CC BY
29
ОРИГИНАЛЬНЫЕ СТАТЬИ
УДК 616.273.015.3.08
МЕТАБОЛИЧЕСКИЕ ЭФФЕКТЫ АНТИГИПОКСАНТОВ АМИНОТИОЛОВОГО РЯДА
А. В. Евсеев, В. А. Правдивцев, М. А. Евсеева
Смоленская государственная медицинская академия
В опытах на мышах, подвергнутых воздействию нормобарических видов острой экзогенной гипоксии, были продемонстрированы защитные эффекты новой группы производных аминотиола, представляющих собой комплексные соединения металлов и биоантиоксидантов. Анализ электрокардиографических и пневмобарографических показателей, полученных у животных в условиях острой гипоксии с гиперкапнией (ОГ+Гк) и острой гипоксии без гиперкапнии (ОГ-Гк) на фоне действия вещества рQ1104 (комплексное соединение Zn2+ и N-ацетил-L-цистеина) и сопоставленных с эффектами известного антигипоксанта амтизола позволил, предположить, что антигипоксическое действие вещества рQ1104 реализуется за счёт изменения метаболических процессов в клетках органов, активно потребляющих О2.
Разработка антигипоксантов на основе производных аминотиолов, результатом которой явилось обнаружение отчётливых антигипоксических свойств у гутимина (предшественника амтизола), позволила установить, что защитный эффект этого вещества реализуется практически без задействования структур ЦНС. Тем не менее на фоне действия гутимина потребление организмом О2 снижалось на 20-35%, при этом указанный эффект закономерно сопровождался развитием умеренной гипотермии [15]. Анализ полученных нами предварительных результатов исследования позволил высказать предположение о наличии общих закономерностей в механизмах протективного действия вещества р01104 и ан-тигипоксанта амтизола. Сочетание антигипокси-ческого эффекта названных веществ с их тормозящим влиянием на функциональную активность эффекторов кардиореспираторной системы в условиях всех применённых к животным моделей гипоксии наталкивает на мысль о наличии у вещества р01104 качеств, родственных амтизолу, проявление которых выражается в значительном снижении потребностей тканей в О2.
Согласно классификации, предложенной
В. М. Виноградовым и О. Ю. Урюповым (1985), все антигипоксанты могут быть условно подразделены на две группы: 1) улучшающие транспортную функцию крови и 2) сохраняющие энергетический статус клетки при гипоксии. Учитывая, что амтизол, безусловно, является антигипоксан-том метаболического типа действия, а вещество р01104 во многом демонстрирует сходные с ним эффекты, представлялось интересным исследовать влияние цинксодержащего антигипоксанта и амтизола на динамику потребления мышами О2, а также определить изменение уровня энергетических запросов животных после введения указанных веществ.
Влияние вещества рQ1104 и антигипоксанта амтизола на потребление О2 и стандартный энергетический обмен
Опыты, посвящённые изучению интенсивности протекания энергетических процессов в организме мышей, а также ориентированные на исследование динамики потребления животными О2 с последующей оценкой параметров энергетических затрат организма, выполняли по адапти-
рованным к поставленным задачам классическим методикам Холдена и Крога [1] на базе модели ОГ-Гк.
Внутриёмкостное содержание О2 определяли посредством электронного газоанализатора АН-КАТ-7631М. Для приведения полученных результатов к стандартным условиям (0оС, 760 мм рт. ст., сухое состояние) использовали специальные таблицы [16]
В ходе опытов было установлено, что после внутрибрюшинного введения мышам обоих веществ - р01104 и амтизола, в дозах 50 мг/кг, динамика потребления О2 животными из воздуха герметизированных штанглазов, заметно изменялась. На фоне действия антигипоксических средств, мыши потребляли О2 менее интенсивно, чем животные контрольной группы. Например, через 60 мин после введения вещества р01104 скорость потребления животными О2 составляла всего 45% от контрольного показателя. Что касается амтизола, то стартовый уровень О2-потребления к моменту завершения периода инкубации всё ещё составлял 74% от исходной величины.
В дальнейшем, после помещения животных в условия ОГ-Гк, скорость потребления О2 в обеих опытных группах (1 - вещество р01104, 2 - амти-зол) также была существенно снижена по сравнению с контрольной. Эффект веществ обеспечил более экономное расходование мышами доступных для дыхания ресурсов О2, что повышало вероятность переживания животными экстремального состояния, несмотря на прогрессирующее ухудшение качественных характеристик окружающей воздушной среды (рис. 1) Стоит подчеркнуть, что в заключительной фазе экспериментов признаки жизни у мышей всё ещё сохранялись на протяжении 5-10 минут при скорости потреблении О2, составлявшей 0,07 мл/мин для вещества р01104 и 0,02 мл/мин - для амтизола.
Рис. 1. Потребление мышами О2 из доступного для дыхания воздуха в контроле и на фоне действия веществ рQ1104 (50 мг/кг) и амтизола (50 мг/кг)
Интересно отметить, что, несмотря на отсутствие значительных отличий в скорости потребления О2 мышами, получившими в качестве протектора ОГ-Гк антигипоксант амтизол, и группой контрольных животных, результаты заключительного этапа экспериментов показали, что амтизол заметно увеличивал продолжительность жизни мышей в условиях ОГ-Гк за счёт повышения резистентности животных к более тяжёлым условиям гипоксии. Это было установлено при сравнительном анализе показателей конечной концентрации О2, т. е. концентрации газа, при которой наступала гибель животных. Для амтизола конечная концентрация О2 составила в среднем 7,9% (контроль - 10,8%). Соответствующий показатель для вещества р01104 был несколько выше, чем для амтизола, и составлял 8,6%.
Полученные результаты позволили высказать предположение о том, что вещество р01104, в сравнении с антигипоксантом амтизолом, в целом, эффективнее оптимизирует процессы потребления О2 тканями организма в условиях острой экзогенной гипоксии. Однако оба химических соединения способны значительно повышать резистентность животных к предельно низким концентрациям О2 во вдыхаемом воздухе, что особенно важно на заключительных стадиях переживания гипоксического состояния.
Согласно данным литературных источников, фармакологические вещества, защитный эффект которых увеличивается по мере усугубления гипоксического состояния принято относить в разряд так называемых истинных антигипоксан-тов [7, 15]. В зависимости от тяжести гипоксии, истинные антигипоксанты способны повышать как пассивную, так и активную резистентность к гипоксическому воздействию при условии сохранения необходимого уровня функциональной активности органов и систем [4].
