CC BY
163
оригинальные статьи
10. Серов В.Н. и др. Герпетическая инфекция в акушерстве. М.: Радуга; 2001.
11. Макацария А.Д., Долгушина Н.В. Герпетическая инфекция. М.: Триада-Х; 2004.
12. Исаков В.А. и др. Герпесвирусные инфекции человека. СПб.: СпецЛит; 2013.
references
1. Infections in obstetrics and gynecology / Ed. by O.V. Makarova, V.A. Aleshkin, T.N. Savchenko. Moscow: MEDpressbyajhv; 2007.
2. Lakhtin M.V., Lakhtin V.M., Bayrakova A.L., Afanasiev S.S., Aleshkin V.A. Multinodular concept of biotope microbiocenosis of man. Klinicheskaya laboratornaya diagnostika. 2014; 9: 83.
3. Makarov O.V., Aleshkin V.A., Savchenko T.N., Shaykov K.A., Panurina R.L. State of local immunity in inflammatory diseases of the female genital organs and the influence of the immunomodulator, kipferon. Materials of the anniversary collection, dedicated to the 200th anniversary of the N.I. Pirogov Clinical hospital № 1 and the 80th anniversary of the joint work of the Department and hospital. [Materialy yubileynogo sbornika, posvyashchennogo 200-letiyu GKB № 1 im. N.I. Pirogova i 80-letiyu sovmestnoy raboty kafedry i bol'nitsy]. Moscow; 2002: 126—32.
4. Makarov O.V., Savchenko T.N., Sumedi T.N., Gimmelfarb E.I. Change of parameters of immunity at the local level in women with miscarriage of infectious Genesis. Materials of the anniversary collection, dedicated to the 200th anniversary of the N.I. Pirogov Clinical hospital № 1 and the 80th anniversary of the joint work of the Department and hospital. [Materialy yubileynogo sbornika, posvyashchennogo 200-letiyu GKB № 1 im. N.I. Pirogova i 80-letiyu sovmestnoy raboty kafedry i bol'nitsy]. Moscow; 2002: 45—9.
5. Voropaeva E.A., Afanasiev S.S., Aleshkin V.A. Place ofmicrobiotopes and vaginal immunoglobulins in the diagnosis and evaluation of the effectiveness of treatment of a ureaplasmosis women. [Mesto mikrobiotopov i immunoglobulinov vlagalishcha v diagnostike i otsenke effektivnosti lecheniya ureaplazmoza u zhenshchin]. MNIIEM them G.N. Gabrichevskogo. 2005; 14.
6. Makarov O.V., Savchenko T.N., Sumedi T.N., Dobrokhotova Yu.E., Himmelfarb E.I. Change of parameters of immunity at the local level in women with miscarriage of infectious Genesis. [Izmenenie pokazateley immuniteta na lokal'nom urovne u zhenshchin s nevynashivaniem beremennosti infektsionnogo geneza]. MNIIEM them G.N. Gabrichevskogo. Moscow; 2003:117—9.
7. Makarov O.V., Savchenko T.N., Sikov K.A., Aleshkin V.A., Dobrokhotova Yu. E., Panarina R.L. Indicators local immunotherapy inflammatory diseases of the pelvic organs. [Pokazateli mestnogo immunitetapri vospalitel'nykh zabolevaniyakh organov malogo taza]. MNIIEM them G.N. Gabrichevskogo. Moscow; 2003: 126—30.
8. Medical Microbiology [Meditsinskaya mikrobiologiya] / Ed. edited by V.I. Pokrovsky, O.K. Pozdeev. Moscow; 1998.
9. Dobrokhotova J.E., Zatikyan N.G. Microbiocenosis of the vagina. Aspects of hormonal regulation. Educational-methodical manual. [Mikrobiotsenoz vlagalishcha. Aspekty gormonal'noy regulyatsii. Uchebno-metodicheskoe posobie]. Moscow: RMGU; 2007.
10. Serov V.N. et al. Herpes infection in obstetrics. [Gerpeticheskaya infektsiya v akusherstve]. Moscow: Raduga; 2001.
11. Makatsariya A.D., Dolgushina N.V. Herpetic infection. [Gerpeticheskaya infektsiya]. Moscow: Triada-X; 2004.
12. Isakov V.A. et al. Human herpesvirus infections. [Gerpesvirusnye infektsii cheloveka]. SPb.: SpetsLit; 2013.
Поступила 20.06.16 Принята в печать 03.11.16
ВАКЦИНОЛОГИЯ
© КОЛЛЕКТИВ АВТОРОВ, 2017 УДК 615.371:579.842.23].012.6
Фирстова В.В.1, Караулов А.В.2, Дятлов И.А.1
СОВРЕМЕННЫЕ НАПРАВЛЕНИЯ РАЗРАБОТОК ПРОТИВОЧУМНЫХ ВАКЦИН
1ФБУН «ГНЦ прикладной микробиологии и биотехнологии» Роспотребнадзора, 142279, Оболенск, Россия; 2ФГБОУ ВО «Первый МГМУ им. И.М. Сеченова» Минздрава России, 119991, Москва, Россия
Представлены достижения в области разработок рекомбинантных, в том числе векторных (бактериальных и вирусных), конъюгированных, липосомальных, ДНК- и растительных противочумных вакцин. Оценена способность рассмотренных вакцин индуцировать иммунный ответ. Рассмотрены способы повышения иммуногенности и про-тективных свойств вакцин.
Ключевые слова: чумные вакцины; аттенуированные; рекомбинантные; векторные; химические; микрокапсу-
лированные; конъюгированные; растительные; ДНК-вакцины; адъюванты. Для цитирования: Фирстова В.В., Караулов А.В., Дятлов И.А. Современные направления разработок противочумных вакцин. Иммунология. 2017; 38(1): 100-107. DOI: 10.18821/0206-4952-2017-38-2-100-107
Firstova V.V.1, Karaulov A.V.2, Dyatlov I.A.1
MODERN AREA OF ANTIPILAGUE VACCINE DEVELOPMENTS
TSIS State Research Center of Applied Microbiology and Biotechnology, Rospotrebnadzor, 142279, Obolensk, Russia; 2Sechenov First Moscow State Medical University, Russian Health Ministry, 119991 Moscow, Russia
Achievements in designing recombinant, vector (bacterial and viral), conjugated, liposomal, DNA- and plant antiplague vaccines have been analyzed. The ability of the vaccines to induce an immune response has been evaluated. Procedures to improve their immunogenicity and protective properties have been considered.
Keywords: plague vaccines; attenuated; recombinant; vector; chemical; microencapsulated; conjugated; vegetable; DNA vaccine; adjuvants.
Для корреспонденции: Фирстова Виктория Валерьевна. E-mail: firstova@obolensk.org
original article
For citation: Firstova V.V., Karaulov A.V., Dyatlov I.A. Modern Area of Antiplague Vaccine Developments. Immunologiya. 2017; 38(2): 100-107. DOI: 10.18821/0206-4952-2017-38-1-100-107
For correspondence: Firstova Viktoriya Valer'evna. E-mail: firstova@obolensk.org
conflict of interest. The autors declare no conflict of interest. Acknowledgments. Works is performed under NIR 056 «the Search for specific cellular markers, reflecting the tensionof immunity against dangerious infections».
Received 06.10.16 Accepted 03.11.16
Первые эффективные препараты, предохраняющие от заражения чумой, были представлены убитыми (инактивиро-ванными) вакцинами, которые до середины 30-х годов XX века представляли основное средство вакцинопрофилактики чумы. До 1999 г. в США использовали инактивированную формальдегидом цельноклеточную вакцину (ДОР) для вакцинации военных и сотрудников лабораторий, работающих с бактериями чумы. Вакцина Ц^Р содержала убитые бактерии У. pestis 195Р, выращенные при 37°С. К преимуществам этого вакцинного препарата относили стандартность и стабильность при хранении. В настоящее время вакцина снята с производства в связи с: 1) коротким поствакцинальным иммунитетом; 2) значительным разбросом для людей показателя индивидуальной протективной активности препарата; 3) отсутствием защиты против аэрозольного пути заражения чумой; 4) наличием побочных эффектов [1].
