CC BY
45DOI https://doi.org/10.47612/1999-9127-2022-33-137-150 УДК 577.21:57.045:633.111
О. М. Люсиков1, И. С. Гордей1, В. Е. Шимко1, О. С. Матиевская1, С. И. Гордей2, И. В. Сацюк2
МОЛЕКУЛЯРНО-ГЕНЕТИЧЕСКИЕ АСПЕКТЫ УСТОЙЧИВОСТИ ОЗИМОЙ ПШЕНИЦЫ (TRiTICUM L.) К НИЗКОТЕМПЕРАТУРНОМУ
СТРЕССУ
Государственное научное учреждение «Институт генетики и цитологии Национальной академии наук Беларуси» Республика Беларусь, 220072, Минск, ул. Академическая, 27 e-mail: [email protected] 2РУП «Научно-практический центр НАН Беларуси по земледелию» Республика Беларусь, 222160, Жодино, ул. Тимирязева, 1
В обзорной статье изложены современные представления о молекулярно-генетических основах устойчивости озимой пшеницы (Triticum L.) к низкотемпературному стрессу. Описаны основные сигнальные пути и идентифицированные гены устойчивости. Показана актуальность разработки специфических молекулярных маркеров, ассоциированных с устойчивостью к низкотемпературному стрессу, для использования в селекции.
Ключевые слова: пшеница, низкотемпературный стресс, морозостойкость, холодостойкость, зимостойкость, ICE-CBF-COR каскад, факторы транскрипции, молекулярные маркеры.
Введение
Климатические и почвенные условия обитания наиболее существенным образом формируют границы и качество ареалов географического распространения и эффективного возделывания сельскохозяйственных культурных растений. Отклонения от диапазона оптимальных внешних условий среды, к которым виды приобрели адаптацию в процессе эволюции, представляют собой стресс, ограничивающий рост и развитие растений или вызывающий полную / частичную их гибель за пределами нормы реакции. Важнейшее значение имеют амплитуда, длительность и интенсивность воздействия стрессового фактора: кратковременные колебания условий внешней среды редко носят характер катаклизма и обычно не приводят к гибели популяции, в то время как длительные системные воздействия (изменения климата, химические изменения состава атмосферы, почв и др.) зачастую коренным образом меняют видовой состав огромных территорий.
Для абсолютного большинства культурных растений основным системным фактором внешней среды, определяющим их продуктивность и стабильную урожайность, является температура, в частности, нижние ее зна-
чения в областях возделывания. Температура оказывает существенное влияние на метаболизм организмов, и в этом смысле переохлаждение считается критическим состоянием окружающей среды [1]. Низкая сезонная температура традиционно является одним из главных ограничивающих факторов выращивания озимой пшеницы (ТгШсит aestivum L.) в средних и более высоких широтах, а создание зимостойких сортов, соответственно, важнейшей селекционной задачей [2].
Сейчас в связи с глобальным потеплением в сельскохозяйственном производстве в умеренных климатических зонах появляются ранее нехарактерные теплолюбивые виды и сорта растений. Тем не менее на фоне среднегодового повышения температур в данных зонах возросла и амплитуда температурных колебаний, и в будущем прогнозируются аномально холодные зимы с резкими перепадами температур и периодическим недостатком снежного покрова. Поэтому для генетики и селекции растений, в том числе и озимой пшеницы, актуальность проблемы толерантности к низкотемпературному стрессу не только сохранилась, но и возрастает [3]. К примеру, возник запрос на исследование холодо- и морозоустойчивости закаленных (прошедших
холодовую акклимацию) сортов в условиях высокоамплитудных колебаний температур в течение вегетационного периода [1].
Обязательным условием для обеспечения высоких урожаев в районах с низкими сезонными значениями температур является определение, маркирование и введение эффективных аллелей холодо- и морозоустойчивости в элитные сорта озимой пшеницы [4].С целью определения наиболее перспективных направлений для разработки эффективных маркеров холодо- и морозостойкости в настоящей статье приведен обзор современных представлений о молекулярно-генетических основах устойчивости озимой пшеницы к низкотемпературному стрессу.
Изменения экспрессии генов пшеницы в ответ на низкотемпературный стресс
Зимостойкость растений включает разные аспекты устойчивости к низкотемпературному стрессу (Low temperature tolerance, LT), в частности: устойчивость к холоду (Cold tolerance, CT), адаптацию к низким положительным температурам от +18 / +15 до 0 °С и морозостойкость (Frost tolerance, FT), адаптацию к низким отрицательным температурам ниже 0 °С [5]. Для зимостойких растений характерна также потребность в яровизации и закаливание [6].
Общей реакцией растений на снижение температуры является термодинамическое замедление кинетики метаболических реакций, изменение химического состава и физических свойств компонентов клеток и тканей, изменения транскрипционного профиля, регуляции и экспрессии многих генов, синтез специфических белков и метаболитов, накопление криопротекторов и включение антифризных систем, повышающих температурный порог образования льда.
В настоящее время у растений обнаружено множество белков холодового ответа с известными функциями, повышающих концентрацию или синтезирующихся в ответ на низкотемпературное воздействие и относящихся к различным классам: COR (cold responsive / cold regulated, чувствительные к холоду / регулируемые холодом), KIN (cold and ABA induced), LT (low temperature, низкотемпературные), LTI (low temperature induced, индуцируемые низкой температурой), LTS (low
temperature specific, специфических для низкой температуры), LEA (late embryogenesis abundant [proteins], обильные [белки] позднего эмбриогенеза), DHN (dehydrins, дегидрины), RD (responsive to dehydration, чувствительные к дегидратации), ERD (early responsive to dehydration, раннего распознавания дегидратации), RAB (responsive to abscisic acid, чувствительные к абсцизовой кислоте), CSDP (cold sock domain protein, белок с доменом холодо-вого шока), аквапорины и прочие подобные.
Важнейшее значение в холодо- и морозостойкости растений играют специфические ферменты и фитогормоны, регулирующие различные физиологические процессы. К ним относятся абсцизовая (ABA), гибберелловая (GA) и жасминовая (JA) кислоты, метилжа-смонат (MeJA), брассиностероиды (BR), этанол (ETH), ауксин и пр. [7]. Абсцизовая кислота (АБК) является главным стрессовым гормоном растений, в том числе основным положительным регулятором устойчивости к гипотермальному стрессу. Она регулирует замыкание устьиц, стабилизирует структуру мембран, контролирует осмотический баланс и толерантность растений через регуляцию транскрипции нижестоящих генов [5, 7]. Фактически все адаптивные реакции растений на снижение температуры контролируются как в гормон-зависимых, так и в гормон-независимых регуляторных цепях.
Холодовая адаптация растений связана со значительным изменением регуляции и экспрессии сотен или тысяч генов в период ак-климации [5, 8-10], а в условиях последующих заморозков подключаются дополнительные генетические системы [11]. При этом активизируются и регуляторные гены, подавляющие экспрессию систем вегетации.