Согласно полученным нами результатам, вещество р01104 и антигипоксант амтизол наиболее заметно ограничивали интенсивность потребления О2 экспериментальными животными в период, когда их состояние становилось особенно тяжёлым. В связи с этим представлялось логичным в дальнейшем рассматривать оба изученные антигипоксические вещества как истинные анти-гипоксанты, применение которых способствует выживанию организма в экстремальных условиях за счёт рационального использования доступного для дыхания кислородного ресурса.
Необходимо отметить, что никакие антигипок-санты, включая и амтизол, не могут заменить собой О2. Их защитный эффект при гипоксических состояниях разного генеза имеет определённые границы, в которых данные вещества всё ещё
способны уменьшать воздействие гипоксии на организм, облегчать тяжесть состояния и предотвращать гибель больного [40].
Так как потребности организма в О2 напрямую зависят от интенсивности метаболических процессов и в первую очередь скорости протекания энергоёмких реакций [17, 24], представлялось важным установить и сравнить величины совокупных энергетических затрат у мышей до и после применения изучаемых веществ. Возможности общепризнанных методов Хол-дена и Крога позволили произвести точный расчёт энергетических потребностей животных в калорических единицах.
Известно, что у животных не представляется возможным выполнить определение наиболее объективного и часто используемого в клинической практике показателя интенсивности протекания энергетических процессов в организме - основного обмена [41, 59]. Известно, что этот параметр может быть измерен только при максимальном расслаблении организма, а также при строгом соблюдении целого ряда дополнительных условий [47]. В случае возникновении необходимости в проведении подобного рода исследований на животных, стараются снизить их физическую и психическую активность затемнением, тишиной, предварительным привыканием к условиям пребывания в обменной камере. Полученный результат в этом случае принято обозначать как стандартный энергетический обмен (СтЭО) [59].
В ходе выполнения нами расчётов стандартных энергетических затрат интактных мышей, было установлено, что в среднем величина СтЭО для зрелых особей составляет 312 ккал/сут/кг. Полученный результат полностью соответствует имеющимся в литературе данным [39, 41, 59, 60].
Как было установлено далее, после введения вещества р01104 и антигипоксанта амтизола соответствующим группам животных, к 60-й мин эксперимента, параметр СтЭО значительно снижался у мышей обеих опытных групп - в 2,2 и 1,5 раза соответственно.
В работах В.М. Виноградова и соавторов (1973, 1985) на примере антигипоксантов, близких гути-мину, была продемонстрирована их способность к уменьшению показателей энергетического обмена и снижению температуры тела, что в итоге обеспечивало более экономное расходование кислородных запасов организма.
Установлено, что при развитии гипоксии лимитирование потребности в О2 способствует более стабильному и продолжительному протеканию базовых энергетических процессов в биологических тканях и, особенно, в жизненно важных
органах [38]. Пути сбережения О2, при этом, могут быть различными, в том числе они могут быть реализованы, например, за счёт ограничения или даже полного прекращения процессов нефосфо-рилирующего окисления в результате снижения интенсивности кислородзависимого микросо-мального окисления. В частности, высказываются предположения, относительно способности гутимина и амтизола при гипоксии конкурентно ингибировать активность кислородзависимой монооксигеназной системы микросом печени [32], что ранее находило подтверждение в опытах на мышах, выполненных по методике гексена-лового теста [60]. В связи с этим не может быть исключена возможность реализации защитного эффекта другого аминотиолового соединения - вещества р01104, в определённой степени за счёт его ингибирующего влияния на активность ферментной системы микросом. Следует также отметить, что способность антигипоксантов обратимо подавлять монооксигеназную систему клетки предоставляет возможность её митохонд-риальному аппарату осуществлять конкурентное доминирование в борьбе за О2 по отношению к микросомальному аппарату [46].
В целом анализ сведений, полученных из литературных источников, позволил высказать предположение о наличии у вещества р01104, как и у других антигипоксических средств аминотиоло-вого происхождения, способности осуществлять своё антигипоксическое действие за счёт рационального использования целого ряда источников энергии. Не исключено, что подобно амтизолу, вещество р01104 может также «работать» и на уровне печени, обеспечивая в ней оптимальный баланс метаболических процессов, например, путём активации гликолиза, восполнения содержания глюкозы в глюконеогенезе, стабилизации уровня липидных метаболитов [22, 57].
Влияние вещества на процессы окислительного фосфорилирования в митохондриях головного мозга
В последние годы стало известно, что на субклеточном уровне производные аминотиолов (например, амтизол) при развитии гипоксической гипоксии способны существенно повышать энергетический потенциал в цитозоле и ядре клетки, а также активировать транспорт АТФ из энерго-продуцирующего компартмента - митохондрий, в компартменты потребляющие энергию [43]. С целью получения информации о возможности участия вещества р01104 в регуляции процессов внутриклеточного дыхания нами была проведена
серия опытов, в которой исследовались реакции окислительного фосфорилирования в митохондриях головного мозга крыс, получавших данное комплексное соединение в дозах 10, 25 и 50 мг/кг.
Процессы окислительного фосфорилирования в митохондриях головного мозга крыс изучали по стандартной методике [45]. После декапита-ции животного из мозговой ткани методом дифференциального центрифугирования выделяли митохондрии, в которых полярографически с помощью закрытого электрода Кларка определяли состояние окислительного фосфорилирования. В качестве субстрата окисления использовали глу-тамат натрия. По данным полярограммы (рис. 2) рассчитывали скорость дыхания митохондрий в различных метаболических состояниях [18] -
Рис. 2. Общий вид полярограммы, регистрируемой в ходе исследования окислительного фосфорилирования в митохондриях головного мозга крыс
- У0 - скорость поглощения О2 при окислении экзогенного субстрата;
- У3 - скорость потребления О2 после добавки АДФ (акцептора фосфора), т.е. скорость фосфо-рилирующего окисления;
- У4 - скорость дыхания при условии истощения АДФ в системе - окисления после фосфорилирования;
- УцНФ - скорость дыхания после добавления разобщителя протонофора (2,4-динитрофенол).