Аттенуированные вакцины. Первой живой вакциной, успешно примененной для массовой вакцинации против чумы, стала Tjiwidej — вакцина, которую использовали на о. Ява (Индонезия) в 1934 г. В штамме Tjiwidej отсутствовала плазмида pCD1, кодирующая антиген LcrУ, в результате чего эта вакцина индуцировала протективный иммунитет против бубонной чумы и частично против легочной только на короткий срок [2]. Затем был предложен ряд других аттенуированных штаммов в качестве вакцинных для профилактики чумы: вакцина М23, бескапсульный вариант, дефицитный по локусу pgm [3]; вакцина МР-40, использование которой в 1940 г. увеличило выздоровление больных до 40% [4]; препарат, полученный из мутантного штамма У. pestis S-формы, вакцина АМР [4]; аттенуированные штаммы У. pestis 1, 17; У. pestis М-11-40 [5, 6] и ряд др. Аттенуиро-ванные штаммы характеризовались различной иммуноген-ностью и реактогенностью. Наиболее удачным штаммом в качестве вакцинного препарата оказались аттенуированные бактерии У. pestis ЕУ76. Аббревиатуру ЕУ добавили в память о погибшей от чумы девочке, инициалы которой ЕУ и у которой была выделена культура, а 76 — обозначало 76 пассажей на плотных питательных средах вирулентного штамма для его аттенуации [7]. В России штамм сохранили в лиофилизированном виде в НИИ эпидемиологии и гигиены (НИИЭГ, Киров). В связи с этим вакцинный штамм получил название У. pestis ЕУ НИИЭГ. С 1941 г. его использовали для разработки технологии и производства сухой живой вакцины [8]. Вакцина оказалась безвредной и высоко иммуногенной [9].
Несомненным достоинством вакцинного штамма У. pestis ЕУ стала его способность вызывать формирование антибактериального и антитоксического иммунитета. После однократной иммунизации уже на 7-й день формируется противочумный иммунитет, который сохраняется на протяжении 10—12 мес и защищает от заболевания бубонной, а в некоторых случаях и легочной чумой. После вакцинации синтезируются специфические IgG антитела преимущественно 1 и 2а подклассов (IgG1 и IgG2a), что свидетельствует о формировании клеточного и гуморального противочумного иммунитета [10].
Тем не менее производство и применение живой чумной вакцины в качестве средства для специфической профилактики чумы в мире ограничено. Препарат зарегистрирован
в России, Республике Казахстан, Китае, ряде стран Юго-Восточной Азии. Для профилактики чумы в мире используют 4 лицензированных вакцины: чумную живую сухую вакцину (Россия, Казахстан), чумную живую таблетированную (Россия), чумную живую из аттенуированного штамма Харбин (Индонезия) и жидкую инактивированную 1.Р. (Индия) [11].
Применение живой чумной вакцины ограничено в связи с рядом недостатков. Один из них — возможность утраты имму-ногенности. Несмотря на то что стабилизации вакцины ЕУ удалось добиться, опасность утраты иммуногенности все-таки сохраняется [12]. Второй недостаток — высокая реактогенность, так как иммунитет, возникающий при использовании живых вакцин, по крайней мере в начальном периоде, не является стерильным. Добиться сбалансированности между нужной степенью аттенуации и сохранением остаточной вирулентности, которая и обеспечивает формирование иммунитета, очень сложно. Реактогенность живой чумной вакцины проявляется в развитии общих (повышение температуры, головная боль, слабость и пр.) и местных (отечность, инфильтраты, гиперемия, регионарные лимфадениты) реакций в течение 1—2 сут после вакцинации. Прививка живой чумной вакциной уменьшает активность лизо-цима и комплемента, изменяет спектр белков сыворотки крови, что снижает естественную резистентность организма. Увеличение кратности вакцинации может вызвать развитие белковой дистрофии печени, гиперплазию внутренних органов. В редких случаях отмечают развитие симптомов анафилактической реакций, в том числе шока [6].
Живая чумная вакцина практически не защищает от аэрозольного заражения чумой. Длительность поствакцинального иммунитета невелика (не более года), и для его поддержания необходима ревакцинация. Недостаток живых вакцин — вероятность реверсии вирулентности вакцинного штамма. Однако генетические исследования показали невозможность реверсии штамма У. pestis ЕУ линии НИИЭГ к вирулентности [13]. Аттенуация вирулентного штамма У. pestis обусловлена потерей 102-кЬ р§т локуса, содержащего оперон сиде-рофора — йерсиниабактина [14, 15]. В связи с делецией pgm области, включая остров высокой патогенности НР1, наличие которой обязательно для проявления вирулентности возбудителем чумы [16], реверсия вирулентности бактерий живой чумной вакцины на основе У. pestis ЕУ невозможна. Тем не менее экспериментальные данные показывают, что вакцинный штамм ЕУ может вызывать развитие заболевания у некоторых нечеловекообразных приматов [17], что подчеркивает необходимость совершенствования чумной вакцины.
Живые рекомбинантные вакцины. С развитием современных методов стало возможным получать целенаправленно генетически модифицированные штаммы, снижая вирулентность, но при этом сохраняя иммуногенность. Для конструирования вакцинных штаммов в качестве базового используют либо вирулентные, либо аттенуированные, дефицитные по pgm локусу вакцинные штаммы У. pestis [18]. Методики направлены на получение штаммов с мутацией (например, делецией) в генах, кодирующих биосинтез факторов патогенности, придание микробным клеткам ауксотроф-ности по некоторым метаболитам, включение в геном клеток генетических детерминант протективных антигенов других видов микроорганизмов.
оригинальные статьи
В большинстве экспериментов, связанных с анализом штаммов Y. pestis, с делетированными генами pcm [19], lpxM [20], nlpD [21, 22], crp [23], guaBA [24], было показано, что утрата вирулентности сочеталась с высокой иммуногенно-стью, превышающей в ряде случаев иммуногенность Y. pestis EV. Например, мутация в локусе pcm хромосомы привела к глубокой аттенуации Y. pestis и обеспечила выраженную защиту мышей от бубонной чумы по сравнению с Y. pestis EV [19]. YopH-мутантный штамм Y. pestis CO92 индуцировал выраженную невосприимчивость мышей к бубонной и первичной легочной чуме [25]. Предполагалось, что инактивация гена dam и lpxM у бактерий Y. pestis позволит получить еще один штамм в качестве кандидата в вакцинные, однако после мутации штамм сохранил вирулентность [20, 26]. Перспективным оказался штамм Y. pestis Kimberley 53 AnlpD, делети-рованный по липопротеину NlpD, что привело к снижению вирулентности и увеличению иммуногенности [21].
Второй подход к получению рекомбинантных вакцинных штаммов связан с введением в геном стабильно экс-прессирующихся генов авирулентности. Патогенность Y. pestis проявляется в способности некоторое время размножаться в макроорганизме, оставаясь нераспознанной иммунной системой хозяина. В частности, липид A бактерии имеет измененную структуру — тетраацилированную, что не позволяет распознать его рецепторам врожденного иммунитета TLR4 и начать синтез ряда провоспалительных ци-токинов для запуска иммунных реакций. Изменение структуры липида A в гексаацилированную, которую способны распознать TLR4-рецепторы, происходит под влиянием температуры и регулируется геном lpxP, который экспрес-сируется только при 28°C. В 2006 г. был получен штамм Y. pestis %10030(pCD1Ap), синтезирующий гексаацилирован-ную форму липида A при 37°C за счет встроенного гена lpxL из E. coli, который экспрессировался конституционно [18]. Этот штамм рассматривают в качестве перспективного вакцинного препарата.