Так, профилирование транскриптома Arabidopsis thaliana позволило установить 2 637 холодочувствительных генов COR (в том числе 1 297 активируемых и 1 427 репрессируемых холодом) [12]. Похожие исследования, проведенные на двух генотипах ячменя, контрастно различающихся по признаку морозостойкости, позволили выявить 6 474 гена, дифференциально экспрессируемых при низкотемпературном стрессе [13]. У мягкой пшеницы, имеющей один из самых больших известных геномов (124 тыс. генов / 17 млрд
нуклеотидов), RNA-Seq анализ профилей транскриптома выявил 29 066 дифференциально экспрессируемых генов в листьях после акклимации к холоду по сравнению с контролем, не прошедшим закаливания. Из них 745 генов активировались только при отрицательных значениях температур [5].
Для активации определенных генов неблагоприятный фактор должен сформировать специфический сигнал в клетке, способный восприниматься ее рецепторами и передаваться далее по цепи мессенджеров, приводя в конечном итоге к адаптивному ответу на абиотический стресс [14]. Механизмы восприятия растением сигнала низкотемпературного стресса и его трансдукции в генетический аппарат клетки пока до конца не изучены. Предполагается, что первичным сигналом являются изменение текучести (вязкости) биологических мембран, изменение конформации и денатурация белков и нуклеиновых кислот, деполимеризация элементов цитоскелета, изменение концентраций различных метаболитов и уровня фито-гормонов, сезонные колебания освещенности и циркадные ритмы [3, 15]. Температурными сенсорами при этом выступают механочув-ствительные кальциевые каналы (Ca2+). В восприятии и передаче сигнала участвуют и другие вторичные рецепторы: фосфолипиды, АФК и инозитол-3-фосфат (IP3) [14, 15].
Наиболее изучена рецепция сигнала низкотемпературного стресса посредством кальциевых каналов. Холод приводит к затвердению липидной части мембран, что вызывает перестройку цитоскелета, а также индукцию чувствительных к натяжению мембраны кальциевых каналов и входу ионов кальция (Ca2+) из апопласта в цитозоль клетки [16, 17]. Далее происходит связывание ионов кальция со специфическими Ca2+-связывающими белками (CBPs): кальмодулинами (CaM), кальмо-дулин-подобными белками (CML), кальцинев-рин B-подобными белками (CBL, calcineurin B-like), кальций-зависимыми протеинкиназа-ми (CDPK, calcium-dependent protein kinases). Белки CBPs, после связывания с ионами кальция, претерпевают конформационные изменения, которые позволяют им активировать или инактивировать целевые белки. Так, CaM связываются с кальмодулин-связыва-ющим фактором транскрипции (CAMTA),
CBL — с CBL-взаимодействующими проте-инкиназами (CIPK, CBL-interacting protein kinases), CDPK — с митоген активируемыми протеинкиназами MAPK (mitogen activated protein kinases). Далее эти нижестоящие эффекторы инициируют серию событий, приводящих к обширному перепрограммированию экспрессии генов [13]. Например, CBL и CDPK активируют каскады фосфорилирования белков, включающие каскады протеинкиназ CIPK и MAPK, контролирующих, в свою очередь, транскрипцию генов, метаболизм и подвижность клеток [14]. Повышение уровня ионов кальция в цитоплазме также генерирует сигнал для специфического мембранного рецептора COLD1/RGA1, который является посредником при передаче гормональных сигналов от рецепторов клеточной мембраны к эффектор-ным белкам, вызывающим конечный ответ на низкотемпературный стресс [18].
Также имеются данные о роли некоторых ферментов в восприятии снижения температуры: НАДФН-оксидазы в плазматической мембране (генерирующей супероксидный анион-радикал), фосфолипазы D (катализирующей образование фосфатидной кислоты), гистидин-киназы Hik33 (цианобактерии). Однако однозначных представлений о последовательности событий при восприятии сигнала гипотермии в растительной клетке пока нет [3, 19, 20].
Если рецепцию сигнала можно считать наиболее специфичным этапом развития адаптивной реакции на абиотический фактор, то передача сигнала и в особенности регуляция экспрессии генов намного сложнее.
Центральную роль в передаче сигнала и регуляции экспрессии генов на абиотический стресс играют транскрипционные факторы (TF) — белки со специфическим ДНК-свя-зывающим доменом, при взаимодействии которого с комплементарными цис-элементами в промоторах целевых генов происходит регуляция их экспрессии. Действие факторов транскрипции достаточно специфично, а круг генов-мишеней широк [14]. Сегодня известно более 40 семейств транскрипционных факторов, участвующих в передаче сигналов и регуляции ответа на снижение температуры.
Наиболее значимым в контроле устойчивости к низкотемпературному стрессу и в настоящее время наиболее изученным является
ICE-CBF-COR сигнальный путь (регуляционный каскад), реагирующий также на сигналы растительных гормонов, циркадных ритмов и освещенности. Он включает несколько вертикально сопряженных регулонов транскрипционных факторов (ICE, CBF) и обнаружен у пшеницы, риса, чая и других видов [15, 21].
Основными индукторами ICE-CBF-COR сигнального пути являются белки ICE (inducer of CBF expression, индукторы экспрессии CBF) — позитивные факторы транскрипции генов CBF / DREB (C-repeat binding factor, фактор связывающий С-повтор / dehydration responsive element binding, реагирующий на обезвоживание связывающий элемент). В свою очередь, белки генов CBF регулируют экспрессию генов COR (cold responsive) играющих важную роль в адаптации растений к низкотемпературному стрессу.
Белки ICE представляют собой пептиды размером около 500 аминокислотных остатков и обнаружены у многих видов растений. У пшеницы обнаружено 5 ICE генов, локализованных на хромосомах 3A, 3B, 3D, 4B и 4D. При нормальной температуре концентрация ICE белков в клетке сбалансирована.
Белки ICE принадлежат к группе факторов транскрипции MYC — подсемейству белков, имеющих на С-конце общий консервативный ДНК-связывающий домен bHLH (basic helix-loop-helix), который имеет два функционально различных мотива. Мотив HLH, богатый гидрофобными остатками, отвечает за димери-зацию факторов транскрипции. Основной мотив в N-терминальной части домена состоит из 15 консервативных аминокислот и обуславливает специфичность взаимодействий с ДНК. Он способен связываться с консенсусной последовательностью CANNTG цис-элемента MYC в промоторе генов-мишеней, включая гены CBF [22].
Принято считать, что активность белков ICE регулируется их посттрансляционной модификацией — фосфорилированием, убикви-тинированием, сумоилированием [23, 24, 25, 26, 27]. Фосфорилирование является одной из наиболее важных посттрансляционных модификаций белков ICE, регулирующих их активность и концентрацию в ответ на низкотемпературный стресс. Оно происходит под действием различных киназ, в частности, OST1
(open stomata 1, открытые устьица 1), BIN2 (Brassinosteroid-Insensitive 2) и SnRK2 (Sucrose Nonfermenting Related Kinase 2), ингибирован-ных при оптимальной температуре. При длительном низкотемпературном стрессе они активируются и фосфорилируют белки ICE, усиливая их активность [26, 28].Также OST1 взаимодействует с HOS1 (High Expression Of Osmotically Responsive Gene 1, высокоэкспрес-сирующийся осмотически чувствительный ген 1), препятствуя взаимодействию между HOS1 и ICE, чем подавляет опосредованную HOS1 деградацию белков ICE [26].
