК среды ведет к значительному уменьшению степени дифференцировки в мегакариоцитарную линию. К 11-м суткам при использовании кондиционированной среды процент зрелых мегакариоцитов, ко-экспрессирующих CD41a и CD42b в культуре клеток, составил всего 19,2 ± 1,77 %. Предполагается, что это

о

S ^

* 32

Ф

ж

ч

о

ф

I I

>x 0 'S Ф

Ф ¡р

о ф

1000 800 600 400 200 0

P =0,19 i-1

P =0,99

CD41a+

CD41a+ CD42b+ CD41a+ CD42b+

IMDM

KC / MSC CM

Мегакариоциты на 11-е сутки

Megacaryocytes on the day ll

Тромбоциты на 14-е сутки

Platelets on day 14

Рисунок 9. Выход CD41 + мегакариоцитов, зрелых CD41a+/CD42b+ мегакариоцитов и CD41a+/CD42b+ тромбоцитов ( Figure 9. Yield of CD41

- p < 0,01)

egakaryocyles and mature CD41a+/CD42b+ megakaryocytes and CD41a+/CD42b+ platelets (** — p < 0.01)

происходит по той причине, что в секретоме МСК содержатся и ростовые факторы (ФСК, SDF-1), способствующие самообновлению ГСК. В костном мозге CD34+ ГСК взаимодействуют со стромальными клетками, и SDF-1, конститутивно экспрессируемый МСК, участвует в адгезии клеток для того, чтобы они оставались в нише. Сам процесс созревания мегакариоцитов пространственно разобщен в разных нишах костного мозга. ГСК локализуются в эндостальных нишах, тогда как созревание мегакариоцитов происходит в пери-васкулярных нишах. Условия микроокружения в эн-достальных и периваскулярных нишах отличаются [36]. В секретоме МСК могут содержаться факторы, способствующие экспансии клеток и сохранению их в незрелом состоянии.

Для увеличения эффективности протоколов по получению мегакариоцитов ex vivo необходимо разделять этапы экспансии и созревания. Сам по себе процесс созревания в культуре клеток происходит асинхронно, поэтому разделить процесс по времени и клетки — технически очень сложная задача. Кроме этого, в культуре клеток мегакариоциты начинают образовывать протромбоциты, не достигнув своего «физиологического» размера (~50 мкм) [37]. Начиная с 10-х сут. часть клеток размером порядка 20 мкм начинает образовывать протромбоциты. Показано, что размеры мегакариоцитов коррелируют с количеством образуемых ими тромбоцитов [38]. В этом может быть причина образования гораздо меньшего количества тромбо-

цитов в экспериментах ex vivo в сравнении количеством тромбоцитов, образующихся из одного мегакариоцита в костном мозге in vivo. Предположительно это может быть связано с отсутствием в эксперименте фактора ниши, либо дефицитом отдельных ростовых факторов.

Не менее интересен и вопрос, отличается ли экспрессия CD41a и CD42b на полученных ex vivo тромбоцитах от экспрессии на тромбоцитах, полученных из венозной крови взрослого донора. Возможно, не все ТПЧ являются тромбоцитами, а часть из них являются клеточным дебрисом, фрагментами клеточных структур. Данный вопрос требует дополнительных исследований. Использование кондиционированной МСК среды позволяет увеличить экспансию клеток в процессе культивирования, однако уменьшает степень дифференцировки ГСК в мегакариоцитарную линию. Тромбоциты человека, полученные в протоколе с использованием кондиционированной МСК среды по степени экспрессии CD41a и CD42b достоверно не отличаются от тромбоцитов, полученных в протоколе с использованием IMDM.

Благодарности

Авторы выражают благодарность Бриллиантовой Варваре Витальевне, научному сотруднику лаборатории молекулярной биологии НМИЦ ДГОИ им. Дмитрия Рогачева; Трусовой Ларисе Михайловне, заведующей лаборатории иммунологического типиро-вания ГБУЗ «МЦ Династия».

Литература

1. Grozovsky R., Glannlnl S., Falet H., Hoffmelster K.M. Regulating billions of blood platelets: Glycans and beyond. Blood. 2015; 126(16): 1877-84. DOI: 10.1182/blood-2015-01-569129.

2. Lam F.W., Vljayan K.V., Rumbaut R.E. Platelets and their interactions with other immune cells. Compr Physiol. 2015; 5(3): 1265-80. DOI: 10.1002/cphy. c140074.

3. Сидоров С.К., Чемоданов И.Г., Аюпова Р.Ф. и др. Стандарты и индивидуальные подходы в клинической трансфузиологии. Трансфузиология. 2017; 2(18): 55-66.