Замена белка YopJ в геноме Y. pestis на белок YopP Y. enterocolitica привела к образованию клеток чумного микроба цитотоксичных в отношении макрофагов [27], что предотвратило активное нераспознаваемое иммунной системой размножение Y. pestis. Появление цитотоксичности Y. pestis Kim53AJ + P в отношении макрофагов обусловлено тем, что в отличие слабой транслокации YopJ белка Y. pestis в эукариотические клетки YopP белок Y. enterocolitica характеризуется высокой.
Рекомбинантные вакцины безопасны и достаточно эффективны, но ущербны по своему антигенному составу. Поэтому наиболее эффективными, по всей видимости, будут препараты, содержащие максимум протективных антигенов и ко-стимуляторы иммунного ответа.
Рекомбинантные векторные вакцины. Векторные вакцины относят к рекомбинантным вакцинам, которые также получают генно-инженерными методами. В качестве векторов используют живые аттенуированные вирусы, бактерии, дрожжи или эукариотические клетки, в которые встраивают ген, кодирующий образование протективного антигена возбудителя, против которого будет направлена вакцина.
Бактериальные векторные вакцины. В качестве носителя бактериального вектора используют БЦЖ, Vibrio cholera, Salmonella typhimurium, Escherichia coli. Преимущество бактериальных векторных вакцин перед вирусными заключается в возможности контролировать их с помощью антибиотиков. Чаще всего для разработки рекомбинантных чумных вакцин в качестве реципиента используют аттенуированные варианты штамма Salmonella typhimurium. Поскольку наиболее иммуногенными антигенами Y. pestis служат F1- и V-антигены, большинство экспериментов связаны со встраиванием плазмиды с генами, кодирующими биосинтез F1- и/ или V-антигенов. На модели мышей показана эффективность оральной иммунизации культурами рекомбинантных штам-
мов S. typhimurium, продуцирующих F1-антиген, V-антиген или оба антигена сразу [28, 29, 30].
К иммуногенным антигенам Y. pestis относят также и Psa-антиген, который способен активировать синтез антител в макроорганизме и клеточные реакции. Psa был экспрес-сирован в бактерии Salmonella, в результате получен штамм %9558(pYA3705). Полученным препаратом BALB/c мышей иммунизировали внутрижелудочно дважды. В результате на 28-й день после 2-й иммунизации у мышей были выявлены высокие титры антител к Psa-антигену. Однако только 25% животных выживали после интраназального заражения чумой [31].
Поливалентная вакцина, содержащая LcrV196, пести-цин (Psn, кодируемый плазмидой pYA5383) и F1-антиген, сконструированная на основе вектора модифицированного вакцинного штамма S. typhimurium (RASV), индуцировала напряженный иммунитет у мышей, полностью защищавший от интраназального или подкожного заражения вирулентным штаммом Y. pestis CO92 [32].
Y. pseudotuberculosis — генетический предшественник Y. pestis. Генетическая идентичность бактерий составляет 95%. Плазмида pCad является общей для Y. pestis и Y. pseudotuberculosis и содержит комплекс генов системы секреции 3-го типа. Оба вида вызывают инфекционные заболевания у людей, но патогенность Y. pseudotuberculosis значительно ниже по сравнению с Y. pestis. Генетический аппарат Y. pseudotuberculosis более стабилен по сравнению с Y. pestis, так как практически не содержит IS-элементов [33]. Поэтому Y. pseudotuberculosis также используют в качестве вектора вакцинного препарата.
Для конструирования вакцинного препарата использован авирулентный и генетически идентифицированный штамм Y. pseudotuberculosis, в котором отсутствуют гены, кодирующие факторы вирулентности (остров высокой патогенности, YopK- и pH6 (^аА)-антиген) [34]. Для усиления иммуно-генности в хромосому штамма Y. pseudotuberculosis V674 был встроен caf-оперон, кодирующий синтез F1. Препарат Y. pseudotuberculosis 674 характеризовался протективной активностью против чумы, но нестабильно продуцировал F1-антиген [35]. Дальнейшая генетическая модификация позволила получить штамм, стабильно синтезирующий F1-антиген — Y. pseudotuberculosis VTnF1, который использовали в качестве вакцинного для формирования противочумного иммунитета. Внутрижелудочная иммунизация мышей приводила к формированию ярко выраженного гуморального и клеточного иммунитета, о чем свидетельствовали высокие уровни антител к F1 -антигену в сыворотке крови животных и активный синтез ИФН-у, IL-17, IL-10 в ответ на рестимуляцию лимфоцитов in vitro. Иммунизированные Y. pseudotuberculosis VTnF1 мыши были полностью защищены от подкожного или интраназаль-ного заражения чумой. Через 6 мес после иммунизации 93% животных были защищены от подкожного заражения чумой и 50% — от интраназального [35].
Вирусные векторные вакцины. В качестве векторов используют вирусы осповакцины, бакуловирусы, аттенуиро-ванные аденовирусы. Преимущество использования вирусов в качестве вектора — более длительная персистенция вирусов в организме по сравнению с бактериями. Сохранение инфек-ционности векторной вакцины на протяжении длительного времени делает перспективным их использование для профилактики чумы среди грызунов в эпизоотических очагах. О перспективности использования вирусов в качестве векторов для создания чумных вакцин свидетельствует то, что латентная инфекция цитомегаловируса или гаммагерпесвируса 68 у мышей характеризуется повышенной устойчивостью животных к заражению Y. pestis. Это обусловлено повышенным содержанием ИФН-у и системной активацией макрофагов, но не наличием антиген-специфического иммунитета [36].
На основе иммуногенных антигенов Y. pestis F1- и V- или
митного белка F1-V- были сконструированы экспериментальные векторные вирусные вакцины для перорального применения. В качестве вектора использовали штамм vRB12 рекомбинантной вирусной вакцины. Иммунизация мышей штаммом vRB12 с встроенным слитным белком F1-V- обеспечивала на протяжении 45 нед 100% защиту C57/BL6 мышей от аэрозольного заражения штаммом Y. pestis KIM/D27 в летальной дозе [37].
Создание векторной вакцины на основе поксвируса модифицированной вакцины Ankara с использованием одного из антигенов чумного микроба (F1- или V-) обеспечивало частичную защиту мышей от аэрозольного или интраперитоне-ального заражения чумой [38].
В качестве вектора носителя использовали аденовирусы, в которые встраивали антитела к LcrV, содержащие легкую и тяжелую цепь [39]. Мышей линии C57/BL6 иммунизировали внутривенно препаратом Аденовирус-анти-LcrV-антитела. На протяжении 12 нед у животных выявляли высокие титры антител к LcrV. 80% иммунизированных мышей выживали после интраназального заражения вирулентным штаммом Y. pestis CO92 в дозе 2 • 104 КОЕ/мышь. По всей видимости, препарат такого рода может быть перспективен для экстренного лечения легочной чумы, так как уже на 3-и сутки после вакцинации в сыворотке крови стремительно увеличивается количество антител к LcrV-антигену.
В качестве вектора-носителя использовали также вирус везикулярного стоматита (VSV), в который встраивали антиген LcrV для получения вакцинного препарата против возбудителя чумной инфекции (VSV-LcrV). Вакцинация мышей линии BALB/с препаратом VSV-LcrV приводила к ярко выраженному синтезу специфических антител преимущественно IgG2a подкласса. 90% иммунизированных VSV-LcrV препаратом животных были защищены от интраназального заражения Y. pestis CO92 в дозе 10 КОЕ/мышь (10 LD50) [40].