Про регулировку активности белков ICE убиквитинированием и сумоилированием известно меньше. Так, показано, что убикитин-лигаза PUB25/26 (PUTATIVE U-BOX E3) способствует активации белков ICE, подавляя HOS1 [29]. Также во время холодового стресса PUB25/26 деактивирует фактор транскрипции MYB15, ингибитор каскада ICE-CBF, тем самым увеличивая активность белков ICE [30]. Кроме того, известно сумоилирование белков ICE лигазой SIZ1 (SUMO E3) [23]. Сумоили-рованная форма белков ICE вытесняет ингибитор MYB15 [30].
Кроме фосфорилирования киназами, убик-витинирования и сумоилирования, известны также и некоторые другие пути регуляции белков ICE. Так, холод активирует синтез эндогенной жасмоновой кислоты, которая запускает деградацию белков JAZ (Jasmonate Zim-Domain), ранее репрессировавших активность белков ICE [31]. Кроме того, описанные выше сенсорные Ca2+-связывающие белки (CBPs) активируют каскады протеинкиназ CIPK и MAPK, которые дерепрессируют белки ICE [14]. Также биоинформационный анализ позволяет предполагать, что в промоторных зонах генов ICE есть ряд последовательностей регуляторных цис-элементов связанных с реакцией на абиотический стресс, в частности, в промоторе AtICE1 — мотив CM2, известный как сайт связывания транскрипционного фактора CAMTA3 в ответе на низкотемпературный стресс. Это свидетельствует, что регулировка активности белков ICE может происходить и на уровне транскрипции[27].
Все это в конечном счете приводит к увеличению активности и концентрации белков ICE в клетке, запускающих весь каскад сигнально-
го пути ICE-CBF-COR.
Белки ICE являются факторами транскрипции нижестоящих в каскаде генов CBF. Мотив, состоящий из 15 консервативных аминокислот в N-терминальной части на С-конце консервативного ДНК-связывающего домена белка ICE, обуславливает специфичность взаимодействий с ДНК и способен связываться с каноническим цис-элементом MYC в промоторе генов-мишеней CBF, регулируя, таким образом, их экспрессию [22].
Семейство генов CBF высококонсервативно и обнаружено даже у растений, не способных к холодовой акклимации, таких как томат и рис [16]. В частности, гены CBF были исследованы у риса (Oryza sativa L.) и других зерновых культур, мятлика лугового (Poa pratensis L.), исландского мака (Papaver nudicaule L.), яблони (Malus spp.), сои (Glycine max (L.)), миндаля (Prunus dulcis Mill.), гречихи (Fagopyrum esculentum), эвкалипта (Eucalyptus gunnii) и др. У всех этих видов гены CBF имеют значительную идентичность последовательностей (~85%) [32].
Общей чертой CBF в геномах злаков является организация их в кластеры тандемно дублированных паралогов [13]. Филогенетические исследования 53 видов растений показали, что гены CBF более многочисленны, чем гены ICE: в базе данных генома пшеницы обнаружено 37 генов CBFи всего 5 генов ICE [33]. У пшеницы CBF-гены локализованы на хромо-
сомах 5A, 5B и 5D. Установлено, что эти гены играют ключевую роль в повышении устойчивости растений к низкотемпературному стрессу [13, 21, 32]. С использованием технологии CRISPR показана генетическая связь между аллельным составом, копийностью и уровнем экспрессии генов CBF и устойчивостью к холоду [21].
Роль CBF-генов в реакции на снижение температуры состоит в том, чтобы интегрировать ряд стрессовых сигналов и при необходимости инициировать транскрипционный ответ, который позволяет растению повысить его устойчивость к замерзанию [32].
Функции транскрипционных факторов CBF / DREB в интеграции стрессовых сигналов и сетевом контроле реакции растений на стресс обеспечены генетической структурой промоторных участков их собственных генов [34] (рис. 1.), включая:
- Цис-элемент MYC с консенсусной последовательностью CANNTG для связывания с транскрипционными факторами ICE, являющимися основными индукторами экспрессии генов CBF [22];
- Цис-элемент MYB для связывания транскрипционного фактора MYB15, являющегося конкурентным ICE-репрессором экспрессии CBF-генов [35];
- Цис-элемент CM2 с мотивом CGCG для связывания факторов транскрипции CAMTA (кальмодулин-связывающий активатор транс-
Рис. 1. Структурно-функциональная организация промоторных участков генов транскрипционных факторов
CBF / DREB [34]
крипции), которые выступают позитивными регуляторами экспрессии CBF-генов, реагируя на повышение концентрации кальция в цитоплазме в ответ на снижение температуры [36, 37];
- Мотивы G- и E-боксов служат для связывания факторов транскрипции PIF, являющихся репрессорами генов CBF и играю-
щих центральную роль в опосредованной фитохромом сети, реагирующей на сигналы фоторецепторов PHYB и PHYD (Phytochrome B / D) [38], а также факторов транскрипци CESTA (CES) и BZR1 / BES1, участвующих в передаче фитогормональных сигналов брас-синостероидов (BR) и позитивно регулирую-
щих экспрессию CBF [39, 40];
- Мотивы EBS служат для связывания транскрипционного фактора EIN3 (ethylene insensitive 3, нечувствительность к этилену 3), ключевого в передаче сигналов этилена (ETH), который негативно регулирует экспрессию CBF [34];
- Элемент CBS является сайтом связывания MYB-подобных циркадных факторов транскрипции CCAl / LHY (circadian clock associated 1 / late elongated hypocotyl) [41];
- CArG-box с сайтом связывания с MADS-доменом белка SOC1 (Suppressor Of Constans Overexpression 1), который является негативным фактором транскрипции CBF и кодируется геном репрессора цветения FLC (Flowering Locus C) [42].
Также в условиях низкой температуры снижаются уровни ростовых гормонов гибберел-линов (GA), что приводит к накоплению белков DELLA, которые по неизвестному пока полностью механизму способствуют экспрессии генов CBF. В частности, DELLA модулируют передачу сигналов брассиностероидов, JA (взаимодействуя с JAZ), EIN3 и PIF [32].
Таким образом, сигнальный путь активации CBF объединяет многие внутренние и внешние сигналы, такие как низкая температура, циркадные часы, свет и время цветения. Также многочисленные исследования показали, что экспрессия генов CBF регулируется фито-гормонами, и в их промоторах были обнаружены цис-элементы, чувствительные к АБК, MeJA, ETH, GA, BR, салициловой кислоте, ауксину [32].
