CC BY
360
ОБЗОРЫ
© КОЛЛЕКТИВ АВТОРОВ, 2013
УДК 615.371:579.842.23.035.4.012.6:577.21.08
С. В. Дентовская, П. Х. Копылов, С. А. Иванов, С. А. Агеев, А. П. Анисимов
молекулярные основы вакцинопрофилактики ЧУМЫ
Государственный научный центр прикладной микробиологии и биотехнологии, Оболенск, Московская обл.
В обзоре освещены молекулярные механизмы патогенеза и особенности формирования специфического иммунитета при чуме. Описаны история и современное состояние вакцинопрофилактики инфекции. Особое внимание уделено перспективам в области разработки противочумных вакцин, рассмотрены возможные пути совершенствования вакцинных препаратов. К л ю ч е в ы е с л о в а : Yersinia pestis, патогенез, иммунитет, вакцинопрофилактика.
Введение
Чума - наиболее опасная из бактериальных инфекций. «Юстинианова чума» (531-580 гг. н. э.), "черная смерть" (1347-1407 гг. н. э.) и третья пандемия чумы (1894 г. - настояшее время), унесшие более 200 млн человеческих жизней [112], были вызваны возбудителем чумы [54]. Эпидемии чумы нередко приводили к падению государств и разрушению древних цивилизаций. В отдельных странах погибало до 90 % населения [14, 66, 112].
Чистую культуру чумного микроба Yersinia pestis выделил A. Yersin в 1894 г. во время эпидемии чумы в Гонконге [158]. Этот микроорганизм относится к роду Yersinia семейства Enterobacteriacea, который в настоящее время включает 17 видов [79, 103, 104]. Два других патогенных для человека вида — Y. pseudotuberculosis и Y. enterocolitica — вызывают передающиеся алиментарным путем кишечные заболевания, как правило, легкой или средней тяжести со склонностью к подострому течению. Заболевание, вызываемое Y pestis, значительно отличается от псевдотуберкулеза и кишечного иерси-ниоза по эпидемиологическим особенностям и патогенезу. Основными путями распространения Y. pestis являются передача инфицированными блохами и аэрогенный. При отсутствии лечения летальность при бубонной форме чумы достигает 60 %, а при септической и легочной - 100%. От момента заражения до гибели чувствительного к чуме теплокровного животного проходит, как правило, не более 1 нед [43, 112].
Молекулярные механизмы патогенеза чумы
Бактерии Y. pestis [158] для постоянной циркуляции в экосистемах природных очагов чумы должны проникнуть в организм хозяина, успешно противостоять врожденному иммунитету грызуна и размножиться для индуцирования бактериемии, необходимой для дальнейшей передачи блохами новому хозяину [76, 155]. Каждый из этих этапов циклического существования обеспечивается множеством факторов патогенности и генов "домашнего хозяйства" Y. pestis, которые могут действовать совместно или индивидуально. Каждый из этих факторов в свою очередь может участвовать в различных стадиях инфекционного процесса или передачи патогена. Биомолекулы и ор-
ганеллы микроорганизма, обеспечивающие патогенез инфекции, принято относить к факторам патогенно-сти [2, 3, 31, 33].
В середине прошлого века T. Burrows [47-49] определил набор признаков, присутствующий у всех изученных им вирулентных штаммов Y. pestis, — классические "детерминанты вирулентности". К их числу он относил способность клеток сорбировать экзогенные красители и гемин (Pgm+), зависимость роста при 37 °С от наличия в среде ионов Са2+ (Ca-), синтез V- и W-антигенов, "мышиного" токсина (Tox+) и капсуль-ного антигена FI (Fra+ или F1), сочетанный синтез пестицина (Pst+), фибринолизина (Fb+) и плазмокоа-гулазы (Cg+), пуринонезависимость или способность синтезировать эндогенные пурины (Pur+). После пяти десятилетий исследований и дискуссий, прошедших с момента постулирования "детерминант вирулентности", некоторые из них, такие как W-антиген, пести-цин и способность к синтезу эндогенных пуринов в настоящее время уже не рассматривают как факторы патогенности [2, 31, 112].
Основной фактор патогенности иерсиний - это комплекс свойств, кодируемых плазмидой pCad, обязательной для проявления вирулентности возбудителем чумы. Этот комплекс признаков - вирулон Yop - система, позволяющая внеклеточно расположенным бактериям обезвреживать клетки, участвующие в иммунном ответе хозяина, разрушающая их связи и вызывающая апоптоз путем инъекции бактериальных эффекторных протеинов. Эта система состоит из белков Yop и аппарата их секреции 3-го типа, названного Ysc. Аппарат Ysc состоит из 25 белков. По своим функциям большая часть Yop-белков может быть разделена на 2 группы. Часть из них является внутриклеточными эффекторами (YopE, YopH, Yp-kA/YopO, YopP/YopJ, YopM, YopT), тогда как другие (YopB, YopD, LcrV) формируют аппарат транслокации, который разворачивается на поверхности бактерии для доставки эффекторов через плазматическую мембрану внутрь эукариотических клеток. Секреция Yop-белков запускается при контакте с эукариотиче-скими клетками и контролируется белками вирулона, включая YopN, TyeA, LcrG, которые закрывают бактериальный секреторный канал предположительно в виде затвора. Для точного функционирования системы необходимы также шапероны, названные белками Syc, которые находятся в бактериальном цитозоле. Транскрипция генов контролируется температурой и активностью аппарата секреции [147]. В последние годы выявлен ряд новых факторов патогенности, часть из которых наряду с классическими представлена в таблице.
Некоторые факторы, обеспечивающие жизнедеятельность Y рез^ в организме теплокровного хозяина (модифицировано из статьи
[31] с учетом материалов [32, 41, 57, 67, 129, 142, 160])
Степень снижения
Фактор Функция или активность вирулентности у но-каутных мутантов, lg
> 4 4-2 2-0
Стимулон, кодируемый плазмидой pCad, и реагирующий на низкую концентрацию Ca2+ (low-calcium response - LCR) и включающий ассоциированную с вирулентностью бактерии систему секреции III типа (type III secretion system - T3SS), а также эффекторные белки внешних мембран иерсиний (Yersinia outer membrane proteins - Yop), а именно: V антиген (LcrV)
Факторы патогенности
Система, позволяющая внеклеточно расположенным иерсиниям противостоять неспецифическому иммунному ответу за счет противодействия фагоцитозу, сигнальной активности макрофагов и индукции апоптоза фагоцитарных клеток (доставка токсических бактериальных Уор белков из внеклеточно расположенных бактерий в цитозоль эукариотической клетки)
Транслокация Уор белков; ингибиция хемотаксиса нейтрофилов; супрессия синтеза у-интерферона и фактора некроза опухолей а-цитокинов, необходимых для неспецифической активации профессиональных фагоцитов и образования продуктивных гранулем, за счет опосредованной взаимодействи-
ем с Толл-подобным рецептором 2 (TLR2) стимуляции продукции ИЛ-10
репрессора указанных выше цитокинов; ингибиция индуцированной саха-
ридом ЛПС продукции в макрофагах интерлейкина 1р
YopD Транслокация Уор белков Нд* Нд Нд
YopE Противодействие фагоцитозу; деполимеризация актина; инактивация йо-белков + - -
YopH Противодействие фагоцитозу; протеин-тирозин-фосфатаза; индуктор апоптоза; ингибирование пролиферации лимфоцитов + - -
YopM Нарушение взаимодействия тромбина с тромбоцитами и препятствие их агрегации, необходимой для формирования кровяных сгустков + - -
YopJ/YopP Снижение воспалительного ответа макрофагов, эпителиальных и эндо-телиальных клеток за счет блокирования активации митогенактивиро-ванной протеинкиназы и ядерного фактора кВ +
YopT Противодействие фагоцитозу; инактивация ^о-белков; деполимеризация актиновых стрессовых волокон Нд Нд Нд
YpkA/YopO Противодействие фагоцитозу; инактивация ^о-белков; аутофосфори-лирующаяся сериновая/треониновая киназа Нд Нд Нд
YscF Формирование внешней "иглы" T3SS; участие в секреции эффекторных белков вирулентности, их транслокации через эукариотические мембраны, прикреплении бактерии к эукариотической клетке и регуляция работы T3SS в зависимости от концентрации Са2+ Нд Нд Нд
Активатор плазминогена (Pla) (кодируется Фактор распространения, обеспечивающий генерализацию инфекции; + +
плазмидой pPst) протеаза, определяющая фибринолитическую (37 °С) и плазмокоагулаз-ную (28 С) активность чумного микроба; посттрансляционный гидролиз Уор белков; гидролиз катионных антимикробных пептидов дыхательных путей; адгезивная и инвазивная активность
Муреиновый липопротеин Брауна (Lpp) Совместно с ЛПС индуцирует эндотоксический шок - - +
Липопротеин NlpD Фактор распространения, обеспечивающий генерализацию инфекции + - -
рН6-антиген (PsaA) Противодействие фагоцитозу; адгезивная активность + + +
Капсульный антиген "фракция I" (FI, F1; Противодействие фагоцитозу; адгезивная активность; защита от кати- + + +
Cafl) (кодируется плазмидой pFra) онных антимикробных пептидов дыхательных путей
Ail Адгезивная активность; устойчивость к бактерицидному действию комплемента сыворотки - + -
"Мышиный токсин" (Tox, Ymt) (кодиру- Развитие токсического шока (у мышей и крыс); потенцирование эндо- - - +
ется плазмидой pFra) токсического шока у млекопитающих
ЛПС Развитие эндотоксического шока; устойчивость к бактерицидному действию антимикробных катионных пептидов и комплемента сыворотки; адгезивная активность; обеспечение энзиматически активного фолдинга молекулы Р1а +
Факторы, ответственные за питание бактерии, и гены "домашнего хозяйства"
Синтез и транспорт сидерофора -иерси- Сидерофорзависимая система транспорта в бактериальную клетку + - -
ниабактина железа
Сорбция гемина (hemin storage -Hms) Сорбция гемина на поверхности бактериальных клеток - - +
Ферменты биосинтеза пуринов De novo синтез пуринов + - -
Dam Метилирование аденина ДНК - + -
Двухкомпонентная регуляторная система Активация устойчивости бактерий к факторам врожденного иммуни- - - ±
PhoP/Q тета
Примечание. *Нд - нет данных; ** - замена в клетках К. pestis собственного эффекторного белка Ус^, характеризующегося сниженной способностью к транслокации в эукариотические клетки, на функционально полноценный гомолог УсрР из К enterocolitica приводит к образованию клеток чумного микроба, цитотоксичных в отношении макрофагов и снижающих вирулентность при подкожном заражении на 7 порядков; *** - несколько знаков + или знак ± свидетельствуют о противоречивых данных, полученных различными группами исследователей.