Таким образом, конструирование чумных векторных вакцин — перспективное направление. Проблемы векторных вакцин в настоящее время заключаются в нестабильности трансфекции генного материала, токсичности чужеродного для бактерий антигена, малом количестве экспрессированно-го гена [10]. Сложность конструирования данного вида вакцин в том, что рекомбинантный продукт не всегда имеет ту же структуру, что и нативный антиген. В результате иммуно-генность препарата снижается. В перспективе предполагается использовать векторы, в которые будут встроены не только гены, контролирующие синтез протективных антигенов, но и гены, кодирующие синтез медиаторов иммунного ответа.
Химические вакцины. Наиболее активно разрабатываемым направлением средств специфической профилактики чумы в последнее десятилетие стало конструирование химической вакцины. Многолетний опыт разработки и применения химических противочумных вакцин свидетельствует об их безопасности и относительно высокой протективной активности, достаточной для ревакцинации людей, изначально иммунизированных живой чумной вакциной.
В качестве основного иммуногенного компонента разрабатываемых химических вакцин рассматривают F1- и LcrV-антигены. F1- и LcrV-антигены активируют дендритные клетки, что способствует формированию клеточного иммунитета, играющего важную роль в формировании противочумного иммунитета [41]. Выявлены и другие антигены Y. pestis, которые в той или иной мере признают протективны-ми. В частности, по выживаемости или срокам гибели для V-, Yop-D-, Ypk-A-, Ysc-F-, Yad-C-, Орр-А-антигенов показана частичная защита мышей от чумы [42].
Препарат, сконструированный на основе F1- и LcrV-антигенов, защищал мелких лабораторных животных от заражения чумой наиболее распространенными путями: аэрозольным, интраназальным, подкожным — и характеризовался напряженным противочумным иммунитетом [43]. Протектив-
original article
ный специфический иммунитет обеспечивался в первую очередь антителами, преимущественно IgG1, против F1- и LcrV-антигенов Y. pestis. В качестве кандидатов в состав вакцин рассматривают также Yop-антигены и флагеллин Y. pestis.
На основе F1- и основного соматического антигена (ОСА) в качестве ревакцинирующего предложен высокоиммуноген-ный препарат, характеризующийся меньшей реактогенностью по сравнению с живой чумной вакциной. Выраженные ре-вакцинирующие свойства комплексного препарата F1 + ОСА были показаны для морских свинок [44] и обезьян павианов гамадрилов, грундиммунизированных живой вакциной [45].
В качестве потенциального кандидата при конструировании вакцинного препарата против чумы можно рассматривать YscF-антиген Y. pestis. В работе 3-го типа системы принимают участие так называемые белки поверхностной мембраны (Yersinia Outer Proteins,Yops), которые способствуют проникновению в эукариотическую клетку хозяина вирулентных факторов бактерии. Бактериальные белки поступают в эукариотическую клетку через инжектосому, которая состоит из полимеризованного секреторного компонента F Yersinia (Yersinia secretory component F, YscF). Иммунизация мышей YscF-антигеном защищает животных от последующего заражения чумой [46].
Для улучшения свойств, имеющихся у исходных макромолекул, а также создания белков с новыми свойствами конструируют слитные белки. Слитные белки (fusion protein), или гибридные, химерные белки — это белки, полипептидная цепь которых представляет собой смесь аминокислотных последовательностей из двух или более различных белков. Гибридный белок образуется при слиянии двух или более генов, которые изначально кодировали отдельные белки. При трансляции гибридного гена образуется единый полипептид со свойствами, полученными от каждого из оригинальных белков.
Наиболее используемый слитный белок для создания противочумных вакцин F1—LcrV-слитный белок. Сконструированный на основе F1—LcrV-слитного белка, содержащий гидроксид алюминия препарат защищал мышей от подкожного заражения вирулентными штаммами (в том числе, бес-капсульными) Y. pestis [47].
Эффективность субъединичной вакцины на основе F1— LcrV-слитного белка Y. pestis была показана на приматах [41]. На африканских макаках выявлено, что иммунизация препаратом на основе F1—LcrV-слитного белка способствует формированию частичного иммунитета и что уровень антител не коррелирует с защитой животных от инфекции. Это свидетельствует о важной роли клеточного звена в формировании противочумного иммунитета [48]. F1- и LcrV-антигены характеризуются слабой способностью активировать клеточное звено иммунитета. Поэтому для получения эффективной вакцины необходимо включение в состав препарата адъю-вантов или дополнительных антигенов, стимулирующих клеточные иммунные реакции.
Добавление к слитному белку 3-го компонента—HSP70(II) белка Mycobacterium tuberculosis—способствовало значительному усилению клеточного и гуморального поствакцинального иммунного ответа (увеличение титров специфических антител подклассов IgG1, IgG2b, IgG3 и синтеза цитокинов: IL-2, ИФН-у, ФНО-а) по сравнению с данными, полученными в группе мышей, вакцинированных препаратом на основе F1—LcrV-слитного белка. Все животные были защищены от интрадермального заражения чумой [49].
Для активации клеточного звена иммунитета может быть перспективным добавление флагеллина в состав вакцинного препарата на основе F1—LcrV-слитного белка. Флагел-лин — бактериальный белок, который образует филаменты бактериальных жгутиков и является лигандом для рецептора врожденной иммунной системы TLR5. Флагеллин может выступать в качестве высокоэффективного адъюванта для стимуляции, в том числе мукозального иммунитета, что важно
оригинальные статьи
для разработки чумных вакцин против аэрозольного заражения. Иммунизация мышей или африканских зеленых макак препаратом на основе флагеллин-Р1—^ЬсгУ-слитного белка способствовала формированию выраженного иммунитета (появление специфических IgG, а sIgA только при интрана-зальной вакцинации), полностью защищающего животных от интраназального заражения чумой [50]. Таким образом, использование слитных белков позволяет получать эффективные вакцинные препараты и служит перспективным направлением в конструировании вакцин.
Усиления иммуногенности вакцинного препарата можно добиться за счет включения отдельных эпитопов антигенов для паратопов Т- и В-лимфоцитов, регулируя соотношение гуморального и клеточного иммунитета. Конъюгация пептидного эпитопа с белком-носителем способствует усилению выработки антител. Увеличению эффективности препарата способствует использование микрокапсул, защищающих препарат от быстрой деградации, а также адъювантов, активирующих иммунный ответ.
Благодаря генетическим исследованиям выявлены эпи-топы F1-, LcrУ-, YscF-антигенов, которые, связываясь с Т- и В-лимфоцитами, активируют их, что способствует активному развитию мукозального, клеточного и гуморального иммунного ответа [51, 52, 53].
Внутрибрюшинная иммунизация препаратом на основе YscF- У. pestis, содержащим эпитопы к В- и Т-лимфоцитам, с адъювантом Фрейнда, индуцировала у мышей ТЫ и №2 направленный иммунный ответ [54]. Иммунизация мышей препаратом, содержащим пептиды F1- У. pestis, комплементарных В- и Т-клеточным рецепторам, помещенных в микросферы, и в качестве адъюванта CpG олигодеоксину-клеотид (CpG-ODN), способствовала усилению ТЫ-, оплеточного иммунного ответа [54]. Интраназальная иммунизация мышей инкапсулированным препаратом, состоящим из пептидов У-антигена У. pestis, несущих 6 эпитопов, и CpG ODN в качестве адъюванта, приводила к формированию гуморального и мукозального противочумного иммунитета, сохраняющегося на протяжении 120 дней [55].
Формирование иммунного ответа к возбудителю чумы связано с синтезом разнообразных антител, направленных ко множеству эпитопов. Современная задача при разработке вакцин правильно выбрать эпитопы У. pestis, которые обеспечивают синтез протективных антител и активацию клеточного звена иммунитета.