Белки CBF распознают цис-элементы CRT / DRE, локализованные в промоторах COR-генов, и играют важную роль в настройке профиля их экспрессии. Однако активация COR-белков пшеницы может происходить как по CBF-зависимому, так и по CBF-неза-висимому пути. Также белки COR функционируют как в гормон-независимых (АБК-не-зависимых), так и в гормон-зависимых (АБК-зависимых) путях. ЛБК-зависимых белков COR относительно меньше и большинство из них являются белками позднего эмбриогенеза LEA и чувствительны также к засухе [33]. Большинство генов COR индуцируется факторами CBF и не чувствительны к АБК и, таким образом, принадлежат к CBF-зависимому пути
[33]. Установлено, что именно CBF-зависимый путь играет центральную роль среди множества регуляторных путей устойчивости к низкотемпературному стрессу [16, 37]. По разным оценкам, регуляторный путь ICE-CBF-COR охватывает от 6,5 до 92,0% чувствительного к холоду транскриптома [12, 43-45].
Хромосомная локализация идентифицированных сегодня генов ICE-CBF-COR пути у пшеницы показаны на рисунке 2. В целом у пшеницы пока идентифицировано порядка 60 генов, ассоциированных с повышенной холодоустойчивостью. Важно подчеркнуть, что различия в количестве копий генов ICE и CBF могут лежать в основе фактических различий в накоплении продуктов COR-генов и результирующем уровне морозостойкости между контрастирующими генотипами [46].
Несмотря на то, что ICE-CBF-COR путь считается основным в регуляции LT-устойчи-вости, перекрестные связи с гормон-опосредованными регуляторными каскадами играют большую роль в толерантности растений к абиотическим стрессам. В частности, индуцируемое стрессами различной природы повышение концентрации АБК приводит к активации транскрипции генов семейства ABF / AREB. Повышенная экспрессия генов ABF /AREB приводит к повышению устойчивости ко многим типам стресса, в том числе гипотермии. [7]. Белки AREB активируют экспрессию генов-мишеней, кодирующих гидрофильные глицин-богатые белки, которые принадлежат к семейству дегидринов и играют важную роль в защите растений от холодово-го стресса, обезвоживания и засоления. В передачу АБК-зависимого сигнала также вовлечены Snfl-подобные протеинкиназы. Члены этого семейства белков (SnRK2) активируются АБК, обезвоживанием и повышенной соленостью. Белки SnRK2 активируют транскрипционные факторы, индуцирующие экспрессию генов ответа на осмотический стресс. Snfl-подобные протеинкиназы KIN10 и KIN11 из семейства SnRKl участвуют в ответе на различные стрессовые воздействия, в том числе и на холод [21].
Еще один путь адаптации растений к низким температурам затрагивает переход между вегетативной и генеративной фазой развития под контролем низкокопийных генов яровизации
(VRN) обеспечивающих озимость [7].
У пшеницы потребность в яровизации контролируется пятью генами: VRN1, VRN2, VRN3, VRN4 и VRN5. Первые три были клонированы и охарактеризованы. Гомеологи VRN1, VRN2 и VRN3 были идентифицированы в трех геномах гексаплоидной пшеницы (геномы A, B и D). Ген VRN1 кодирует фактор транскрипции — белок MADS box, который, в свою очередь, является негативным фактором транскрипции генов CBF и способен снижать уровни экспрессии CBF и COR в условиях длинного дня. VRN3 является индуктором цветения, а VRN2 является репрессором цветения. Предполагаемая роль VRN2 заключается в подавлении индукции VRN3 осенью, чтобы предотвратить цветение перед зимой. Ключевая роль непосредственно в контроле яровизации принадлежит VRN1. Остальные гены VRN в настоящее время пока не клонированы и охарактеризованы недостаточно[47].
Эпигенетический контроль устойчивости пшеницы к низким температурам
В последние годы было обнаружено, что в реакции растений на изменение факторов
окружающей среды, особенно в ответ на абиотический стресс, заметную роль играют эпигенетические процессы [1, 48, 49], основанные на метилировании ДНК, модификации гисто-нов и РНК-сайленсинге.
Модификации в паттерне метилирования кодирующих областей некоторых чувствительных к стрессу генов регулируют их экспрессию в ответ на изменения температуры, фотопериода, влагообеспечения и др. Обнаружено, что в процессе адаптации к низким температурам в областях ДНК, кодирующих регуляторные элементы (ICE, CBF), индуцировалось гипометилирование. При этом индуцированное холодом метилирование ДНК сильно коррелировало с низкими температурами, но не с генотипом [50, 51].
Модификации гистонов могут играть важную роль в холодовом стрессе у растений; могут происходить с участием ацетилирования, метилирования, убиквитинирования и фосфо-рилирования N- и C-концевых участков, а также ядер центральных гистонов (H2A, H2B, H3 и H4). Например, высокие уровни ацети-лирования гистонов H3 и H4 в промоторах ю-3 FAD коррелировали с биосинтезом жир-
ных кислот, участвующих в поддержании целостности мембран при низкотемпературном стрессе [52].
Малые некодирующие РНК (miRNA, siRNA) также могут вызывать динамические изменения экспрессии генов в ответ на холодовой стресс. Они регулируют транскрипцию кодирующих различные белки генов и воздействуют на эпигенетические пути сайленсинга генов [53]. Также малые РНК модифицируют хроматин в результате РНК-интерференции, что обычно приводит к образованию ге-терохроматина и последующему подавлению генов-мишеней. Так, чувствительные к холоду miRNA могут участвовать во многих сигнальных путях, поскольку содержат мотивы LTRE — ответа на низкую температуру и ABRE — ответа на абсцизовую кислоту, то есть участвовать в регуляции как АБК-зави-симых, так и АБК-независимых путей [53].
Видимо, в связи с периодическими падениями температур растения выработали стратегии, позволяющие «запоминать» первый стресс и более эффективно реагировать на повторный путем изменений в паттернах экспрессии генов [54]. Возможно, именно в результате формирования «эпигенетической памяти» предварительное закаливание вызывает лучшую толерантность растений к последующему низкотемпературному стрессу [55, 56]. В таком контексте ключевым фактором в приобретении «эпигенетической памяти» является продолжительность воздействия абиотического фактора: кратковременные периодические воздействия оказались менее эффективны в формировании холодостойкости в сравнении с длительным предварительным охлаждением, что еще раз подтверждает формирование «эпигенетической памяти» о холодовом стрессе в процессе холодовой акклимации [54].
Таким образом, реакция растений на холод представляется результатом сложной интеграции различных генетических систем между собой на всех уровнях регуляции: транскрипции, трансляции, посттранскрипционных, посттрансляционных, а также эпигенетических механизмов [15]. Перспективным является углубленное изучение генетики холодоустойчивости пшеницы с целью разработки эффективных молекулярных маркеров на данный признак.
