CC BY
66
Ex vivo экспансия гемопоэтических стволовых клеток пуповинной крови (обзор литературы)
Т.В. Шаманская, Е.Ю. Осипова, С.А. Румянцев
ФГБУФедеральный научно-клинический центр детской гематологии, онкологии и иммунологии им. Дмитрия Рогачева
Минздравсоцразвития России, Москва
Контакты: Татьяна Викторовна Шаманская [email protected]
Пуповинная кровь (ПК) в настоящее время является привлекательным источником гемопоэтических стволовых клеток (ГСК) для трансплантации в детской практике и у взрослых пациентов с различными злокачественными и незлокачественными заболеваниями. Однако ее применение в клинике ограничено низким количеством клеток в трансплантате, что коррелирует с отсроченным приживлением, удлинением времени до восстановления тромбоцитов и нейтрофилов, развитием инфекционных осложнений. Для решения этой проблемы было предпринято несколько попыток, одна из которых — получение достаточного количества гемопоэтических клеток-предшественников путем ex vivo экспансии. В данной статье проведен обзор литературы, посвященный особенностям экспансии ГСК ПК.
Ключевые слова: пуповинная кровь, ex vivo экспансия, цитокины
Umbilical cord bloods hematopoietic stem cells ex vivo expansion (the literature review)
T.V. Shamanskaya, E.Yu. Osipova, S.A. Roumiantsev
Dmitiry Rogachev Federal Research Center of Pediatric Hematology, Oncology and Immunology, Moscow
Umbilical cord blood (CB) is now an attractive source of hematopoietic stem cells (HSCs) for transplantation in pediatric and adult patients with various malignant and non-malignant diseases. However, its clinical application is limited by low cells numbers in graft, which correlates with delayed engraftment, an extension of time to platelets and neutrophils recovery and increasing risk of infectious complications. Several strategies have been suggested to overcome this limitation, one of which is obtaining a sufficient number of hematopoietic progenitor cells by ex vivo expansion. Literature review about CB HSCs expansion in given article is presented.
Key words: cord blood, ex vivo expansion, cytokines
Введение
C тех пор как S. Knudtzon в 70-х годах XX века в своей работе описал наличие стволовых клеток в пуповинной крови (ПК), а в 80-х годах была выполнена первая трансплантация ПК от сиблинга пациенту с анемией Фанкони, ПК стала привлекать все большее внимание как источник гемопоэтических стволовых клеток (ГСК) для проведения аутогенных и аллогенных трансплантаций [1]. Преимуществами ГСК, полученных из ПК, по сравнению с ГСК костного мозга (КМ) являются аутокринная продукция ряда гемопоэтических ростовых факторов, более длинные участки теломер, высокий пролиферативный потенциал [2, 3].
В настоящее время существует более 70 заболеваний, при которых используется трансплантация ГСК ПК. Это и заболевания крови, и иммунодефицитные состояния, болезни обмена и др. Однако ввиду небольшого количества клеток-предшественников в единице ПК ее применение для трансплантации было ограничено в основном использованием в детской практике (при расчете числа ядросодержащих клеток (ЯСК) не менее 2,5 х 107/кг веса реципиента). Недостаточное количество ГСК в транспланта-
те приводит к удлинению времени до приживления нейтрофилов и тромбоцитов, ведет к увеличению количества тяжелых осложнений, летальности, повышению стоимости лечения в связи с более длительным пребыванием больного в стациона-реи необходимости назначения дополнительных препаратов (антибактериальных, противогрибковых, противовирусных и др. средств) и длительной инфузии компонентов крови. Поэтому применение ПК как источника ГСК для трансплантации у взрослых ограничено.
Для улучшения результатов трансплантации ПК (ускорения времени приживления нейтрофи-лов и тромбоцитов) используется несколько стратегий, таких как трансплантация 2 единиц ПК, ко-трансплантация CD34+- или CD 133+-селектированной периферической крови от третьего лица и ГСК ПК [4, 5]. В качестве попытки преодоления низкого числа клеток-предшественников в ПК было предложено применение ex vivo экспансии клеток в жидкой среде с/без добавления сыворотки и коктейля из ростовых факторов. Поможет ли этот метод получить достаточное количество клеток для трансплантации, уменьшит ли это время до приживления, улучшит
1 ’2012
1 ’2012
ли результаты трансплантации — еще предстоит решить. В настоящее время используется несколько стратегий по экспансии и применению ГСК ПК. Это экспансия целой единицы ПК, либо экспансия ее части (1/2 или 1/3), которая пересаживается в тот же день, что и неманипулированная часть ПК или спустя какое-то время (обычно на день +14).
Важной является проблема дифференцировки ГСК, которая происходит при экспансии этих клеток.
Метод изоляции ГСК ПК для экспансии
Существует 2 стратегии выбора ГСК ПК для экспансии — это использование неселектированной мононуклеарной (MNC) фракции ПК и проведение селекции клеток.
В экспериментальных исследованиях было показано, что при экспансии селектированной CD34+-фракции удается добиться лучших результатов экспансии ПК, чем при экспансии MNC-фракции (увеличение общего числа клеток в 113 раз при селекции, против увеличения в 1,4 раза при выборе мононуклеарной фракции ПК) [6]. Однако в других работах по экспансии ГСК КМ было показано, что при проведении селекции часть ГСК, клеток-предшественников теряется [7].
Существует как минимум 2 маркера для селекции ГСК ПК - это CD34 и CD133.
CD34 — гликопротеин, который экспрессируется на эндотелиальных клетках и ГСК. СD133 — это гликопротеин, ранее называвшийся АС133. Он экспрессируется на незрелых гемопоэтических клетках и клетках-предшественниках.
В основе селекции CD34+- и CD133+-клеток лежит магнитно-активируемый клеточный сортинг (magnetic activated cell sorting — MACS), основанный на использовании антитела, связанного с микрочастицами, сделанными из железодекстранового комплекса, например, с использованием систем Miltenyi MACS system (Biotec, Inc., Auburn, CA, USA) или Baxter Isolex device (Baxter Deerfield, IL, USA) и др. При этом удается добиться чистоты селекции CD34+- или CD133+-клеток в пределах 90 % [8—10]. Ряд фенотипических и функциональных исследований показал, что CD133+-фракция ПК содержит большее количество ранних гемопоэтических клеток-предшественников, чем CD34+-фракция [11, 12]. И возможно, именно CD133+-клетки играют главную роль в лимитировании апоптоза, за счет межклеточного взаимодействия или выделения растворимых факторов [13—15].
Кроме того, для изоляции клеток-предшественников был предложен альтернативный путь, основанный не на фенотипе, а на функциональной активности клеток. Считают, что этот метод является более важным для уменьшения количества дифференцированных клеток в результате экспан-
сии. В его основе лежит селекция клеток на основе определения активности альдегиддегидрогеназы (aldehyde dehydrogenase — ALDH). Это метод легко воспроизводим, не токсичен для клеток человека и не изменяет их репопулирующую функцию. Дальнейшие исследования должны подтвердить выполнимость селекции клеток на основе определения активности альдегиддегидрогеназы для клинического применения [16].
