CC BY
9
VII ВСЕРОССИЙСКАЯ НАУЧНО-ПРАКТИЧЕСКАЯ КОНФЕРЕНЦИЯ С МЕЖДУНАРОДНЫМ УЧАСТИЕМ «ИНФЕКЦИИ И ИНФЕКЦИОННАЯ БЕЗОПАСНОСТЬ В ГЕМАТОЛОГИИ И СЛУЖБЕ КРОВИ»
же при проведении химио- и лучевой терапии, при трансплантации костного мозга и гемопоэтических стволовых клеток. В 2019 году в Российской Федерации (РФ) заготовлено 1012883 дозы концентрата тромбоцитов (КТ), что на 12,8% больше, чем в 2018 г. Поэтому большое внимание уделяется качеству и безопасности КТ. Качество и безопасность КТ складываются из нескольких аспектов: - соответствие и сохранность параметров в период хранения; - иммунологическая безопасность, - бактериальная безопасность, которая включает отсутствие бактериальной контаминации и снижение рисков передачи гемотрансмиссивных инфекций. Поэтому актуален поиск оптимальных способов заготовки и методов обработки концентрата тромбоцитов для максимального снижения риска посттрансфузионных реакций у пациентов связанными с бактериальной контаминацией и аллоиммунизацией. В значительной степени это достигается эффективным применением современного оборудования, рациональным использованием донорского потенциала, а также внедрением новых трансфузиологических технологий. Лейкодеплеция является одним из самых доступных методов повышения качества КТ, позволяющим снизить частоту трансфузи-онно-опосредованной иммуномодуляции, аллоимунизации к HLA антигенам класса I, развитие фебрильных посттрансфузионных негемолитических реакций, а также уменьшить риск передачи лейко-цитассоциированных инфекционных агентов.
Цель. Контроль качества концентрата тромбоцитов с целью недопущения бактериальной контаминации
Материалы и методы. Материалом для исследования являлись образцы КТ, полученные методом афереза, лейкоредуциро-ванные, заготовленные производственными подразделениями института. Образцы компонентов крови предназначались для выполнения лабораторных исследований контроля по безопасности и качеству, предусмотренными Правилами № 797. Исследуемыми параметрами КТ являлись: остаточные клетки (лейкоциты); количество тромбоцитов; рН (при +22 °С) в конце рекомендованного срока хранения, стерильность. Определение содержания тромбоцитов проводили на гематологическом анализаторе «Medonic M-Series» (Boule Medical AB, Швеция). Измерение рН КТ проводили с помощью
рН-метра (Starter 2100). Определение остаточных лейкоцитов проводили на аппарате для подсчета остаточных лейкоцитов «ADAM-rWBC». Стерильность
Результаты. В 2021 г. проведен контроль 28 компонентов КТ, полученных методом афереза, лейкоредуцированных, 9 компонентов, полученных методом афереза в добавочном растворе, 2 компонента патогенредуцированных. Все КТ полностью соответствуют требованиям отраженными в Правилах №797.
Технология двухэтапного лабораторного скрининга (серологический и тестирование нуклеиновых кислот (NAT) снижают, но не исключают вероятность передачи остаточного риска инфицирования. Это связано с ограничением чувствительности тест-систем, наличием «серонегативного окна». В мире регистрируется постоянное появление новых патогенов с фактическим или потенциальным риском трансфузионной передачи. Для снижения бактериальной и вирусной контаминации, повышения безопасности концентрата тромбоцитов при хранении, снижения аллоиммуниза-ции у пациентов, получающих многократные трансфузии КТ, применяется технология патогенредукция. В 2019 г. в РФ заготовлено 15,8% патогенредуцированных КТ от общего количества. Основными задачами патогенредукции является максимальное снижение патогенной нагрузки на компонент, инактивация остаточных донорских лейкоцитов, максимальная сохранность клеток и белков крови. В 2019 году в РФ заготовлено 7,9% облученных ТК от общего количества. Считается, что гамма- или ренгеновское облучение в дозе от 25 до50 Гр предотвращает развитие реакции «трансплантат против хозяина» за счет блокирования пролиферации тромбоцитов, при этом жизнеспособность и функции тромбоцитов сохраняются. В 2021 г. группой контроля качества проведен контроль 13 облученных компонентов КТ, но оценить качество в полном объеме невозможно. В руководящих документах отсутствуют критерии оценки данного компонента.
Выводы. Лейкофильтрационные технологии направлены на уменьшение риска передачи лейкоцитассоциированных инфекций. Для снижения бактериальной и вирусной контаминации наиболее надежно применение технологии инактивации патогенов.