Микрокапсулированные вакцины представляют собой инкапсулированные в биодеградируемые микросферы антигены и антигенные эпитопы, что позволяет доставить их к иммунокомпетентным клеткам и исключить возможность изменения их структуры под действием ферментов. К микрокапсулированным вакцинам можно отнести липосо-мальные, хотя ряд ученых выделяют их в отдельную группу. Липосомальные вакцины состоят из антигена/антигенов и липофильного носителя. Липосомы представляют собой микроскопические пузырьки от 0,01 до 150 мкм с двухслойной мембраной, состоящие из фосфолипидов, обеспечивающих транспортирование антигенов к антигенпре-зентирующим клеткам. Липосомы могут быть заряжены отрицательно (анионные) или положительно (катионные). Благодаря сходству с клеточными мембранами липосомы нетоксичны, заключенное в них вещество защищено от разбавления и деградации в крови. Антигены, включенные в состав поверхностной мембраны липосом, приобретают свойства адъюванта — потенцируют иммунный ответ на включенный в них бактериальный, вирусный или паразитарный антиген.
Подкожная или оральная иммунизация мышей препаратом, состоящим из катионно-липосомально-ядерного кислотного комплекса и F1-антигена чумного микроба, приводила к формированию выраженного противочумного иммунитета,
что проявлялось в появлении большого количества антител в сыворотке крови вакцинированных мышей и активации CD4+ и CD8+ Т-лимфоцитов. Животные были защищены от подкожного или аэрозольного заражения чумой на протяжении 18 мес после вакцинации [56].
Внутрибрюшинная иммунизация препаратом, представляющим собой F1-антиген, заключенный в полилактид-ко-гликолид (PLG) микрокапсулы, защищала мышей от подкожного заражения. Выявление ^А свидетельствовало о способности препарата индуцировать формирование мукозального иммунитета [57].
Преимущество микросфер — возможность распадаться и освобождать антиген в заданное время [58]. При оральном, интраназальном или интравагинальном путях введения микрокапсулированных вакцин развивается не только гуморальный, но и местный иммунитет, обусловленный продукцией IgA-антител.
ДНК-вакцины. Это новое поколение вакцин, еще не внедренных в практику здравоохранения для профилактики инфекционных заболеваний. Данные препараты конструируют из плазмидных ДНК, кодирующих протективные антигены возбудителей инфекционных заболеваний, против которых создают вакцину. В состав ДНК-вакцины входят часть векторной молекулы ДНК с участком инициации репликации в бактериальной клетке; интронная последовательность, которая стимулирует транскрипцию гена в эукариотических клетках; линкер, содержащий сайты рестрикции для встраивания чужеродной информации; сигнал полиаденилиро-вания; сильный промотор и встроенный ген, кодирующий целевой белок. В качестве средств доставки ДНК-вакцин в ткани эукариот выступают плазмидные векторы или вирусные геномы.
Рядом ученых были предприняты попытки создать чумные ДНК-вакцины на основе рекомбинантных плазмид, детерминирующих биосинтез F1- [59, 60] или LcrV- антигена У. pestis [61]. Выраженной защиты от подкожного заражения в дозе около 50 LD50 удалось достичь у мышей благодаря иммунизации ДНК-вакциной на основе рекомбинантной плаз-миды, детерминирующих биосинтез F1-антигена У. pestis без сигнального пептида. Немодифицированная структура &а-оперона индуцировала менее выраженный иммунный ответ, что, вероятно, связано с быстрой элиминацией F1-антиегна из эукариотической клетки [60].
Для усиления протективности ДНК-вакцины предпринимали попытки добавить участки ДНК, кодирующие другие белки. Так, например, ДНК-вакцина, содержащая модифицированный ген 1сгУ и сигнальную последовательность человеческого тканевого активатора плазминогена (РА), индуцировала формирование ярко выраженного иммунитета у мышей линии ВАЬВ/с с преимущественным синтезом специфических IgG2a, косвенно свидетельствующих о преимущественной активации клеточного звена иммунитета. Данная вакцина защищала мышей от интраназального заражения У. pestis в летальной дозе. Дальнейшие исследования показали, что вакцинация способствует формированию большого количества высокоспецифических антител, длительно сохраняющихся в организме [61, 62]. ДНК-вакцина, индуцирующая экспрессию нативного LcrV-антигена, характеризовалась меньшей протективностью и иммуногенностью [60].
Одна из актуальных проблем — разработка вакцинного препарата, защищающего от аэрогенного заражения чумой. ГЬ-12 играет центральную роль в запуске и регуляции клеточного иммунного ответа, стимулируя синтез ИФН-у Т-хелперами и натуральными киллерами. Были сконструированы препараты, содержащие плазмиду, кодирующую синтез ^-12 и LcrV-антигена или F1-LcrV-слитного белка. После иммунизации мышей ДНК-вакциной, кодирующей синтез F1-LcrV-слитного белка, менее 20% мышей выживали после аэрозольного заражения чумой. Добавление в ДНК-вакцину
участка ДНК, кодирующего синтез IL-12, приводило к получению препарата, характеризующегося более высокой про-тективностью: иммунизированные этим препаратом мыши выживали в 50% случаев после аэрозольного заражения чумой [64].
Конструирование чумных ДНК-вакцин перспективно. ДНК-вакцины могут быть получены в большом количестве, они стабильны при хранении, возможна разработка многокомпонентных вакцин, содержащих несколько плазмид, кодирующих разные антигены, цитокины или другие биологически активные вещества, способствующие усилению эффективности вакцинации.
Конъюгированные вакцины. Конъюгированная вакцина предполагает ковалентное связывание слабоиммуногенно-го антигена с высокоиммуногенным, что способствует усилению иммунного ответа на слабоиммуногенный антиген. Добавление высокоиммуногенного антигена обеспечивает замещение функции хелперных T-клеток, значительно повышая иммунный ответ на антигены в «обход» T-клеточного и Ir-генного контроля иммуногенеза.
Предполагают, что перспективным компонентом при конструировании конъюгированной вакцины против чумы станет ß-(1^6)-поли-N-ацетил-D-глюкозамин (PNAG). PNAG — поверхностный полисахарид, который синтезируется многими бактериями, в том числе Y. pestis. В ряде экспериментов показано, что антитела к PNAG, конъюгированного со специфическим белком, способствуют опсонизации и кил-лингу бактерий, защищая мышей от инфекций, вызываемых бактериями S. aureus [65, 66] и E. coli [67].
Растительные вакцины. Революционным направлением современной вакцинологии стала разработка вакцин на основе трансгенных растений, которая впервые была предложена в 90-е годы XX века Гены, кодирующие синтез F1-, LcrV-антигенов или Fl-LcrV-слитного белка, успешно были экс-прессированы в листья Nicotiana benthamiana [68, 69], листья салата [70]. Синтезированные в растениях антигены сохраняли свою иммуногенность и протективную активность, что было показано на модели морских свинок и мышах. Однако количество синтезируемых таким образом антигенов невелико (< 1% общего белка, содержащегося в листьях растений). Использование векторной системы (magnICON system, Icon Genetics) позволило увеличить выход антигенов, но незначительно — до 2% общего белка, содержащегося в листьях растений [69]. Достоинство препаратов на основе трансгенных растений — значительное снижение себестоимости получения протективных антигенов Y. pestis.
Адъюванты. Использование адъювантов позволяет снизить дозу вакцины и усилить иммунный ответ. В качестве адъювантов при разработке чумных вакцин наиболее широко используют соединения алюминия. Введение гидроксила алюминия в вакцинный препарат способствует усилению в первую очередь гуморального иммунитета [71, 72]. Для активации клеточных механизмов в последнее время совместно с гидроксидом алюминия используют CpG ODN, относящийся к неметилированным олигонуклеотидам и SA-4-1BBL, представляющую собой — ко-стимулирующую молекулу, активирующую Thl-путь иммунного ответа. Добавление этих адъю-вантов способствует усилению клеточного иммунного ответа [27, 69, 73].