+
+
Как было отмечено выше, возбудитель чумы циркулирует в популяциях грызунов и/или лагоморфов и передается через укусы паразитирующих на них блох [17, 76, 155]. Менее 10 бактерий Y. pestis достаточно для смертельной инфекции у грызунов и приматов при внутрикожном, подкожном или внутривенном заражении [3, 17, 31, 112]. Кроме того, возможно заражение при поедании трупов/мяса погибших от чумы животных [2, 17, 50, 112] и/или вдыхании аэрозоли-рованных выделений больных с легочной формой инфекции [2, 17, 64, 112]. Величины LD50 при аэрозольном и алиментарном заражении возрастают до 102104 и 105-109 бактериальных клеток соответственно [3, 17, 33, 50, 56].
В зависимости от стадии существования в организме пойкилотермной блохи или теплокровного млекопитающего на Y pestis действуют внешние сигналы, прежде всего температура экологической ниши [2], определяющие спектр экспрессирующихся в данный момент генов и соответственно антигенный состав, характерный для векторной и/или гостальной фазы существования бактерии [72, 102]. Так, при температуре 21-28°С, свойственной условиям пребывания Y. pestis в пищеварительном тракте блохи, в клетках чумного микроба синтезируется гексаацильный ли-пополисахарид (ЛПС) с 6 жирнокислотными остатками [86], являющийся мощным индуктором системы врожденного иммунитета млекопитающих [12, 82] за счет распознавания и связывания Toll-подобным рецептором 4 (Toll-like receptor 4, TLR4)-MD2-CD14 [100, 101].
Сразу после укуса инфицированной блохи и проникновения Y. pestis в организм теплокровного хозяина бактерии с гексаацильным ЛПС распознаются ре-цепторным комплексом TLR4-MD2-CD14 [100, 101], легко фагоцитируются и гибнут в нейтрофилах [52] (а при первичной легочной чуме - в D11c+-клетках легких [40]), но выживают и размножаются в макрофагах [52]. Чумной микроб размножается в фаголизосомах макрофагов [134], содержимое которых характеризуется низкими значениями pH, а также значительным содержанием реактивных форм кислорода и азота, антимикробных пептидов и протеаз [115], вероятно, за счет способности Y. pestis нейтрализовывать низкие значения рН фаголизосомы [116]. Показано, что Y. pestis способны ингибировать и продукцию окиси азота [115]. Установлено, что для выживания иерсиний в макрофагах необходимо функционирование плейотропной регуляторной двухкомпонентной системы грамотрицательных бактерий PhoP/PhoQ. В экспериментах с использованием phoP-мутантов Y. pestis in vitro показано, что система PhoP/PhoQ необходима для существования в условиях низких значений pH, оксидативного стресса и низкого содержания Mg2+ [109]. Оказалось, что нокаутные мутанты Y. pestis по гену phoP [77], регулирующему и оперон arn (pm-rHFIJKLM), отвечающий за присоединение катион-ного моносахарида 4-амино-4-дезокси-Ь-арабинозы (Ara4N) к фосфатным группам липида А ЛПС, или по гену arnT (pmrK) [11, 85], кодирующему Ara4N-трансферазу, чувствительны к катионным антимикробным пептидам.
Позднее было показано, что Y. pestis размножается не только в макрофагах (CD11b+/CD11c-), но и в ден-
дритных клетках (CD11c+/CD11b-), а также в моноцитах (Gr-1+) [95]. Оказалось, что активатор плазмино-гена Pla Y. pestis взаимодействует с используемым для захвата и презентации антигенов лектиновым рецептором типа C - DEC-205 (CD205), присутствующим на поверхности макрофагов и дендритных клеток. Любые нарушения образования комплекса Pla-DEC-205 снижали степень диссеминации клеток Y. pestis в организме мышей [162]. Таким образом, повышенная при температуре теплокровного хозяина продукция и удельная активность активатора плазминогена Pla [94] - основного фактора распространения чумного микроба [132] - способствуют проникновению бактерий, расположенных внутри антигенпрезентирую-щих клеток хозяина, с током лимфы из места укуса блохи в регионарные лимфатические узлы. Кроме того, Pla, гидролизуя плазминоген хозяина, переводит его в плазмин, результатом чего являются неконтролируемый протеолиз и повреждение тканей макроорганизма, способствующее дальнейшей диссеминации Y. pestis [88, 89]. Проникнув в регионарный лимфатический узел, микроб продолжает размножаться, вызывая воспалительный процесс, захватывающий все соседние лимфатические узлы и прилегающую к ним подкожную клетчатку.
Для последующего этапа уже внеклеточной диссе-минации возбудитель чумы должен противостоять таким компонентам иммунной системы, как захват профессиональными фагоцитами, секреция цитокинов и комплементопосредованный лизиз бактерий. В ходе размножения в макрофагах при температуре 37°C и выше у Y. pestis начинает функционировать вирулон Yop, а затем синтезируются F1- и pH6-антигены (см. таблицу), обеспечивающие бактерии после выхода из разрушенных макрофагов устойчивостью к поглощению любыми типами фагоцитарных клеток [52, 55, 78, 147]. Синтез V-антигена угнетает врожденный иммунитет за счет стимуляции синтеза интерлекина-10 (ИЛ-10), противовоспалительного цитокина, подавляющего синтез у-интерферона и фактора некроза опухоли а, участвующих в индукции воспалительного процесса [45]. Было показано, что полное удаление ИЛ-10 из организма лабораторных животных (в результате мутации или применения моноклональных антител к ИЛ-10), зараженных Y. pestis, приводило к повышению устойчивости к заражению [113].
Кроме того, при температуре 37°C и выше у Y. pestis происходит синтез тетраацильного ЛПС [86], который в отличие от гексаацильного не распознается рецепторным комплексом TLR4-MD2-CD14 [101], в результате клетки возбудителя чумы начинают уже неконтролируемое организмом хозяина размножение [52]. Если инфекционный процесс не останавливается в стадии бубонной формы заболевания, развивается вторичная септицемия, сопровождающаяся проникновением чумного микроба в другие органы [31, 112].
При первичной септической форме заболевания после укуса блохи бактерии сразу попадают в кровь, минуя лимфатическую систему и проходя этап первоначального размножения в макрофагах непосредственно в кровяном русле [128]. Повышенный при температуре 37°C и выше синтез непилевого адге-зина Ail из семейства Ail/Lom-белков внешних мем-
бран обеспечивает клеткам Y pestis устойчивость к действию комплемента сыворотки и соответственно возможность внеклеточного размножения [38, 57]. Кроме того, Pla гидролизует компоненты системы комплемента, также повышая устойчивость Y. pestis к бактерицидному действию сыворотки [87].