М.В. Демин1, Д.С. Тихомиров1, Б.В. Бидерман1, О.А. Глинщикова1, М.Ю. Дроков1, А. Б. Судариков1,
Т.А. Туполева1, Ф.П. Филатов2,3
МУТАЦИИ В ГЕНЕ UL97 ЦИТОМЕГАЛОВИРУСА, АССОЦИИРОВАННЫЕ С УСТОЙЧИВОСТЬЮ К ГАНЦИКЛОВИРУ У РЕЦИПИЕНТОВ АЛЛОГЕННЫХ СТВОЛОВЫХ
ГЕМОПОЭТИЧЕСКИХ КЛЕТОК
1ФГБУ «Национальный медицинский исследовательский центр гематологии» Министерства здравоохранения Российской Федерации, г. Москва
2 ФГБНУ «Научно-исследовательский институт вакцин и сывороток им. И.И. Мечникова», г. Москва
Введение. Инфекция, вызываемая цитомегаловирусом (ЦМВ), является серьезной проблемой для больных с ослабленным иммунитетом. В ходе естественного мутационного процесса, а также при проведении длительной специфической противовирусной терапии, вирус может приобрести устойчивость к действию противовирусных препаратов, что не только осложняет течение инфекционного эпизода, но и требует коррекции терапевтической тактики. Большинство случаев возникновения устойчивых штаммов относятся к мутациям в вирусном гене ^97, кодирующем фосфотрансферазу. У иммуннокомпрометированных пациентов (реципиенты органов и тканей, ВИЧ-инфицированные) наиболее частыми являются следующие мутации: М4601Д С592^ А591У А594ТД L595F/S, С603М
Цель. Определение мутаций в гене фосфотрансферазы цитоме-галовируса, ассоциированных с устойчивостью к действию противовирусных препаратов у пациентов с гемобластозами после трансплантации аллогенных стволовых гемопоэтических клеток.
Материал и методы. В исследование были включены 9 образцов ДНК ЦМВ, выделенных из периферической крови 8 реципиентов алло-ГСК с ЦМВ-инфекцией, находившихся на лечении в клиниках ФГБУ «НМИЦ гематологии» Минздрава России с 2016
по 2017 гг. Для поиска мутаций применяли метод секвенирования по Сенгеру. Полученную последовательность ДНК анализировали с помощью программного обеспечения nucleotide BLAST и Genome compiler. Поиск мутаций осуществлялся в программе MRA mutation resistance analyzer С помощью данного программного обеспечения сравнивали последовательности нуклеотидов с рефересной последовательностью UL97 штамма Merlin.
Результаты. Показано, что частота детекции вирусов с мутациями, потенциально ведущими к устойчивости, довольно высока - три случая из восьми. Были обнаружены следующие ранее описанные мутации: C592G, C607F и C603W. Был установлен временной промежуток, когда мутация возникла в геноме вируса. Полученные данные показали, что наличие и характер мутации влияет на вирусную нагрузку и длительность выявления в крови реципиентов ДНК ЦМВ.
Выводы. В статье представлены результаты определения в крови реципиентов аллогенных стволовых гемопоэтических клеток (алло-ГСК), ДНК цитомегаловируса и мутаций в гене вирусной фосфотрансферазы UL97, приводящих к устойчивости к действию противовирусных препаратов. В ходе исследования у трех пациен-
ВЕСТНИК ГЕМАТОЛОГИИ, том XVIII, № 1, 2022
тов из восьми в крови была обнаружена ДНК цитомегаловируса с мутацией в участке гена ^97, которая потенциально может привести к устойчивости к действию ганцикловира. Показано, что наличие мутации в гене ^97 влияет на вирусную нагрузку и длитель-
ность выявления вирусной ДНК в крови пациента. Обнаруженные мутации различались по фактору устойчивости, что тоже имело влияние на течение инфекции.
Н.Н. Иванов
КЛИНИЧЕСКАЯ БЕЗОПАСНОСТЬ ГЕМОТРАНСФУЗИОННОЙ ТЕРАПИИ У ДЕТЕЙ
С ГЕМОБЛАСТОЗАМИ
Санкт-Петербургское государственное бюджетное учреждение здравоохранения "Детский городской многопрофильный клинический специализированный центр высоких медицинских технологий", Санкт-Петербург
Введение. По объемам потребления компонентов и препаратов крови отделения, проводящие терапию гемобластозов, занимают одно из первых мест. Ввиду того, что онкогематологические заболевания поражают кроветворную ткань, а химиотерапевтиче-ское лечение приводит к глубокой и зачастую затяжной депрессии кроветворения, каждый пациент получает множественные трансфузии компонентов крови. Вследствие этого вопросы безопасности гемотрансфузий имеют критическое значение у данной категории больных.
Цель работы. Описать основные аспекты обеспечения клинической безопасности гемотрансфузионной терапии у детей, получающих специфическое лечение гемобластозов.