Также рассчитывали показатели, характеризующие сопряжение процессов окисления и фосфорилирования в митохондриях:
- дыхательный контроль по Ларди (ДКЛ = V3/V0);
- дыхательный контроль по Чансу (ДКЧ = V3/V4);
- коэффициент АДФ/ДО;
- стимуляцию дыхания 2,4-динитрофенолом (ДНФ = ^нф^);
- скорость фосфорилирования добавки АДФ (АДФ/Д1);
- способность мембран митохондрий сохранять собственный энергетический потенциал
Ход определения. В ячейку электрода со средой инкубации общим объемом 1 мл вносили микропипеткой с изогнутым капилляром 0,015 мл глутамата натрия до конечной концентрации 3 мМ. На ленте самописца регистрировали нулевую линию и, размыкая электрическую цепь, выписывали шкалу содержания О2 в среде. Вся длина шкалы при постоянной температуре среды 27оС и объёме 1 мл соответствовала 240 нмолям О2. Сразу после добавления в среду инкубации 0,12 мл суспензии митохондрий регистрировали начальную скорость дыхания митохондрий V0. Затем добавляли 0,004 мл раствора АДФ до конечной концентрации 174 мкМ и последовательно регистрировали скорости V и После добавления в среду инкубации 0,021 мл раствора разобщителя (2,4-динитрофенола) до конечной концентрации 20 мкМ регистрировали скорость разобщённого дыхания - ^НФ.
Скорости дыхания митохондрий выражали в наног-атомах О2 за 1 мин в расчете на 1 мг белка митохондрий. АДФ^ выражали в нмолях АДФ за 1 мин на 1 мг белка. Количественное определение белка проводили по Lowry О.Н. е1 а1. (1951). Общий вид полярограммы представлен на рис. 2.
Митохондрии, выделенные из ткани головного мозга крыс контрольной группы имели следующие стартовые показатели активности (табл. 1): скорости дыхания V3, УцНФ соответственно равнялись - 22,07; 57,88; 25,72 и 64,81 наног-атом О2/мин/мг белка суспензии митохондрий (рис.3). Величины дыхательного контроля ДКЛ и ДКЧ, составили 2,62 и 2,25, соответственно. Коэффициент АДФ/ДО равнялся 1,64. Скорость фосфорилирования АДФ/Д достигала 87,16 нмоль/мин/мг белка. Применение разобщителя 2,4-динитрофенола увеличивало скорость окисления (ДНФ) в 2,54 раза. Показатель V0/V4, отражающий способность митохондриальных мембран удерживать энергетический потенциал, был равен 0,86. Близкие показатели окислительного фосфорилирования митохондрий головного мозга интактных крыс приведены в литературе [30].
После введения вещества р01104 в дозе 10 мг/кг начальная скорость окисления субстрата ^0) не изменялась. Тем не менее прочие показатели свидетельствовали о некотором ослаблении энергетической функции митохондрий. Так, скорость окисления после фосфорилирования ^4) снизилась на 13,06%, скорости фосфорили-рующего окисления ^3) и разобщенного окисления ^ДНФ) снизились соответственно на 14,79 и 13,86% в сравнении с контролем (рис. 3). Сопряжение процессов окисления и фосфорилирования в дыхательной цепи при этом существенно не изменялось, что было подтверждено стабильнос-
Таблица 1. Влияние вещества р01104 на окислительное фосфорилирование в митохондриях головного мозга крыс
Группы Статистические Параметры Ч> V. V ДНФ ДКЛ ДКЧ АДФ/ДО АДФ/Д1 ДНФ
Контроль М 22,07 57,88 25,72 64,81 2,62 2,25 1,64 87,16 2,54 0,86
(п=10) ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ±
т 0,71 1,54 0,79 1,92 0,08 0,05 0,14 4,93 0,05 0,04
Доза М 20,55 49,32 22,36 55,83 2,40 2,21 1,56 82,39 2,51 0,92
10 мг/кг ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ±
(п=8) т 0,86 0,61* 0,44* 1,32* 0,09 0,14 0,13 3,67 0,06 0,05
Доза М 15,43 36,08 18,93 40,58 2,34 1,91 1,41 53,27 2,35 0,81
25 мг/кг ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ±
(п=8) т 0,73* 1,14* 1,02* 0,65* 0,06* 0,03 0,21 1,23* 0,11 0,08
Доза М 12,24 30,01 17,37 36,33 2,45 1,72 1,22 37,96 2,09 0,70
50 мг/кг ± ± ± ± ± ± ± ± ± ± ±
(п=8) т 0,95* 1,19* 0,77* 1,43* 0,10 0,03* 0,12* 2,09* 0,05* 0,06*
Примечание: * - статистически достоверные различия по сравнению с контролем (р<0,05)
тью расчётных коэффициентов дыхательного контроля (ДКЛ и ДКЧ), а также сохранением начальной скорости фосфорилирования добавки АДФ, свидетельствующее о достаточном образовании АТФ в митохондриях головного мозга в единицу времени (АДФ/Д^. Показатель отношения скоростей нефосфорилирующего окисления ^0/У4) в этой группе исследования был достоверно выше, чем в контроле - 0,92.
После введения вещества р01104 в большей дозе (25 мг/кг) дыхание митохондрий становилось заметно слабее (рис. 3). Было отмечено ухудшение процессов сопряжения в дыхательной цепи, которое проявлялось в снижении ДКЛ на 10,7% и ДКЧ на 15,1%. Образование АТФ в единицу времени (АДФ/Д^ уменьшилось на 38,9% по сравнению с контрольными показателями. Отмечали также тенденцию к уменьшению коэффициентов АДФ/ДО и ДНФ. Соотношение У0/У4, однако, достоверно не отличалось от исходной величины и составляло 0,81.
Введение вещества р01104 в дозе 50 мг/кг приводило к максимальному уменьшению начальной скорости окисления субстрата (У0). Данный показатель снижался дополнительно на 14,46%, т.е. в совокупности - на 44,55%, по сравнению с контрольным значением. Скорость фосфорили-рующего окисления (У3) в итоге уменьшалась на 48,15%. Скорость окисления после фосфорилирования (У4) снижалась на 32,46%, а скорость разобщенного окисления ^ДНФ) - на 43,94%.
Тем не менее, на фоне действия вещества р01104, применённого в дозе 50 мг/кг - наибольшей из изученных, было отмечено восстановление ДКЛ до исходного уровня. Однако другой дыхательный коэффициент - ДКЧ всё же имел тенденцию к снижению, и составлял 76,44% от соответствующего контроля.
70 —1 НЯНОГ-ЯТОМ О^Гмин
Рис. 3. Изменение скоростей дыхания митохондрий в различных метаболических состояниях (У(у V,, VДНФ) через 60 мин после введения вещества р01104.