При выборе метода изоляции ГСК для экспансии следует исходить из объема ПК, подвергающегося селекции, его клеточности, стоимости самой процедуры и общего числа клеток, которое необходимо получить для трансплантации.
Выбор питательной среды
Одной из важных основ для выполнения экспансии ГСК ПК является выбор питательных сред. Питательные среды должны быть максимально подобраны по своему составу, содержанию питательных субстанций, осмотической резистентности и рН для определенного типа клеток. Для экспансии ГСК возможно использование целого ряда питательных сред, таких как DMEM, Alpha-MEM, X-Vivo-10, QBSF-60, StemSpan SFEM, RPMI, CellGro и др.
IMDM является основной и наиболее часто используемой питательной средой. Это модифицированная версия питательной среды DMEM, которая дополнительно содержит аминокислоты, биотин, витамины (В12) и селен [17].
Животная сыворотка традиционно включается в протоколы экспансии как источник факторов роста. Но при ее применении возможно развитие аллергических реакций, вирусной контаминации, а также необходимо учитывать ее вариабельность от партии к партии. Поэтому в протоколах для клинического применения стараются использовать бес-сывороточные питательные среды. Но такие среды слишком дороги и не всегда свободны от продуктов животного происхождения. Многие рекомбинантные цитокины и факторы роста получают из клеточных культур, выращенных на питательных средах с добавлением животной сыворотки. Кроме того, эти среды всегда подкреплены инсулином, трансферри-ном и альбумином, которые имеют рекомбинантное или аллогенное происхождение.
Относительно применения бессывороточных питательных сред существуют противоречивые данные. Ряд зарубежных и отечественных авторов показывают, что использование некоторых бессывороточных сред (QBSF-60 или StemSpan SFEM) позволяет получить несколько большее количество ранних предшественников (CD34+- и CD34+CD38-клеток), чем при использовании стандартной среды IMDM с добавлением животной сыворотки [18]. Ученым из Республики Беларусь удалось добиться увеличения CD34+-клеток ПК более чем в 200 раз при культивировании
в бессывороточной питательной среде StemSpan при использовании цитокинов IL-3, IL-6, CSF, FLt-3. Добавление к культурам мезенхимальных стволовых клеток (МСК), полученных из КМ, способствовало дополнительному увеличению CD34+-клеток более чем в 700 раз [19].
В качестве альтернативы животной сыворотке возможно использование аутологичной сыворотки ПК. Допустимо замораживание плазмы уже при первичной заготовке единицы ПК. Однако в ряде исследований показано, что ее добавление к питательным средам приводит к значительному снижению ранних предшественников CD34+- и CD34+CD38-клеток. Это происходит в результате того, что человеческая плазма содержит факторы, способствующие созреванию клеток [20]. Кроме того, заготовка и хранение аутологичной плазмы ПК приведет к дополнительным финансовым затратам для Банков ПК.
На клеточный выход в результате экспансии оказывает свое влияние и плотность пассажа. Особо важное значение это имеет для ПК ввиду потенциального ограничения клеток для экспансии и высокой вариабельности от донора к донору. Оптимальной является плотность пассажа 1*104-1*106 клеток/мл. Следует учитывать, что если среда содержит сыворотку, то плотность клеток при пассаже может быть меньше. И это может быть связано с эндогенной продукцией клетками ростовых факторов [21]. Если же используется бессывороточная среда, то большее количество клеток используется для пассажа. Особенно это имеет значение при культивировании в перфузионных культуральных системах.
Цитокины
C начала 1980-х годов XX века исследователи стали использовать разные комбинации цитокинов и ростовых факторов для экспансии ГСК, стремясь выбрать не только более эффективную комбинацию, но и наиболее пригодную для клинического применения. На настоящий момент идентифицировано и выделено более 30 факторов, которые влияют на пролиферацию и дифференцировку ГСК [22]. Среди них эритропоэтин (erythropoietin — EPO), гранулоци-тарный колониестимулирующий фактор (granulocyte colonystimulating factor — G-CSF), гранулоцитарно-макрофагальный колониестимулирующий фактор (granulocyte-macrophage colony-stimulating factor — GM-SCF), фактор стволовых клеток (stem cell factor — SCF), тромбопоэтин (thrombopoietin — TPO), FLt-3 лиганд (FLt-3/FLt-2 ligand — FL), фактор роста фибробластов (fibroblast growth factor — Fgf), интерлейкины-1, 3, 6, 11 (interleukin — IL-1, IL-3, IL-6/sIL-6R, IL-11) [23—26].
Наиболее важным фактором, влияющим на выживаемость клеток-предшественников даже при отсутствии их деления, является SCF [27]. SCF — лиганд для тирозинкиназных рецепторов c-kit, которые
экспрессируются на ранних и зрелых гемопоэтиче-ских клетках-предшественниках. Использование для экспансии только одного SCF не дает существенного увеличения количества клеток [25]. В сочетании же с другими ростовыми факторами он влияет на пролиферацию и дифференцировку клеток миелоид-ной, лимфоидной, эритроидной и мегакариоцитар-ной линий и потенцирует действие других ростовых факторов [28].
ТРО — самый активный фактор в отношении стимуляции мультипотентных стволовых клеток и клеток тромбоцитарного ряда. Он является активатором пролиферации и дифференцировки незрелых мегакариоцитов [29].
Считается, что TPO и FL предотвращают деградацию теломер, а SCF и IL-6 увеличивают пролиферативный потенциал ГСК. FL в комбинации с другими ростовыми факторами значительно усиливает клоногенную активность клеток-предшественников [30-32].
Описано влияние FL на адгезивность ГСК к микроокружению КМ за счет изменения степени экспрессии и функциональных свойств р-1-интегринов. Это оказывает важное влияние на хоу-минг ГСК при трансплантации [33].
В комбинации с IL-3 и IL-6 ТРО оказывает потенцирующее действие на колониеформирующую активность мегакариоцитов (colony-forming unit megakaryocytic — FU-Meg) [34]. Однако он влияет и на клетки миелоидной и эритроидной линий диф-ференцировки [35].
IL-6, взаимодействуя с рецептором (IL-6-R), приводит к гомодимеризации молекулы gp130, которая в свою очередь запускает внутриклеточные сигнальные пути и играет важную роль в гемопоэзе. Однако как и другие ростовые факторы, он не оказывает одиночного влияния на экспансию ГСК, а проявляет свое действие совместно с другими цитокинами. Уже только добавление в среду с IL-6 SCF приводит к усилению пролиферации человеческих гемопоэтических клеток-предшественников in vitro [35].
Различные комбинации ростовых факторов оказывают разное действие на степень пролиферации и апоптоза клеток-предшественников. Так, использование комбинации ТРО, FL дает увеличение числа CD34+Thy-1+-клеток периферической крови при наличии наиболее низкого числа апоптотических клеток, чем при использовании комбинации IL-3, IL-6 и лейкоз-ингибирующего фактора (LIF), при которой отмечено даже снижение количества экспанси-руемых клеток [36].