Помимо сепсиса, следствием генерализации может быть вторичная пневмония, которая наряду с первичной легочной чумой представляет наибольшую опасность, поскольку больной становится источником инфекции для других людей [17, 31, 112]. Устойчивость Y. pestis к действию катионных антимикробных пептидов дыхательных путей обеспечивает капсула, состоящая из F1, но не из рН6-антигена и экранирующая бактериальные клетки, а у бактерий, лишенных F1 капсулы, - Pla, гидролизующий в отсутствие капсулы человеческий кателицидин (cathelicidin) LL-37 и катионные антимикробные пептиды из бронхоаль-веолярной лаважной жидкости крыс [67].
На фоне бактериемии ЛПС инициирует развитие эндотоксического (септического) шока, характерного для инфекций, вызванных и другими грамотрица-тельными бактериями, а затем и гибель теплокровного животного [12, 28, 50, 58, 146].
Данные, представленные в таблице, свидетельствуют о том, что мутации генов, ответственных за синтез отдельных факторов патогенности, или генов «домашнего хозяйства» могут в различной степени снижать вирулентность Y. pestis. Еще в 1957 г. T. Burrows [48] с учетом данных мутационного анализа открытых им «детерминант вирулентности» сделал заключение, что в состав оптимальной чумной вакцины должно входить несколько протективных антигенов, являющихся обязательными факторами патогенности Y. pestis. Как показали дальнейшие эксперименты, проведенные с помощью сайт-направленного мутагенеза, специфических ингибиторов факторов па-тогенности и/или оценки протективной активности индивидуальных очищенных антигенов (или даже отдельных эпитопов) [31], патогенетический подход к выбору компонентов чумных вакцин оказался верным, хотя число антигенов, действительно обладающих протективной активностью, весьма ограничено.
Особенности формирования специфического иммунитета при чуме
Поскольку чума - зооноз, циркулирующий в популяциях грызунов и лагоморфов [14, 33, 66, 112], очевидно, лабораторные животные, относящиеся к данным таксономическим группам (мыши, крысы, морские свинки и кролики), должны быть адекватными моделями для исследования инфекционного процесса у диких носителей, а результаты изучения иммуногенеза чумы на этих моделях могут привести к пониманию механизмов формирования иммунитета к чуме у людей [92, 97, 118]. Перед клиническими испытаниями кандидаты но чумные вакцины оценивают в экспериментах на обезьянах, филогенетически более близких к человеку, чем грызуны [5, 10, 97, 119, 126, 127].
Еще в 30-е годы прошлого века изучение протек-тивных антигенов возбудителя чумы было начато H. Schütze [126, 127], который показал, что образующийся при росте на питательных средах при 37°С или в организме инфицированных Y. pestis теплокровных
животных и содержащийся в оболочке (капсуле) бактерий оболочечный антиген является иммунодоми-нантным для мышей, крыс и обезьян. Позднее он был переименован в капсульный антиген "фракция I" (F1) [36, 97]. При изучении иммунизирующей активности F1 на морских свинках была выявлена способность препарата вызывать состояние иммунопаралича при введении в миллиграммовых дозах, но в микрограммовых количествах при введении с адъювантом препараты F1 стимулировали протективный ответ [91, 133, 150]. При этом, по данным других авторов [27], двукратная иммунизация малыми дозами как при коротком, так и при длительном интервале между инъекциями приводила не только к поголовной гибели морских свинок, зараженных вирулентным штаммом Y. pestis, но и к значительному сокращению средней продолжительности жизни вакцинированных по сравнению с контрольными животными. Позднее было показано, что F^-штаммы Y. pestis обладают селективными преимуществами в организме белых мышей, предварительно иммунизированных штаммами дикого типа или классическим капсульным антигеном [15, 63], и в организме морских свинок, переболевших экспериментальной чумой, вызванной штаммами дикого типа, но не у морских свинок, однократно вакцинированных живой чумной вакциной [1].
Еще одна иммунодоминантная субстанция с высокой протективной активностью - водонерастворимый "остаточный" антиген R (residue) обнаружен в клетках Y. pestis и Y. pseudotuberculosis [126]. Он обладал высокой протективной активностью для морских свинок, индуцируя длительную защиту от чумы [44, 47, 97, 127], но не защищал другие виды лабораторных животных. Химическая характеристика данного иммуногена затруднена в связи с его ассоциацией с нерастворимыми мембранными компонентами. Частичная очистка препарата была достигнута путем озвучивания и мягкого щелочного гидролиза [83]. Дальнейшая очистка осложнялась наличием большого количества ЛПС [90]. По данным российских исследователей, «остаточный» антиген в составе основного соматического антигена (ОСА) или антигена Б защищал не только морских свинок, но и обезьян от гибели при экспериментальной чуме [6, 10, 33].
T. Burrows и G. Bacon [49] показали, что кроличья сыворотка к открытому ими антигену вирулентности V обеспечивала пассивную защиту мышей от заражения Y. pestis. V-антиген был более иммуногенен для кроликов, чем для мышей и морских свинок [92]. Между тем активная иммунизация морских свинок V-антигеном, как и пассивная иммунизация мышей кроличьей анти-^сывороткой, защищала от заражения вирулентным штаммом Y. pestis.
Недавно было установлено, что у кроликов при введении вакцинного штамма Y. pestis EV развивается гуморальный иммунный ответ не менее чем на 50 антигенов. Помимо F1- и V-антигенов, иммунодоми-нантными для данного вида животных являются еще 11 белков (YscB, LcrG, YopD, VirG, PsaA, OmpA, Ml-pA, KatY, а также бактериофаговые белки, кодируемые генами YP02093, YPO2113 и YPO2118) [93], но значительная протективность показана только для F1- и V-антигенов.
Таким образом, реакция различных видов живот-
ных на один и тот же антиген/вакцинный препарат неодинакова [48, 81, 148]. Обнаруженные различия в результатах экспериментов по оценке протективности вакцинных препаратов в отношении обезьян, вероятно, также связаны с использованием в экспериментах разных видов этих животных: макак резусов (Macaca mulatta), гамадрилов (плащеносных павианов, Papio hamadryas), мартышек-верветок (Cercopithecus py-gerythrus) или зеленых мартышек (Chlorocebus aethi-ops) [5, 71, 98, 152]. Отдельные линии мышей тоже различаются по чувствительности к Y. pestis и особенностям иммуногенеза [20, 53, 125, 144, 149, 151]. Таким образом, не все данные, полученные на лабораторных животных, можно безоговорочно использовать для объяснения процессов, происходящих в организме человека. Более того, принято считать, что степень чувствительности к чуме может различаться у разных рас и даже этнических групп [25, 26, 37, 51]. Есть мнение, что люди с группой крови B(II) труднее поддаются инфицированию возбудителем чумы и легче переносят эту болезнь [26]. На основании анализа исторических описаний эпидемических вспышек чумы М.В. Супотницкий [25] высказал предположение о предрасположенности европеоидной расы к бубонной форме инфекции, а монголоидной - к легочной.
Как было отмечено выше, в гостальной фазе своего жизненного цикла Y. pestis сочетает стадии внутриклеточного и внеклеточного паразитирования [2, 52, 95, 162], поэтому неудивительно, что максимально эффективная защита от чумной инфекции может быть обеспечена только сочетанием Т-клеточного и гуморального звеньев иммунитета [7, 20, 97, 111, 131, 138]. В многочисленных опытах было показано, что специфические антитела к чумному микробу [159], а именно к F1- и V-антигенам, обеспечивают напряженную защиту мышей от экспериментальной чумы [44, 74, 75, 81, 145, 154]. В 1896 г. A. Yersin удалось вылечить с помощью лошадиной сыворотки несколько больных чумой [159], но многочисленные попытки его последователей относительно серопрофилактики и серотерапии чумы у людей с помощью гипериммунных сывороток лошадей, мулов или буйволов оказались безуспешными [16, 22]. Кроме того, иммунизация мышей, лишенных тимуса, вакцинным штаммом EV либо капсульным антигеном F1 не приводила к развитию иммунитета, хотя у таких мышей присутствовали нормальные В-клетки [139].