По оси ординат - скорость дыхания митохондрий (в наног-атом О2/мин на 1 мг белка митохондрий). По оси абсцисс - доза вещества р01104. N - контроль
Образование АТФ в этой серии опытов составляло всего 43,6% от стартовой величины. Коэффициенты АДФ/ДО и ДНФ достоверно снижались, соответственно, на 25,6 и 17,3%. Показатель, отражающий способность мито-хондриальных мембран удерживать энергетический потенциал также уменьшался и составлял 0,70.
Как известно, на определённом этапе гипоксии, формирующийся тканевой энергодефицит становится причиной дополнительного повреждения клеточных мембран. Его негативное влияние проявляется в нарушении работы АТФ-зависимых ионных насосов [5], ослаблении пластических
процессов по замене повреждённых мембранных структур, в дефосфорилировании мембранных белков [21]. Адаптация клетки к новым условиям существования и, в частности, к острой или хронической гипоксии, на этом этапе может осуществляться только в случае непосредственного вовлечения внутриклеточных структур, ответственных за синтез и расход энергии, в комплекс развивающихся компенсаторно-приспособительных реакций.
Использование химических соединений, способных оптимизировать деятельность внутриклеточных механизмов саморегуляции за счет рационального использования энергетических и пластических ресурсов, в первую очередь позволяет сохранить достаточный уровень активности жизненно-важных органов на всём протяжении неблагоприятного периода [27].
Анализ полученных результатов показал, что уже в дозе 10 мг/кг вещество р01104 способно оказывать тормозящее влияние на функциональную активность митохондрий головного мозга. Это было подтверждено достоверным снижением скорости фосфорилирующего окисления ^3) - на 13,0%, скорости потребления О2 митохондриями после расходования добавки АДФ, т.е. скорости окисления после фосфорилирования ^4) - на 14,8%, а также скорости дыхания митохондрий в состоянии разобщения (т.е. после добавки 2,4-динитрофенола) - на 13,9%.
Следует отметить, что вещество р01104 в дозе 10 мг/кг не изменяло процессов сопряжения окисления и фосфорилирования в дыхательной цепи митохондрий, о чём свидетельствовали устойчивые соотношения между соответствующими скоростями окисления, которые представлены в виде дыхательных коэффициентов - ДКЛ и ДКЧ, а также достаточно высокий показатель АДФ/ДО. Продукция АТФ в митохондриях, согласно расчётам АДФ/Д^ оставалась на уровне исходного значения.
Введение вещества р01104 в дозах 25 и 50 мг/кг подтвердило способность антигипок-санта замедлять процессы внутриклеточного дыхания на уровне митохондрий клеточных элементов ткани мозга. По мере увеличения дозы вводимого вещества, происходило дальнейшее снижение всех изучавшихся скоростей окисления. Например, после введения вещества р01104 в дозе 50 мг/кг скорость окисления глутамата снижалась более чем на 30% от своей исходной величины, а скорость фосфорилирующего окисления -почти в 2 раза. При этом V и УцНФ составляли всего 77,54 и 56,06% соответственно от исходных показателей.
Настораживающим моментом, с нашей точки зрения, представлялся отрицательный эффект вещества р01104, наблюдавшийся после его введения в дозах 25 и 50 мг/кг, на реакции сопряжения процессов окисления и фосфорилирова-ния в митохондриях мозга крыс. Это нашло отражение в существенном понижении показателя дыхательного контроля по Чансу (ДКЧ), дающего представление о чувствительности митохондрий к приросту концентрации АДФ, что предполагает уменьшение сродства дыхательной цепи к добавке АДФ. Прогрессирующее снижение коэффициента АДФ/ДО также подтверждало частичное уменьшение энергоэффективности окисления митохондриями используемого субстрата.
Тем не менее, несмотря на то, что после введения вещества р01104 в дозе 25 мг/кг продукция АТФ в митохондриях снижалась на 38,9%, соотношение скоростей окисления V0/V4, позволяющее судить о способности митохондриальных мембран удерживать энергетический потенциал, всё ещё оставалось на уровне контрольных величин. Однако после введения изучаемого вещества в дозе 50 мг/кг, энергетический потенциал начинал понижаться и составлял в этих опытах 81% от исходного уровня, в то время как образование АТФ в митохондриях мозговой ткани снижалось в 2,3 раза.
По мнению большинства исследователей, при решении вопроса о защите организма от повреждающего воздействия гипоксии на первый план выступает проблема коррекции аэробной компоненты энергетического обмена в сочетании с проведением комплекса мероприятий по устранению (или предупреждению) развития биоэнергетической гипоксии [9, 65].
Общеизвестно, что в результате метаболических реакций все виды внутриклеточных энергетических трансформаций, в конечном итоге аккумулируются в АТФ. В круговороте энергии именно АТФ является связующим звеном процессов, протекающих с выделением или потреблением энергии, и главным соединением, определяющим энергетическое состояние клеток организма. Основная масса АТФ образуется в результате окислительного фосфорилиро-вания в дыхательной цепи митохондрий (в так называемом митохондриальном компартмен-те), незначительная - в результате субстратного фосфорилирования (внемитохондриальный компартмент) [13, 48, 64]. Следует отметить, что среди прочих клеточных органелл, митохондрии представляют собой наиболее чувствительные к дефициту О2 внутриклеточные структуры и при развитии гипоксии повреждаются одними из первых [28, 51].
Энергетический запас клетки в виде макро-эргических соединений и субстратов особенно важен в условиях гипоксии, поскольку поддержание жизнедеятельности органов и организма в целом возможно только до тех пор, пока дефицит энергии не достигнет своего критического уровня [19]. При этом объективным показателем эффективности энергетического обмена служит соотношение между количеством синтезированных макроэргических соединений и количеством О2, потреблённого в метаболических реакциях. Энергетические преобразования в клетке также во многом зависят от соотношения НАД/НАДН в митохондриях, потенциала фосфорилирования в цитозоле клетки, значения внутримитохондри-ального рН, напряжения О2 в среде, а также от функционального состояния шунтовых механизмов синтеза энергии в клетке [42, 20, 65].
В соответствии с данными литературы, перестройка метаболизма при развитии гипоксии во всех органах носит стереотипный неспецифический характер [54]. Основу этих изменений составляют экономичная утилизация клетками О2, снижение интенсивности окислительного фосфорилирования, торможение биосинтеза продуктов пластического обмена. Такого рода метаболические превращения способствуют более рациональному расходованию энергетических ресурсов, которые быстро истощаются при кислородном и субстратном голодании, вызванном гипоксией или ишемией [15, 62].