Различные доклинические и клинические протоколы могут включать в себя и различные комбинации ростовых факторов: SCF, IL-3, IL-6 и G-CSF; SCF, TPO и G-CSF; FL, SCF, IL-3, IL-6 и G-CSF.
При подборе наиболее оптимальной комбинации ростовых факторов в доклинических исследова-
1 ’2012
1 ’2012
ниях было показано, что наибольшее число CD34+-клеток при экспансии может быть получено при использовании такой группы цитокинов, как TPO + SCF + FL + IL-6. Однако эти результаты зависели и от выбора питательной среды. Наибольшее количество экспансированных клеток было получено на бессывороточных питательных средах с данной комбинацией цитокинов, по сравнению со стандартной питательной средой и добавлением животной сыворотки и этим же коктейлем цитокинов [18].
Многофакторные исследования показали всю важность влияния различных комбинаций ростовых факторов и выбора их концентрации на результаты экспансии. Однако вопрос об оптимальном соотношении ростовых факторов все еще остается открытым.
В одной из наиболее ранних клинических работ, выполненной в 1992 г., была показана возможность экспансии достаточного количества клеток КМ, необходимого для трансплантации, и безопасность их применения. Часть клеток КМ инкубировалась в среде RPMI с человеческой сывороткой и добавлением GM-CSF, IL-3. У больных, получивших неманипулированную и дополнительно экспанси-рованную часть КМ, отмечалось более быстрое восстановление числа тромбоцитов [37].
В другой работе в качестве источника клеток-предшественников брали периферическую кровь. Экспансию проводили в среде RPMI с добавлением аутологичной сыворотки и ростовых факторов SCF, IL-ip, IL-3, IL-6 и EPO. В ходе исследования было получено увеличение ЯСК в среднем в 62 раза, медиана составила 11,8 х 106/кг веса пациента. Была показана безопасность данного метода, который для проведения экспансии требует маленького объема периферической крови, что снижает риск загрязнения трансплантата опухолевыми клетками и необходимость дополнительного проведения лейкофереза у больных [38].
Аналогичное исследование с таким же набором ростовых факторов для экспансии показало возможность расширения ex vivo клеток-предшественников периферической крови после криоконсервации. При этом, количество клеток в среднем увеличивалось в 21 раз. Это исследование показало, что CD34+-клетки могут быть успешно культивированы из криозамороженных материалов и в дальнейшем безопасны для применения у пациентов [39].
S.F. Williams et al. были предприняты попытки экспансии клеток периферической крови с использованием бессывороточной среды X-VIVO с человеческим сывороточным альбумином и PIXY321 (GM-CSF/IL-3 химерный белок). При этом среднее число клеток увеличилось в 26 раз. И хотя инфузия экспан-сированных клеток хорошо переносилась, клинического эффекта получено не было [40].
В работе R.A. Briddell et al. была показана возможность экспансии клеток, выделенных из другого
источника, — ПК: культивирование их в различных питательных средах с добавлением цитокинов (SCF, G-CSF, ТРО). При этом наилучших результатов удалось добиться при культивировании селектированной CD34+-фракции ПК (увеличение общего числа клеток в 113 раз, против 1,4 раза при культивировании неселектированной фракции ПК) [6]. Этими и другими исследователями показана осуществимость применения данного продукта в клинической практике, где не было отмечено каких-либо токсических реакций [41—43]. Однако никакого значительного влияния на ускорение восстановления нейтрофилов и тромбоцитов у реципиентов получено не было.
Полная оценка влияния различных комбинаций ростовых факторов на проведение экспансии ГСК затруднена из-за ограниченного выпуска разрешенных для клинического применения препаратов.
В настоящее время клинических результатов по применению в трансплантации экспансированной части ПК недостаточно. Основные исследования представлены в таблице. Эти исследования достаточно разнообразны, и они включают как культивирование в статических условиях, так и с применением перфузионных систем, с добавлением стромальных элементов к ростовым факторам и т. д. Большинство протоколов для экспансии включали в себя SCF и ТРО в комбинации с другими ростовыми факторами. Эти исследования показали безопасность данного метода. Но в большинстве случаев не было отмечено значимого влияния на приживление трансплантата. Необходим дальнейший набор пациентов для более полной оценки влияния экспансии ГСК на результаты проведения трансплантации ПК.
Кроме стандартного набора цитокинов для экспансии в лабораторных исследованиях была показана роль различных ионов (железа, кальция, магния, цинка) на рост, пролиферацию и дифференцировку клеток. Учитывая значительные клинические изменения, возникающие при дефиците ионов меди в организме человека (анемия, нейтропения, тромбоци-топения), было изучено их влияние на изменение основных клеточных функций.
Так, например, было показано, что хелатор меди (copper chelator tetraethylenepentamine — TEPA) оказывает ингибирующее влияние на процессы дифферен-цировки клеток-предшественников, а также увеличивает процессы самовозобновления клеток, улучшая приживление трансплантата у иммунодефицитных мышей. Эти процессы происходят в результате изменения клеточных концентраций меди [44, 45].
При проведении предклинических исследований был разработан протокол экспансии клеток-предшественников ПК с использованием основных цитокинов (TPO, IL-6, SCF и FL) и хелаторного комплекса меди — TEPA, который привел к увеличению CD34+-клеток в 86 раз. В дальнейшем протокол экспансии, основанный на полученных данных, был
Клинические исследования по применению ex vivo экспансии ПК
Число пациентов, включенных в исследование Среда для культивирования / селекция клеток Сыворотка / ростовые факторы Результаты исследования Кратность экспансии ЯСК Кратность экспансии CD34+
Перфузионная система Aastrom/Replicell system (Jaroscak, 2003) 28 Iscove modified Dulbecco medium 10 % бычья сыворотка, PIXY321 - 5 ng/ mL;EPO-0.1 U/mL; flt-3 ligand — 25 ng/mL Доказанная безопасность и выполнимость; не улучшало приживления трансплантата в 2,4 раза 0,5
Жидкая суспензионная система (Shpall, 2002) 37 CD34+-селекция SCF — 100 ng/mL; G-CSF — 100 ng/ mL; MGDF — 100 ng/mL Доказанная безопасность и выполнимость; не улучшало приживления трансплантата 56 4
University of Texas MD Anderson Cancer Center (de Lima and Shpall, 2008) 10 Среда aMEM; CD133+-селекция 10 % FBS SCF, FL, IL-6, TPO и TEPA Доказанная безопасность и выполнимость; не улучшало приживления трансплантата 219 6
Жидкая суспензионная система (Delaney et al., 2010) 10 CD34+-селекция; бессывороточная среда Notch ligand d-1, SCF, FL, IL-6, TPO, IL-3 Доказанная безопасность и выполнимость; время до восстановления нейтрофилов — 16 дней 562 164
Экспансия со стромальными клетками (de Lima and Shpall, 2009) 6 SCF, TPO, G-CSF Доказанная безопасность и выполнимость; время до восстановления нейтрофилов — 14,5 дней 12 12
рекомендован для проведения клинических испытаний при проведении трансплантации ПК у больных со злокачественными онкогематологическими заболеваниями [46].