Идентификация локусов устойчивости пшеницы к низким температурам
Устойчивость к низким температурам — сложный количественный полигенный признак. Несмотря на сложный генетический контроль, на сегодняшний день выявлен ряд локусов, тесно связанных с признаком. Ассоциативное картирование у пшеницы выявило предполагаемые QTL холодо- и морозостойкости на хромосомах
IA, 1B, 1D, 2А, 2В, 3A, 4B, 5А, 5B, 6A, 6D, 7В [9, 57-59]. Основные QTL (более 40% феноти-пических вариаций) идентифицировали на хромосомах 5-ой группы [58]. По разным оценкам, с полиморфизмом в QTL-локусах на хромосомах 5-ой группы связано от 40,0 до 91,6% генотипи-ческой дисперсии по признаку морозостойкости [58-61]. Причем дисперсия признака толерантности к низким температурам может быть связана не только с SNP, но и с количеством копий (CNV) тех или иных генов LT-устойчивости в QTL-локусах ассоциированных с признаком. В 2020 г. с использованием 543 образцов пшеницы и высокоплотного 90K Illumina iSelect SNP Array выявлено 63 QTL, включающих 76 значимых SNP, связанных с признаками толерантности к холоду на 18 хромосомах пшеницы (1A,
IB, 1D, 2B, 2D, 3A, 3B, 3D, 4A, 4B, 5A, 5B, 5D, 6A, 6D, 7A, 7B и 7D). Причем 14 значимых SNP были идентифицированы на хромосоме 5A. Фе-нотипические вариации морозоустойчивости, объясняемые каждым SNP, составляли от 3,83 до 9,38%. Выявленные наиболее значимые ло-кусы SNP и гены-кандидаты, связанные с толерантностью к низким температурам, принадлежали к семейству генов CBF [62].
В итоге в настоящее время установлены два главных универсальных QTL морозостойкости пшеницы: FR1 и FR2, расположенные на длинных плечах гомеологичных хромосом 5-ой группы. Кроме того, выявлен дополнительный QTL на хромосоме 5B пшениц из Центральной Европы [63], а также несколько QTL с малым эффектом [61].
QTL FR1 физически и генетически картирован. На хромосоме 5A пшеницы он локализован в области примерно 170 сМ. Считается, что участие локуса FR1 в морозостойкости объясняется плейотропным эффектом гена VRN1. Поэтому QTL FR1 обозначают обычно как VRN1 [64]. У пшеницы охарактеризованы три гомологичных гена VRN1 в геномах A, B и D
— VRN-A1 [65], VRN-B1 [66] и VRN-D1 [67]. При этом яровые формы имеют доминантные аллели: VRN-A1a / VRN-B1a / VRN-D1a, а озимые формы имеют рецессивные аллели: VRN-A1b / VRN-B1b / VRN-D1b. Наиболее сильным эффектом обладает VRN-A1 [68, 69]. По последним оценкам, эффект VRN-A1 на морозостойкость пшеницы объясняет порядка 2,9% генотипической дисперсии признака. Вариации в значительной мере связаны с различиями в количестве копий (CNV) этого гена, чем значимыми SNP в нем [61, 64].
QTL FR2 картирован примерно в области 111,7 сМ, на 30 сМ проксимальнее FR1 (VRN1) на хромосомах группы 5. Он является наиболее важным локусом, связанным непосредственно с морозоустойчивостью, так как включает в себя транскрипционные факторы CBF [57, 70, 71]. Так, у мягкой пшеницы (Triticum aestivum L.) QTL FR2 включает 29 из 37 идентифицированных генов CBF: 9 — на хромосоме 5A в локусе FR-A2 и по 10 на хромосомах 5B (FR-B2) и 5D (FR-D2) [33].
Локус Fr-A2 был идентифицирован как основной QTL, лежащий в основе морозостойкости твердой пшеницы (Triticum durum L.), объясняющий 91,6% генотипической дисперсии признака [60]. У диплоидной пшеницы Triticum monococcum локус Fr-A2 несет кластер не менее чем из 11 генов CBF. Эффект гомологов подтвержден и у Triticum aestivum [71]. Показано, что с SNP и CNV в генах CBF-A3, CBF-A5, CBF-A10, CBF-A12, CBF-A14, CBF-A15, CBF-A18 связаны различия по признаку морозостойкости [4].
Как предполагается, три соседних гена CBF-A12, CBF-A14 и CBF-A15, расположенные в центральном кластере локуса Fr-A2, играют критическую роль в устойчивости к морозу [64, 70, 72]. Так, в исследовании, проведенном на материале европейских линий озимой мягкой пшеницы (Triticum aestivum L.), 208 линий из 407 несли чувствительный к морозу S-гаплотип (FR-A2-S), а 199 — морозоустойчивый T-гаплотип (FR-A2-T). При этом линии с гаплотипом FR-A2-S показали низкое значение сигналов CBF-A14 и CBF-A15, а линии с гаплотипом FR-A2-T имели промежуточное или высокое значение сигналов CBF-A14 и CBF-A15, но низкое и редко промежуточное CBF-A12 [61]. По результа-
там оценки общей доли генотипической дисперсии в локусе QTL Fr-A2 вклад его в гено-типическую изменчивость морозостойкости пшеницы оценивается на уровне 40%, причем на долю CNV CBF-A14 приходится 24,3% [61]. Стоит отметить, что из трех данных генов именно полиморфизм CBF-A14 сильнее всего влиял на дисперсию признака морозоустойчивости, так как в присутствии CBF-A14 полиморфизмы как CBF-A12, так и CBF-A15 практически не объясняли никаких различий в уровне морозостойкости. Так, наименее зимостойкие сорта из Великобритании и Франции имели низкий сигнал, а линии с самой высокой зимостойкостью из Польши показали высокий сигнал CBF-A14 [60]. Полагают, что число копий CBF-A14 и частота морозоустойчивого FR-A2-T-гаплотипа отражают климатические условия в странах происхождения генотипов [61]. Скорее всего, гаплоти-пы FR-A2-S и FR-A2-T связаны с различиями в количестве копий всех трех этих генов CBF в центральной области локуса FR-A2 и гапло-тип FR-A2-T может быть определен именно как имеющий увеличенное число копий гена CBF-A14 [60, 61, 64].
Локус Fr-B2, расположенный на хромосоме 5B, также оказывает существенное положительное влияние на морозостойкость. Показано, что делеция нескольких генов этого локуса, CBF-B12, CBF-B14 и CBF-B15, связана с пониженной морозостойкостью тетра-плоидной (Triticum durum L.) и гексаплоидной (Triticum aestivum L.) пшениц [72]. Вклад QTL Fr-B2 в зимостойкость оценивается на уровне 4,2% [60].
В итоге на сегодняшний день вклад известных QTL в формирование морозоустойчивости пшеницы определяется в основном как QTL Fr-A2 (SNP + CNV) на уровне 40%, еще порядка 15% приходится на неустановленные полиморфизмы, вклад QTL VRN-A1 на уровне 2,9 (SNP) — 5,1% (SNP + CNV), около 4,2% способен привнести полиморфизм в QTL Fr-B2 и относительно небольшие вклады QTL в других локусах хромосом разных геномов пшеницы [60, 61, 64].
Поскольку никаких других основных QTL выявлено не было, судя по всему, генетическая архитектура устойчивости к низкотемпературному стрессу у европейских сортов
озимой пшеницы основана на QTL FR-A2, который во взаимодействии с QTL Fr-B2 и VRN1 (FR1) является ключевым компонентом регу-ляторной сети низкотемпературной акклиматизации пшеницы [61, 64]. В регионах с более суровыми зимами имеет смысл аддитивная селекция по независимым и взаимосвязанным генетическим эффектам локусов FR-A2, Fr-B2 и VRN1 (FR1). Локус Fr-A2 уже сейчас является целью в селекционных программах для повышения морозостойкости.