Заключение
Достижения в области биотехнологии, иммунологии, молекулярной биологии открыли разнообразные перспективы в разработке чумных вакцин нового поколения, характеризующихся усиленной иммуногенностью, сниженной реактогенностью и более длительным противочумным иммунитетом. Каждая из рассмотренных современных технологий получения чумных вакцинных препаратов имеет свои преимущества перед традиционно применяемой живой
original article
чумной вакциной и вызывает широкий интерес в научных и лечебно-профилактических сферах. Дальнейшие работы над совершенствованием препаратов позволят получить чумную вакцину, защищающую и от аэрозольного пути заражения, а также обеспечивающую длительный иммунитет.
Конфликт интересов. Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.
Финансирование. Работа выполнена в рамках НИР 056 «Поиск специфических клеточных маркеров, отражающих напряженность иммунитета против особо опасных инфекций».
литература
5. Дентовская С.В., Копылов П.Х., Иванов С.А., Агеев С.А., Аниси-мов А.П. Молекулярные основы вакцинопрофилактики чумы. Молекулярная генетика, микробиология и вирусология. 2013; 3: 3—12.
6. Бывалов А.А., Кутырев В.В. Современное состояние проблемы совершенствования средств вакцинопрофилактики чумы. ЖМЭИ. 2011; 2: 97—104.
8. Евстигнеев В.И., Абдуллин Т.Г. Вклад НИИ микробиологии МО РФ в становлении системы биологической защиты войск и населения России. В кн.: Диагностика, лечение и профилактика опасных инфекционных заболеваний. Биотехнология. Ветеринария. Киров, 1998; 3—10.
9. Коробкова Е.И. Живая противочумная вакцина. М.: Медгиз; 1956.
11. Бугоркова С.А., Девдариани З.Л., Щуковская Т.Н., Кутырев В.В. Исторические и современные представления о проблеме специфической профилактики чумы. Проблемы особо опасных инфекций. 2013; 3: 63—9.
12. Салтыкова Р.А., Файбич М.М. Опыт 30-летнего изучения стабильности свойств чумного вакцинного штамма ЕВ в СССР. ЖМЭИ. 1975; 6: 3—8.
13. Кутырев В.В., Ерошенко Г.А., Куклева Л.М., Шавина Н.Ю., Виноградова Н.А. Сравнительная генетическая характеристика вакцинного штаммма Yersinia pestis EV и его предполагаемых «вирулентных» производных. Журн. микробиол., эпидемиол. и иммунобиол. 2009; 3: 50—6.
22. Дентовская С.В., Иванов С.А., Копылов П.Х., Шайхутдинова Р.З., Платонов М.Е., Комбарова Т.И., Гапельченкова Т.В., Балахонов С.В., Анисимов А.П. Избирательная протективность ANLPD-мутантов Yersinia pestis. Acta Naturae (русскоязычная версия). 2015; 7. 1(24): 108—15.
44. Дальвадянц С.М., Дубровин М.Ю., Бывалов А.А. и др. Исследования по иммунизации против чумы. Сообщение 3. Ревакцини-рующие свойства живой чумной вакцины и препаратов чумных химических вакцин для павианов гамадрилов. Проблемы особо опасных инфекций. 2005; 89(1): 62—7.
45. Дальвадянц С.М., Пономарев Н.Г., Белобородов Р.А. Использование фракции I и основного соматического антигена для активации противочумного иммунитета у морских свинок. В кн.: Состояние и перспективы профилактики чумы: Тез. докл. Все-союзн. конф. Саратов, 1978; 158—9.
58. Мякинькова Л.Л. Биотехнология для медицины: вакцины нового поколения (обзор литературы). Инноватика и экспертиза. 2012; 8: 5—8.
references
1. Deng w., Burland V., Plunkett G. 3rd, Boutin A., Mayhew G.F., Liss P. et al. Genome sequence of Yersinia pestis KIM.J. Bacteriol. 2002; 184: 4601—11.
2. Otten L. Immunization against plague with vaccines. Ind. J. Med. Res. 1936; 24: 73—101.
3. Burrows T.W., Bacon G.A. The effects of loss of different virulence determinants on the virulence and immunogenicity of strains of Pas-teurellapestis. Br. J. Exp. Pathol. 1958; 39(3): 278—91.
4. Feodorova V.A., Motin V.L. Vaccines Against Bacterial Biothreat Pathogens, Chapter: 8. Plague vaccines. 2011; Research Signpost: 175—233.
5. Dentovskaya S.V., Kopylov P.Ch., Ivanov S.A., Ageev S.A., Anisimov A.P. Molecular basis of plague vaccine profilacsis. Molekulyarnaya genetika, mikrobiologiya i virusologiya. 2013; 3: 3—12. (in Russian)
оригинальные статьи
6. Byvalov A.A., Kutyrev V.V. Current state of plague vaccine prevention. ZHMEI. 2011; 2: 97-104. (in Russian)
7. Girard G. Immunity in plague infection. Results of 30 years of work with the Pasteurella pestis EV strain (Girard and Robic). Biol. Med. (Paris). 1963; 52: 631—731.
8. Evstigneev V.I., Abdullin T.G. The contribution of the scientific research Institute Microbiology MO RF in the establishment of the system of biological protection of troops and population of Russia. In: Diagnostics, treatment and prevention dangerous infectious zabol-evania. Biotechnology. Veterinary medicine. [Diagnostika, lechenie i profilaktika opasnykh infektsionnykh zabolevaniy. Biotekhnologiya. Veterinariya]. Kirov; 1998: 3—10. (in Russian)
9. Korobkova E.I. Live Antiplague vaccine. [Zhivaya protivochumnaya vaktsina]. Moscow: Medgiz; 1956; 206. (in Russian)
10. Qi Z., Zhou L., Zhang Q., Ren L., Dai R., Wu B. et al. Comparison of mouse, guinea pig and rabbit models for evaluation of plague subunit vaccine F1 + rV270. Vaccine. 2010; 28(6): 1655—60.
11. Bugorkova S.A., Devdariani Z.L., Shchukovskaya T.N., Kutyrev V.V. Historical and modern ideas of a problem of specific prophylaxis of plague. Problemy osobo opasnykh infektsiy. 2013; 3: 63—9. (in Russian)
12. Saltykova R.A., Faybich M.M. Experience of 30 years' studying of stability of properties of a plague vaccinal strain of EV in the USSR. ZhMEl. 1975; 6: 3—8. (in Russian)
13. Kutyrev V.V., Eroshenko G.A., Kukleva L.M., Shavina N.Yu., Vi-nogradova N.A. The comparative genetic characteristic of a vaccinal strain of Yersinia pestis EV and its assumed virulent derivatives. Zhurn. mikrobiol., epidemiol. i immunobiol. 2009; 3: 50—6. (in Russian)
14. Fetherston J.D., Schuetze P., Perry R.D. Loss of the pigmentation phenotype in Yersinia pestis is due to the spontaneous deletion of 102 kb of chromosomal DNA which is flankedbyarepetitiveelement. Mol. Microbiol. 1992; 6: 2693—704.
15. Fetherston J.D., Perry R.D. The pigmentation locus of Yersinia pestis KIM61 is flanked by an insertion sequence andincludes the structural genes for pesticin sensitivity and HMWP2. Mol. Microbiol. 1994; 13: 697—708.
16. Suna W., Curtiss R. Rational Considerations about Development of Live Attenuated Y. pestis Vaccines. Curr. Pharm. Biotechnol. 2014; 14(10): 878—86.