4. Зарубин М.В., Малых Т.Н., Курносов Н.В., Веревкина Л.Н. и др. Менеджмент крови донора: пулирование тромбоцитов. Менеджер здравоохранения. 2016; (2): 29-34.

5. Зарубин М.В., Зазнобов М.Е., Курносов Н.В. и др. Управление запасами тромбоцитов в региональной службе крови. Казанский медицинский журнал. 2015; 96(3): 407-13.

6. Frazier S.K., Higgins J., Bugajskl A., et al. Adverse reactions to transfusion of blood products and best practices for prevention. Crlt Care Nurs Clin North Am. 2017; 29(3): 271-90. DOI: 10.1016/j.cnc.201704.002.

7. Dl Buduo C.A., Kaplan D.L., Baldulnl A. In vitro generation of platelets: Where do we stand? Transfusion. 2017; 24(3): 273-6. DOI: 10.1016/j .tracll.2017.06.013.

8. Choi E., Nlchol J., Hokom M., et al. Platelets generated in vitro from proplatelet-displaying human megakaryocytes are functional. Blood. 1995; 85(2): 402-13.

9. Iancu-Rubin C., Hoffman R., Migliaccio A.R. Whirling platelets away for transfusion. Cell. 2018; 174(3): 503-4. DOI: 10.1016/j.cell.2018.07018.

10. Sim X., Poncz M., Gadue P., French D.L. Understanding platelet generation from megakaryocytes: implications for in vitro-derived platelets. Blood. 2016; 127(10): 1227-33. DOI: 10.1182/blood-2015-08-607929.

11. Gollomp K., Lambert M.P., Poncz M. Current status of blood 'pharming': Megakaryocyte transfusions as a source of platelets. Curr Opln Hematol. 2017; 24(6): 565-71. DOI: 10.1097/MOH.0000000000000378.

12. Lambert M.P., Sullivan S.K., Fuentes R., et al. Challenges and promises for the development of donor-independent platelet transfusions. Blood. 2013; 121(17): 3319-24. DOI: 10.1182/blood-2012-09-455428.

13. Nurhayati R.W., Ojlma Y., Taya M. Recent developments in ex vivo platelet production. Cytotechnology. 2016; 68(6): 2211-21. DOI: 10.1007/s10616-016-9963-4.

14. Wang Y., Hayes V., Jarocha D., et al. Comparative analysis of human ex vivo generated platelets vs megakaryocyte-generated platelets in mice: A cautionary tale. Blood. 2015; 125(23): 3627-36. DOI: 10.1182/blood-2014-08-593053.

15. Strassel C., Gachet C., Lanza F. On the way to in vitro platelet production. Front Med. 2018; 5: 239. DOI: 10.3389/fmed.2018.00239.

16. Suglmoto N., Eto K. Platelet production from induced plurlpotent stem cells. J Thromb Haemost. 2017; 15(9): 1717-27! DOI: 10.1111/jth. 13736.

17. Moreau T., Evans A.L., Vasquez L., et al. Large-scale production of megakaryocytes from human plurlpotent stem cells by chemically defined forward programming. Nat Commun. 2016; 7: 11208. DOI: 10.1038/ncomms11208.

18. Liu Y., Wang Y., Gao Y., et al. Efficient generation of megakaryocytes from human induced plurlpotent stem cells using Food and Drug Administration-approved pharmacological reagents. Stem Cells Transl Med. 2015; 4(4): 309-19. DOI: 10.5966/sctm.2014-0183.

19. Borger A.K., Elcke D., Wolf C., et al. Generation of HLA-unlversal iPSC-de-rived megakaryocytes and platelets for survival under refractoriness conditions. Mol Med. 2016; 22: 274 - 85. DOI: 10.2119/molmed.2015.00235.

20. Feng Q., Shabranl N., Thon J.N. et al. Scalable generation of universal platelets from human induced plurlpotent stem cells. Stem Cell Reports. 2014; 3(5): 817-31. DOI: 10.1016/j.stemcr. 2014.09.010.

References

1. Grozovsky R., Glannlnl S., Falet H., Hoffmelster K.M. Regulating billions of blood platelets: Glycans and beyond. Blood. 2015; 126(16): 1877-84. DOI: 10.1182/blood-2015-01 -569129.

2. Lam F.W., Vljayan K.V., Rumbaut R.E. Platelets and their interactions with other immune cells. Compr Physiol. 2015; 5(3): 1265-80. DOI: 10.1002/cphy. c140074.

3. Sldorov S.K., Chemodanov I.G., Alupova R.F., Kozhemyako O.V., et al. Standards and individual approaches in clinical transfusion medicine. Transfusiologiya. 2017; 2(18): 55-66. (In Russian).

iНе можете найти то, что вам нужно? Попробуйте сервис подбора литературы.

