CC BY
110
УДК 577.152.34:577.151.5
КОЛАГЕНОЛІТИЧНІ ФЕРМЕНТИ мікроорганізмів
МАЦЕЛЮХ О. В., ВАРБАНЕЦЬ Л. Д.
Інститут мікробіології і вірусології НАН України, Київ E-mail: [email protected]
Мікробні колагенолітичні ферменти гідролізують білки родини колагенів. У роботі наведено дані щодо здатності деградувати колаген ферментами, виділеними з різних груп мікроорганізмів — бактерій, грибів, актиноміцетів та дріжджів. Розглянуто фізико-хімічні властивості, методи виділення і очищення ферментних препаратів колагеназ. Проаналізовано існуючі й можливі шляхи використання цих ферментів у промисловості
І медицині.
Ключові слова: колагенолітичні ферменти мікроорганізмів, фізико-хімічні властивості, методи виділення і очищення, практичне застосування.
Протеолітичні ферменти відіграють важливу роль в обміні речовин усіх живих організмів, починаючи від бактерій та мікро-міцетів і закінчуючи вищими тваринами і людиною. Широке застосування протеаз у наукових дослідженнях, медицині, косметології, у легкій та харчовій промисловості спонукає до пошуку зручних та економічних джерел для одержання ферментів у промисловому масштабі. У цьому сенсі мікроорганізми є винятково перспективним об’єктом досліджень, оскільки багато широко розповсюджених мікроорганізмів виділяють велику кількість протеолітичних ферментів у навколишнє середовище, що значно полегшує завдання їх виділення та очищення.
Окрім своєї основної функції — розщеплення білків їжі до складових амінокислот, протеолітичні ферменти виконують низку не менш важливих функцій. Наприклад, протеоліз лежить в основі таких процесів, як зсідання крові та лізис тромбів, утворення ряду білкових гормонів (інсулін), а також фізіологічно важливих пептидів. Екстраце-люлярні протеолітичні ферменти мікроорганізмів розщеплюють білки, які містяться в навколишньому середовищі, і перетворюють їх на форму, що здатна легко проникати усередину мікробної клітини. Оскільки мікробну клітину, залежно від умов існування, оточують різні білкові субстрати, то й синтезуються різні за специфічністю протеази — широкої специфічності (гідролізу-ють декілька субстратів) або високоспеци-фічні (діють виключно на певний субстрат).
Колагенази в організмі людини і тварин беруть участь у морфогенезі сполучної тканини, а також в усуненні деяких патологічних процесів при артритах, метастазах тощо, при цьому розщеплюють нативний колаген у певних локусах на два фрагменти, не спричинюючи руйнування цілої молекули. Колагенолітичні ферменти мікроорганізмів є унікальними за своєю здатністю в різних умовах ( рН, температури, іонної сили) вибірково гідролізувати потрійну спіраль молекули нативного нерозчинного природного білка — колагену.
Структура і властивості колагенів
Колагени є компонентами матриксу сполучної тканини (шкіра, сухожилля, кістки, зуби, тощо) вищих тварин і належать до фібрилярних білків групи склеропротеїнів. Розрізняють близько 20 типів колагенових молекул, які відрізняються молекулярною будовою і належністю до різних органів. Майже 30% білкової маси тіла людини і 6% загальної маси тіла припадає саме на колаген. Його кількість у біосфері оцінюють в 1 млрд. т [1].
Основна одиниця будови колагену — тропоколаген (рисунок), який складається з трьох поліпептидних а-спіралей завдовжки близько 300 нм (молекулярна маса 95 кДа). В амінокислотному складі тропоколагено-вих молекул переважають залишки гліцину (33%), проліну і гідроксипроліну (18%), а також лізину. Три ланцюги, згортаючись
навколо спільної осі, утворюють потрійну спіраль. Для первинної структури характерним є чергування полярних (5%) і неполярних (95%) ділянок. Будова неполярних ділянок однорідна — це чергування послідовності ^1у-Рго-Х-, де X — будь-яка амінокислота, але найчастіше пролін і оксип-ролін, які надають молекулі форми ламаної спіралі [2]. Полярні ділянки локалізовані на К-кінцях кожного ланцюга, мають глобулярну структуру і чутливі до атаки протеаз широкої специфічності дії. Їхню будову вивчено недостатньо, хоча й встановлено, що кожною третьою амінокислотою в них є гліцин. Структура колагену стабілізована численними міжмолекулярними, водневими, а також ковалентними зв’язками (між лізином і оксилізином, проліном і окси-проліном). Усе це робить молекулу колагену достатньо міцною та стійкою до розтягнення. Так, наприклад, волокно колагену завтовшки 1 мм витримує навантаження до 100 Н. У тканинах волокна орієнтовані строго паралельно лініям напруги, що виникає в них в результаті виконання притаманних їм функцій (рисунок). Як й інші фібрилярні білки, колаген майже нерозчинний у нейтральних розчинах солей, слабких кислотах і лугах. Лише невелика частина колагенової молекули екстрагується при температурі
0 0С розчином хлориду натрію і кислими (нітратними, ацетатними) буферами. Процес не супроводжується денатурацією колагену, розчинені молекули якого за певних умов знову утворюють фібрили. Колаген, який екстрагується цитратним буфером з рН 4,0, називається проколагеном, а той, що екстрагується нейтральними розчинами солей, — тропоколагеном. Більшість протеаз можуть гідролізувати лише одиночні спіралі або денатуровані колагенові пептиди, і лише «істинні» колагенази (ферменти бактеріального походження, які атакують велику кількість сайтів уздовж спіралі, чим відрізняються від матриксних металопротеаз ссавців) та протеази з колагенолітичною дією здатні розщеплювати молекулу нативного колагену.
