CC BY
6
центрации 10 мг/л вызывает достоверное замедление реакции декарбоксилн-рования глюкозы. При воздействии концентрации бария на порядок меньше подопытные крысы окислили больше глюкозы, чем контрольные. Для всех металлов характерно преимущественное накопление в паренхиматозных органах (печени, почках) и поражение последних. Поэтому установленное изменение реакции декарбоксилирования при интоксикации барием вероятнее связать с накоплением бария в печени.
Рассматриваемый метод оказался чувствительным при исследовании животных разного возраста. В частности, 5-месячные крысы окислили в 2 раза больше глюкозы, чем Р/г-годовалые (различия между показателями групп достоверны; Р<0,05).
Таким образом, результаты использования тестов с прижизненной радиометрией в гигиеническом эксперименте свидетельствуют о том, что все три метода являются общетоксическими тестами. Вместе с тем сочетание этих приемов с дополнительным исследованием эндокринной системы, гистологическим анализом или биохимическими тестами помогало в ряде экспериментов раскрыть механизм интоксикации.
ЛИТЕРАТУРА. Райскина М. Е., Онищенко Н. А. и др. — В кн.: Методы прижизненного исследования метаболизма сердца. М., 1970, с. 32— 41. — Саидов Б. М., Л е с т р о в о й А. П. — В кн.: Конференция молодых ученых 1-го Московск. мед. ин-та. Материалы. М., 1972, ч. 1, с. 65—66. — Соловьева Т. Г., Б о н а ш е в с к а я Т. И. и др. — Гиг. и сан., 1975, № 8, с. 115— 116. — Соловьева Т. Г. — В кн.: Гигиенические аспекты охраны окружающей среды. М.. 1976, вып. 4, с. 62—63. — Ю р а с о в а О. И., Назаренко А. П. и др. — Гиг. и сан., 1973, № 5, с. 77—79. — Юрасова О. И., Онищенко H.A. и др. — Гиг. и сан., 1975, № 10, с. 65—68.
Поступила 8/VII 1977 г.
УДК 612.215.3.015.1-087.4
Р. В. Меркурьева, Б. В. Аулика, Н. Н. Скворцова, С. И. Долинская, И. Н. Константинова, Н. Н. Литвинов, JI. А. Щедрина
МЕТОДИЧЕСКИЕ ПОДХОДЫ К БИОХИМИЧЕСКОМУ ИССЛЕДОВАНИЮ ФЕРМЕНТОВ РАЗНОЙ ЛОКАЛИЗАЦИИ В АЛЬВЕОЛЯРНЫХ МАКРОФАГАХ ЛЕГКИХ
КРЫС
Институт общей и коммунальной гигиены им. А. Н. Сысина АМН СССР, Москва
Функциональное состояние альвеолярных макрофагов легких (АМЛ), согласно современным представлениям, имеет важное биологическое значение в осуществлении барьерной функции легких при воздействии разных факторов окружающей среды, в том числе химических загрязнителей атмосферного воздуха (Г. С. Комовников; С. К. Старикова и соавт.; Waiss-mann).
В литературе описаны цитологические, морфологические, биохимические и другие методы изучения функций АМЛ при различных экспериментальных воздействиях (Л. И. Привалова и соавт.). К числу наиболее распространенных биохимических методов относится определение активности ряда ферментов в клетках АМЛ: лизоцима, кислой фосфатазы, (3-глюкуро-нидазы и лактатдегидрогеназы — ЛДГ (Hurst и соавт.; Coffin и Gardner). Будучи довольно информативными в отношении функции АМЛ, названные биохимические методы не позволяют в полной мере судить о состоянии клеточной и субклеточной мембран АМЛ, их стабильности и целостности. Последнее, как известно, играет важную роль в структурной организации клетки в целом (А. И. Арчаков; А. А. Покровский и В. А. Тутельян) и проявлении функциональной полноценности АМЛ в частности. О целесообразности подобных исследований свидетельствуют результаты ранее проведенных работ, в которых установлена определенная зависимость функций
жизненно важных органов и систем (центральной нервной системы, печени, почек, репродуктивных органов и др.) экспериментальных животных от степени деструкцированности биологических мембран при повреждающем воздействии химических факторов окружающей среды (Р. В. Меркурьева и соавт.; Р. В. Меркурьева). Отсутствие методических подходов к биологической оценке проницаемости и стабильности мембран АМЛ как критерия неблагоприятного биологического эффекта атмосферных загрязнений обусловило целесообразность проведения настоящей работы. Принципиальной основой предложенных нами методических подходов являлось сравнительное изучение активности ферментов разной локализации — растворимых в цитозоле АМЛ (ЛДГ) и связанных с субклеточными структурами лизосом: кислых гидролаз — Р-глюкозидазы (р-глю), Р-галактозидазы (Р-гал), Ы-ацетил-р-Е)-глюкозаминидазы (Р-глюк), кислой фосфатазы (КФ) в суспензии АМЛ и супернатанте с учетом процентного распределения активности ферментов в клеточном содержимом АМЛ и надосадочной жидкости.