Примат роли энергетического обмена в формировании каскада прочих метаболических нарушений, характерных для гипоксии (в частности, его первичность по отношению к свободнора-дикальным процессам и увеличению проницаемости мембран), знание основных, лимитирующих развитие гипоксии, участков в дыхательной цепи митохондрий (её мишеней), особенностей динамики процесса (распространение нарушений от субстратного участка дыхательной цепи к терминальному), а также их связь с проявлением системных нарушений позволили выделить три основные группы антигипоксантов - корректоров энергетического обмена [27, 34]:
1) вещества с акцепторными свойствами, формирующие шунтирующие потоки восстановительных эквивалентов на субстратном (НАДН-КоО) участке дыхательной цепи (производные хинонов, рибофлавина, флавинсодержащие соединения растительного происхождения, никотинамид);
2) активаторы компенсаторных метаболических потоков (сукцинатоксидазный путь окисления) - сукцинатсодержащие органические соединения (мексидол, лимонтар, реамбирин);
3) корректоры электронно-транспортной фун-
кции цитохромного участка дыхательной цепи (экзогенные убихинон и цитохром с, аскорбиновая кислота). Применение антигипоксантов, способных регулировать энергетические потоки в дыхательной цепи митохондрий, позволяет достигнуть значительного уменьшения потерь АТФ при одновременном увеличении скорости окисления пиридинов, что приводит к нормализации редокс-потенциала клетки.
К числу наиболее известных на сегодняшний день классов органических веществ, способных модифицировать энергообразующие процессы в митохондриальном компартменте при гипокси-ческих состояниях, относятся серосодержащие соединения, которые, главным образом, представлены производными тиобарбитуровой кислоты и аминотиолами - гутимином и амтизолом [2]. Феномен снижения энергосинтезирующей функции митохондрий клеток печени на фоне действия антигипоксических веществ аминотиолово-го ряда продемонстрирован в эксперименте [15]. Согласно полученным данным, после введения амтизола (25 мг/кг) крысам, помещённым в условия острой гипоксической гипоксии, содержание АТФ в митохондриях снижалось на 45% по сравнению с контрольной группой (гипоксия). Авторами было высказано предположение, что амтизол при острой гипоксии способствует сохранению аде-ниннуклеотидного пула в энергопотребляющем и энергосинтезирующем компартментах клетки.
Изучаемое нами вещество р01104 также является серосодержащим химическим соединением, т.к. относится к производным аминотиолов (бис^-ацетил^-цистеинато)цинк(М) сульфат ок-тагидрат). Однако особый интерес к нему, как и ко всему ряду исследованных веществ, в значительной степени был обусловлен присутствием в структуре вещества переходного металла, в конкретном случае - двухвалентного цинка ^п2+).
Сведения о перспективности разработки нового класса антигипоксантов на основе смешан-нолигандных соединений металлов с аминокислотами, витаминами и другими антиоксидантами встречаются в целом ряде аналитических и экспериментальных работ, выполненных за последние 10-15 лет [23, 29, 31]. Предполагалось, что интегрированный в структуру биологически активного вещества тот или иной незаменимый микроэлемент будет способен оказывать более существенное влияние на биоэнергетические процессы внутри клетки, чем самостоятельный лиганд [52].
Было установлено, что многие металлопроте-ины (в том числе и цинксодержащие ферменты) принимают активное участие в синтезе нуклеиновых кислот, в белковом, жировом и углеводном видах обмена [63]. Однако, по нашему мнению, при
остро развивающихся гипоксических состояниях указанные механизмы синтеза de novo металло-ферментов в силу их инертности не могут вносить значительного вклада в совокупность процессов, обеспечивающих повышение резистентности организма к кислородной недостаточности.
Согласно полученным нами результатам, вещество р01104, по-видимому, обладает способностью оптимизировать работу лимитирующих звеньев энергетического обмена в клетке. Это подтверждается в первую очередь существенным замедлением после его введения крысам интенсивности протекания всех изученных видов внут-римитохондриального дыхания (V0, V3, V4, VflHO), что приводило к ожидаемому снижению синтеза АТФ (50 мг/кг - на 56,4%), но при этом протекало без существенной утраты митохондриями мозга способности сохранять собственный энергетический потенциал (V0/V4).
Из литературных источников следует, что подобного рода изменения на уровне митохондри-ального компартмента достаточно предсказуемы и закономерны при реализации защитных эффектов антигипоксических веществ, так как они лежат в основе последующего экономичного расходования поступающих на матрикс митохондрий О2 и субстратов окисления [28, 54, 62].
По нашему мнению, внутриклеточными структурами-мишенями антигипоксического действия вещества р01104, могут являться, прежде всего, митохондрии головного мозга, сердца, печени. Как показали результаты проведенного исследования, принципиальным отличием изученного комплексного соединения цинка и ^ацетил^-цистеина от прочих антигипоксантов аминотио-лового происхождения является его способность оказывать отчётливое влияние на метаболические процессы внутри клетки в условиях нормоксии, в то время как гутимин, амтизол, бемитил, как правило, начинают демонстрировать свои защитные свойства только по мере усугубления гипоксичес-кого состояния организма [40].
Мы выдвигаем гипотезу о том, что наиболее вероятной точкой приложения антигипоксическо-го действия вещества р01104 в дыхательной цепи митохондрий является её цитохромный фрагмент. Предположение основывается на фактах, подтверждающих способность Zn2+ заметно ограничивать объёмы электронных потоков в области цитохромов дыхательной цепи на участке b-c вплоть до их полной блокады [27, 50]. Указанный феномен позволяет обеспечить экономичность процессов окислительного фосфорилирования, что, в дальнейшем, предотвращает преждевременное истощение внутриклеточных резервов, и, в первую очередь, за счёт угнетения чрезмер-
но быстрого окисления митохондриями НАД-за-висимых субстратов [12, 26]. Присутствие Zn2+ в составе молекулы ^ацетил^-цистеина вещества р01104, на наш взгляд, при развитии острой гипоксии ограничивает фазную активацию НАД-зависимого окисления в митохондриях головного мозга и, возможно, других энергоёмких органов, что на следующем этапе развития гипоксии позволяет заметно отдалить развитие последующей фазы угнетения указанного процесса.