Установлено, что фагоцитоз чумного микроба in vitro резко усиливается в присутствии сывороток животных, иммунных к чуме [16, 80], а по мере развития иммунитета приобретает завершенный характер. Т-лимфоциты, выделенные из селезенок иммунных мышей BALB/c, при совместном культивировании с Y. pestis и клетками селезенок, полученных от интактных животных, в значительной степени подавляли пролиферацию возбудителя по сравнению с контрольной группой [156]. Иммунизация мышей, лишенных В-клеток, аттенуированным Pgm--штаммом KIM5 (2 -105 КОЕ на фоне серотерапии) обеспечивала протекцию при аэрозольном заражении 2 • 105 КОЕ того же штамма. Мыши, получавшие только серотерапию, погибали от аналогичного аэрозольного заражения [111].
Краткая история вакцинопрофилактики чумы
В 1781 г. русский ученый Данило Самойлович Сушковский (Самойлович) (1744-1805) предложил предохранять людей против чумы, используя в качестве прививочного материала гной из бубонов больных чумой, так как контактировавшие с этим гноем он сам и работавший вместе с ним врач Погорецкий, заразившись чумой, переболели ею в легкой форме [24]. Однако из 6 человек, привитых по этому методу в конце XIX века доктором Cerutti, 5 умерли от чумы [35].
Научно обоснованные методы иммунизации против чумы берут отсчет с 1895 г., после того как A. Yersin, A. Calmette и A. Borrel показали, что кроликов удается предохранить против заражения чумой иммунизацией убитыми бактериями вирулентного штамма [159]. С этого момента способы обеззараживания убитых чумных вакцин многократно менялись различными исследователями. Взвеси Y. pestis обезвреживали нагреванием и/или добавлением фенола, формалина, эфира, этанола, глицерина, сахарозы и т. д. [16, 18, 19, 97, 163]. Наибольшее практическое применение нашли вакцина Хавкина, впервые испытанная в 1897 г. на заключенных в тюрьме Бику-ла во время вспышки чумы, а затем использованная для иммунизации нескольких десятков миллионов жителей Индии [73, 140], и убитая формалином чумная вакцина USP, разработанная в начале 40-х годов прошлого века в Калифорнийском университете под руководством K. Meyer и ставшая наиболее распространенной для вакцинации военнослужащих армии США в период вьетнамской войны (1966-1972) [96, 99]. Вакцину USP применяли в США, Канаде, Великобритании и ряде других стран до 1998 г. для иммунизации сотрудников лабораторий, работающих с возбудителем чумы, но из-за низкой эффективности в отношении легочной формы инфекции и поствакцинальных осложнений у привитых людей, а также необходимости неоднократного введения для развития напряженного иммунитета ее сняли с производства в США, но до 2005 г. производили в австралийской компании "Commonwealth Serum Laboratories" (CSL) [112, 124, 153]. В настоящее время в списке продуктов на официальном сайте CSL (http://www.csl.com. au/products/complete-product-list.htm) чумная вакцина отсутствует.
В 1906-1907 гг. были проведены первые эксперименты на людях с живыми чумными вакцинами на основе аттенуированных штаммов Y. pestis. A. Yersin первым испытал на себе культуры, авирулентные для обезьян [16, 18]. R. Strong повторил эксперимент A. Yersin на себе, а затем на 200 приговоренных к смерти заключенных (иммунизирующая доза до примерно 2 • 1010 КОЕ на человека), и все выжили. Эти эксперименты послужили основой для введения "критерия Стронга" - одна петля агаровой культуры вакцинного штамма, которая не убивает морскую свинку, безопасна для человека [135]. Позднее для иммунизации людей применяли аттенуированные штаммы Y. pestis: EV, Tjiwidej, K-120, № 2, МП-40 (он же M211-40), 1, 17, К-1 и др. [16, 18, 19]. Два из них, EV и Tjiwidej, показали высокую эффективность в плане снижения заболеваемости чумой на Мадагаскаре и Яве соот-
ветственно [98], а штамм МП-40 - в Манчжурии [18]. Однако все они, за исключением штамма EV, в наше время представляют лишь исторический интерес.
Штамм Y pestis EV используют в качестве живой чумной вакцины для людей уже около 80 лет. Он эффективно защищает от гибели при бубонной и легочной форме инфекции [18, 23, 119, 124]. Исходный вирулентный штамм был выделен в 1926 г. G. Girard и J. Robic на Мадагаскаре из трупа девочки, умершей от бубонной формы чумы, а затем аттенуирован путем серийных пересевов на искусственных питательных средах при 18-25°C в течение 6 лет. Значительно позднее было показано, что утрата вирулентности вакцинного штамма EV связана со спонтанной делецией pgm-локуса — фрагмента хромосомы протяженностью 102 т. п. н. о., включающего hms-локус (ответственный за сорбцию гемина) и кластер генов, обеспечивающих биосинтез и транспорт сидерофора - иерсиниабактина [112], а вероятность его «прямой реверсии» (при отсутствии возможности горизонтального переноса генов из других микроорганизмов, которые по определению не могут присутствовать в маточной культуре вакцинного штамма) близка к нулю. В 1932 г. авторы вакцинного штамма приступили к его широкомасштабному испытанию на людях [69]. После первой пробной вакцинации в 1932 г. штамм EV был передан для изучения и наработки живой чумной вакцины в лаборатории многих стран, в Советский Союз он попал в 1936 г. После второй мировой войны высокая эпидемиологическая эффективность вакцины на основе штамма EV была подтверждена советскими медиками в Китае. Различные линии штамма Y.pestis EV были введены более 10 млн человек [21, 23].
В большинстве стран вакцину чумную живую сухую не применяют исходя из соображений безопасности, так как до момента определения причины ат-тенуации вакцинного штамма EV, не исключали его реверсию к вирулентности. Другой причиной отказа от использования живой чумной вакцины на основе штаммма EV является способность независимо от путей введения вызывать тяжелые местные и системные реакции и даже генерализованный инфекционный процесс у лиц со сниженным иммунным статусом [20, 98, 112], а также летальную инфекцию у некоторых видов низших приматов [98].
Коммерческие чумные вакцины
В практике здравоохранения до недавнего времени использовали 2 чумные вакцины - живую вакцину на основе аттенуированного штамма Y. pestis EV и убитую вакцину USP на основе вирулентного штамма Y pestis 195/Р [20, 112].
Выпускаемая в настоящее время в России вакцина чумная живая сухая (vaccinum pestosum vivum siccum) - взвесь живых бактерий вакцинного штамма чумного микроба EV линии НИИЭГ, лиофилизированного в сахарозо-желатиновой среде с тиомочевиной или в сахарозо-желатиновой среде с глутаминовокислым натрием, тиомочевиной и пептоном или в лактозо-декстриновой среде с тиомочевиной и аскорбиновой кислотой. Показаниями к вакцинации являются эпизоотии чумы у грызунов, возможность завоза инфекции больным человеком, а также работы с вирулентными штаммами Y. pestis в лаборатории. Введение вакцины
может осуществляться накожным, внутрикожным, подкожным, внутримышечным и ингаляционным способами [8]. Одна и та же серия вакцины может быть использована для любого способа введения в зависимости от разведения исходного препарата. Кроме того, существует таблетированная форма вакцины для орального применения. Вакцину прививают однократно. Она обеспечивает иммунитет против как бубонной, так и легочной чумы длительностью до 1 года. Ревакцинацию проводят через 12 мес [20].
После введения живой чумной вакцины возможно возникновение общих и местных поствакцинальных реакций, интенсивность которых зависит от индивидуальных особенностей привитых и метода вакцинации. При накожном способе в месте введения может появиться отечность, гиперемия, мелкая везикулезная сыпь по ходу насечек, иногда инфильтрация, реже развиваются лимфангоиты и регионарные лимфадениты. Местная реакция начинает проявляться через 8-10 ч и достигает максимума через 24-48 ч после вакцинации. У 1% вакцинированных общая реакция может сопровождаться повышением температуры до 37,6-38,5 °С в течение 1 сут. Местная реакция на подкожные и вну-трикожные прививки характеризуется распространенной гиперемией, припухлостью, болезненностью мягких тканей в месте введения. Реже развиваются регионарные лимфадениты. При данных способах введения местная реакция начинает развиваться через 6-10 ч, достигает максимума через 24-48 ч, исчезает через 4-5 сут после вакцинации. Общая реакция выражается в недомогании, головной боли, повышении температуры тела до 37,5°С (слабая реакция), до 37,6-38,5°С (средняя), 38,6°С и выше (сильная). У 29% вакцинированных наблюдают средние и у 5% - сильные реакции. Общая реакция имеет место на 1-2-е сутки и обычно исчезает через 1-3 сут после вакцинации [20].