В основу метода выделения АМЛ у крыс положен методический прием, предложенный ранее для кроликов (Мутк и соавт.). Для подсчета общего числа клеток использован метод, описанный Г. С. Комовниковым, в который мы внесли некоторые изменения, в частности заменили камеру подсчета (камеру Фукса — Розенталя). Дифференцировку клеточного состава производят одновременно с подсчетом общего числа клеток. Активность лизо-сомальных ферментов р-гал, Р-глю, КФ, р-глюк определяли по методам, описанным ранее (Р. В. Меркурьева и соавт., 1976), активность ЛДГ — по предложенному Н. Г. Зерновым и Ю. А. Юрковым для сыворотки крови методу, модифицированному нами для АМЛ. Активность ферментов выражали следующим образом: ЛДГ — в единицах Вроблевского на 10е клеток в 1 мин, КФ, р-гал, Р-глю — в нмоль/мин на 10 е клеток, р-глюк — в микрограммах п-нитрофенола на 1 мг белка в час.
Активность всех исследуемых ферментов определяли параллельно в суспензии АМЛ и супернатанте, рассчитывая в последующем процентное распределение активности энзимов, локализованных в АМЛ и находящихся в растворимом состоянии в промывной (надосадочной) жидкости. Исследования выполнены на крысах-самцах при ингаляционном воздействии сернистого газа в концентрации 1,0 и 5,0 мг/м3 в течение 2 и 6 нед.
Результаты биохимического исследования активности ферментов разной локализации в клетках АМЛ нормальных крыс показали, что лизосомаль-ные гидролазы (КФ, Р-глю, р-гал, р-глюк) практически полностью локализованы внутриклеточно.
При воздействии атмосферных загрязнений (2 нед постоянного ингаляционного действия сернистого газа в концентрации 1 мг/м3) активность ЛДГ резко уменьшается в АМЛ (на 40%; Ж0,01) и возрастает в супернатанте (в среднем в 3 раза) на фоне достоверного снижения общего количества АМЛ (в среднем на 57%). В то же время активность р-глюк возрастает у большинства животных в АМЛ и супернатанте на 53 и 47% соответственно. При длительном (6 нед) воздействии более высокой концентрации сернистого газа (5 мг/м3) наблюдается повышение активности КФ в среднем в 2 раза (Ж0,05) и снижение активности Р-глю (у половины крыс в 2 раза), что сопровождается выходом этих ферментов в супернатант (соответственно на 7 и 33,8%). Установленный нами феномен выхода ферментов разной локализации из АМЛ в супернатант при воздействии разных концентраций сернистого газа, очевидно, обусловлен лабилизацией не только клеточной мембраны АМЛ, но и субклеточных лизосомальных мембран. Подобное явление может быть вызвано влиянием как самого фактора воздействия, так и продуктов метаболизма макрофагов, которые имеют существенное значение в ауторегуляции фагоцитарной реакции организма (Л. И. Привалова и соавт.). Отмеченное нами увеличение активности ферментов в надосадке, сопровождающееся снижением общего количества АМЛ, обусловлено, возможно, лизисом этих клеточных элементов.