Литературные данные в целом косвенно подтверждают высказанную гипотезу в отношении одного из вероятных механизмов антигипоксического действия вещества р01104 в ЦНС. Так, С. С. Сергеева и соавторы (1991) полагают, что на нейронном уровне протективные эффекты аминотиоловых антигипоксантов могут существенно отличаться в способах их реализации. Например, если для гутимина в большей степени характерна пассивная защита нейронов от энергетического дефицита за счёт снижения энерготрат на электрогенез, то, в свою очередь, амтизол способен активно перестраивать мембранные и внутриклеточные процессы для сохранения стабильного энергообеспечения импульсной активности нейронов. На основании ранее высказанного предположения о возможности обеспечения энергосохраняющих эффектов антигипоксантов аминотиолового ряда за счёт их способности напрямую оптимизировать работу электронно-транспортной функции дыхательной цепи в митохондриях на субстратном НАДН-зависимом её участке [25] было проведено изучение влияния гутимина и амтизола на дыхательный метаболизм нейронов, что позволило выявить снижение потока электронов в митохондриях в сукцинат- и НАДН-дегидрогеназных путях, а также уменьшение энергетических затрат клетки на работу К+, Na+-насоса [36].
В последние годы у веществ этой группы была обнаружена способность ограничивать активацию процессов перекисного окисления липидов и препятствовать угнетению антиокислительных систем при остро развивающейся гипоксии [11, 44]. Однако авторы полагают, что антиоксидан-тный эффект гутимина и амтизола является не столько результатом их прямого влияния на процессы перекисного окисления липидов, сколько опосредован стабилизацией энергетического обмена клетки.
По нашему мнению, вещество р01104, в соответствии с его структурными особенностями, также способно принимать участие в регулировании процессов свободнорадикального окисления в тканях. В отличие от эталонных аминотиоловых
антигипоксантов (гутимин, амтизол, бемитил), вещество р01104 владеет двумя свободными SH-группами (в составе 2-х молекул ^ацетил-L-цистеина). Роль сульфгидрильной группы как участника энзиматических и антиокислительных реакций имеет большое значение в процессах сопряженного катализа, обеспечивающих синхронизацию событий в метаболических, энергетических и информационных биологических потоках [14]. Редокс-превращения SH-групп органических компонентов клетки способствуют сохранению показателей гомеостаза на оптимальном уровне [49]. Благодаря наличию SH-группы, изученное комплексное соединение вполне способно выступать в качестве редокс-буфера клетки, поддерживая в ней восстановленную среду, обеспечивая восстановление SH-групп энергообеспечиваю-щих ферментов митохондрий при их окислении. В связи с этим, дефицит тиолового редокс-конт-роля активности ферментов при развитии острой гипоксии, который выполняется в клетке преимущественно за счёт использования тиолдисуль-фидных соединений (глутатионовая система) [3, 61], вполне может быть частично компенсирован стабилизирующим действием вещества р01104, что, гипотетически, можно рассматривать в качестве возможного дополнительного механизма его антигипоксического действия.
Присутствие цинка в составе вещества р01104 также может влиять на течение свобод-норадикальных реакций в клетке. Установлено, что в отличие от целого ряда ионов металлов (кобальт, никель, хром), инициирующих реакции перекисного окисления липидов [10], цинк обладает антиокислительным эффектом, являясь фактором стабилизации плазматических мембран, повреждённых продуктами перекисного окисления липидов, и, кроме того, препятствует всасыванию прооксидантных микроэлементов [33].
Следует также отметить, что лиганд химического соединения р01104 - ^ацетил^-цистеин -является природным метаболитом L-цистеина, в
связи с чем, его можно рассматривать как низкомолекулярное соединение, способное выполнять и самостоятельные защитные функции [56]. Например, установлено, что этот агент регулирует активность факторов транскриптации АР-1 и NF-кВ в качестве хелатора ионов Zn2+ [55], а не выступает в качестве ловушки активных частиц, как считали ранее. Присутствие цинка в структуре молекулы ^ацетил^-цистеина априори предполагало возникновение качественно новых эффектов синтезируемого комплексного соединения, так как переходные металлы, к каковым относится и цинк, в биологических системах выполняют множество функций, в том числе и функцию активного центра металлоферментов [35]. В целом, комплексные соединения ^ацетил^-цистеина с биометаллами можно рассматривать одновременно как метаболиты и металла и лиганда [31]. По этой причине вероятность обнаружения защитного эффекта у комплексного соединения, например, при гипоксии, значительно выше, чем только у металла или отдельно у лиганда.
Таким образом, изученное нами химическое соединение - вещество р01104, благодаря своим особенностям, способно активно влиять на интенсивность энергосинтетических процессов в клетках головного мозга. Как следует из результатов проведённых экспериментов, наиболее вероятный механизм защитного действия данного комплексного соединения реализуется на уровне митохондриального компартмента посредством обратимого уменьшения скорости протекания окислительных реакций в дыхательной цепи, что при развитии острой гипоксии оптимизирует расходование О2 и окисляемых биологических субстратов. В целом, полученные данные свидетельствуют о наличии у вещества р01104 многокомпонентного нейропротективного действия, позволяющего обеспечить поддержание устойчивой деятельности митохондрий нервных клеток в условиях острого дефицита О2 в окружающей воздушной среде.
ЛИТЕРАТУРА
1. Авербах М. С., Березина М. П., Василевская Н. Е. и др. Большой практикум по физиологии человека и животных / Под ред. Л. Л. Васильева и И. А. Ветюкова. - 1954. - 606 с.
2. Бакибаев А. А., Горшкова В. К., Саратиков А. С. Антигипоксические свойства органических соединений (обзор) // Хим.-фармац. журн. - 1997. - Т. 31, № 2. - С. 3-16.
3. Биленко М. В. Ишемические и реперфузионные повреждения органов. - М.: Медицина, 1989. - 368 с.
4. Бобков Ю. Г., Виноградов В. М., Катков В. Ф. Фармакологическая коррекция утомления. - М.: Медицина, 1984. - 208 с.
5. Болдырев А. А., Булыгина Е. Р., Крамаренко Г. Г. Является ли Na,K-АТФ-аза мишенью окислительно-
го стресса? // Бюлл. эксперим. биол. и мед. - 1996. - Т. 121, № 3. - С. 275-278.
6. Виноградов В. М., Гречко А. Т. Влияние гутимина на процессы запоминания у крыс // Повышение резистентности организма к экстремальным воздействиям. - Кишинёв, 1973. - С. 127-129.