Были проведены клинические испытания I/II фазы препарата StemEx, содержащего экспанси-рованную часть единицы ПК, культивированную в течение 21 дня в среде с содержанием коктейля цитокинов (SCF, FL, IL-6, ТРО — 50 нг/мл) и хела-тора меди TEPA. Число ЯСК в среднем увеличилось в 219 (2—620) раз и CD 34+-клеток в среднем в 6 раз (по содержанию CD34+-клеток во всей единице ПК). Экспансированные клетки были пересажены без каких-либо трансфузионных осложнений. Время до приживления нейтрофилов составило 30 дней, тромбоцитов — 48 дней, что сопоставимо с данными при использовании неманипулированной ПК. Также не было отмечено увеличения количества случаев острой реакции «трансплантат против хозяина» [47]. В настоящее время проводится набор больных для проведения III фазы клинических испытаний с включением нескольких центров.
В Университете Техаса, США (MD Anderson Cancer Center) также было показано отсутствие ток-
сичности при проведении больным с продвинутыми стадиями гемобластозов трансплантации экспанси-рованной части ПК (среда aMEM с 10 % FBS и SCF, FL, IL-6, TPO с добавлением TEPA), экспансия выполнена на части ПК.
Таким образом, была показана клиническая доступность и безопасность препарата для экспансии ГСК на основе хелаторного комплекса меди [48].
В качестве еще одной добавки для проведения экспансии ГСК ПК китайскими учеными из Chinese University (Гонконг) было предложено использование лектина, связывающего мано-зу (mannose-binding lectin — NTL), полученного из китайского нарцисса Narcissus tazetta var. Chinensis, для пролонгированного поддержания и экспансии CD34+-клеток ПК [49].
Лектины (от лат. legere — собирать) — это класс углевод-специфических белков. Они выполняют множество функций в организме, например, участвуют в регуляции клеточной адгезии, синтеза гликопротеинов и др. Лектины использовались в исследованиях агглютинации эритроцитов, для диагностики групп крови, и на субпопуляциях лимфоцитов [50].
1 ’2012
1 ’2012
Однако до конца их механизм действия на гемо-поэтические клетки-предшественники не изучен.
Строма
В последнее время особое внимание уделяется совместному культивированию ГСК со стромальны-ми элементами. Эффект влияния стромальных клеток сводится, во-первых, к прямому межклеточному взаимодействию и передаче сигнальной информации, а во-вторых, к выделению регулирующих белков: цитокинов, хемокинов (таких как GM-CSF, ^-3, ^-6, SCF, FL, ТРО) [51, 52]. Стромальные клетки оказывают влияние на самовозобновление, пролиферацию, а также тормозят созревание и диф-ференцировку ГСК [22, 53—55].
Доклинические исследования продемонстрировали способность МСК поддерживать экспансию CD34+-клеток при совместном культивировании с ГСК. Кроме того, ряд исследователей показали, что в качестве альтернативного источника МСК можно использовать плаценту, а совместное культивирование СD34+-фракции ПК и МСК, полученных из плаценты, приводит к увеличению CD34+-клеток в 14,89 раза [47, 56—58]. Одним из преимуществ использования совместного культивирования ПК и МСК является возможный отказ от селекции CD34+, при которой теряется определенный процент клеток [59]. Кроме того, неманипулированную ПК можно культивировать только в перфузионных культуральных системах. А культивирование не-фракционированной ПК или выделение только мо-нонуклеарной фракции ПК в статических средах не приводило к желаемым результатам экспансии [6].
I. Мс№есе в своем исследовании показал, что совместное культивирование мононуклеарной фракции ПК и МСК в среде с добавлением рекомбинантных ростовых факторов приводит к 10-20-кратному увеличению ЯСК, в то время как без добавления МСК количество клеток после 13 дней культивирования было таким же, как в день 0. Он выдвигает гипотезу, что, возможно, МСК защищают клетки-предшественники от действия ингибирующих факторов или сами выделяют ряд факторов, стимулирующих рост клеток-предшественников [60].
Кроме того, было показано, что МСК, полученные на ранних пассажах, способствуют не только пролиферации ГСК, но и сохранению ими примитивного иммунофенотипа CD34+ CD38- или CD133+ CD38-, тем самым способствуя задержке дифферен-цировки ГСК к более высокому числу клеточных делений [61].
Однако остается вопрос, смогут ли поддержать экспансию ГСК только стромальные клетки при культивировании в среде, не содержащей цитокины [52].
Кроме того, при совместном культивировании с МСК возникает вопрос о защите конечного про-
дукта экспансии от контаминации инфекционными агентами, и не приведет ли совместное культивирование к росту числа случаев иммунологической реакции отторжения.
Длительность экспансии
По данным разных авторов длительность культивирования ГСК ПК в среднем составляет от 7-10 до 14 дней. Поскольку клетки ПК являются более интенсивно пролиферирующими, чем клетки КМ, возможно, для их экспансии потребуется меньше времени. И в то же время, так как клетки ПК более примитивны, то для достижения ими оптимальной стадии роста может потребоваться больше времени.
Укорочение времени экспансии может иметь преимущества при планировании сроков проведения химиотерапии и трансплантации.
В ходе проведения работ по экспансии возможно использование одноступенчатой системы, например, в течение 10 дней использование определенной питательной среды с добавлением SCF, TPO и G-CSF [41]. Применение данной комбинации ростовых факторов показало увеличение ЯСК в 56 раз и CD34+-клеток в 4 раза.
I. McNice предложил использовать двухступенчатый протокол, который привел к увеличению ЯСК более чем в 400 раз, а CD34+-клеток — в 29 раз. При использовании двухступенчатого протокола первые 7 дней клетки культивировались в тефлоновых мешках объемом 100 мл с применением 50 мл среды, SCF, G-CSF и MGDF (100 ng/mL), затем клетки пересаживались в мешки большего объема (на 1000 мл), количество среды увеличивалось до 1 литра с добавлением тех же ростовых факторов [62].
В лабораторных исследованиях культивирование ГСК проводится статическим способом, используя вентилируемые пластиковые флаконы или мешки. Для промышленного применения необходимо в результате экспансии получить большое число клеток, достаточное для выполнения трансплантации. Для этого было предложено использовать биореакторы.
Существует несколько видов биореакторов.
Во-первых, перфузионные биореакторы. В ходе I фазы клинических испытаний по трансплантации ГСК ПК, полученных в результате экспансии в перфузионной системе AastromReplicell System с использованием стандартной питательной среды, 10 % животной сывороткой и набора цитокинов PIXY321, EPO, FL, было получено увеличение общего числа ЯСК в 2,4 раза. При инфузии реципиентам побочных реакций отмечено не было [43]. Подобные результаты были показаны и в других работах [63].