17. Meyer K.F., Smith G., Foster L., Brookman M., Sung M. Live, attenuated Yersinia pestis vaccine: virulent in nonhuman primates, harmless to guinea pigs. J. Infect. Dis. 1974; 129: S85—120.
18. Sun W., Roland K.L., Curtiss R. 3rd. Developing live vaccines against Yersinia pestis. J. Infect. Dev. Ctries. 2011; 5(9): 614—27.
19. Flashner Y., Mamroud E., Tidhar A., Ber R., Aftalion M., Gur D. et al. Generation of Yersinia pestis attenuated strains by signaturetagged mutagenesis in search of novel vaccine candidates. Infect. Immun. 2004; 72: 908—15.
20. Feodorova V.A., Pan'kina L.N., Savostina E.P., Sayapina L.V., Motin V.L., Dentovskaya S.V. et al. A Yersinia pestis lpxM-mutant live vaccine induces enhanced immunity against bubonic plague in mice and guinea pigs. Vaccine. 2007; 25: 7620—8.
21. Tidhar A., Flashner Y., Cohen S., Levi Y., Zauberman A., Gur D., Aftalion M., Elhanany E., Zvi A., Shafferman A., Mamroud E. The NlpD lipoprotein is a novel Yersinia pestis virulence factor essential for the development of plague. PLoS One. 2009; 4: e7023.
22. Dentovskaya S.V., Ivanov S.A., Kopylov P.Kh., Shaykhutdinova R.Z., Platonov M.E., Kombarova T.I., Gapel'chenkova T.V., Balak-honov S.V., Anisimov A.P. Selective protection ANLPD-mutant Yersinia pestis. Acta Naturae (Russian version). 2015; 7, 1(24): 108—15. (in Russian)
23. Sun W., Roland K.L., Kuang X., Branger C.G., Curtiss R III. Yersinia pestis with regulated delayed attenuation as a vaccine candidate to induce protective immunity against plague. lnfect. lmmun. 2010; 78: 1304—13.
24. Oyston P.C., Mellado-Sanchez G., Pasetti M.F., Nataro J.P., Titball R.W., Atkins H.S. A Yersinia pestis guaBA mutant is attenuated in virulence and provides protection against plague in a mouse model of infection. Microb. Pathog. 2010; 48: 191—5.
25. Bubeck S.S., Dube P.H. Yersinia pestis CO92 delta yopH is a potent live, attenuated plague vaccine. Clin. Vaccine lmmunol. 2007; 14(9): 1235—8.
26. Robinson V.L., Oyston P.C., Titball R.W. A dam mutant of Yersinia pestis is attenuated and induces protection against plague. FEMS Microbiol Lett. 2005; 252: 251—6.
27. Zauberman A., Tidhar A., Levy Y., Bar-Haim E., Halperin G., Flashner Y., Cohen S., Shafferman A., Mamroud E. Yersinia pestis endowed with increased cytotoxicity is avirulent in a bubonic plague model and induces rapid protection against pneumonic plague. PLoS One. 2009; 4(6): e5938.
28. Oyston P.C., Williamson E.D., Leary S.E., Eley S.M., Griffin K.F., Titball R.W. Immunization with live recombinant Salmonella typhimurium aroA producing F1 antigen protects against plague. Infect. Immun. 1995; 63: 563—8.
29. Leary S.E., Griffin K.F., Garmory H.S., Williamson E.D., Titball R.W. Expression of an F1/V fusion protein in attenuated Salmonella typhimurium and protection of mice against plague. Microb. Pathog. 1997; 23: 167—79.
30. Garmory H.S., Griffin K.F., Brown K.A., Titball R.W. Oral immunisation with live aroA attenuated Salmonella enterica serovar Ty-phimurium expressing the Yersinia pestis V antigen protects mice against plague. Vaccine. 2003; 21: 3051—7.
31. Torres-Escobar A., Juárez-Rodríguez M.D., Branger C.G., Curtiss R. 3rd. Evaluation of the humoral immune response in mice orally vaccinated with live recombinant attenuated Salmonella enterica delivering a secreted form of Yersinia pestis PsaA. Vaccine. 2010; 28(36): 5810—6.
32. Sanapala S., Rahav H., Patel H.. Sun W., Curtiss R. Multiple antigens of Yersinia pestis delivered by live recombinant attenuated Salmonella vaccine strains elicit protective immunity against plague. Vaccine. 2016; 34(21): 2410—6.
33. Zhou D., Han Y., Dai E., Song Y., Pei D., Zhai J., Du Z., Wang J., Guo Z., Yang R. Defining the genome content of live plague vaccines by use of whole-genome DNA microarray. Vaccine. 2004; 22: 3367—74.
34. Derbise A., Cerdá Marín A., Ave P., Blisnick T., Huerre M., Carniel E., Demeure C.E. An encapsulated Yersinia pseudotuberculosis is a highly efficient vaccine against pneumonic plague. PLoSNTD. 2012; 6(2): e1528.
35. Derbise A., Hanada Y., Khalifé M., Carniel E., Demeure C.E. Complete protection against pneumonic and bubonic plague after a single oral vaccination. PLoSNegl. Trop. Dis. 2015; 9(10): e0004162.
36. Boyer J.L., Sofer-Podesta C., Ang J., Hackett N.R., Chiuchiolo M.J., Senina S. et al. Protective immunity against a lethal respiratory Yersinia pestis challenge induced by V antigen or the F1 capsular antigen incorporated into adenovirus capsid. Hum. Gene Ther. 2010; 21: 891—901.
37. Bhattacharya D., Mecsas J., Hu L.T. Development of a vaccinia virus based reservoir-targeted vaccine against Yersinia pestis. Vaccine. 2010; 28: 7683—9.
38. Brewoo J.N., Powell T.D., Stinchcomb D.T., Osorio J.E. Efficacy and safety of a modified vaccine Ankara (MVA) vectored plague vaccine in mice. Vaccine. 2010; 28: 5891—9.
39. Sofer-Podesta C., Ang J., Hackett N.R., Senina S., Perlin D., Crystal R.G. et al. Adenovirus-mediated delivery of an anti-V antigen monoclonal antibody protects mice against a lethal Yersinia pestis challenge. Infect. Immun. 2009; 4: 1561—8.
40. Chattopadhyaya A., Park S., Delmas G., Suresh R., Senina S., Perlin D.S. et al. Single-dose, virus-vectored vaccine protection against Yersinia pestis challenge: CD4+ cells are required at the time of challenge for optimal protection. Vaccine. 2008; 26: 6329—37.
41. Williamson E.D., Flick-Smith H.C., Waters E., Miller J., Hodgson I., Le Butt C.S., Hill J. Immunogenicity of the rF1 + rV vaccine for plague with identification of potential immune correlates. Microb. Pathog. 2007; 42: 11—21.
42. Li B., Yang R. Interaction between Yersinia pestis and the host immune system. Infect. Immun. 2008; 76(5): 1804—11.
43. Quenee L.E., Schneewind O. Plague vaccines and the molecular basis of immunity against Yersinia pestis. Hum. Vaccin. 2009; 5: 817—23.
44. Dal'vadyants S.M., Dubrovin M.Yu., Byvalov A.A. i dr. Researches on immunization against plague. Report 3. Revaccine properties of a live plague vaccine and drugs of plague chemical vaccines for baboons of hamadryads. Problemy osobo opasnykh infektsiy. 2005; 89(1): 62—7. (in Russian)
45. Dal'vadyants S.M., Ponomarev N.G., Beloborodov R.A. Use of fraction
I and the main somatic antigen for activation of antiplague immunity at guinea pigs. In: State and prospects of prophylaxis of plague [Sostoyanie i perspektivyprofilaktiki chumy]. 1978; 158—9. (in Russian)
46. Matson J.S., Durick K.A., Bradley D.S., Nilles M.L. Immunization of mice with YscF provides protection from Yersinia pestis infections. BMC Microbiol. 2005; 5: 38.