Сегодня для ряда идентифицированнных генов этих локусов разработаны молекулярные маркеры (VRN-A1 [65, 68], VRN-B1 [66], VRN-D1 [67], Ppd-D1 [73], CBF-A12/14/15 [61], Fr-A2-S/T, CBF-A14 CNV [60, 61, 64] и др.). Огромное значение имеет дальнейшая идентификация новых генов, аллелей и разработка эффективных маркеров, ассоциированных с признаками LT-устойчивости.
Заключение
Воздействие низких положительных и отрицательных температур вызывает обширные изменения процессов жизнедеятельности у растений: изменяется транскрипционный профиль, химический состав и физические свойства компонентов клеток и тканей, происходит термодинамическое замедление кинетики метаболических реакций, синтез специфических белков и метаболитов, накопление криопротекторов и включение антифризных систем. Реакция растений на холод представляется результатом сложной интеграции различных генетических систем между собой на всех уровнях регуляции: рецепции и передаче сигнала, транскрипции, трансляции, посттранскрипционных, посттрансляционных, а также эпигенетических механизмов.
Холодовая адаптация пшеницы связана со значительным изменением регуляции и экспрессии сотен или тысяч генов в период ак-климации. Наиболее значимыми и изученными в генетическом контроле устойчивости к низкотемпературному стрессу являются гены ICE-CBF-COR каскада и гены яровизации VRN.
На сегодняшний день у пшеницы выявлены QTL-локусы оказывающие влияние на толерантность к низкотемпературному стрессу — FR-A2, Fr-B2 и FR1 (VRN1), расположенные на хромосомах 5-ой гомеологичной
группы и включающие ряд идентифицированных CBF и VRN генов, с полиморфизмом которых связаны фенотипические вариации по признаку LT-устойчивости. К идентифицированным генам этих локусов разработан ряд молекулярных маркеров.
Таким образом, в настоящее время генетика толерантности к низкотемпературному стрессу у пшеницы изучена недостаточно. На данный момент у этой культуры охарактеризовано всего около 60 генов. Полученных экспериментальных данных зачастую недостаточно для достоверного установления корреляций тех или иных полиморфизмов генов с признаком морозостойкости. По всей видимости, это связано с достаточно сложной организацией генома пшеницы, состоящего из нескольких субгеномов, а также участием в регуляции большого количества генов, образующих целые генные сети со смешанной природой регуляции, прямо или косвенно задействованные в контроле данного признака. В связи с этим углубленное изучение генетики LT-устойчиво-сти, идентификация новых генов и разработка надежных молекулярных маркеров, ассоциированных с данным признаком, является актуальной задачей для селекции пшеницы в зоне умеренно-континентального климата.
Список используемых источников
1. What if the cold days return? Epigenetic mechanisms in plants to cold tolerance / R. Hereme [et al.] // Planta - 2021. - Vol. 254, № 3. - P. 46-57.
2. An efficient approach for the development of locus specific primers in bread wheat (Triticum aes-tivum L.) and its application to resequencing of genes involved in frost tolerance / S. Babben [et al.] // PLoS ONE. - 2015. - Vol. 10, № 11. -P. 1 371-1 393.
3. Колупаев, Ю. Е. Механизмы адаптации растений к гипотермии: роль антиоксидант-ной системы / Ю. Е. Колупаев, Е. И. Горелова, Т. О. Ястреб // Вкник Харювського нащональ-ного аграрного ушверситету. Cерiя: Бюло-пя. - 2018. - вип. 1(43). - С. 6-33.
4. Association genetics studies on frost tolerance in wheat (Triticum aestivum L.) reveal new highly conserved amino acid substitutions in CBF-A3, CBF-A15, VRN3 and PPD1 genes / S. Babben [et al.] // BMC Genomics. - 2018. - Vol. 19.-P. 409-433.
5. Integrated transcriptomics and metabolomics
analyses provide insights into cold stress response in wheat / Y. Zhao [et al.] // The Crop Journal. -2019. - Vol. 7, № 6. - P. 857-866.
6. Physiological and transcriptomic analyses reveal a response mechanism to cold stress in Santa-lum album L. leaves / X. Zhang [et al.] // Sci. Rep.
- 2017. - Vol. 7. - P. 42 165-42 183.
7. Tuteja, N. Abscisic acid and abiotic stress signaling / N. Tuteja // Plant Signal Behav. - 2007. -Vol. 2, № 3. - P. 135-138.
8. Genome-wide gene expression analysis supports a developmental model of low temperature tolerance gene regulation in wheat (Triticum aestivum L.) / D. Laudencia-Chingcuanco [et al.] // BMC Genomics. - 2011. - Vol. 12. - P. 299-318.
9. Quantitative trait loci associated with phenolog-ical development, low-temperature tolerance, grain quality, and agronomic characters in wheat (Triticum aestivum L.) / D. B. Fowler [et al.] // PLoS One. -2016. - Vol. 11, № 3. - P. 1 371-1 392.
10. Genomic regions associated with tolerance to freezing stress and snow mold in winter wheat / E. B. Kruse [et al.] // G3 (Bethesda). - 2017. -Vol. 7, № 3. - P. 775-780.
11. Skinner, D. Z. Genes upregulated in winter wheat (Triticum aestivum L.) during Mild Freezing and subsequent thawing suggest sequential activation of multiple response mechanisms / D. Z. Skinner // PLoS One. - 2015. - Vol. 10, № 7. - P. 1 371-1 388.
12. Regulation of the Arabidopsis CBF regulon by a complex low-temperature regulatory network / S. Park [et al.] // Plant J. - 2015. - Vol. 82, № 2.
- P. 193-207.
13. Identification of mild freezing shock response pathways in barley based on transcriptome profil-ing/ X. Wang [et al.] // Front Plant Sci. - 2016. -Vol. 7. - Art. 106, 13 p.
14. Mahajan, S. Cold, salinity and drought stresses: an overview / S. Mahajan, N. Tuteja // Arch. Biochem. Biophys. - 2005. - Vol. 444, № 2. - P. 139-158.
15. Chinnusamy, V. Cold stress regulation of gene expression in plants / V. Chinnusamy, J. Zhu, J.K. Zhu // Trends Plant Sci. - 2007. - Vol. 12. -P. 444-451.
16. Thomashow, M. F. Plant Cold Acclimation: Freezing Tolerance Genes and Regulatory Mechanisms / M. F. Thomashow // Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. - 1999. - Vol. 50. - P. 571-599.
17. Los, D. A. Regulatory role of membrane fluidity in gene expression and physiological functions / D. A. Los, K. S. Mironov, S. I. Allakhverdiev //
Photosynth. Res. - 2013. - Vol. 116. - P. 489-509.
18. Guo, X. Cold signaling in plants: Insights into mechanisms and regulation / X. Guo, D. Liu, K. Chong // J. Integr. PlantBiol. - 2018. - Vol. 60, № 9. - P. 745-756.