Во-вторых, биореактор с фиксированной твердой фазой (fixed bed bioreactor). Применение этого биореактора было основано на положительном влиянии стромальных клеток на результаты экспансии ГСК. При этом стромальные клетки захватываются
в фиксированную подложку, через которую циркулируют питательная среда и ГСК [64].
В-третьих, перемешивающий биореактор (stirred bioreactor). При сравнительном культивировании в питательной среде с низкими дозами цитокинов лучшие результаты экспансии были получены при использовании биореактора, чем при культивировании во флаконах [65].
За последнее время было проведено много экспериментальных работ по экспансии ГСК, которые привели к клиническим испытаниям трансплантации ex vivo-расширенных клеток у пациентов. Однако это требует разработки доступных и стандартизированных протоколов экспансии ГСК, наиболее пригодных для клинического применения.
Дальнейший прогресс в области экспансии ГСК будет тесно связан с пониманием клеточных и молекулярных механизмов самообновления, пролиферации и дифференцировки этих клеток. Сюда относятся и регулировка факторов транскрипции семейства НОХ, Myb, PU.1, GATA, изучение механизмов регуляции клеточного цикла и теломеразной активности, модификация хроматина.
НОХ-гены кодируют большое семейство транскрипционных факторов. У млекопитающих есть 4 главных семейства НОХ-факторов (А, В, С и D). НОХВ4 является одним из главных регуляторов самовозобновления ГСК у млекопитающих. У НОХВ4-дефицитных мышей снижена способность к пролиферации ГСК, но с сохранением их дифференцировки и линейности [66, 67]. Эктопией экспрессии НОХВ4 удается добиться значительной экспансии ГСК и мышей, и человека [68].
В исследовательских работах было показано регулирующее влияние ядерного фактора NF-Y на индукцию гена НОХВ4 в гемопоэтических клетках [69].
Применение трансдукции TAT-NF-Y в ГСК ПК оказывало влияние на результаты экспансии через различные проводящие пути (в том числе через Notch-1). Однако эффекты этого влияния еще необходимо обсудить на мышиных моделях и в I фазе клинических испытаний.
Знания в области сигнальных путей, которые отвечают за самоподдержание и дифференцировку, являются важной проблемой в понимании биологии стволовой клетки. В последние годы были открыты внутриклеточные сигнальные пути, отвечающие за регуляцию самоподдержания ГСК, такие как Notch (см. рисунок), Wnt/b-catenin, рецептор тирозин-киназы Tie2, морфогенетический протеин кости (bone morphogenetic proteins — BMP) в комбинации с транскрипционным фактором BMi-1 [70, 71].
В исследовании А. Duncan et al. было показано, что передача сигналов Notch является активной в гемопоэтических клетках и особенно важной на самых ранних стадиях гемопоэтического развития. Ингибирование этого сигнального пути приводит
Схематическое изображение сигнального пути Notch (Mumm, Kopan, 2000)
к дифференцировке ГСК in vitro и истощению in vivo [72]. Сигналы Notch играют важную роль в клеточной дифференцировке, апоптозе, адгезии, пролиферации, эпителиально-мезенхимальной трансформации. У млекопитающих выделено 5 Notch-лиганд: Jagged-1/2 и Delta-1/3/4. Сигналы, поступающие в межклеточное пространство в виде секретируемых молекул лигандов Delta, воспринимаются близлежащими окружающими клетками. На клеточной поверхности воспринимающих сигнал и экспрессирующих рецептор клеток происходит взаимодействие внеклеточного домена лиганда Delta и трансмембранного рецепторного белка Notch. Белок рецептора состоит из 3 доменов: внеклеточного, связывающегося с лигандом и подавляющего активность в отсутствие лиганда, внутримембранного и внутриклеточного, способного передавать сигнал к генам-мишеням. В результате этого взаимодействия происходит расщепление и высвобождение внутриклеточного домена Notch-рецептора, связанного с мембранно-ассоциированным протеазным комплексом. Внутриклеточный домен Notch транспортируется в ядро, и собранный ядерный комплекс регулирует транскрипцию нескольких Notch-эффекторных генов [73].
Еще в 1998 г. B. Varnum-Finney показала, что Notch-лиганд Jagged-1 при проведении экспансии приводит к 2- и 3-кратному увеличению примитивных клеток-предшественников в культуре [74]. Это было подтверждено и в других исследованиях. Jagged-1 имел небольшое влияние на пролиферацию зрелых клеток-предшественников, однако на моделях ксенотрансплантатов у иммунодефицит-ных мышей было показано, что он способствует поддержанию и экспансии примитивных клеток-предшественников in vivo с сохранением их способности к мультилинейной реконституции без потери клеток-предшественников [75].
На результаты экспансии оказывает влияние и концентрация Notch-лиганд на поверхности клеток. Низкие концентрации Delta-1 приводили к увеличению числа CD34+-клеток пуповинной крови, в отличие от этого высокие концентрации, наоборот, приводили к апоптозу [76]. Кроме того, концентрация оказывает влияние на пути дифференцировки
1 ’2012
1 ’2012
клеток. При различной концентрации дифференци-ровка может идти либо по лимфоидному пути, либо по миелоидному. В зависимости от формы лиганда, он может оказывать и отличное влияние. Растворимая форма Delta-1 способна действовать как активатор только лишь в том случае, если молекула иммобилизована на клеточной мембране или культуральном пластике. Кроме того, иммобилизованные формы Delta-1 показали свое преимущество по сравнению с растворимыми или трансмембранными формами [77].
Недавно C. Delaney et al. сообщили о применении для экспансии ПК коктейля из цитокинов и ростовых факторов (IL-3, IL-6, TPO, FL, SCF) с добавлением Delta-like-1, что приводило к 160-кратному увеличению CD34+-клеток. Была проведена I фаза клинических испытаний на 10 пациентах с двойной трансплантацией ПК, показавшая более быстрое приживление и восстановление нейтрофилов у реципиентов, получивших экспансированную часть ПК [78].
Wnt-сигнальный путь является для клеток сигналом к более медленному разрушению их белков, более длительному их сохранению, так как они могут быть необходимы для регулирования функции клеток, например таких, как самоподдержание. Начинается процесс с присоединения лиганда Wnt к рецепторам клеточной поверхности генов семейства frizzied/LRP. Это ведет к накоплению p-catenin в цитоплазме и его транслокации в ядро. Результатом таких реакций становится инициация транскрипции в ядре и включение целого ряда факторов, определяющих процессы дифференцировки и са-моподдержания. Как средство для воздействия на Wnt-сигнальный путь in vivo был использован ингибитор гликоген синтазы киназы-3 (glycogen synthase kinase-3 — GSK-3) 6-Bromoindirubin-3’-oxime (BIO), который улучшал нейтрофильное и мегакариоцитар-ное восстановление у мышей после трансплантации, приводя к усилению поддержания длительной репопуляции [79].
Состояние покоя является необходимым свойством для поддержания ГСК. Оно может обеспечиваться при участии сигнального пути тирозинкиназы Tie2/rara^; ангиопоэтин-1 (Ang-1). ГСК с длительным самоподдержанием, которые экспрессируют рецептор тирозинкиназы Tie2, находятся в состоянии покоя и прилипают к остеобластам КМ. Ang-1, экспрессируемый клетками-остеобластами, активирует Tie2-сигнальный путь, и это ограничивает ГСК в состоянии покоя и защищает от апоптоза [80].