Вакцину хранят в темном сухом месте при температуре от -20°С до 6°С. При комнатной температуре (20-25°С) вакцину можно хранить до 2 мес, включая срок транспортировки. Срок годности вакцины, высушенной в сахарозо-желатиновой среде с тиомоче-виной, 2 года с последующим переконтролем и продлением еще на 1 год, в сахарозо-желатиновой среде с глутаминовокислым натрием, тиомочевиной и пептоном 3 года с момента высушивания с переконтролем через 3 и 5 лет и продлением его каждый раз еще на 2 года, в лактозо-декстриновой среде с тиомочевиной и аскорбиновой кислотой после контроля жизнеспособности через 6 мес с момента изготовления устанавливают срок хранения до 5 лет с последующим переконтролем и продлением еще на 2 года [20].
Вакцину USP готовили в США ("Cutter Biological") из клеток вирулентного штамма 195/Р, инактивиро-ванных формальдегидом и консервированных 0,5 % фенолом [65, 157]. Убитая вакцина эффективно защищает от бубонной, но не от легочной чумы. Ревакцинацию проводили ежегодно. Основными недостатками убитой вакцины являются необходимость работы с вирулентным штаммом до момента его инактивации в условиях BSL3-лаборатории, значительная стоимость препарата, необходимость неоднократных введений для развития иммунитета, наличие местной реакции у 11-24% и общей реакции у 4-10% вакцинированных.
Основные направления конструирования чумных вакцин нового поколения
Анализ вклада отдельных факторов патогенности в вирулентность Y. pestis и протективную активность в отношении чумы в сочетании с разработкой технологии генетической инженерии и наличием сведений о полногеномных последовательностях целого ряда штаммов чумного микроба позволил сформировать несколько направлений конструирования современных чумных вакцин.
Наибольшие успехи достигнуты в конструировании субъединичных (химических, молекулярных) вакцин. Британские ученые из военной лаборатории Defence Science and Technology Laboratory (Портон Даун) провели 2 первые фазы клинических испытаний субъединичной вакцины, включающей смесь рекомбинант-ных антигенов Y. pestis - F1 и LcrV [59, 120, 131, 154]. Исследователи из US Army Medical Research Institute of Infectious Diseases (Форт-Детрик, США) проводят испытания слитного белка F1-LcrV (F1-LcrV fusion protein), кодируемого химерным геном, включающим нуклеотидные последовательности двух исходных генов в одной открытой рамке считывания [60, 114, 120, 131]. Протективные антигены могут нарабатываться в трансгенных растениях (томаты, картофель), что значительно снижает стоимость конечного продукта. В перспективе эти химерные овощи с бактериальными антигенами могут быть использованы в качестве наиболее удобной в применении «съедобной» вакцины [30]. Предложенные отечественными исследователями субъединичные вакцины на основе F1 и ОСА или F1 и антигена Б также проходят ограниченные клинические испытания [6, 10]. В то же время обнаружено, что вакцины на основе F1 и LcrV хорошо защищали от чумы мышей и макак циномолгус (Cynomolgus macaques), но были недостаточно эффективны в экспериментах на зеленых мартышках (Chlorocebus aethiops) [131].
Показано, что LcrV супрессирует синтез таких цитокинов, как g-интерферон и фактор некроза опухолей а [105], за счет стимуляции продукции ИЛ-10 - репрессора указанных выше цитокинов [106]. Эти свойства V-антигена, выявленные в опытах на мышах, дают основание предположить, что на модели других животных может быть получен выраженный иммуносупрессивный эффект, аналогичный таковому при иммунизации морских свинок микрограммовыми количествами F1 [133]. Однако поскольку в настоящее время известны иммунодоминантные эпитопы LcrV [70, 75, 84, 117] и F1 [70, 143, 161] антигенов, конструирование белков, утративших свои патогенетические, но сохранивших протективные свойства, не представляет значительных трудностей. Так, группа исследователей из Чикагского университета показала, что короткая делеция с 271-го по 300-й аминокислотный остаток приводит к образованию LcrV со сниженной способностью индуцировать продукцию ИЛ-10, но способного индуцировать протективный иммунитет [108, 121]. Аналогичный по свойствам протективный полипептид получили Z. Qi и соавт. [118], полностью удалив C-концевой участок LcrV начиная с 271-го аминокислотного остатка.
Индийские исследователи из лаборатории D.N. Rao сконструировали целый ряд химерных белков, включив в их состав лишь протективные B- и T-клеточные
эпитопы F1 и LcrV [70]. В настоящий момент химерные белки проходят всестороннюю оценку их способности стимулировать различные звенья иммунитета при различных способах введения и презентации. Опыты по защите иммунизированных B-T-химерами F1 и LcrV животных от гибели при заражении вирулентными штаммами Y. pestis пока не описаны.
Живыми аналогами субъединичных вакцин являются рекомбинантные вакцины на основе гетероло-гичных авирулентных для человека микробов, таких как Salmonella spp, Lactococcus spp, аденовирусов, вирусов стоматита или оспы енота, в которых клонируют гены lcrV, lcrV-cafl и/или целый caf-оперон. Они также индуцируют иммунный ответ на один-два антигена и в то же время в отличие от субъединичных вакцин стимулируют не только продукцию антител, но и Т-клеточный иммунитет [59, 131].
Одновременно возрастает число исследований, направленных на разработку нового поколения живых чумных вакцин [107, 110], стимулирующих не только гуморальное, но и клеточное звено иммунитета [131]. В значительной степени интерес к живым вакцинам связан с тем фактом, что основанные на F1- и V-антигенах субъединичные вакцины недостаточно эффективны при иммунизации морских свинок и африканских зеленых обезьян (Cercopithecus aethiops) [131].
Отбор потенциальных генов-мишеней для атте-нуации вирулентных штаммов проводят с помощью произвольного мутагенеза индивидуально меченными транспозонами [62] с использованием методик обратной (реверсивной) вакцинологии [68, 122, 136] или исследуют аналоги генов других бактериальных патогенов, мутации в которых ведут к снижению вирулентности [110]. Для конструирования вакцинных штаммов чумного микроба W. Sun и соавт. [137] разработали эффективный двухэтапный метод рекомбинации для делетирования и/или встраивания фрагментов ДНК без включения в геном Y. pestis дополнительных нуклеотидных последовательностей, который может быть использован для неоднократных генетических манипуляций. Метод сочетает X-Red рекомбинацию и контрселективный скрининг с помощью гена sacB.
В разных лабораториях проведена предварительная оценка вакцинных свойств мутантных штаммов Y. pestis с делециями в генах relA и spoT [130], dam [123], yopH [46], smpB-ssrA [107], guaBA [110]. Для большинства исследованных мутантов утрата вирулентности сочеталась с высокой иммуногенностью, нередко превосходящей аналогичный показатель вакцинного штамма EV76. Возможность прецизионной аттенуации патогенов возродила интерес и к живым чумным вакцинам на основе Yersinia pseudotuberculo-sis [6, 39, 141] и Salmonella enterica [42].
Другой вариант конструирования прецизионно ат-тенуированных штаммов - введение в их геном и стабилизация в нем генов авирулентности. Так, введение в клетки Y. pestis плазмиды с экспрессирующимся геном Escherichia coli, кодирующим ацилтрансфера-зу LpxL, приводит к образованию чумным микробом при 37 °С молекул ЛПС не с четырьмя, а с шестью жирно-кислотными остатками, что ведет к быстрому распознаванию и уничтожению бактериальных клеток системой врожденного иммунитета [138]. Замена в клетках Y. pestis собственного эффекторного белка
YopJ, характеризующегося сниженной способностью транслокации в эукариотические клетки, на функционально полноценный гомолог YopP из У. еШеюсоШка приводит к образованию клеток чумного микроба, ци-тотоксичных в отношении макрофагов и снижающих вирулентность при подкожном заражении на 7 порядков [160]. Более того, одновременное подкожное заражение животных исходной вирулентной YopJ+YopP- и аттенуированной YopJ-YopP+ культурами, как и при феномене переживания Н.Н. Гинсбурга [4, 9], не вело к гибели животных [160]. Протективное действие ци-тотоксичного в отношении макрофагов YopJ-YopP+-варианта чумного микроба отмечали при соотношении с вирулентным штаммом > 10:1 (при введении 104 LD50 вирулентного штамма).
Еще один подход к совершенствованию живой чумной вакцины заключается в снижении ее реакто-генности, индуцированной ЛПС с шестью жирно-кислотными остатками, путем делеции гена 1рхМ, кодируемая которым ацилтрансфераза отвечает за встраивание в липид А шестого остатка жирной кислоты [13, 29, 34]. В серии сравнительных экспериментов с ЫрхМ:кап (ген 1рхМ заменен геном, обеспечивающим устойчивость к канамицину), производным вакцинного штамма EV линии НИИЭГ и исходным штаммом было показано, что снижение реактогенности сопровождалось достоверным повышением протективной активности мутантного штамма [29, 34, 59, 60, 61].