Біологічні функції і джерела виділення колагеназ
Колагенази різних типів було виділено із тканин хребетних, крабів, личинок мух, екскретів комах, а також із культуральної рідини або клітин мікроорганізмів — бактерій, грибів, актиноміцетів. Колагенази, що їх одержано з різних джерел, мають деякі спільні структурні особливості, зокрема
в субстратзв’язувальній ділянці молекули ферменту. Проте вони відрізняються за структурою, специфічністю дії на колагенові волокна і використовуються для різних наукових та прикладних цілей. Виділення колагеназ із тваринних тканин є надто трудомістким і неекономічним через малий вміст порівняно з іншими білками. Також слід зазначити, що лише мікробні колагена-зи та колагенази амфібій можуть гідролізува-ти колагени до повного їх руйнування. Деякі з них було отримано як електрофоретично гомогенні препарати й охарактеризовано за молекулярною масою, ізоелектричною точкою, чутливістю до інгібіторів, специфічністю дії та класифіковано за складом активних центрів. Однак загалом питання щодо синтезу колагенолітичних ферментів мікроорганізмами, їхніх властивостей, можливостей використання досліджено недостатньо.
Уперше колагеназу мікробного походження було виділено в 1957 р. з анаеробної патогенної бактерії Clostridium histolyticum, яка є збудником клостридіального міонекро-зу (газової гангрени) — захворювання з високим рівнем смертності [3, 4]. Цей фермент був здатен гідролізувати нативний колаген за фізіологічних значень рН і температури. Клостридіальній колагеназі дали назву «Р-токсин». У комплексі з іншими метаболітами бактерії фермент бере участь у поширенні тканинної деструкції. Останнім часом з’явилися дані про те, що колагенази роду Clostridium не є домінантою у вірулентній інфекції [5]. Так, на хромосомальних colA мутантах C. perfringens було встановлено, що колагеназа (каппа-токсин) не відіграє вирішальної ролі у вірулентному процесі [6, 7]. Здатність гідролізувати колаген мають ферменти й інших патогенних мікроорганізмів. Стрептококи групи В є головними патогенами в неонатальному сепсисі, пневмонії та менінгітах [8, 9]. У дослідах in vitro показано властивість стрептококів групи В окупувати багату на колаген амнеостатичну
мембрану плаценти, колагенові фібрили при цьому руйнуються, що призводить до передчасного розриву мембран. Streptococcus mutans є збудником коронального карієсу і відповідає за поширення його на всю порожнину рота [10]. Також проводяться дослідження, спрямовані на з’ясування ролі колагенази Candida albicans у розвиткові карієсу зубів [11, 12]. Інша патогенна анаеробна бактерія Porphyromonas gingivalis також спричинює захворюванння порожнини рота — періодонтити. Було встановлено, що цей мікроорганізм синтезує багато екзопро-теаз і принаймні декілька з них — у формі більш високомолекулярних зимогенів [13,
14, 15]. Серед протеаз P. gingivalis виявлено як тіолові, так і серинові протеази, які деградують імуноглобуліни, фібриноген, фібро-нектин, колаген, еластин тощо [16, 17]. Для фітопатогенної бактерії Corynebacterium (Clavibacter) rathayii встановлено, що її ко-лагеназа бере участь у прикріпленні клітин до волокон колагену [18, 19]. Колагеназа Bacillus cereus є одним з основних вірулентних факторів цієї бактерії — збудника швидкоплинних ендофтальмітів. Очищений фермент, виділений із цього патогену, викликав некрози сітківки in vivo. Нещодавні досліди показали інфільтрацію бактеріальних клітин у склисте тіло, що пов’язано з руйнуванням протективної захисної колагенової капсули [20, 21]. Staphylococcus aureus продукує різні екзопротеїни, які зумовлюють здатність цього мікроорганізму колонізувати тканини і спричинювати захворювання організму-хазяїна. Майже всі штами секретують цитокіни і групу ферментів у складі гемолізинів (а, в, у, 5), нук-леаз, протеаз, ліпаз, гіалуронідаз і колаге-наз. Основна функція цих білків полягає у прикріпленні до тканини хазяїна і перетворенні її на джерело живлення [22, 23].