Усовершенствуя протоколы экспансии ГСК ПК, в настоящее время все-таки не удается получить оптимального количества клеток, необходимых для трансплантации с сохранением их стволовости. Однако немаловажную роль в приживлении трансплантата играет хоуминг ГСК. В настоящее время изучены механизмы, с помощью которых можно оказывать влияние на хоуминг ГСК. Хорошо изученным фактором хоу-минга стволовых клеток и клеток-предшественников КМ является белок SDF-1/СXCL12, относящийся к хемокинам. SDF-1 оказывает влияние на клетки, ингибируя апоптоз, стимулируя пролиферацию, усиливая адгезию и подвижность клеток, а также влияет на процессы хемотаксиса и миграции. Ряд исследований посвящен влиянию малых белковых молекул (С3а, гиалуроновая кислота, фибронектин, фибриноген) на чувствительность SDF-1/СXCL12 и опосредованно на хоуминг ГСК ПК при трансплантации. Предварительная обработка ПК малыми молекулами перед трансплантацией поможет улучшить приживление [81].
Клиническое использование культивированных гемопоэтических клеток, начатое с 1990-х годов, показало техническую возможность выполнения этого метода для получения достаточно большого количества клеток, необходимых для трансплантации, безопасность применения полученного продукта при введении больным и некоторую тенденцию к ускорению гематопоэтического восстановления после их введения. Однако учитывая, что клетки-предшественники ПК, по всей видимости, отличаются по их способности к экспансии по сравнению с другими источниками стволовых клеток (периферическая кровь, КМ), клинический интерес будет сохраняться именно в отношении экспансии клеток ПК и применения их для дальнейшей трансплантации, особенно во взрослой практике.
Кроме того, используя различные культуральные технологии возможно получить такие клеточные субпопуляции ПК, как Т-клетки и NK-клетки и использовать их в дальнейшем для иммунотерапии [82, 83].
В последнее время немало внимания уделяется экспансии и генной инженерии, экспансии и диф-ференцировке ГСК в зрелые клетки, например, эритроциты. В результате ступенчатого протокола экспансии удалось получить зрелые эритроциты, которые могут быть использованы в качестве аутогемотрансфузии при некоторых формах анемии (например серповидно-клеточной) и при хронической кровопотере [84].
1. Knudtzon S. In vitro growth of granulocytic colonies from circulating cells in human cord blood. Blood 1974;43(3):357—61.
2. Mayani H., Lansdorp P.M. Thy-1 expression is linked to functional properties of primitive hematopoietic progenitor cells from human umbilical cord blood. Blood 1994;83(9):2410—7.
3. Vaziri H., Dragowska W, Allsopp R.C.
et al. Evidence for a mitotic clock in human hematopoietic stem cells: Loss of telomeric DNA with age. Proc Natl Acad Sci USA 1994;91(21):9857—60.
4. Barker J.N., Weisdorf D., Wagner J. Creation of a double chimera after the transplantation of umbilical-cord blood from two partially matched unrelated donors.
N Engl JMed 2001 ;344:1871.
5. Magro E., Regidor C., Cabrera R. et al. Early hematopoietic recovery after single unit unrelated cord blood transplantation in adults supported by co-infusion of mobilized stem cells from a third party donor. Haematologica 2006;91:640-8.
6. Briddell R.A., Kern B.P., Zilm K.L. et al. Purification of CD34+ cells is essential for optimal ex vivo expansion of umbilical cord blood cells. J Hematother 1997;6(2):145—50.
7. Koller M., Manchel I., Newsom B.
et al. Bioreactor expansion of human bone marrow: comparison of unprocessed, density-separated, and CD34-enriched cells.
J Hematother 1995;4(3):159—69.
8. Madkaikar M., Ghosh K., Gupta M. et al. Ex vivo expansion of umbilical cord blood stem cells using different combinations of cytokines and stromal cells. Acta Haematol 2007;118(3):153—9.
9. McNiece I. Delivering cellular therapies: Lessons learned from ex vivo culture and clinical applications of hematopoietic cells. Semin Cell Dev Biol 2007;18(6):839—45.
10. Purdy M.H., Hogan C.J., Hami L. et al. Large volume ex vivo expansion of CD34-positive hematopoietic progenitor cells for transplantation. J Hematother 1995;4(6):515—25.
11. De Wynter E.A., Buck D., Hart C. et al. CD34+AC133+ cells isolated from cord blood are highly enriched in long-term culture-initiating cells, NOD/SCID repopulating cells and dendritic cell progenitors. Stem Cells 1998;16(6):387—96.
12. Forraz N., Pettengell R., Deglesne P.A., McGuckin C.P. AC133+ umbilical cord blood progenitors demonstrate rapid selfrenewal and low apoptosis. Br J Haematol 2002; 119(2):516—24.
13. McNiece I., Briddell R. Ex vivo expansion of haemopoietic progenitor cells and mature cells. Exp Hematol 2001;29(1):3—11.
14. Gallacher L., Murdoch B., Wu D.M. et al. Isolation and characterization of human CD34(—)Lin(—) and CD34(+)
Lin(—) hematopoietic stem cells using cell surface markers AC133 and CD7. Blood 2000;95(9):2813—20.
15. Hofmeister C.C., Zhang J., Knight K.L. et al. Ex vivo expansion of umbilical cord
Литература
blood stem cells for transplantation: Growing knowledge from the hematopoietic niche.
Bone Marrow Transplant 2007;39(1):11—23.
16. Hess D.A., Meyerrose T.E.,
Wirthlin L. et al. Functional characterization of highly purified human hematopoietic repopulating cells isolated according to aldehyde dehydrogenase activity. Blood 2004; 104(6):1648—55.
17. Koestenbauer S., Zisch A., Dohr G.,
Zech N.H. Protocols for hematopoietic stem cell expansion from umbilical cord blood.
Cell Transplant 2009;18(10):1059—68.
18. Lam A.C., Li K., Zhang X. B. et al. Preclinical ex vivo expansion of cord blood hematopoietic stem and progenitor cells: duration of culture; the media, serum supplements, and growth factors used; and engraftment in NOD/SCID mice. Transfusion 2001 ;41(12):1567—76.
19. Потапнев М.П., Петевка Н.В., Гончарова Н.В. и др. Пуповинная кровь как источник гемопоэтических и негемо-поэтических клеток человека. Материалы международного симпозиума «Актуальные вопросы донорского и персонального хранения стволовых клеток». Клет трансплантол и ткан инж 2009;IV(3): 14.
20. Bertolini F., Lazzari L., Lauri E.
et al. Cord blood plasmamediated ex vivo expansion of hematopoietic progenitor cells. Bone Marrow Transplant 1994;14:347-53.