47. Powell B.S., Andrews G.P., Enama J.T., Jendrek S., Bolt C., Wor-sham P. et al. Design and testing for a nontagged F1-V fusion protein as vaccine antigen against bubonic and pneumonic plague. Biotech-nol. Prog. 2005; 21(5): 1490—510.
48. Williamson E.D., Oyston P.C. Protecting against plague: towards a next-generation vaccine. Clin. Exp. Immunol. 2013; 172: 1—8.
49. Verma S.K., Batra L., Tuteja U. A Recombinant Trivalent Fusion Protein F1-LcrV-HSP70(II) Augments Humoral and Cellular Immune Responses and Imparts Full Protection against Yersinia pestis. FrontMicrobiol. 2016; 7: e.1053.
50. Mizel S.B., Graff A.H., Sriranganathan N., Ervin S., Lees C.J., Lively M.O. et al. Flagellin-F1-V fusion protein is an effective plague vaccine in mice and two species of nonhuman primates. Clin. Vaccine Immunol. 2009; 16(1): 21—8.
51. Khan A.A., Babu J.P., Gupta G., Rao D.N. Identifying B and T cell epitopes and studying humoral, mucosal and cellular immune responses of peptides derived from v antigen of Yersinia pestis. Vaccine. 2008; 3: 316—32.
52. Ali R., Naqvi R.A., Kumar S., Bhat A.A., Rao D.N. Multiple antigen peptide containing B and T cell epitopes of F1 antigen of Yersinia pestis showed enhanced Th1 immune response in murine model. Scand. J. Immunol. 2013; 77(5): 361—71.
53. Gupta G., Khan A.A., Rao D.N. Cell-mediated immune response and Th/Th cytokine profile of B-T constructs of F1 and V antigen of Ye -rsinia pestis. Scand. J. Immunol. 2010; 71(3): 186—98.
54. Ali R., Kumar S., Naqvi R.A., Rao D.N. B and T cell epitope mapping and study the humoral and cell mediated immune response to B-T constructs of YscF antigen of Yersinia pestis. Comp. Immunol. Microbiol. Infect. Dis. 2013; 36(4): 365—78.
55. Uppada S.B., Bhat A.A., Sah A., Donthamshetty R.N. Enhanced humoral and mucosal immune responses after intranasal immunization with chimeric multiple antigen peptide of LcrV antigen epitopes of Yersinia pestis coupled to palmitate in mice. Vaccine. 2011; 29(50): 9352—60.
56. Jones A., Bosio C., Duffy A., Goodyear A., Schriefer M., Dow S. Protection against pneumonic plague following oral immunization with a non-replicating vaccine. Vaccine. 2010; 28(36): 5924—9.
57. Reddin K.M., Easterbrook T.J., Eley S.M., Russell P., Mobsby V.A., Jones D.H. et al. Comparison of the immunological and protective responses elicited by microencapsulated formulations of the F1 antigen from Yersinia pestis. Vaccine. 1998; 16(8): 761—7.
58. Myakin'kova L.L. Biotechnology for medicine: vaccines of new generation (review of literature). Innovatika i ekspertiza. 2012; 8: 5—8. (in Russian)
59. Albrecht M.T., Livingston B.D., Pesce J.T., Bell M.G., Hannaman D., Keane-Myers A.M. Electroporation of a multivalent DNA vaccine cocktail elicits a protective immune response against anthrax and plague. Vaccine. 2012; 6, 30(32): 4872—83.
60. Grosfeld H., Cohen S., Tamar Bino, Yehuda Flashner, Raphael Ber,
original article
Emanuelle Mamroud, Chanoch Kronman, Avigdor Shafferman, Ba-ruch Velan. Effective Protective Immunity to Yersinia pestis Infection Conferred by DNA Vaccine Coding for Derivatives of the F1 Capsular Antigen. Infect. Immun. 2003; 71(1): 374—83.
61. Wang S., Mboudjeka I., Goguen J.D., Lu S. Antigen engineering can play a critical role in the protective immunity elicited by Yersinia pestis DNA vaccines. Vaccine. 2010; 28: 2011—9.
62. Wang S., Heilman D., Liu F., Giehl T., Joshi S., Huang X., Chou T.H., Goguen J., Lu S. A DNA vaccine producing LcrV antigen in oligomers is effective in protecting mice from lethal mucosal challenge of plague. Vaccine. 2004; 22 (25—6): 3348—57.
63. Li W., Wang S., Lu S. Pilot Study on the Use of DNA Priming Immunization to Enhance Y. pestis LcrV-Specific B Cell Responses Elicited by a Recombinant LcrV Protein Vaccine. Vaccines (Basel). 2014; 2(1): 36—48.
64. Hitoki Y., Hoyt T., Bowen R., Yang X., Crist K., Golden S., Madd-aloni M., Pascua D.W. An IL-12 DNA vaccine co-expressing Yersin-ia pestis antigens protects against pneumonic plague. Vaccine. 2009; 27(1): 80—7.
65. Maira-Litran T., Kropec A., Goldmann D.A., Pier G.B. Comparative opsonic and protective activities of Staphylococcus aureus conjugate vaccines containing native or deacetylated staphylococcal poly-N-acetyl-ß- (1-6)-glucosamine. Infect. Immun. 2005; 73: 6752—62.
66. McKenney D., Pouliot K.L., Wang Y., Murthy V., Ulrich M., Doring G., Lee J.C., Goldmann D.A., Pier G.B. Broadly protective vaccine for Staphylococcus aureus based on an in vivo-expressed antigen. Science. 1999; 284: 1523—7.
67. Cerca N., Maira-Litran T., Jefferson K.K., Grout M., Goldmann D.A., Pier G.B. Protection against Escherichia coli infection by antibody to the Staphylococcus aureus poly-N-acetylglucosamine surface polysaccharide. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2007. 104: 7528—33.
68. Arlen P.A., Singleton M., Adamovicz J.J., Ding Y., Davoodi-Semi-romi A., Daniell H. Effective plague vaccination via oral delivery of plant cells expressing F1-V antigens in chloroplasts. Infect. Immun. 2008; 76(8): 3640—50.
69. Santi L., Giritch A., Roy C.J., Marillonnet S., Klimyuk V., Gleba Y., Webb R., Arntzen C.J., Mason H.S. Protection conferred by recombinant Yersinia pestis antigens produced by a rapid and highly scalable plant expression system. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2006; 103(4): 861—6.
70. Rosales-Mendoza S., Soria-Guerra Ruth E., Leticia Moreno-Fierros, Ángel G. Alpuche-Solís, Luzmila Martínez-González, Schuyler S. Kor-ban Expression of an immunogenic F1-V fusion protein in lettuce as a plant-based vaccine against plague. Planta. 2010; 232(2): 409—16.
71. Huang S.S., Li I.H., Hong P.D., Yeh M.K. Development of Yersinia pestis F1 antigen-loaded microspheres vaccine against plague. Int. J. Nanomedicine. 2014; 9: 813—22.
72. Williamson E.D., Oyston P.C. Protecting against plague: towards a next-generation vaccine. Clin. Exp. Immunol. 2013; 172: 1—8.
73. Dinc G., Pennington J.M., Yolcu E.S., Lawrenz M.B., Shirwan H. Improving the Th1 cellular efficacy of the lead Yersinia pestis rF1-V subunit vaccine using SA-4-1BBL as a novel adjuvant. Vaccine. 2014; 32(39): 5035—40.
Поступила 06.10.16 Принята в печать 03.11.16