До 90-х років XX ст. панувала думка, що в мікроорганізмів украй рідко трапляється здатність деградувати колаген і використовувати його як джерело їжі. Однак було доведено, що колагенолітичні ферменти здатні виділяти в навколишнє середовище не лише патогенні штами. З ґрунту та стічної води можна виділити штами, які мають властивість синтезувати колагеназу. Так, за даними чеських учених [24], із 437 бактеріальних культур, що їх було виділено зі стічної води і різних зразків ґрунту, колагенолітичну дію мали (у % від кількості штамів у зразку): стічна вода — 6,6; ґрунт смерекових лісів — 15; польовий ґрунт — 30; присадибний ґрунт — 29; садовий ґрунт — 37. Згодом
ізолювали й охарактеризували багато ґрунтових мікроорганізмів з колагенолітичною активністю. Вони належали до різних таксономічних груп, але більшість із них була представлена стрептоміцетами та мікроміце-тами [25, 26]. Так, ґрунтовий Streptomyces wartii був здатен гідролізувати колаген сухожиль, плаценти та деякі інші види колагену [27], а колагеназу із Streptomyces sp. А8 за фізико-хімічними властивостями і субстратною специфічністю можна віднести до «істинних» колагеназ [28]. Також здатність синтезу колагенази було виявлено у ґрунтової бактерії Cytophaga sp. L43-1 [29], непатогенного мікроорганізму Vibrio alginolyticus [30, 31] та у термофільних (Streptomyces sp.) і психрофільних (Azospirillum sp., Arthrobotrys tortor) мікроорганізмів [32, 33, 34, 35].
Фізико-хімічні властивості колагеназ
Колагенази, виділені з різних джерел, відрізняються за своїми фізико-хімічними властивостями (рН- і температурним оптимумом дії, молекулярною масою, ізоелект-ричною точкою, кінетичними характеристиками тощо). За здатністю гідролізувати колагенові волокна ферменти з колагенолі-тичними властивостями поділяють на «істинні» та «неспецифічні». «Істинна» ко-лагеназа є ферментом, що гідролізує тільки колаген і не діє на інші білки. «Неспецифічна» колагеназа гідролізує й інші білкові субстрати, окрім нативного колагену [36].
Серед колагеназ мікробного походження добре відомими і найбільш вивченими є ко-лагенази C. histolyticum (КФ 3.4.24.3), які характеризуються високою специфічністю дії на колагенові волокна і належать до «істинних» колагеназ. Їх широко застосовують у біотехнології та для лабораторних цілей (наприклад, препарати фірм Sigma-Aldrich, Serva). Проте для культивування цієї бактерії потрібні складні запобіжні заходи, живильні середовища і відповідні умови культивування. У результаті багатостадійного процесу очищення позаклітинного ферментного комплексу клостридій одержують групу з 6-7 колагеназ із молекулярною масою від 68 до 125 кДа [37, 38]. Усі колаге-нази є нейтральними металопротеазами, у зв’язку з чим у процесі вирощування продуцента для біосинтезу їх необхідні іони цинку та кальцію. Дані, отримані під час вивчення атомно-адсорбційних спектрів і впливу інгібіторів, свідчать про наявність цинку в активному центрі молекули ферменту, а для зв’язування з колагеновим
Фізико-хімічні властивості деяких колагеназ мікробного походження
Джерело виділення колагенази Молекулярна маса, кДа Оптимум дії І зоелект рична точка,р І Інгібітор Субстрат
рН t, 0C
Candida albicans [68] 46 6,5-7,0 37-55 6,2 EДTA БСА, колаген, FALGPA
Candida albicans ATCC 1002 [11] 40 4,0 40-50 4,0 Пепстатин, сечовина, цистеїн БСА, колаген, FALGPA
Achromobacter iopha-gus (EC 3.4.24.3) [31] 82 - - - ДПФФ, гістидин Казеїн, пролактин, міозин, фібронектин, аденілаткіназа
Hypoderma lineatum (3.4.21.49)[60] 25,2 7,0-7,5 25-37 4,1 ДПФФ Нативний колаген, окисне-ний В-ланцюг інсуліну
Cytophaga sp. L43-1 [29, 72] 120 - - 4,96 EДTA Колаген, желатин, казеїн
Streptococcus mutans [10] 52 50 - - - EДTA, о-фенантролін Желатин, колаген, FALGPA
Alicyclobacillus sendaiensis NTAP-1 [69] 37 3,9 - - Пепстатин Колаген, FALGPA
Clostridium histolyticum [37] 68 115 79 100 110 125 7,0-7,5 37 5,9 5,6 6,1 5.8 5.9 5,4 EДTA, цистеїн, о-фенантролін Желатин, колаген, FALGPA
Azospirillum sp. [34] 48,6 8,5 40 8,5 EДTA Нативний колаген
Примітка: «-» — даних немає; ДПФФ — діізопропілфторфосфат; EДTA — етилендіамінтетраацетат.