21. Koller M.R., Manchel I., Maher R.J. et al. Clinical-scale human umbilical cord blood cell expansion in a novel automated perfusion culture system. Bone Marrow Transplant 1998;21(7):653-63.
22. Hai-Jiang W., Xin-Na D., Hui-Jun D. Expansion of hematopoietic stem/progenitor cells. Am J Hematol 2008;83(12):922-6.
23. Brandt J., Briddell R.A., Srour E.F.
et al. Role of c-kit ligand in the expansion of human hematopoietic progenitor cells. Blood 1992;79(3):634-41.
24. Srour E.F., Brandt J.E., Briddell R.A.
et al. Long-term generation and expansion of human primitive hematopoietic progenitor cells in vitro. Blood 1993;81(3):661—9.
25. Brugger W, Mocklin W., Heimfeld S.
et al. Ex vivo expansion of enriched peripheral blood CD34-progenitor cells by stem cell factor, interleukin-1 beta (IL-1 beta), IL-6, IL-3, interferon-gamma, and erythropoietin. Blood 1993;81(10):2579—84.
26. Shapiro F., Yao TJ., Raptis G. et al. Optimization of conditions for ex vivo expansion of CD34-cells from patients with stage IV breast cancer. Blood 1994;84(10):3567—74.
27. Keller J.R., Ortiz M., Ruscetti F.W Steel factor (c-kit ligand) promotes the survival of hematopoietic stem/progenitor cells in the absence of cell division. Blood 1995;86:1757—64.
28. McNiece I., Briddell R. Stem cell factor.
J Leukoc Biol 1995;58(1):14—22.
29. Sitnicka E., Lin N., Priestley G.V. et al. The effect of thrombopoietin on the proliferation and differentiation of
murine hematopoietic stem cells. Blood 1996;87:4998—5005.
30. Shah A.J., Smogorzewska E.M., Hannum C., Crooks G.M. Flt3 ligand induces proliferation of quiescent human bone marrow CD34+ CD38— cells and maintains progenitor cells in vitro. Blood 1996;87:3563—70.
31. Yonemura Y., Ku H., Lyman S.D.,
Ogawa M. In vitro expansion of hematopoietic progenitors and maintenance of stem cells: comparison between FLT3/ FLK-2 ligand and KIT ligand. Blood 1997;89:1915—21.
32. Rusten L.S., Lyman S.D., Veiby O.P., Jacobsen S.E. The FLT3 ligand is a direct and potent stimulator of the growth of primitive and committed human CD34+ bone marrow progenitor cells in vitro. Blood 1996;87:1317—25.
33. Solanilla A., Grosset C., Duchez P. et al. FLT3-ligand induces adhesion of haemotopoietic progenitor cells via a very late antigen (VLA)-4- and VLA-5-dependent mechanism. J Haematol 2003; 120(5):782—6.
34. Broudy V.C., Lin N.L., Kaushansky K. Thrombopoietin (c-mpl ligand) acts synergistically with erythropoietin, stem cell factor, and interleukin-11 to enhance murine megakaryocyte colony growth and increases megakaryocyte ploidy in vitro. Blood 1995;85:1719—26.
35. Sui X., Tsuji K., Tanaka R., Tajima S. et al. gp130 and c-Kit signalings synergize for ex vivo expansion of human primitive hemopoietic progenitor cells. Proc Natl Acad Sci USA 1995;92:2859—63.
36. Murray L.J., Young J.C., Osborne L.J. et al. Thrombopoietin, flt3, and kit ligands together suppress apoptosis of human mobilized CD34+ cells and recruit primitive CD34+ Thy-1 + cells into rapid division. Exp Hematol 1999;27(6):1019—28.
37. Naparstek E., Hardan Y., Ben-Shahar M. et al. Enhanced marrow recovery by short preincubation of marrow allografts with human recombinant interleukin-3 and granulocyte-macrophage colony-stimulating factor. Blood 1992;80(7):1673—8.
38. Brugger W., Heimfeld S., EepeHCOH R.J. et al. Reconstitution of hematopoiesis after high-dose chemotherapy by autologous progenitor cells generated ex vivo. N Engl J Med 1995;333(5):283—7.
39. Alcorn M.J., Holyoake T.L., Richmond L. et al. CD34-positiv cells isolated from cryopreserved peripheral-blood progenitor cells can be expanded ex vivo and used for transplantation with little or toxicity. J Clin Oncol 1996;14(6):1839—47.
40. Williams S.F., Lee WJ., Bender J.G.
et al. Selection and expansion of peripheral blood CD34+ cells in autologous stem cell transplantation for breast cancer. Blood 1996;87(5):1687—91.
41. Spall E., Quinones R., Giller R. et al. Transplantation of ex vivo expanded cord blood. Biol Blood Marrow Transplant 2002;8:368—76.
1 ’2012
1 ’2012
42. Pecora A., Stiff P., Jennis A. et al. Prompt and durable engraftment in two older adult patients with high risk chronic myelogenous leukemia (CML) using ex vivo expanded and unmanipulated unrelated umbilical cord blood. Bone Marrow Transplant 2000;25:797—9.
43. Jaroscak J., Goltry K., Smith A. et al. Augmentation of umbilical cord blood (UCB) transplantation with ex vivo expanded UCB cells: results of a phase 1 trial using
the Aastrom Replicell System. Blood 2003;101:5061—67.
44. Peled T., Landau E., Prus E. et al.
Cellular copper content modulates differentiation and selfrenewal in cultures of cord blood-derived CD34+ cells.
Br J Haematol 2002;116:655—61.
45. Peled T., Gluckman E., Hasson N.
et al. Chelatable cellular copper modulates differentiation and self-renewal of cord blood-derived hematopoietic progenitor cells. Exp Hematol 2005;33:1092—1100.
46. Peled T., Mande J. Pre-clinical development of cord blood-derived progenitor cell graft expanded ex vivo with cytokines and the polyamine copper chelator tetraethylenepentamine. Cytotherapy 2004;6(4):344—55.
47. De Lima M., McMannis J., Gee A., et al. Transplantation of ex vivo expanded cord blood cells using the copper chelator tetraethylenepentamine: a phase I/II clinical trial. Bone Marrow Transplant 2006;41(9):771—8.
48. Robinson S., Niu T., de Lima M. et al.
Ex vivo expansion of umbilical cord blood. Cytotherapy 2005;7(3):243—50.
49. Li K., Ooi V.E., Chuen C.K. The plant mannose-binding lectin NTL preserves cord blood haematopoietic stem/progenitor cells in long-term culture and enhances their ex vivo expansion. Br J Haematol 2008;140(1):90—8.
50. Gabius H.J., Gabius S.,
Zemlyanukhina T.V. et al. Reverse lectin histochemistry: design and application of glycoligands for detection of cell and tissue lectins. Histol & Histopathol 1993;8:369—83.
51. Chivu M., Diaconu C.C., Bleotu C.
et al. The comparison of different protocols for expansion of umbilical-cord blood hematopoietic stem cells. J Cell Mol Med 2004;8(2):223—31.