4. Zarubln M.V., Malykh T.N., Kursanov M.V., Verevklna L.N., et al. Management of blood donor: Platelet pooling. Manager zdravoochranenlya. 2016; (2): 29-34. (In Russian).

5. Zarubln M.V., Zaznobov M.E., Kurnosov N.V., et al. Managing platelets bank in the regional blood supply service. Kazanskly meditsinskiy journal. 2015; 96(3): 407-13. DOI: 10.17750/KMJ2015-407. (In Russian).

6. Frazier S.K., Higgins J., Bugajskl A., et al. Adverse reactions to transfusion of blood products and best practices for prevention. Crlt Care Nurs Clin North Am. 2017; 29(3): 271-90. DOI: 10.1016/j.cnc.201704.002.

7. Dl Buduo C.A., Kaplan D.L., Baldulnl A. In vitro generation of platelets: Where do we stand? Transfusion. 2017; 24(3): 273-6. DOI: 10.1016/j .tracll. 201706.013.

8. Chol E., Nlchol J., Hokom M., et al. Platelets generated in vitro from proplatelet-displaying human megakaryocytes are functional. Blood. 1995; 85(2): 402-13.

9. Iancu-Rubin C., Hoffman R., Migliaccio A.R. Whirling platelets away for transfusion. Cell. 2018; 174(3): 503-4. DOI: 10.1016/j .cell.2018.07.018.

10. Sim X., Poncz M., Gadue P., French D.L. Understanding platelet generation from megakaryocytes: implications for in vitro-derived platelets. Blood. 2016; 127(10): 1227-33. DOI: 10.1182/blood-2015-08-607929.

11. Gollomp K., Lambert M.P., Poncz M. Current status of blood 'pharming': Megakaryocyte transfusions as a source of platelets. Curr Opln Hematol. 2017; 24(6): 565-71. DOI: 10.1097/MOH.0000000000000378.

12. Lambert M.P., Sullivan S.K., Fuentes R., et al. Challenges and promises for the development of donor-independent platelet transfusions. Blood. 2013; 121(17): 3319-24. DOI: 10.1182/blood-2012-09-455428.

13. Nurhayati R.W., Ojlma Y., Taya M. Recent developments in ex vivo platelet production. Cytotechnology. 2016; 68(6): 2211-21. DOI: 10.1007/s10616-016-9963-4.

14. Wang Y., Hayes V., Jarocha D., et al. Comparative analysis of human ex vivo generated platelets vs megakaryocyte-generated platelets in mice: A cautionary tale. Blood. 2015; 125(23): 3627-36. DOI: 10.1182/blood-2014-08-593053.

15. Strassel C., Gachet C., Lanza F. On the way to in vitro platelet production. Front Med. 2018; 5: 239. DOI: 10.3389/fmed.2018.00239.

16. Suglmoto N., Eto K. Platelet production from induced plurlpotent stem cells. J Thromb Haemost. 2017; 15(9): 1717-27. DOI: 10.1111/jth.13736.

17. Moreau T., Evans A.L., Vasquez L., et al. Large-scale production of megakaryocytes from human plurlpotent stem cells by chemically defined forward programming. Nat Commun. 2016; 7: 11208. DOI: 10.1038/ncomms11208.

18. Liu Y., Wang Y., Gao Y., et al. Efficient generation of megakaryocytes from human induced pluripotent stem cells using Food and Drug Administration-approved pharmacological reagents. Stem Cells Transl Med. 2015; 4(4): 309-19. DOI: 10.5966/sctm.2014-0183.

19. Börger A.K., Elcke D., Wolf C., et al. Generation of HLA-unlversal iPSC-de-rived megakaryocytes and platelets for survival under refractoriness conditions. Mol Med. 2016; 22: 274 - 85. DOI: 10.2119/molmed.2015.00235.

20. Feng Q., Shabranl N., Thon J.N. et al. Scalable generation of universal platelets from human induced plurlpotent stem cells. Stem Cell Reports. 2014; 3(5): 817-31. DOI: 10.1016/j.stemcr.2014.09.010.

21. Rezanejad H., Matin M.M. Induced pluripotent stem cells: Progress and future perspectives in the stem cell world. Cell Reprogram. 2012; 14(6): 459-70. DOI: 10.1089/cell.2012.0039.

22. Poulos J. The limited application of stem cells in medicine: A review. Stem Cell Res Ther. 2018; 9(1): 1. DOI: 10.1186/s13287-017-0735-7

23. Nakamura S., Takayama N., Hirata S., et al. Expandable megakaryocyte cell lines enable clinically applicable generation of platelets from human induced pluripotent stem cells. Cell Stem Cell. 2014; 14(4): 535-48. DOI: 10.1016/j. stem.2014.01.011.