субстратом і повної каталітичної активності потрібні іони кальцію, які також запобігають інактивації. Так, на кожну молекулу ферменту припадає, за даними [39], 1 моль цинку. Препарати з колагенолітичною дією, виділені з С. ківівІуНеит, мають специфічність до Х^1у зв’язку (X — нейтральна амінокислота) у послідовності -Рго-Х^1у-Рго-. Усе це свідчить про «істинність» клостри-діальних колагеназ. Високоочищені клост-ридіальні колагенази активні щодо нативного і денатурованого колагену, желатину, деяких синтетичних субстратів, які імітують послідовності амінокислот у молекулі колагену: 2-фуранакрилоїл^еи^1у-Рго-А1а (FALGPA), Р2-Рго-А^^1у-Рго (Р2-пептид), [Рго-ОхуРго^1у]п, [Рго-Рго^1у]п, але не діють на інші глобулярні й фібрилярні білки (казеїн, гемоглобін, альбумін, фібрин, кератин, еластин). Водночас неочищені препарати, що містять домішку неспецифічних протеаз, здатні розщеплювати ще й інші білки, у зв’язку з чим їх широко застосовують для ізоляції клітин у різних типах тваринних тканин. Утім, специфічність цих колагеназ може бути ще вужчою, оскільки у дослідах із фракціонування препарату встановили
наявність фракцій, неактивних навіть щодо желатину [40, 41].
Окрім групи клостридіальних колагеназ, одержана в гомогенному стані, детально вивчена і застосовується для промислових потреб колагеназа (КФ 3.4.24.3), яку виділено з культуральної рідини бактерії Achromobac-ter iophagus [42]. Було показано, що цей фермент складається з двох ідентичних субоди-ниць з молекулярною масою 35 кДа. Дисоціація димеру в різних умовах призводила до втрати ферментативної активності [43]. Цей фермент також можна віднести до групи «істинних» колагеназ. Субстратами ферменту можуть бути, окрім нативного й денатурованого колагену, синтетичні пептиди, що імітують амінокислотну послідовність колагену. Встановлено, що колагеназа з A. iophagus так само, як і ферменти, виділені з C. histolyticum, містить в активному центрі цинк і для вияву активності потребує іонів кальцію.
Протеолітичні ферменти з активною ко-лагенолітичною дією, як з металом в активному центрі, так і серинового типу, отримано з культуральної рідини штамів, які належать до родів Streptomyces i Actinomyces. Металозалежними протеазами є ко-
лагенази, виділені з культуральної рідини таких мікроорганізмів, як Streptomyces sp. C-51 і Streptomyces sp. A8 [44, 45]. Специфічність цих ферментів ширша, ніж клост-ридіальних, оскільки вони деградують, поряд з колагеном, ще й казеїн, кератин, еластин та інші білкові субстрати. Зі штаму Streptomyces sp. 3B [46] було виділено два металозалежних ферменти з колагеназною активністю. Молекулярна маса їх становила 116 і 97 кДа. Вони належать до нейтральних протеаз і мають досить вузьку специфічність — активно деградують лише колаген, желатин і синтетичні субстрати — аналоги послідовностей у молекулі колагену. Для Streptomyces sp. 1349 було показано, що цей штам виділяє в середовище культивування принаймні три ферменти з колагенолітич-ною активністю: два з них є металопротеаза-ми, а один — сериновою протеазою з молекулярною масою 30-40 кДа. Ці ферменти мають високу субстратну специфічність, активні в досить широкому діапазоні рН — від 5,0 до 11,0 і мають декілька термоопти-мумів: при 37-40 0С і 60 0С [47].
Металозалежні колагенолітичні протеази було знайдено і в бацил. Так, із культу-ральної рідини Geobacillus collagenovorans MO-1 виділено дві металопептидази, які гід-ролізували синтетичні субстрати, що містять специфічну послідовність молекули колагену -Gly-Pro-X- [48]. Окрім того, ця бактерія синтезує серинову колагенолітичну протеазу з молекулярною масою 210 кДа, що складається з двох субодиниць 105 кДа кожна. Цей фермент унікальний тим, що має найвищу молекулярну масу серед мікробних колагеназ. Він активний стосовно колагенів I і IV типів і желатину, однак не гідролізує синтетичні пептидні субстрати FALGPA і Pz-пептид [49].
Багато мікробних ферментів мають високу стійкість до температури і денатуруючих агентів. Зі штаму Aneurinibacillus thermo-aerophillus DSM 10154T було виділено термостабільну металозалежну пролінспецифічну амінопептидазу, яка ефективно гідролізува-ла й колаген. За даними SDS-PAGE, її молекулярна маса становить 51 кДа. Фермент максимально активний при температурі 55 0C і втрачає до 50% вихідної активності при 36 і 75 0C [50]. Термостабільний ферментний комплекс, який містив декілька компонентів і мав колагенолітичну дію, було одержано з культуральної рідини Thermo-actinomyces vulgaris [51, 52]. У найбільшій кількості в комплексі містилася серинова протеаза, яку назвали термітазою (КФ
3.4.21.66), з максимумом стабільності при температурі 60-85 0С. За каталітичними властивостями цей фермент нагадує суб-тилізини. З іншого штаму Thermoactino-myces vulgaris sp. 21E виділено термофільну серинову колагеназу з молекулярною масою 50 кДа. Температурний оптимум дії для цього ферменту становив 60-65 0С, а в присутності іонів кальцію підвищувався до 70-75 0С. У разі нагрівання до 85 0С, знову ж таки у присутності іонів кальцію, протягом 30 хв залишалося до 50% вихідної активності. Фермент виявляв досить вузьку специфічність дії — гідролізував лише колаген І типу, желатин і Pz-пептид [53].