7. Виноградов В. М., Криворучко Б. И. Фармакологическая защита мозга от гипоксии // Психофармакол. и биол. наркол. -
2001. - Т. 1. - С. 27-37.
8. Виноградов В. М., Урюпов О. Ю. Гипоксия как фармакологическая проблема //Фармакология и токсикология. - 1985. - Т. 48, № 4. - С. 9 - 20.
9. Владимиров Ю. А., Коган Э. М. Механизмы нарушения биоэнергетических функций мембран митохондрий при тканевой гипоксии // Кардиолог - 1981. - Т. 21. - С. 82-85.
10. Владимиров Ю. А., Азизова О. А., Деев О. А. и др. // Свободные радикалы в живых системах // ВИНИТИ АН СССР. Итоги науки и техники. Сер. Биофизика. - М., 1991. - Т. 29.
11. Грек О. Р. Влияние гипоксии и гипертермии на процессы перекисного окисления липидов печени крыс на фоне действия гутимина и ненасыщенных аминов // Фармакол. и токсикол. - 1978. - Т. 41, № 1-2. - С. 101-104.
12. Дудченко А. М. Энергетический метаболизм и функциональная активность клеток при гипоксии // Гипоксия. Механизмы, адаптация, коррекция: Мат. Всерос. конф. - М., 1997. - С. 36-37.
13. Дынник В. В. Иерархия регуляторных механизмов во внутриклеточном обмене // Метаболическая регуляция физиологического состояния. - Пущино, 1984. - С. 15-18.
14. Зайцев В. Г., Островский О. В. Закревский В. И. Связь между химическим строением и мишенью действия как основа классификации антиоксидантов прямого действия // Эксперим. и клинич. фармакол. - 2003. - Т. 66, № 4. - С. 66-70.
15. Зарубина И. В., Шабанов П. Д. Молекулярная фармакология антигипоксантов. - СПб.: ООО «Изд. Н-Л», 2004. - 368 с.
16. Зилов Г. Н., Магницкий А. Н., Макарычев А. И. и др. Руководство к практическим занятиям по физиологии / Под ред. Г. Н. Зилова. - М.: Медгиз, 1957. - С. 146-148.
17. Иванов К. П. Принципы и современные проблемы энергетики гомойотермных животных и человека // Рос. физиол. журн. им. И. М. Сеченова. - 2004. - Т. 90, № 8. - Ч. 2. - С. 55.
18. Ивков И. Н., Панченко Л. Ф. Изучение функционального состояния митохондрий печени нормальных крыс // Структура и функции биологических мембран: Тр. 2-го МОЛГМИ им. Н.И. Пирогова. - М., 1971. - С. 94-103.
19. Короткина Р. Н., Коростелёв А. Н., Ситников А. В. и др. Метаболические эффекты мексидола при кардиохи-рургических операциях с искусственным кровообращением // Анестезиол. и реаниматол. - 2005. - № 3. - С. 21-23.
20. Коттрелл Д. Е. Защита мозга // Анестезиол. и реаниматол. - 1996. - № 2. - С. 81-84.
21. Кравцов А. В., Алексеенко И. Р. Механизмы регуляции векторных ферментов биомембран. - Киев: На-укова думка, 1990. - 176 с.
22. Лебкова Н. П., Чижов А. Л. Внутриклеточная трансформация жирных кислот в углеводы - основной механизм энергопродукции при гипоксии // Гипоксия. Механизмы, адаптация, коррекция. Мат. Всерос. конф. - М., 1997. - С. 70-71.
23. Левченкова О. С. Изучение антигипоксической активности химических производных природных антиоксидантов: Автореф. дис. ... канд. мед. наук. - Смоленск, 2006. - 21 с.
24. Ливанов Г. А., Александров М. В., Васильев С. А. Метаболическая десинхронизация при критических состояниях // Общ. реаниматол. - 2006. - Т. II, № 1. - С. 42-46.
25. Лукьянова Л. Д. Механизмы действия антигипоксантов. Антигипоксанты - новый класс фармакологических веществ // Итоги науки и техники. ВИНИТИ. Сер. фармакология и химиотерапевтические средства. Т. 27 / Под ред. Л. Д. Лукьяновой. - М., 1991. - С. 5-26.
26. Лукьянова Л. Д. Современные проблемы гипоксии // Вестник РАМН. - 2000. - № 9. - С. 3-12.
27. Лукьянова Л. Д. Роль биоэнергетических нарушений в патогенезе гипоксии // Патологич. физиол. и эксперим. терап. - 2004. - № 2. - С. 2-11.
28. Лукьянова Л. Д., Дудченко А. М., Цыбина Т. А., Германова Э. Л. Регуляторная роль митохондриальной дисфункции при гипоксии и её взаимодействие с транскрипционной активностью // Вестн. Росс. АМН. - 2007. - № 2.
- С. 3-13.
29. Лукьянчук В. Д., Савченкова Л. В. Антигипоксанты: состояние и перспективы // Эксперим. и клинич. фармакол. - 1998. - № 4. - С. 72-79.
30. Новиков В. Е., Кулагин К. Н. Средства фармакологической коррекции при черепно-мозговой травме // Обзоры по клин. фармакол. и лек. терапии. - 2002. - Т. 2, № 1. - С. 2-11.
31. Парфёнов Э. А., Смирнов Л. Д. Успехи и перспективы создания лекарственных препаратов на основе аскорбиновой кислоты. Обзор // Хим.-фармац. журн. - 1993. - Т. 26, № 9-10. - С. 4-17.
32. Плужников Н. Н., Софронов Г. А. Антигипоксанты как усилители естественных защитно-адаптационных реакций организма на гипоксию // Антигипоксанты и актопротекторы: итоги и перспективы. Мат. Рос. науч. конф.
- СПб, 1994. - С. 79.
33. Ракитский В. Н., Юдина Т. В. Антиоксидантный и микроэлементный статус организма: современные проблемы диагностики // Вестн. РАМН. - 2005. - № 3. - С. 33- 36.
34. Сазонтова Т. Г., Жукова А. Г., Анчишкина Н. А., Архипенко Ю. В. Фактор транскрипции Н^-1-альфа, белки
срочного ответа и резистентность мембранных структур в динамике после острой гипоксии // Вестн. Росс. АМН.
- 2007. - № 2. - С. 17-25.
35. Свиридонова С. В. Влияние моделей супероксиддисмутазы и родственных металлоферментов на физическую работоспособность: Автореф. дис. ... канд. биол. наук. - Смоленск, 2005. - 21 с.