заключение
Несмотря на значительное количество публикаций, посвященных совершенствованию вакцинопрофилак-тики чумы, идеальная вакцина пока не создана. Каждый из рассмотренных в обзоре вакцинных препаратов (или кандидатов на вакцинные препараты) обладает и достоинствами, и недостатками. В настоящее время уже не оспаривается тот факт, что живые аттенуированные штаммы патогенных микроорганизмов по сравнению с химическими и субъединичными вакцинами способны стимулировать гораздо более эффективный иммунитет, по напряженности приближающийся к постинфекционному и защищающий от заражения различными по антигенному составу вариантами патогена. Однако ревакцинацию живыми чумными вакцинами можно проводить не ранее чем через 12 мес [20]. В более ранние сроки сохраняется достаточно напряженный иммунитет, не позволяющий клеткам вакцинного штамма размножиться и персистировать в иммунизируемом организме ограниченное время, достаточное для ревакцинации. Очевидно, для экстренной ревакцинации в ранние сроки после вакцинации живой вакциной оптимальной является схема иммунизации, предложенная С.М. Даль-вадянцом и соавт. [10], включающая иммунизацию живой вакциной, а затем ревакцинацию субъединичной.
Поиски оптимального способа аттенуации при конструировании вакцинного штамма или определение антигенного/эпитопного и адъювантного составов молекулярной вакцины, а также способов ее презентации продолжаются.
Благодарности
Работа выполнена в рамках Госконтракта № Н/3/7/50ф-11-ДГОЗ от 15.04.11 (№ гос. регистрации 01201162945).
Сведения об авторах:
Дентовская Светлана Владимировна - канд. мед. наук, зав. лаб. микробиологии чумы отдела особо опасных инфекций, e-mail: dentovskaya@obolensk.org;
Копылов Павел Христофорович - канд. биол. наук, зав. сектором биохимии отдела особо опасных инфекций, e-mail: pkopylov@obolensk.org;
Иванов Сергей Андреевич - канд. биол. наук, вед. научн.сотр. лаб. микробиологии чумы отдела особо опасных инфекций, e-mail: ivanov@obolensk.org;
Агеев Сергей Андреевич - канд. биол. наук, мл. научн. сотр. лаб. микробиологии чумы отдела особо опасных инфекций, e-mail: info@obolensk.org;
Анисимов Андрей Павлович - д-р мед. наук, проф., зам. дир. по научной работе, e-mail: anisimov@obolensk.org
ЛИТЕРАТУРА
1. Анисимов А.П. Молекулярно-генетические механизмы образования и функциональная значимость капсулы Yersinia pestis: Авто-реф. дис. ... д-ра мед. наук. Оболенск; 1999.
2. Анисимов А.П. Молекулярная генетика, микробиология и вирусология. 2002; 3: 3-23.
3. Анисимов А.П. Молекулярная генетика, микробиология и вирусология. 2002; 4: 3-11.
4. Анисимова Т.И., Свинцова Е.М. Проблемы особо опасных инфекций. 1976; 47: 32-5.
5. Бывалов А.А., Паутов В.Н., Чичерин Ю.П. и др. Журнал микробиологии, эпидемиологии и иммунологии. 1984; 4: 74-6.
6. Бывалов А.А., Чернядьев А.В., Маракулин И.В., Гаврилов К.Е. Проблемы особо опасных инфекций. 2008; 96: 26-9.
7. Вогачева Н.В., Дармов И.В., Борисевич И.В. и др. Клиническая лабораторная диагностика. 2009; 8: 24-7.
8. Воробьев А.А., Лебединский В.А. Массовые способы иммунизации. М.: Медицина; 1977. 254 с.
9. Гинсбург Н.Н. Живые вакцины. История, элементы теории, практика. М.: Медицина; 1969: 304-13.
10. Дальвадянц С.М., ДятловИ.А., Еремин С.А. и др. Проблемы особо опасных инфекций. 2006; 91: 57-61.
11. Дентовская С.В., Анисимов А.П., Кондакова А.Н. и др. Биохимия. 2011; 76 (7): 989-1005.
12. Дентовская С.В., БахтееваИ.В., ТитареваГ.М. и др. Биохимия. 2008; 73 (2): 237-46.
13. Дентовская С.В., ШайхутдиноваР.З., Книрель Ю.А. и др. Молекулярная генетика, микробиология и вирусология. 2006. 2: 3-8.
14. Домарадский И.В. Чума: современное состояние, гипотезы, проблемы. Саратов: Саратовский медицинский институт; 1993. 130 с.
15. ДроздовИ.Г., ЕжовИ.Н., Самойлова С.В. и др. Проблемы особо опасных инфекций. 1993; 71-72: 154-9.
16. Жуков-ВережниковН.Н. Иммунология чумы (Основы специфической терапии и профилактики бубонной и легочной чумы). М.-Л.: Медгиз; 1940: 109-13.
17. Кокушкин А.М. Социальные и биологические аспекты эпидемиологии чумы: Автореф. дис. ... д-ра мед. наук. Саратов: Российский противочумный институт "Микроб"; 1995. 392 с.
18. Коробкова Е.И. Живая противочумная вакцина. М.: Медгиз; 1956. 206 с.
19. Мишанькин Б.Н., ЛопатинаН.В. Биотехнология. 1996; 4: 3-9.
20. Наумов А.В., Ледванов М.Ю., Дроздов И.Г. Иммунология чумы. Саратов; 1992. 172 с.
21. Николаев Н.И. Чума (клиника, диагностика, лечение и профилактика). М.: Медицина; 1968. 240 с.
22. Руднев Г.П. Клиника чумы. Ростов н/Д.: Ростовское областное книгоиздательство; 1938. 268 с.
23. Салтыкова Р.А., Файбич М.М. Журнал микробиологии, эпидемиологии и иммунологии. 1975; 6: 3-8.
24. Самойлович Д. Избранные произведения. Т. 1. М.: Наука; 1949. 500 с.
25. Супотницкий М.В. В кн.: Сборник научных трудов, посвященных 75-летию НИИ микробиологии МО РФ. Киров; 2003. 235-8.
26. Супотницкий М.В. Микроорганизмы, токсины и эпидемии. М.: Вузовская книга; 2005. 376 с.
27. ТинкерИ.С., АлешинаЕ.Н., ДрожевкинаМ.С. В кн.: Профилак-
тика особо опасных болезней: Тезисы докладов межинститутской научной конференции (20-22 ноября 1963 г.). Ростов н/Д.; 1963: 10-2.
28. ТыняноваВ.И., ЗюзинаВ.П., Демидова Г.В. и др. Биотехнология. 2003; 6. 10-6.
29. ШайхутдиноваР.З. Структурно-функциональная организация и генно-инженерная модификация липополисахарида Yersinia pestis: Автореф. дис. ... канд. биол. наук. М.; 2008. 29 с.