52. Jang Y.K., Jung D.H., Jung M.H. et al.
Mesenchymal stem cells feeder layer from human umbilical cord blood for ex vivo expanded growth and proliferation of hematopoietic progenitor cells. Ann Hematol 2006;85:212—25.
53. Moreau I., Duvert V., Caux C. et al. Myofibroblastic stromal cells isolated from human bone marrow induce the proliferation of both early myeloid and B-lymphoid cells. Blood 1993;82:2396—405.
54. Cherry, Yasumizu R., Toki J. et al. Production of hematopoietic stem cell-chemotactic factor by bone marrow stromal cells. Blood 1994;83:964—71.
55. Guerriero A., Worford L., Holland H.K. et al. Thrombopoietin is synthesized by bone
marrow stromal cells. Blood 1997;90:3444—55.
56. Zhang Y., Li C., Jiang X. et al. Human placenta-derived mesenchymal progenitor cells support culture expansion of long-term culture-initiating cells from cord blood CD34+ cells. Exp Hematol 2004;32:657—64.
57. Erices A., Conget P., Minguell J.J. Mesenchymal progenitor cells in human umbilical cord blood. Br J Haematol 2000;109:235—42.
58. Goodwin H.S., Bicknese A.R.,
Chien S.N. et al. Multilineage differentiation activity by cells isolated from umbilical cord blood: expression of bone, fat, and neural markers. Biol Blood Marrow Transplant 2001;7:581—8.
59. Ye Z.Q., Burkholder J.K., Qiu P. et al. Establishment of an adherent cell feeder layer from human umbilical cord blood for support of long-term hematopoietic progenitor
cell growth. Proc Natl Acad Sci USA 1994;91:12140—4.
60. McNiece I., Harrington J.,
Turney J. et al. Ex vivo expansion of cord blood mononuclear cells on mesenchymal stem cells. Cytotherapy 2004;6:311—7.
61. Walenda T., Bork S., Horn P. et al. Co-culture with mesenchymal stromal cells increases proliferation and maintenance of haematopoietic progenitor cells. J Cell Mol Med 2010;14(1—2):337—50.
62. McNiece I., Kubegov D., Kerzic P. et al. Increased expansion and differentiation
of cord blood products using a two-step expansion culture. Exp Hematol 2000;28(10):1181 —6.
63. Pecora A.L., Stiff P., LeMaistre C.F. et al. A phase II trial evaluating the safety and effectiveness of the AastromReplicell system for augmentation of low-dose blood stem cell transplantation. Bone Marrow Transplant 2001;28(30):295—303.
64. Meissner P., Herfurth C.,
Schroder B., Biselli M. Development of a fixed bed bioreactor for the expansion of human hematopoietic progenitor cells. Cytotechnology 1999;30(1—3):227—34.
65. Liu Y., Liu T., Fan X. et al. Ex vivo expansion of hematopoietic stem cells derived from umbilical cord blood in rotating wall vessel. J Biotechnol 2006; 124(3): 592—601.
66. Bjornsson J.M., Larsson N., Brun A.C. et al. Reduced proliferative capacity of hematopoietic stem cells deficient in Hoxb3 and Hoxb4. Mol Cell Biol 2003;23:3872—83.
67. Miyake N., Brun A.C., Magnusson M. et al. HOXB4-induced self-renewal of hematopoietic stem cells is significantly enhanced by p21 deficiency. Stem Cells 2006;24(3):653—61.
68. Sauvageau G., Thorsteinsdottir U.,
Eaves C.J. et al. Overexpression of HOXB4 in hematopoietic cells causes the selective expansion of more primitive populations in vitro and in vivo. Genes Dev 1995;9:1753—65.
69. Zhu J., Gianolla D., Zhang Y. et al.
NFYa, b, c interacts with USF1/2
to activate the HOXB4 promoter in human hematopoietic cells and repress granulopoiesis. Blood 2003;102:2420—7.
70. Stier S., Cheng T., Dombkowski D. et al. Notch1 activation increases hematopoietic stem cell self-renewal in vivo and favors lymphoid over myeloid lineage outcome. Blood 2002;99(7):2369—78.
71. Reya T., Duncan A.W, Ailles L. et al.
A role for Wnt signalling in self-renewal of haematopoietic stem cells. Nature 2003;423(6938):409—14.
72. Duncan A.W., Rattis F.M.,
DiMascio L.N. et al. Integration of Notch and Wnt signaling in hematopoietic stem cell maintenance. Nat Immunol 2005;6(3):314— 22.
73. Zhou S., Hayward S.D. Nuclear localization of CBF1 is regulated by interactions with the SMRT corepressor complex. Mol Cell Biol 2001;21:6222—32.
74. Varnum-Finney B., Purton L.E., Yu M. et al. The Notch ligand, Jagged-1, influences the development of primitive hematopoietic precursor cells. Blood 1998;91(11):4084—91.
75. Karanu F.M., Murdoch B. The Notch Ligand Jagged-1 Represents a Novel Growth Factor of Human Hematopoietic Stem Cells. J Exp Med 2000; 192(9):1365—72.
76. Delaney C., Varnum-Finney B.,
Aoyama K. et al. Dose-dependent effects of the Notch ligand Delta1 on
ex vivo differentiation and in vivo marrow repopulating ability of cord blood cells. Blood 2005;106(8):2693—9.
77. Varnum-Finney B., Brashem-Stein C., Bernstein I.D. Combined effects of Notch signaling and cytokines induce a multiple log increase in precursors with lymphoid and myeloid reconstituting ability. Blood 2003;101(5):1784—9.
78. Delaney C., Heimfeld C.,
Brashem-Stein C. et al. Notch-mediated expansion of human cord blood progenitor cells capable of rapid myeloid reconstitution. Nat Med 2010;16:232—6.
79. Trowbridge J.J., Xenocostas A.,
Moon R.T., Bhatia M. Glycogen synthase kinase-3 is an in vivo regulator of hematopoietic stem cell repopulation. Nat Med 2006;12(1):89—98.
80. Arai F., Hirao A., Ohmura M. et al. Tie2/angiopoietin-1 signaling regulates hematopoietic stem cell quiescence in the bone marrow niche. Cell 2004;188(2): 149—61.
81. Delaney C., Ratajczak M.Z., Laughlin M.J. Strategies to enhance umbilical cord blood stem cell engraftment in adult patients.
Expert Rev Hematol 2010;3(3):273—83.
82. Mazur M.A., Davis C.C., Szabolcs P.
Ex vivo expansion and Th1/Tc1 maturation of umbilical cord blood T cells by CD3/CD28 costimulation. Biol Blood Marrow Transplant 2008;14(10):1190—6.
83. Boissel L., Tuncer H.H., Betancur M.
et al. Umbilical cord mesenchymal stem cells increase expansion of cord blood natural killer cells. Biol Blood Marrow Transplant 2008;14(10):1031—8.
84. Neildez-Nguyen T.M., Wajcman H., Marden M.C. et al. Human erythroid cells produced ex vivo at large scale differentiate into red blood cells in vivo. Nat Biotechnol 2002;20(5):467—72.