Таким образом, предложенные методические подходы к биохимическому изучению ферментных систем разной локализации (цитоплазматических и лизосомальных) в AMJ1 позволяют оценить функциональное состояние АМЛ с точки зрения проницаемости клеточной и субклеточных мембран при повреждающем действии атмосферных загрязнений.
ЛИТЕРАТУРА. Арчаков А. И. — Микросомальное окисление. М., 1975. — 3 е р и о в Н. Г., Юрков Ю. А. Биохимические исследования в педиатрии. М., 1969, с. 218—220. — Комовпиков Г. С. Фагоцитарные реакции в легких при действии пыли различного свойства и ионизированного облучения. Дис. канд. Обнинск, 1967. — Меркурьев Р. В., Проценко Е. И., А у л и -к а Б. В. и др. — Бюлл. экспер. биол., 1976, № 10, с. 1221 —1223. — Меркурьев Р. В. — В кн.: Структура и функции лизосом. М., 1976, с. 99—100. — Меркурьев Р. В. — Гиг. и сан., 1977, № 3, с. 65—69. — Покровский А. А., Тутельян В. А. Лизосомы. М., 1976. — Привалова Л. И., К а ц н е л ь -■сон Б. А., Осипенко А. В. — Бюлл. экспер. биол., 1977, № 3, с. 342— 345. — Старикова С. К., Кацнельсон Б. А., Аронова Г. В. и др. — Там же, 1970, № 10, с. 113—115. —Coffin D. L., Gardner D. Е. — Ann. Occup. Hyg., 1972. v. 15, p. 219—234. — Hurst D. J., Gardner D. E., Coffin D. L. — J. Reticuloend., 1970, v. 8, p. 288—300. - Myrvik Q. N.. Leake E. S., Fariss B. — J. Immunol., 1961, v. 86, p. 128—132. — W a-issmann G. — В кн.: Структура и функции лизосом. М., 1976, с. 19—21.
Поступила 10/X 1977 г.
УДК 615.9.07:612.111.12
Д. И. Сапегин
ЭКСПРЕСС-МЕТОД ОПРЕДЕЛЕНИЯ СКОРОСТИ ДИССОЦИАЦИИ ОКСИГЕМОГЛОБИНА В ГИГИЕНИЧЕСКИХ ИССЛЕДОВАНИЯХ
Крымский медицинский институт, Симферополь
Интоксикация многими промышленными ядами и пестицидами обусловливает нарушение кислородного режима организма. К чувствительным показателям, характеризующим обмен 02, относится скорость диссоциации оксигемоглобина. Метод построения кривых диссоциации оксигемоглобина трудоемок, занимает много времени и поэтому не может быть широко использован в массовых токсикологических исследованиях. В связи с этим нами совместно с А. И. Бекетовым разработан экспресс-метод определения скорости диссоциации оксигемоглобина, принцип которого заключается в следующем. Исследуемую пробу крови помещают в герметическую камеру, через которую попеременно пропускаются чистый кислород и гипоксиче-ские смеси. По скорости изменения насыщения крови кислородом, регистрируемой оксигемографическим методом, можно судить о прочности связи гемоглобина с кислородом. В ходе многочисленных экспериментов мы внесли в метод ряд принципиальных конструктивных изменений, которые значительно повысили его чувствительность и достоверность.
В настоящей статье описывается новая модификация экспресс-метода, широко использованная нами при изучении токсических свойств пестицидов.
Полоску хроматографической бумаги размером 25x95 мм покрывают листком черной бумаги такого же размера (рис. 1,/). Слой черной бумаги имеет 2 круглых отверстия 2 диаметром 18 мм. Для изготовления полосок черной бумаги с одинаковыми по величине и расположению отверстиями используют трафарет из плексигласа. В центр участков хромаграфической бумаги, не покрытых экранирующим слоем черной бумаги, наносят по 2 капли исследуемой крови. Полоску вводят в просвет камеры из плексигласа 3. Высота просвета камеры 4 мм, длина и ширина соответствуют размерам полоски хроматографической бумаги. Благодаря пазам, имеющимся по бокам просвета камеры, полоску бумаги располагают таким образом, что между ней и горизонтальными стенками камеры получаются щели шириной 1,5 мм.