Деякі представники Streptomyces i Actinomyces є джерелами промислових протеолітичних препаратів, які мають і колагенолі-тичну активність (проназа, протелін, римопротелін, протофрадин) [54]. Проназа, виділена із S. griseus, є комплексом протеаз та пептидаз, які належать до класів серино-вих і металопротеаз [55]. Проназа, на відміну від клостридіальних колагеназ, гідролі-зує внутрішньомолекулярні зв’язки, які з’єднують молекулу колагену латерально і на кінцях, при цьому не порушуються поліпептидні ланцюги потрійної спіралі. Протелін також одержують із S. griseus. Він гідролізує внутрішньо- і міжмолекулярні поперечні зв’язки колагену. Подібним чином діє комплексний ферментний препарат римопротелін, виділений із S. rimosus. Комплексний препарат протофрадин, який містить трипсиноподібні серинові протеази з колагенолітичною дією, виділено із S. fra-diae. Встановлено [56], що він може спричиняти глибокий гідроліз колагену лише за довготривалого протеолізу і в разі великої концентрації ферменту.
У деяких мікроорганізмів виявлено здатність до синтезу позаклітинних колагенолі-тичних протеаз серинового типу, які відрізняються від «істинних» колагеназ передусім будовою активного центру, в якому міститься серин. Такі самі колагенази виділено з комах Hypoderma lineatum, краба Uca pu-gilator, деяких земноводних і ссавців [57, 58, 59, 60, 61]. Серинові протеази з колагенолі-тичною дією мають низьку молекулярну масу. За властивостями і механізмом дії вони схожі на трипсиноподібні протеази тварин. Відома властивість серинових протеаз із родини субтилізинів, джерелом яких є деякі штами B. subtilis [62], розщеплювати нативний і денатурований колаген. Так, із бактерії Bacillus sp. B16, якій притаманна нематодотоксична активність (на Panagrellus
redivivus), виділено позаклітинний білковий комплекс, що вбивав до 80% нематод у досліді протягом 24 год. Основним компонентом цього комплексу і основним патогенним агентом є серинова колагенолітична протеаза з молекулярною масою 28 кДа. Цей фермент виявляв максимум активності при температурі 50 0С і рН 10 [63].
Одним із мікроорганізмів, який синтезує серинову протеазу з широкою субстратною специфічністю, у тому числі з колаге-нолітичною дією, є патогенний гриб Entomo-phthora coronata [64]. Цей фермент гідролі-зує нативний колаген шкіри людини, а також синтетичні пептиди — аналоги амінокислотних послідовностей колагену. Із цією протеазою схожа за дією на колаген серинова протеаза, виділена з гриба Mal-branchea pulchella var. sulfuria [52], однак вона має нижчу активність.
Cеринові протеази з грибів роду Aspergillus також виявляють високу колагенолітич-ну активність, проте за специфічністю дії відрізняються від колагенази E. coronata. Відомий штам A. niger, який синтезує аспер-гілопептидазу з високою колагенолітичною активністю [65]. Фермент здатен розщеплювати синтетичні пептиди зі специфічною колагеновою структурою. Його молекулярна маса становить 21 кДа, оптимальні умови дії — при температурі 45 0С і значеннях рН середовища 7,5-7,8. Подібні за властивостями аспергілопептидази було виділено з культуральної рідини A. oryzae [66]. Молекулярна маса виділеного ферменту становила 20 кДа, оптимальні умови для вияву ко-лагенолітичної активності — рН 9,0-10,0 і 40 0С. Ця протеаза має широку специфічність дії і гідролізує низку білкових субстратів — нативний колаген, сироватковий альбумін, в-лактоглобулін, пептон.
Серед протеаз з колагеназною активністю виявлено також кислі протеази. Їх виділяють з таких мікроорганізмів, як Porphyro-monas gingivalis, Candida albicans та Alicyclobacillus sendaiensis. Так, із клінічного ізоляту P. gingivalis 1101 [67] — грамнега-тивної патогенної анаеробної бактерії, яка спричиняє захворювання ротової порожнини, — було виділено і очищено протеазу зі специфічністю до людського колагену і синтетичних пептидів. Колагеназа інактивува-лась інгібіторами тіолових протеаз (пепста-тин, N-етилмалеімід) і відновлювальними агентами (в-меркаптоетанолом). Фермент синтезується у вигляді зимогену з молекулярною масою 94 кДа і розщеплюється на фрагменти — 75,5 і 19 кДа. Припускають, що зи-
моген відіграє певну роль не тільки в деградації колагену, але й у його адгезії на субстраті.