30. AlvarezM.L., Cardineau G.A. Biotechnol. Adv. 2010; 28: 184-96.
31. AnisimovA.P., Amoako K.K. J. Med. Microbiol. 2006; 55: 1461-75.
32. Anisimov A.P., Bakhteeva I.V., Panfertsev E.A. et al. J. Med. Microbiol. 2009; 58: 26-36.
33. Anisimov A.P., Lindler L.E., Pier G.B. Clin. Microbiol. Rev. 2004; 17: 434-64.
34. AnisimovA.P., PanfertsevE.A., Svetoch T.E., DentovskayaS.V. Adv. Exp. Med. Biol. 2007; 603: 23-7.
35. Anonymous. Br. Med. J. 1895; 1. doi: 10.1136/bmj.1.1786.E45.
36. Baker E.E., Sommer H., Foster L.E. et al. J. Immunol. 1952; 68: 131-45.
37. Barnes A.M., Quan T.J., BeardM.L., Maupin G.O. MMWR Morb. Mortal. Wkly Rep. 1988; 37: 11-6.
38. Bartra S.S., Styer K.L., O'Bryant D.M. et al. Infect. Immun. 2008; 76: 612-22.
39. Blisnick T., Ave P., HuerreM. et al. Infect. Immun. 2008; 76: 3808-16.
40. Bosio C.M., Goodyear A.W., Dow S.W. J. Immunol. 2005; 175: 6750-6.
41. Bozue J., Mou S., Moody K.L. et al. Microb. Pathog. 2011; 50: 314-21.
42. Branger C.G., Fetherston J.D., Perry R.D., Curtiss R. Adv. Exp. Med. Biol. 2007; 603: 387-99.
43. BrubakerR.R. Clin. Microbiol. Rev. 1991; 4: 309-24.
44. Brubaker R.R. Curr. Top. Microbiol. Immunol. 1972; 57: 111-58.
45. Brubaker R.R. Infect. Immun. 2003; 71: 3673-81.
46. Bubeck S.S., Dube P.H. Clin. Vaccine Immunol. 2007; 14: 1235-8.
47. Burrows T.W. Ergeb. Mikrobiol. Immun. Exp. Ther. 1963; 37: 59113.
48. Burrows T.W. Nature. 1957; 179: 1246-7.
49. Burrows T.W., Bacon G.A. Br. J. Exp. Pathol. 1958; 39: 278-91.
50. Butler T. Plague and other Yersinia infections. New York: Plenum Press; 1983: 31-4.
51. CarnielE. Med. Hist. 2008; 27 (suppl.). 115-22.
52. CavanaughD.C., RandallR. J. Immunol. 1959; 83: 348-63.
53. Congleton Y.H., Wulff C.R., Kerschen E.J., Straley S.C. Infect. Immun. 2006; 74: 6501-4.
54. DrancourtM., Roux V, DangL.V. et al. Emerg. Infect. Dis. 2004. 10: 1585-92.
55. Du Y., Rosqvist R., Forsberg À. Infect. Immun. 2002; 70: 1453-60.
56. EhrenkranzN.F., MeyerK.F. J. Infect. Dis. 1955; 96: 138-44.
57. FelekS., KrukonisE.S. Infect. Immun. 2009; 77: 825-36.
58. FinegoldM.J. Amer. J. Med. 1968; 45: 549-54.
59. Feodorova V.A., Corbel M.J. Expert Rev. Vaccines. 2009; 8: 1721-38.
60. Feodorova V.A., Pan'kina L.N., Savostina E.P. Vaccine. 2009; 27: 2240-50.
61. Feodorova V.A., Pan'kinaL.N., Savostina E.P. et al. Vaccine. 2007; 25: 7620-8.
62. Flashner Y., MamroudE., Tidhar A. et al. Infect. Immun. 2004; 72: 908-15.
63. Friedlander A.M., Welkos S.L., Worsham P.L. et al. Clin. Infrct. Dis. 1995; 21 (suppl. 2): S178-81.
64. Gage K.L., Dennis D.T., Orloski K.A. et al. Clin. Infect. Dis. 2000; 30: 893-900.
65. Gage K.L., DennisD.T., Tsai T.F. MMWR Morb. Mortal Wkly Rep. 1996; 45: 1-16.
66. Gage K.L., Kosoy M.Y. Annu. Rev. Entomol. 2005; 50: 505-28.
67. Galvän E.M., Lasaro M.A.S., Schifferli D.M. Infect. Immun. 2008; 76: 1456-64.
68. GarbomS., Forsberg A., Wolf-WatzH., KihlbergB.M. Infect. Immun. 2004; 72: 1333-40.
69. Girard G. Biol. Med. (Paris). 1963; 52: 631-731.
70. Gupta G., Khan A.A., Rao D.N. Scand J. Immunol. 2010; 71: 186-98.
71. Hallett A.F., Issacson M., Meyer K.F. Infect. Immun. 1973; 8: 876-81.
72. Han Y., Zhou D., PangX. et al. Microb. Infect. 2005; 7: 335-48.
73. HawgoodB.J., Haffkine W.M. J. Med. Biogr. 2007; 15: 9-19.
74. Hill J., Copse C., Leary S. et al. Infect. Immun. 2003; 71: 2234-8.
75. Hill J., Leary S.E., Griffin K.F. et al. Infect. Immun. 1997; 65: 4476-82.
76. Hinnebusch B.J., Erickson D.L. Curr. Top. Microbiol. Immunol. 2008; 322: 229-48.
77. HitchenP.G., Prior J.L., OystonP.C. et al. Mol. Microbiol. 2002; 44: 1637-50.
78. HuangX.-Z., LindlerL.E. Infect. Immun. 2004; 72: 7212-9.
79. Hurst M.R., Becher S.A., Young S.D. et al. Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2011; 61: 844-9.
80. Jawetz E, Meyer K.F. Am. J. Pathol. 1944; 20: 457-69.
81. Jones S.M., Griffin K.F., Hodgson I., Williamson E.D. Vaccine. 2003; 21: 3912-8.
82. KawaharaK., TsukanoH., WatanabeH. et al. // Infect. Immun. 2002; 70: 4092-8.
83. Keppie J., CockingE.C., SmithH. Lancet. 1958; 1: 246-7.
84. Khan A.A., Babu J.P., Gupta G, Rao D.N. Vaccine. 2008; 26: 3116-32.
85. Knirel Y.A., Dentovskaya S.V, Bystrova O.V. et al. Adv. Exp. Med. Biol. 2007; 603: 88-96.
86. Knirel Y.A., Dentovskaya S.V, Senchenkova S.N. et al. J. Endotoxin Res. 2006; 12: 3-9.
87. Kukkonen M., Suomalainen M., Kyllonen P. et al. Mol. Microbiol. 2004; 51: 215-25.
88. LahteenmakiK., Edelman S., Korhonen T.K. Trends Microbiol. 2005; 13: 79-85.
89. Lahteenmaki K., Virkola R., Saren A. et al. Infect. Immun. 1998; 66: 5755-62.
90. Lawton W.D., Erdman R.L., Surgalla M.J. J. Immunol. 1963; 91: 179-84.
91. Lawton W.D., Fukui G.W., Surgalla M.G. J. Immunol. 1960; 84: 475-9.
92. Lawton W.D., Surgalla M.J. J. Infect. Dis. 1963; 113: 39-42.
93. Li B., JiangL., Song Q. et al. Infect. Immun. 2005; 73: 3734-9.
94. Lobo L.A. Functional studies of purified transmembrane proteases, omptins, of Yersinia pestis and Salmonella enterica: Academic Dissertation in General Microbiology. Helsinki; 2006. 49 p.
95. Marketon M.M., DePaolo R.W., DeBord K.L. et al. Science. 2005; 309: 1739-41.
96. Marshall J.D., Bartelloni P.J., Cavanaugh D.C. et al. J. Infect. Dis. 1974; 129 (suppl.): 19-25.
97. Meyer K.F. J. Immunol. 1950; 64: 139-63.
98. Meyer K.F., Smith G., Foster L. et al. J. Infect. Dis. 1974; 129 (suppl.): 85-120.
99. Meyer K.F., Smith G., Foster L.E. et al. J. Infect. Dis. 1974; 129 (suppl.): 30-6.
100.Miller S.I., Ernst R.K., Bader M.W. Nat. Rev. Microbiol. 2005; 3: 36-46.
101. Montminy S.W., Khan N., McGrath S. et al. Nat. Immunol. 2006; 7: 1066-73.
102. Motin V.L., GeorgescuA.M., Fitch J.P. et al. J. Bacteriol. 2004; 186: 6298-305.
103. Murros-Kontiainen A., Fredriksson-AhomaaM., KorkealaH. et al. Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2011; 61: 2368-72.
104. Murros-Kontiainen A., Johansson P., Niskanen T. et al. Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2011; 61: 2363-7.