Результаты. Для обеспечения максимальной безопасности ге-мотрансфузий у детей с онкогематологическими заболеваниями необходимо соблюдение нескольких условий. В первую очередь, компоненты крови должны назначаться только при наличии показаний. К сожалению, на сегодняшний день отсутствуют единые клинические рекомендации по применению компонентов крови у детей с онкологическими заболеваниями, что зачастую приводит к «лишним» трансфузиям. Ввиду выраженной депрессии кроветворения и иммуносупрессии во время проведения химиотерапевтиче-
ского лечения, имеется повышенный риск развития реакции трансплантат против хозяина при попадании в организм реципиента лимфоцитов донора, поэтому все компоненты крови должны быть подвергнуты лейкоредукции и облучению. С целью снижения рисков развития инфекционных осложнений, переливаемый концентрат тромбоцитов должен быть подвергнут патогенинактивации. Для предотвращения аллоиммунизации необходимо проводить подбор эритроцитсодержащих компонентов с учетом совместимости по AB0, резус, C, c, E, e, Kell. При выборе концентрата тромбоцитов следует отдать предпочтение компоненту крови, полученному от одного донора методом афереза. Следует отказаться от применения свежезамороженной плазмы в тех случаях, когда возможно провести коррекцию коагулопатии криопреципитатом либо препаратами крови. Свежезамороженная плазма не должна использоваться для коррекции гипопротеинемии и гипоальбуминемии.
Выводы. Благодаря применению новых технологий в производстве компонентов и препаратов крови, совершенствованию методов обеспечения инфекционной безопасности, за последние десятилетия удалось значительно снизить количество негативных эффектов гемотрансфузий, что значительно улучшило отдаленные результаты лечения детей с онкогематологической патологией.
Калеко С.П., Ромашова Ю.Е., Вильянинов В.Н.
В.Н. ШАМОВ: ПРОДВИЖЕНИЕ ТРЕБОВАНИЙ БЕЗОПАСНОСТИ НА ЭТАПАХ СТАНОВЛЕНИЯ
И РАЗВИТИЯ ТРАНСФУЗИОЛОГИИ В РОССИИ
ФГБВОУ ВО «Военно-медицинская академия имени С.М. Кирова» Министерства обороны Российской Федерации, Санкт-Петербург
Введение. Безопасность гемотрансфузий, как неотъемлемая часть лечебной эффективности изначально рассматривалась как главное направление в становлении трансфузиологии. Естественно, заповеди первопроходцев в этой области являются своеобразным маяком в определении перспектив развития трансфузионной медицины.
Цель. Изучение и анализ литературных источников и документов, связанных с деятельностью профессора В.Н. Шамова по становлению и развитию трансфузиологии.
Материалы и методы. Методом системного анализа творчества профессора В.Н. Шамова изучен его вклад в развитие переливания крови в стране в мирное и военное время.
Результаты. Первая научно обоснованная безопасная гемотранс-фузия в нашей стране выполнена 20 июня 1919 года в Военно-медицинской академии на кафедре госпитальной хирургии доктором медицины В.Н. Шамовым при участии адъюнкта Н.Н. Еланского и студента И.Р. Петрова. Выбор безопасного решения такой операции основывался на ознакомлении с опытом ее выполнения в хирургических клиниках США, где такая цель достигалась определением группы крови (АВ0) реципиента и донора, проведением «агглютинизаци-онной реакции», тестирующей совместимость эритроцитов донора и плазмы (сыворотки) реципиента, использованием гемоконсерванта или раствора антикоагулянта, а также проведением пробы Элекера (аналога биологической пробы в современном ее понимании).
В России сывороток для определения групп крови не было, как и гемоконсервирующих растворов. Проанализировав риск развития осложнения при различных вариантах случайного выбора пар «реципиент-донор», В.Н. Шамов убедился, что совместимость по групповым антигенам А и В может быть установлена при выполнении агглютинационной реакции (аналога современной реакции, проводимой на плоскости при комнатной температуре). Несвертываемость забираемой у донора крови обеспечивалась использованием стеклянных сосудов, покрытых изнутри парафином.
Сложность использованного решения предопределило необходимость организации приготовления сывороток для определения групп крови по системе АВ0. Такая работа была налажена в 1921 году в лабораторном отделении клиники. Сыворотки для определения групп крови рассылали по всей стране.
Этим самым были заложены основы научного подхода к обеспечению иммуногематологической безопасности при переливании донорской крови.
Практически сразу же парафинизирование сосудов, как способ стабилизации крови, было заменено использованием консервирующих растворов, содержащих лимоннокислый натрий.
В 1926 году накопленный опыт клинического применения донорской крови был обобщен в монографии Н.Н. Еланского, способствовавшей широкому внедрению в стране метода переливания донорской крови.