У штамів роду Candida встановлено здатність до синтезу як внутрішньо- (C. albicans [68]), так і зовнішньоклітинних протеаз із колагенолітичною дією. Останні, у переважній більшості, є кислими протеазами. Так, C. albicans AT^ 1002 синтезує кислу колагеназу з молекулярною масою 46 кДа і оптимумом дії при рН 3,5-4,0, що є чутливою до дії пепстатину, сечовини і цистеїну. Зі збільшенням рН до 6,0 відбувається денатурація ферменту. Aктивність також знижується в разі підвищення температури до 55 0С. Нещодавно було виділено кислу кола-геназу з ацидофільного штаму A. sendaiensis NTAP-1 [69]. Окрім оптимуму дії при рН 3,9 ця протеаза відзначається термостабільністю. Структура ферменту мономерна, молекулярна маса — 37 кДа. Aктивність ферменту інгібується пепстатином, він виявляє специфічність до нативного колагену і за типом дії належить до карбоксипептидаз.
Деякі фізико-хімічні властивості колаге-наз різного походження подано в таблиці.
Методи виділення і очищення мікробних колагеназ
Для виділення індивідуальних колагеназ застосовують різні методи. Так, діалізат супернатанту культуральної рідини C. his-tolyticum після осадження сульфатом амонію 90% -го насичення піддавали гель-фільтрації на колонці з сефадексом G-50, а потім — G-75. У результаті очищений препарат містив окрім в-токсину (колагеназа) ще й неспецифічні протеїнази. Для одержання комерційних препаратів колагенази проводили багатостадійне очищення на гідроксилапатиті, сефакрилі S-200, а також із застосуванням афінної хроматографії з біоспецифічними лігандами (L-Arg-Affi-Gel202 і забарвленим червоним лігандом) [38]. Отриманий таким чином препарат піддають іонобмінній хроматографії на ДEAE-целюлозі та гель-фільтрації на SP-сефадексі й одержують 6 очищених індивідуальних колагеназ, які позначають а, в, Y, 8, є та Q.
Для очищення колагенази C. albicans вдаються до центрифугування культуральної рідини, ультрафільтрації супернатанту крізь мембрани Diaflo марки PU-10, хроматографії на ДEAE-сефацелі, внаслідок чого отримують очищений у 600 разів фермент [11, 70].
Колагеназу з P. gingivalis виділяють екстрагуванням із клітин 1%-м розчином тритону X-100 та гель-хроматографією на се-фадексі G-50 і G-75 [71]. Для очищення кола-
генази з СуЫрЪаца ер. L43-1 використовували ультрафільтрацію й дворазову хроматографію на ДЕАЕ-сефарозі і таким чином одержували препарат ферменту, гомогенність якого підтверджували дані SDS-PAGE [72].
Очищення аспергілопептидази з А. підєт здійснювали шляхом осадження з культу-ральної рідини ацетоном. Препарат, розчинений у воді, пропускали через хроматографічну колонку з ДЕАЕ-целюлозою. Гомогенність препарату визначали аналітичним диск-електрофорезом. У результаті виявили два компоненти, один з яких видаляли за допомогою вторинного осадження ацетоном і отримували гомогенну протеазу з колагенолітич-ною дією і молекулярною масою 21 кДа [73].
Практичне застосування колагеназ мікроорганізмів
Колагенолітичні ферменти мікробного походження відзначаються здатністю гідро-лізувати колагенові волокна різних типів. Їх можна використовувати для повного або часткового гідролізу відповідних колагенів, зокрема для вивчення і визначення амінокислотного складу тропоколагенової молекули [74, 75].
Інші важливі галузі застосування колагеназ — медицина і біотехнологія. Так, для дезінтеграції сполучної тканини, одержання суспензії клітин або клітинних новоутворень зі збереженням життєздатності клітин необхідним є вибіркове руйнування позаклітинного матриксу без ушкодження поверхні живих клітин. Механічні засоби у цьому разі неефективні через високу стійкість матриксу порівняно з клітинами. Протеази з широкою субстратною специфічністю сильніше руйнують білкове покриття клітин, аніж матрикс, оскільки колаген практично не піддається їхній дії. Єдиним ефективно діючим засобом є високоспецифічні колаге-нази, які вибірково руйнують молекули колагену і не діють на інші білки.
Колагенолітичні ферменти мікроорганізмів можуть бути використані в медицині — для лікування деяких захворювань печінки, грижі інвертебрального диска хребта, опіків, обморожувань, для прискорення відторгнення струпів і некротичних тканин, трофічних виразок, щоб пришвидшити очищення гнійно-некротичних нальотів. Поряд із цим колагенази необхідні для одержання і культивування клітинних культур людських і тваринних тканин, які є джерелами активаторів плазміногену в тромболітичній терапії. У біології клітин колагенолітичні ферменти застосовують для руйнування по-
заклітинного матриксу тканин з метою отримання індивідуальних клітин з культури або для вирощування культуральних клітин. Виділені за допомогою мікробних кола-геназ життєздатні клітини острівків Лан-герганса застосовують у лікуванні діабету [76]. Колагеназу A, одержану з C. his-tolyticum, використовують, наприклад, для ізоляції гепатоцитів із печінки щурів (зберігається до 80% живих клітин), а також ен-дотеліальних клітин [77]. Колагеназа A також входить до складу мазей «Норуксол» та «Імозимаза», що їх застосовують для ферментативного очищення ран від опіків, обморожень, варикозних виразок. Ці препарати не викликають алергічних реакцій і скорочують строки лікування у 1,5-2 рази [78]. Колагеназу В того самого продуцента використовують для ізолювання клітин із тканин. Колагеназа із Streptomyces sp. може застосовуватись для лізису пухлинних клітин інвертебрального диска хребта. На основі колагеназ створюють нові засоби для перев’язування, у тому числі плівкові покриття.