19. Марковская, Е. Ф. Низкотемпературные сенсоры у растений: гипотезы и предположения / Е. Ф. Марковская, Т. Г. Шибаева // Изв. Российск. АН. Сер. Биологическая. - 2017. -№ 2. - С. 120-128.
20. Shi,Y. Cold signal transduction and its interplay with phytohormones during cold acclimation / Y. Shi, Y. Ding, S. Yang // PlantCell Physiol.
- 2015. - Vol. 56, № 1. - P. 7-17.
21. Gene regulation and signal transduction in the ICE-CBF-COR signaling pathway during cold stress in plants / D. Z. Wang [et al.] // Biochemistry. - 2017. - Vol. 82, № 10. - P. 1 103-1 117.
22. Identification of genes from the ICE-CBF-COR pathway under cold stress in Aegilops-Triti-cum composite group and the evolution analysis with those from Triticeae / Y. Jin [et al.] // Physiol. Mol. Biol. Plants. - 2018. - Vol. 24, № 2. - P. 211-229.
23. SIZ1-mediated sumoylation of ICE1 controls CBF3 / DREB1A expression and freezing tolerance in Arabidopsis / K. Miura [et al.] // Plant Cell. -2007. -Vol. 19, № 4. - P. 1 403-1 414.
24. ICE1: a regulator of cold-induced tran-scriptome and freezing tolerance in Arabidopsis / V. Chinnusamy [et al.] // Genes Dev. - 2003. -Vol. 17, № 8. - P. 1 043-1 054.
25. SCREAM / ICE1 and SCREAM2 specify three cell-state transitional steps leading to arabidopsis stomatal differentiation / M. M. Kanaoka [et al.] // Plant Cell. - 2008. - Vol. 20, № 7. - P. 1 775-1 785.
26. EGR2 phosphatase regulates OST1 kinase activity and freezing tolerance in Arabidopsis / Y. Ding [et al.] // EMBO J. - 2019. - Vol. 38, № 1. - 17 p.
27. Kurbidaeva, A. ICE genes in Arabidopsis thaliana: clinal variation in DNA polymorphism and sequence diversification / A. Kurbidaeva, M. No-vokreshchenova, T. Ezhova // Biologia plantarum.
- 2015. - Vol. 59, № 2. - P. 245-252.
28. BRASSINOSTEROID-INSENSITIVE 2 negatively regulates the stability of transcription factor ice1 in response to cold stress in Arabidop-sis / K. Ye [et al.] // Plant Cell. - 2019. - Vol. 31, № 11. - P. 2 682-2 696.
29. Gene regulation and signal transduction in the ICE-CBF-COR signaling pathway during cold stress in plants / D. Z. Wang [et al.] // Biochemistry
Moscow. - 2017. - Vol. 82. - P. 1 103-1 117.
30. PUB25 and PUB26 promote plant freezing tolerance by degrading the cold signaling negative regulator MYB15 / X. Wang [et al.] // Dev. Cell. -2019. - Vol. 51, № 2. - P. 222-235.
31. Jasmonate regulates the inducer of CBF ex-pression-C-repeat binding factor / DRE binding factor! cascade and freezing tolerance in Arabidopsis / Y. Hu [et al.] // Plant Cell. - 2013. - Vol. 25, № 8.
- P. 2 907-2 924.
32. Barrero-Gil, J. Gene regulatory networks mediating cold acclimation: the CBF pathway / J. Barrero-Gil, J. Salinas // Adv. Exp. Med. Biol. - 2018.
- Vol. 1081. - P. 3-22.
33. Characterization and expression profiling of the ICE-CBF-COR genes in wheat / J. Guo [et al.] // PeerJ. - 2019. - Vol. 7. - 19 p.
34. Shi, Y. Molecular regulation of CBF signaling in cold acclimation / Y. Shi, Y Ding, S. Yang // Trends Plant Sci. - 2018. - Vol. 23, № 7. - P. 623-637.
35. Phosphorylation of the transcriptional repres-sor MYB15 by mitogen-activated protein kinase 6 is required for freezing tolerance in Arabidopsis / S. H. Kim [et al.] // Nucleic Acids Res. - 2017. -Vol. 45, № 11. - P. 6 613-6 627.
36. Roles of CAMTA transcription factors and salicylic acid in configuring the low-temperature transcriptome and freezing tolerance of Arabidopsis / Y. Kim [et al.] // Plant J. - 2013. - Vol. 75, № 3.
- P. 364-376.
37. Cold acclimation by the CBF-COR pathway in a changing climate: Lessons from Arabidopsis thaliana / Y. Liu [et al.] // Plant Cell Rep. - 2019. -Vol. 38, № 5. - P. 511-519.
38. PIF3 is a negative regulator of the CBF pathway and freezing tolerance in Arabidopsis / B. Jiang [et al.] // Proc Natl. Acad. Sci. USA. - 2017. -Vol. 114, № 32. - P. 6 695-6 702.
39. Brassinosteroids participate in the control of basal and acquired freezing tolerance of plants / M. Eremina [et al.] // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.
- 2016. - Vol. 113, № 40. - P. 5 982-5 991.
40. MPK3- and MPK6-mediated ICE1 phos-phorylation negatively regulates ICE1 stability and freezing tolerance in Arabidopsis / H. Li [et al.] // Dev. Cell. - 2017. - Vol. 43, № 5. - P. 630-642.
41. Transcript profiling of an Arabidopsis PSEUDO RESPONSE REGULATOR arrhythmic triple mutant reveals a role for the circadian clock in cold stress response / N. Nakamichi [et al.] // Plant Cell Physiol. - 2009. - Vol. 50, № 3. - P. 447-462.
42. Crosstalk between cold response and flowering in Arabidopsis is mediated through the flowering-time gene SOC1 and its upstream negative regulator FLC / E. Seo [et al.] // Plant Cell. - 2009.
- Vol. 21, № 10. - P. 3 185-3 197.
43. Fowler, S. Arabidopsis transcriptome profiling indicates that multiple regulatory pathways are activated during cold acclimation in addition to the CBF cold response pathway / S. Fowler, M. F. Thomashow // Plant Cell. - 2002. - Vol. 14, № 8. - P. 1 675-1 690.
44. Mutational evidence for the critical role of CBF transcription factors in cold acclimation in Arabidopsis / C. Zhao [et al.] // Plant Physiol. -2016. - Vol. 171, № 4. - P. 2 744-2 759.
45. ICE-CBF-COR signaling cascade and its regulation in plants responding to cold stress / D. Hwarari [et al.] // Int. J. Mol. Sci. - 2022. - Vol. 23, № 3. - P. 1 549-1 569.
46. COR / LEA proteins as indicators of frost tolerance in Triticeae: a comparison of controlled versus field conditions / K. Kosova [et al.] // Plants. -2021. - Vol. 10, № 4. - 789 p.
47. Fine mapping and epistatic interactions of the vernalization gene VRN-D4 in hexaploid wheat / N. Kippes [et al.] // Mol. Genet. Genomics. - 2014.
- Vol. 289, № 1. - P. 47-62.