36. Сергеева С. С. Влияние гутимина и амтизола на активность К, Na-насоса нервной клетки // Эксперим. и клинич. фармакол. - 1994. - Т. 57, № 4. - С. 16-18.
37. Сергеева С. С., Январёва И. Н., Урюпов О. Ю. Действие амтизола и гутимина на дыхательный метаболизм нейрона // Фармакол. и токсикол. - 1991. - Т. 54, № 3. - С. 22-24.
38. Симоненко О. Г, Воронова Н. В. Изменение показателей кислородобеспечивающих систем при адаптации к нормобарической гипоксической тренировке // Рос. физиол. журн. им. И. М. Сеченова. - 2004. - Т. 90, № 8.
- Ч. 2. - С. 258.
39. Слоним А. Д. Частная экологическая физиология млекопитающих. - М., 1976. - 364 с.
40. Смирнов А. В., Криворучко Б. И. Антигипоксанты в неотложной медицине // Анестезиол. и реаниматол.
- 1998. - № 2. - С. 50-55.
41. Тахтенберг И.М., Сова Р.Е., Шефтель В.О., Оникеенко Ф.А. Показатели нормы у лабораторных животных в токсикологическом эксперименте (современные представления и методические подходы, основные параметры и константы). - М.: Медицина, 1978. - 176 с.
42. Хватова Е. М., Гарсия А., Гайнулин М. Р. Свойства NAD-зависимых ферментов мозга в условиях гипоксии и ишемии // Вестн. Росс. АМН. - 2007. - № 2. - С. 13-16.
43. Шабанов П. Д. Гипоксия и антигипоксанты // Вестник Рос. воен.-мед. академии. - 2003. - № 1(9). - С. 111-121.
44. Шабанов П. Д., Вислобоков А. И., Марышева В. В., Мельников К. Н. Метаболические и мембранные эффекты аминотиоловых антигипоксантов // Психофармакол. и биол. наркол. - 2005. - Т. 5, № 4. - С. 1044-1060.
45. Шаров А. Н. Состояние энергетического обмена в тканях головного мозга при воздействии на организм высокой температуры и введении в этих условиях ионола и углекислого газа: Автореф. дис. ... канд. мед. наук.
- Смоленск, 1984. - 22 с.
46. Agani F. H., Pichiul P., Chavez J. P. The role of mitochondria in the regulation of hypoxia-inducible factor 1 expression during hypoxia // J. Biol. Chem. - 2000. - Vol. 275. - P. 35863-35867.
47. Albrecht H., Albrecht E. Metabolism and hematology at altitude and the effect of drags on acclimatization // Fed. Proc. - 1969. - Vol. 28, № 3. - P. 1118.
48. Banks B., Vernon C. Reassessment of the role of ATP in vivo // J. Theor. Biol. - 1970. - Vol. 56. - № 5. - P. 1059-1074.
49. Bellomo G. Cell damage by oxygen free radicals // Cytotechnol. - 1991. - Vol. 1. - P. 71-73.
50. Branden M. Electron and proton transfer in cytochrome c oxidase: Doctoral diss. ... Stockholm univ. - Stockholm, 2003. - 292 p.
51. Deborah R. C., Bruce H. C. Treatment of mitochondrial cytopathies // Semin. Neurol. - 2001. - Vol. 21, № 3. - P. 309-325.
52. Eisenberg-Hohl C. Neue synthesen polyfunktioneller chiraler Alkohole: Asymmetrisch katalysierte addition von funktionalisierten Dialkylzinkverbindungen an funktionalisierte Aldehyde. - Marburg: Gorich & Weiershauser, 1996 . - 194 c.
53. Friolet R., Hopeler H., Krahenbuhl S. Relationship between coenzyme A and the carnitine pools in human skeletal muscle at rest and after exhaustive exercise under normoxic and acutely hypoxic conditions // J. Clin. Invest. - 1994.
- Vol. 94, № 4. - P. 1490-1495.
54. Hochachka P. W. Living without oxygen: closed and open systems in hypoxia tolerance. Massachusetts, London, 1980. - 178 p.
55. Kim C. H., Kim J. H., Lee J. et al. Thiol antioxidant reversal of pyrrolidine dithiocarbamate-induced reciprocal regulation of AP-1 and NF-kappaB // Biol. Chem. - 2003. - Vol. 384, № 1. - P. 143-150.
56. Kolar F., Szarszoi O., Neckar J., Ostadal B. Improved cardiac ischemic tolerance in rats adapted to chronic hypoxia is reduced by stimulation treatment with N-acetylcysteine // Eur. J. Heart Fail. - 2003. - Vol. 2, № 1, suppl. - P. 46.
57. Lochner A., Kodze J. C. N., Benade A. J. S., Gevers W. Mitochondrial oxidative phosphorylation in low flow hypoxia: role of free fatty acids // J. Mol. and Cell. Cardiol. - 1978. - Vol. 10. - P. 857-875.
58. Lowry O. H., Rosebrough N. I., Farr A. L., Randall R. I. Protein measurment with the Follin phenol reagent // J. Biol. Chem. - 1951. - Vol. 193, № 1. - P. 265-275.
59. Prosser C. L. Oxygen, breathing and metabolism // Comparative animal physiology. Third edition, Vol. I / Ed. C. L. Prosser. - Philadelphia-London-Toronto: W. B. Saunders company, 1973. - 563 p.
60. Roffman M., Lal H. Stimulus control of hexobarbital narcosis and metabolism in mice // J. Pharmacol. and Experim. Ther. - 1974. - Vol. 191, № 3. - P. 358-369.
61. Sen S. K. The antioxidant system of the organism // Biochem. Pharmacol. - 1998. - Vol. 55, № 11. - P. 1747-1758.
62. Siesjo B. K. Calcium-mediated processes in neuronal degeneration // Ann. N. J. Acad. Sci. - 1994. - Vol. 1. - P. 140-161.
63. Spiro T. G. Zinc enzymes. - New York: A. Wiley-Interscience publ., 1983. - 359 p.
64. Szewczyk A., Wojtczak L. Mitochondria as a pharmacological target // Pharmacol. Rev. - 2002. - Vol. 54, № 1.
- P. 101-127.
65. Wilson D. F. The role of peroxides in mitochondrial reduction of dioxygen to water // Bioelectrochem. and Bioenerg. - 1987. - Vol. 18, № 1-3. - P. 51-58.