Використання ферментів у косметиці відкриває можливість для створення косметичних засобів лікувально-профілактичного напряму, які не мають побічної дії (подразнень, алергії, токсикозів). Колагеназа ефективна у складі очищувальних кремів і масок, оскільки прискорює процес гідролізу колагену в шкірі і сприяє синтезу нового колагену та «омолоджуванню» шкіри [57].
Використання колагенази дозволить досягти високого рівня виробництва і якості готової продукції в таких галузях, як, наприклад, шкіряна промисловість. Тут кола-геназу застосовують як у складі препаратів для пом’якшення голини, так і на стадії утилізації відходів виробництва [79]. Усе це сприяє поліпшенню якості голини, оскільки ферментативний процес відбувається за м’яких умов, а тому структура отримуваної голини виходить якіснішою, ніж при хімічному пом’якшенні. Ферментативні процеси також зумовлюють зниження температури оброблення шкіри, зменшують забруднення виробничих стоків і агресивні умови праці [80].
Таким чином, деякі колагенази, що продукуються мікроорганізмами, використовують для наукових і практичних потреб. Для кола-геназ Clostridium histolyticum створено технологічні лінії виробництва. Утім, цю групу протеолітичних ферментів виявлено лише у небагатьох представників світу мікробів,
і тому вона викликає заінтересованість і увагу дослідників для подальшого пошуку і вивчення.
ЛІТЕРАТУРА
1. Неклюдов А. Д. Пищевые волокна животного происхождения. Коллаген и его фракции как необходимые компоненты новых и эффективных пищевых продуктов // Прикл. биохимия и микробиология. — 2003. — T. 39, №3. — С. 261-272.
2. Ramachadran G. N., Reddi A. H. Biochemistry of collagen. — N.Y. and London: Plenum Press, 1976. — 576 p.
3. Bond M. D., Van Wart H. E. Relationship between the individual collagenases of Clostridium histolyticum: evidence for evolution by gene duplication // Biochemistry. — 1984. — V. 23, N13. — P. 3092-3099.
4. Mandl J., Zipper H., Ferguson L. T. Clostridium histolyticum collagenase: its purification and properties // Arch. Biochem. Biophys. — 1958. — V. 74. — P. 465-472.
5. Bruggemann H., Baumer S., Fricke W. F. et al. The genome sequence of Clostridium tetani, the causative agent of tetanus disease // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. — 2003. — V. 100, N3. — P. 1316-1321.
6. Awad M. M., Ellemor D. M., Bryant A. E. et al. Consruction and virulence testing of a collagenase mutant of Clostridium perfrin-gens // Microb. Pathog. — 2000. — V. 28, N2. — P. 107-117.
7. Shimamoto S., Moriyama R., Sugimoto K. et al. Partial characterization of an enzyme fraction with protease activity which converts the spore peptidoglycan hydrolaze (SleC) precursor to an active enzyme during germination of Clostridium perfringens s40 spores and analysis of a gene cluster involved in the activity // J. Bacteriol. —
2001. — V. 183, N2. — P. 3742-3751.
8. Jakson R. J., Dao M. L., Lim D. V. Cell-associated collagenolytic activity by group B Streptococci // Infect. Immunol. — 1994. — V. 62, N12. — P. 5647-5651.
9. Jakson R. J., Lim D. V., Dao M. L. Identification and analysis of a collagenolyt-ic activity in Streptococcus mutans // Curr.Microbiol. — 1997. — V. 34, N1. — P. 49-54.
10 Harrington D. J., Russell R. R. B. Identification and characterization of two extracellular proteases of Streptococcus mutans // FEMS Microbiol. Lett. — 1994. — V. 121, N2. — P. 237-242.
11. Nishimura M., Nikawa H., Yamashiro H. et al. Cell-associated collagenolytic activity by Candida albicans // Mycopathologia. —
2002. — V. 153, N3. — P. 125-128.
12. Sepulveda P., Murgui A., Lopez-Ribot J. L. et al. Evidence for the presence of collagenous domains in Candida albicans cell surface proteins // Infect. Immun. — 1995. — V. 63, N6. — P. 2173-2179.
13. Sela M. N., Kohavi D., Krausz E. et al. Enzymatic degradation of collagen-guided tissue regeneration membranes by periodontal bacteria // Clin. Oral. Implants. Res. —
2003. — V.14, N3. — P. 263-268.