24. van den Oudenrijn S., von dem Borne A., de Haas M. Differences in megakaryocyte expansion potential between CD34+ stem cells derived from cord blood, peripheral blood, and bone marrow from adults and children. Exp Hema-tol. 2000; 28(9): 1054-61. DOI: 10.1016/s0301-472x(00)00517-8.

25. Fong H., Mosoyan G., Patel A., et al. Preclinical development of a cryo-preservable megakaryocyte cell product from cord blood derived hemato-poietic stem cells. Blood. 2016; 59(12): 3698-3713. DOI: 10.1182/blood. V128.22.3859.3859.

26. Bertolini F., Battaglia M., Pedrazzoli P., et al. Megakaryocytic progenitors can be generated ex vivo and safely administered to autologous peripheral blood progenitor cell transplant recipients. Blood. 1997; 89(8): 2679-88.

27. Xi J., Zhu H., Liu D., et al. Infusion of megakaryocytic progenitor products generated from cord blood hematopoietic stem/progenitor cells: Results of the phase 1 study. PLoS One. 2013; 8(2): e54941 DOI: 10.1371/journal.pone.0054941.

28. Kumar P.S., Chandrasekhar C., Srikanth L., Sarma P.V.G.K. In vitro large scale production of megakaryocytes to functional platelets from human hema-topoietic stem cells. Biochem Biophys Res Commun. 2018; 505(1): 168-75. DOI: 10.1016/j.bbrc.2018.09.090.

29. Vizoso F.J., Eiro N., Cid S., et al. Mesenchymal stem cell secretome: Toward cell-free therapeutic strategies in regenerative medicine. Int J Mol Sci. 2017; 18(9): 1852. DOI: 10.3390/ijms18091852.

30. Lin H.D., Bongso A., Gauthaman K., et al. Human wharton's jelly stem cell conditioned medium enhances freeze-thaw survival and expansion of cryopre-served CD34+ cells. Stem Cell Rev Rep. 2013: 9(2): 172-83. DOI: 10.1007/ s12015-013-9426-7.

31. Wang J.F., Wang L.J., Wu Y.F., et al. Mesenchymal stem/progenitor cells in human umbilical cord blood as support for ex vivo expansion of CD34(+) hematopoietic stem cells and for chondrogenic differentiation. Haematologica. 2004; 89(7): 837-44.

32. Jang Y.K., Jung D.H., Jung M.H., et al. Mesenchymal stem cells feeder layer from human umbilical cord blood for ex vivo expanded growth and proliferation of hematopoietic progenitor cells. Ann Hematol. 2006; 85(4): 212-25. DOI: 10.1007/s00277-005-0047-3.

33. Khoury M., Drake A., Chen Q., et al. Mesenchymal stem cells secreting an-giopoietin-like-5 support efficient expansion of human hematopoietic stem cells without compromising their repopulating potential. Stem Cells Dev. 2011; 20(8): 1371-81. DOI: 10.1089/scd.2010.0456.

34. R Core Team (2019). R: A language and environment for statistical computing. R Foundation for Statistical Computing, Vienna, Austria. https://www.R-proj-ect.org

35. Kumar P., Kandoi S., Misra R., et al. The mesenchymal stem cell secretome: A new paradigm towards cell-free therapeutic mode in regenerative medicine. Cytokine Growth Factor Rev. 2019; 46: 1-9. DOI: 10.1016/j.cytogfr.2019.04.002.

36. Tamma R., Ribatti D. Bone niches, hematopoietic stem cells, and vessel formation. Int J Mol Sci. 2017; 18(1): 151. DOI: 10.3390/ijms18010151.

37 Geddis A.E. Megakaryocytopoiesis. Semin Hematol. 2010; 47(3): 212-9. DOI: 10.1053/j.seminhematol.2010.03.001.

21. Rezanejad H., Matin M.M. Induced pluripotent stem cells: Progress and future perspectives in the stem cell world. Cell Reprogram. 2012; 14(6): 459-70. DOI: 10.1089/cell.2012.0039.

22. Poulos J. The limited application of stem cells in medicine: A review. Stem Cell Res Ther. 2018; 9(1): 1. DOI: 10.1186/s13287-017-0735-7.

23. Nakamura S., Takayama N., Hirata S., et al. Expandable megakaryocyte cell lines enable clinically applicable generation of platelets from human induced pluripotent stem cells. Cell Stem Cell. 2014; 14(4): 535-48. DOI: 10.1016/j. stem.2014.01.011.

24. van den Oudenrijn S., von dem Borne A., de Haas M. Differences in mega-karyocyte expansion potential between CD34+ stem cells derived from cord blood, peripheral blood, and bone marrow from adults and children. Exp Hematol. 2000; 28(9): 1054-61. DOI: 10.1016/s0301-472x(00)00517-8.