105. NakajimaR., Brubaker R.R. Infect. Immun. 1993; 61: 23-31.
106. Nedialkov Yu.A., Motin V.L., Brubaker R.R. Infect. Immun. 1997; 65: 1196-203.
107. Okan N.A., Mena P., Benach J.L. et al. Infect. Immun. 2010; 78: 1284-93.
108. Overheim K.A., Depaolo R.W., DebordK.L. et al. Infect. Immun. 2005; 73: 5152-9.
109. Oyston P.C., DorrellN., Williams K. et al. Infect. Immun. 2000; 68: 3419-25.
110. Oyston P.C., Mellado-Sanchez G., Pasetti M.F. et al. Microb. Pathog. 2010; 48: 191-5.
111. Parent M.A., Berggren K.N., Kummer L.W. et al. Infect. Immun. 2005; 73: 7304-10.
112. Perry R.D., Fetherston J.D. Clin. Microbiol. Rev. 1997; 10: 35-66.
113. Philipovskiy A.V., CowanC., Wulff-StrobelC.R. et al. Infect. Immun. 2005; 73: 1532-42.
114. Powell B.S., Andrews G.P., Enama J.T. et al. Biotechnol. Prog. 2005; 21: 1490-510.
115. PujolC., Bliska J.B. Infect. Immun. 2003; 71: 5892-9.
116. Pujol C., Klein K.A., Romanov G.A. et al. Infect. Immun. 2009; 77: 2251-61.
117. Pullen J.K., Anderson G.W. Jr., Welkos S.L., Friedlander A.M. Infect. Immun. 1998; 66: 521-7.
118. Qi Z., Zhou L., Zhang Q. et al. Vaccine. 2010; 28: 1655-60.
119. Qiu Y., Liu Y., Qi Z. Wang et al. Scand. J. Immunol. 2010; 72 (5): 425-33.
120. QueneeL.E., SchneewindO. Hum. Vaccin. 2009; 5: 817-23.
121. Quenee L.E., Ciletti N.A., ElliD. et al. Vaccine. 2011; 29: 6572-83.
122. RappuoliR. Curr. Opin. Microbiol. 2000; 3: 445-50.
123. Robinson V.L., Oyston P.C., Titball R.W. FEMS Microbiol. Lett. 2005; 252: 251-6.
124. Russell P., Eley S.M., Hibbs S.E. et al. Vaccine. 1995; 13: 1551-6.
125. Sabhnani L., ManochaM., TomarD. Int. Immunopharmacol. 2003; 3: 1413-8.
126. SchützeH. Br. J. exp. Pathol. 1932; 13: 284-8.
127. SchützeH. Br. J. exp. Pathol. 1939; 19: 293-8.
128. Sebbane F., Jarrett C.O., Gardner D. et al. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2006; 103: 5526-30.
129. Sha J, AgarS.L., Baze W.B. et al. Infect. Immun. 2008; 76: 1390-409.
130. SkrzypekE., HaddixP.L., Plano G.K, StraleyS.C. Plasmid. 1993; 2: 160-3.
131. SmileyS.T. Immunol. Rev. 2008; 225: 256-71.
132. Sodeinde O.A., Subrahmanyam Y.V., Stark K. Science. 1992; 258: 1004-7.
133. Spivack M.L., Foster L, Larson A. et al. J. Immunol. 1958; 80: 132-41.
134. Straley S.C., Harmon P.A. Infect. Immun. 1984; 45: 655-9.
135. StrongR.P. J. Med. Res. 1908; 18: 325-46.
136. Sun W., Roland K.L., Branger C.G. et al. PLoS One. 2009; 4: e6720.
137. Sun W., Wang S., Curtiss R. Appl. Environ. Microbiol. 2008; 74: 4241-5.
138. Szaba F.M., Kummer L.W., Wilhelm L.B. Infect. Immun. 2009; 77: 4295-304.
139. Tapping R.I., Omueti K.O., Johnson C.M. Biochem. Soc. Trans. 2007; 35: 1445-8.
140. Taylor J. Indian Med. Res. Memoirs. 1933; 27: 1-125.
141. Taylor V.L., Titball R.W., Oyston P.C.F. Microbiology. 2005; 151: 1919-26.
142. Tidhar A., Flashner Y., Cohen S. et al. PLoS One. 2009; 4: e7023.
143. Tripathi V., ChitralekhaK.T., BakshiA.R. Vaccine. 2006; 24: 3279-89.
144. Turner J.K., McAllister M.M., Xu J.L., Tapping R.I. Infect. Immun. 2008; 76: 4092-99.
145. Une T., BrubakerR.R. J. Immunol. 1984; 133: 2226-30.
146. Van Amersfoort E.S., Van Berkel T.J., Kuiper J. Clin. Microbiol. Rev. 2003; 16: 379-414.
147. ViboudG.I., Bliska J.B. Annu. Rev. Microbiol. 2005; 59: 69-89.
148. Von Metz E., Eisler D.M., Hottle GA. Appl. Microbiol. 1971; 22: 84-8.
149. Wake A.P. In: Skamene E., Landy P.A.L. (eds), Genetic control of natural resistance to infection and malignancy. 1st ed. New York:
Academic Press; 1980: 179-84.
150. WalkerR.V. J. Immunol. 1962; 88: 164-73.
151. Weening E.H., Cathelyn J.S., Kaufman G. et al. Infect. Immun. 2011; 79: 644-52.
152. Welkos S., PittM.L.M., MartinezM. et al. Vaccine. 2002; 20: 2206-14.
153. WilliamsonE.D. J. Appl. Microbiol. 2001; 91: 606-8.
154. Williamson E.D., Flick-SmithH.C., Lebutt C. Infect. Immun. 2005; 73: 3598-608.
155. Wimsatt J., Biggins D.E. J. Vector Borne Dis. 2009; 46: 85-99.
156. Wong J.F., ElbergS.S. J. Infect. Dis. 1977; 135: 67-78.
157. World Health Organization. Plague vaccine. Recommendation of the Immunization Practices Advisory Committee. Wkly Epidemiol. Rec. 1982; 43: 332-3.
158. Yersin A. Ann. Inst. Pasteur. 1894; 8: 662-7.
159. Yersin A., Calmette A., Borrel A. Ann. Inst. Pasteur. 1895; 9: 589-92.
160. Zauberman A., Tidhar A., Levy Y. et al. PLoS One. 2009; 4: e5938.
161. Zav'yalov V.P., Denesyuk A.I., Zav'yalova G.A., Korpela T. Immunol. Lett. 1995; 45: 19-22.
162. Zhang S.S., Park C.G., Zhang P. J. Biol. Chem. 2008; 283: 31511-21.
163. Zietz B.P., Dunkelberg H. Int. J. Hyg. Environ. Health. 2004; 207: 165-78.
Поступила 07.07.12
A MOLECULAR BASIS OF THE PLAGUE VACCINE DEVELOPMENT
S. V. Dentovskaya, P. Kh. Kopylov, S. A. Ivanov, S. A. Ageev, A. P. Anisimov
State Research Center of Applied Microbiology and Biotechnology, Obolensk, Moscow Region, Russia
Molecular mechanisms of the Yersinia pestis pathogenicity and peculiarities ofmaturation of specific immunity to plague are reviewed. The history and modern state of the plague vaccine development are described. Special attention is focused on the prospects in the area of the plague vaccine development. The possible approaches to improvement of vaccine preparations are discussed. Key words: Yersinia pestis, pathogenesis, immunity, vaccine prophylaxis
© КОЛЛЕКТИВ АВТОРОВ, 2013 УДК 578.891:578.5].083.224:577.21.08
Т.Ю. Бондаренко1,2, В.А. Терновой1,2, С.В. Нетесов1,2
вирус гепатита А: структурно-функциональная организация
ГЕНОМА, МОЛЕКУЛЯРНАЯ ДИАГНОСТИКА И КУЛьТИВИРОВАНИЕ
1ФБУН ГНЦ вирусологии и биотехнологии «Вектор», пос. Кольцово, Новосибирской области, Россия; ^Новосибирский
государственный университет, Россия
В настоящем обзоре представлен анализ опубликованных данных о вирусе гепатита А (ВГА) - структурно-функциональной организации генома, генотипировании, клинических проявлениях и современных методах диагностики. Обоснована актуальность изучения генетического разнообразия ВГА в связи с возможностью появления новых антигенных вариантов. Рассмотрены и проанализированы результаты культивирования различных штаммов ВГА с прицелом на разработку и производство вакцин и диагностических препаратов. К л ю ч е в ы е с л о в а : вирус гепатита А, РНК, полимеразная цепная реакция с предшествующей обратной транскрипцией РНК - ОТ-ПЦР, культура клеток, вакцина
Гепатит - общее название острых и хронических заболеваний печени, возникающих от различных причин и имеющих разное течение. Инфекционную природу заболевания гепатитом предположил E. Cockayne, анализируя описанные S. McDonald случаи заболевания, сопровождавшиеся желтухой [36, 83]. Разграничение заболеваний печени, характеризующихся разными путями передачи, тяжестью и
длительностью процесса, на гепатит А (ГА) и гепатит В (ГВ) произошло во второй половине XX века [80]. Вирус, вызывающий ГА, был впервые обнаружен с помощью иммуноэлектронной микроскопии в 1973 г. S. Feinstone и соавт. [49]. Адаптировать вирус гепатита А (ВГА) к росту в культуре клеток впервые удалось P. Provost и M. Hilleman [97], что позволило начать детальное исследование вируса и приступить к разработке вакцины.
В РФ большой вклад в изучение ГА и разработку методов лабораторной диагностики и профилактики ГА внесла группа ученых Института полиомиелита и вирусных энцефалитов им. М.П. Чумакова РАМН. Промышленное производство диагностических наборов и вакцины от ГА было налажено в начале 90-х годов прошлого века в ГНЦ ВБ «Вектор» (Россия, Новосибирская обл.,пос. Кольцово), а диагностические наборы на маркеры этого вируса производятся также еще несколькими отечественными компаниями.