48. Epigenetic regulation in plant abiotic stress responses / Y. N. Chang [et al.] // J. Integr. Plant Biol. - 2020. - Vol. 62, № 5. - P. 563-580.
49. Exploration of epigenetics for improvement of drought and other stress resistance in crops: A Review / C. Sun [et al.] // Plants. - 2021. - Vol. 10, № 6. - P. 1 226-1 242.
50. DNA methylation and plant stress responses / J. Deng [et al.] // J. Plant Physiol. Pathol. - 2018.
- Vol. 6, № 4. - 6 910 p.
51. Variation in ICE1 methylation primarily determines phenotypic variation in freezing tolerance inArabidopsis thaliana / H. Xie [et al.] // Plant Cell Physiol. - 2019. - Vol. 60, № 1. - P. 152-165.
52. MaMYB4 recruits histone deacetylase MaH-DA2 and modulates the expression of ro-3 fatty acid desaturase genes during cold stress response in banana fruit / C. Song [et al.] // Plant Cell Physiol.
- 2019. - Vol. 60, № 11. - P. 2 410-2 422.
53. Identification of small RNAs during cold acclimation in Arabidopsis thaliana / B. Tiwari [et al.] // BMC Plant Biol. - 2020. - Vol. 20, № 1. - P. 298-323.
54. Leuendorf, J. E. Acclimation, priming and memory in the response of Arabidopsis thaliana
seedlings to cold stress / J. E. Leuendorf, M. Frank, T. Schmulling // Sci. Rep. - 2020. - Vol. 10, № 1. -P. 689-700.
55. Molecular signatures associated with increased freezing tolerance due to low temperature memory in Arabidopsis / E. Zuther [et al.] // Plant Cell Environ. - 2019. - Vol. 42, № 3. P. 854-873.
5 6. Chromatin-based mechanisms of temperature memory in plants / T. Friedrich [et al.] // Plant Cell Environ. - 2019. - Vol. 42, № 3. - P. 762-770.
57. The expression of several CBF genes at the Fr-A2 locus is linked to frost resistance in wheat / A. Vagujfalvi [et al.] // Mol. Genet. Genomics. -2005. - Vol. 274, № 5. - P. 506-514.
5 8. Identification of quantitative trait loci and associated candidate genes for low-temperature tolerance in cold-hardy winter wheat / M. Baga [et al.] // Funct. Integr. Genomics. - 2007. -Vol. 7, № 1. -P. 53-68.
59. Freezing tolerance-associated quantitative trait loci in the brundage * coda wheat recombinant inbred line population / A. Case [et al.] // Crop Science. - 2014. - Vol. 54, № 3. - P. 982-992.
60. Copy number variation of CBF-A14 at the Fr-A2 locus determines frost tolerance in winter durum wheat / A. N. Sieber [et al.] // Theor. Appl. Genet. - 2016. - Vol. 129, № 6. - P. 1 087-1 097.
61. Copy number variations of CBF genes at the Fr-A2 locus are essential components of winter hardiness in wheat / T. Wurschum [et al.] // Plant J. -2017. - Vol. 89, № 4. - P. 764-773.
62. Genome-wide association study reveals the genetic basis of cold tolerance in wheat / Y. Zhao [et al.] // Molecular Breeding. - 2020. - Vol. 40, № 4. -P. 36-41.
63. Dissecting the genetic architecture of frost tolerance in Central European winter wheat / Y. Zhao [et al.] // J. Exp. Bot. - 2013. - Vol. 64, № 14. - P. 4 453-4 460.
64. Copy number and haplotype variation at the VRN-A1 and central FR-A2 loci are associated with frost tolerance in hexaploid wheat / J. Zhu [et al.]
// Theor. Appl. Genet. - 2014. - Vol. 127, № 5. -P. 1183-1 197.
65. Allelic variation at the VRN-1 promoter region in polyploid wheat / L. Yan [et al.] // Theor. Appl. Genet. - 2004. - Vol. 109, № 8. - P. 1 677-1686.
66. A novel retrotransposon inserted in the dominant VRN-B1 allele confers spring growth habit in tetraploid wheat (Triticum turgidum L.) / C. G. Chu [et al.] // G3 (Bethesda). - 2011. - Vol. 1, № 7. -P. 637-645.
67. Large deletions within the first intron in VRN-1 are associated with spring growth habit in barley and wheat / D. Fu [et al.] // Mol. Genet. Genomics. - 2005. - Vol. 273, № 1. - P. 54-65.
68. Eagles, H. A. Veery wheats carry an allele of Vrn-A1 that has implications for freezing tolerance in winter wheats / H. A. Eagles, K. Cane, B. Tre-vaskis // Plant Breeding. - 2011. - Vol. 130, № 4. -P. 413-418.
69. Genetic and Molecular Characterization of Vernalization Genes Vrn-A1, Vrn-B1, and Vrn-D1 in Spring Wheat Germplasm from the Pacific Northwest Region of the USA / D. Santra [et al.] // Plant Breeding. - 2009. - Vol. 128, № 6. - P. 576-584.
70. Identification of candidate CBF genes for the frost tolerance locus Fr-Am2 in Triticum monococ-cum / A. K. Knox [et al.] // Plant Mol. Biol. - 2008.
- Vol. 67, № 3. - P. 257-270.
71. Large deletions in the CBF gene cluster at the Fr-B2 locus are associated with reduced frost tolerance in wheat / S. Pearce [et al.] // Theor. Appl. Genet. - 2013. -Vol. 126, № 11. - P. 2 683-2 697.
72. Regulatory genes involved in the determination of frost tolerance intemperate cereals / G. Galiba [et al.] // Plant Science. - 2009. - Vol. 176, № 1.
- P. 12-19.
73. A pseudo-response regulator is misexpressed in the photoperiod insensitive Ppd-D1a mutant of wheat (Triticum aestivum L.) / J. Beales [et al.] // Theor. Appl. Genet. - 2007. - Vol. 115, № 5. -P. 721-733.
O. M. Lyusikov1, I. S. Gordej1, V. E. Shymko1, O. S. Matievskaja1, S. I. Gordej2, I. V. Satsuk2
MOLECULAR-GENETIC ASPECTS OF WINTER WHEAT (TRÎTICUM L.) RESISTANCE TO LOW TEMPERATURE STRESS
1State Scientific Institution "Institute of Genetics and Cytology of the National Academy of Sciences of Belarus" 27 Akademicheskaya St., 220072 Minsk, Republic of Belarus e-mail: [email protected] ^Republican and Unitary Enterprise "Scientific and Practical Centre of the National Academy of Sciences of Belarus for Arable Farming" 1 Timiryazeva St., 222160 Zhodino, Republic of Belarus
The review article presents modern submissions about the molecular-genetic foundations of the winter wheat (Triticum L.) resistance to low temperature stress. The main signaling pathways and identified resistance genes are described. The relevance of the development of specific molecular markers associated with resistance to low temperature stress for use in breeding is shown.
Keywords: wheat, low temperature stress, frost resistance, cold resistance, winter hardiness, ICE-CBF-COR pathway, transcription factors, molecular markers.
Дата поступления статьи: 05 сентября 2022 г.