14. Lamont R. J., Jenkinson H. F. Life below the
gum line: pathogenic mechanisms of
Porphyromonas gingivalis // Microbiol. Mol. Biol. Rev. — 1998. — V. 62, N4. — P. 1244-1263.
15. Wittstock M., Flemmig T. F., Schmidt H. et al. Serodiagnosis of Porphyromonas gingivalis infection by immunoblot analysis with recombinant collagenase // J. Clin. Microbiol. — 1996. — V. 34. — P. 2411-2413.
16. Lawson D. A., Meyer T. F. Biochemical characterization of Porphyromonas (Bacteroides) gingivalis collagenase // Infect. Immun. —
1992. — V. 60, N4. — P. 1524-1529.
17. Bleeg H. S., Polenik P. Sodium dodecyl sulfate potentiates collagen degradation by proteases from Porphyromonas (Bacteroides) gingivalis // FEMS Microbiol. Ecol. — 1991. — V. 85, N2. — P. 125-132.
18. Labadie J. Synthesis of collagenase by phy-topathogenic bacterium Corynebacterium rathayii // J. Appl. Bacteriol. — 1990. — V. 69, N6. — P. 828-833.
19. Labadie J. C., Gaillard B., Potier P. Involvement of the collagenase produced by Cory-nebacterium rathayii in its adhesion to collagen // FEMS Microbiol. Lett. — 1991. — V. 79, N1. — P. 75-82.
20. Lund T., Granum P. E. The 105-kDa protein component of Bacillus cereus non-haemolyt-ic enterotoxin (Nhe) is a metalloprotease with gelatinolytic and collagenolytic activity // FEMS Microbiol. Lett. — 1999. — V. 178, N2. — P. 355-361.
21. Beecher D. J., Olsen T. W., Somers E. B., Wong A. C. L. Evidence for contribution of tripartite hemolysin BL, phosphatidylcholi-ne-preffering phospholipase C, and collage-nase to virulence of Bacillus cereus endophthalmitis // Infect. Immun. — 2000. — V. 68. — P. 6269-5276.
22. Chakrabarty A. N., Dastidar S. G., Sen A. et al. Leprosy bacillus — possibly the first chemoautotrophic human pathogen cultivated in vitro and characterised // Indian J. Exp. Biol. — 2001. — V. 39, N10. — P. 962-983.
23. Dinges M. M., Orwin P. M., Schlievert P. M. Exotoxins of Staphylococcus aureus // Clin.
Microbiol. Rev. — 2000. — V. 13, N1. — P. 16-34.
24. Vrahy B., Hnatkova Z., Letel A. Occurence of collagendegrading microorganisms in associations of mesophilic heterotrophic bacteria from various soils // Folia Microbiol (CSSR). — 1988. — V. 33, N6. — P. 458-461.
25. Kabadjova P., Vlahov S. Investigation on col-lagenolytic activity of some Streptomyces strains isolated from Bulgarian soils // Докл. Бълг. AR — 1995. — V. 48, N9-10. — P. 115-118.
26. Слабоспицкая А. Т., Крымовская С. С., Резник С. Р. Коллагенолитическая активность бактерий рода Bacillus, выделенных из различных экологических источников // Микробиол. журн. — 1989. — T. 51, N6. — С. 54-56.
27. Chacraborty R., Chandra A.L. Purification and characterization of a streptomycete col-lagenase // J. Appl. Bacteriol. — 1986. — V.
61, N4. — P. 331-337.
28. Endo A., Murakawa S., Shimizu H., Shiraishi Y. Purification and properties of collagenase from Streptomyces species // J. Biochem (Tokyo). -1987. — V. 102, N1. — P. 163-170.
29. Sasagawa Y., Izaki K., Matsubara Y. et al. Molecular cloning and sequence analysis of the gene encoding the collagenase from Cytophaga sp. L43-1 strain // Biosci. Biotechnol. Biochem. — 1995. — V. 59, N11. — P. 2068-2073.
30. Takeuchi H., Shibano Y., Morihara K. et al. Structural gene and complete amino acid sequence of Vibrio alginolyticus collagenase // Biochem. J. — 1992. — V. 281. — P. 703-708.
31. Hare P., Scott-Burden T., Woods D. R. Characterization of extracellular alkaline proteases and collagenase induction in Vibrio alginolyticus // J. Gen. Microbiol. — 1983. — V. 129. — P. 1141-1147.
32. Gousterova A., Lilova A., Trenev M. et al. Thermophilic actinomycetes as producers of collagenase // Докл. Бълг. AH — 1998. — V. 51, N3-4. — P. 71-74.
33. Christov P., Gousterova A., Goshev I. et al. Optimization of the biosynthetic conditions for collagenase production by certain thermophilic actinomycete strains // Ibid. —
2000. — V. 53, N1. — P. 115-118.
34. Oh K. H., Seong C. S., Lee S. W. et al. Isolation of a psychrotrophic Azospirillum sp. and characterization of its extracellular protease // FEMS Microbiol. Lett. — 1999. — V. 174, N1. — P. 173-178.
35. Tosi S., Annovazzi L., Tosi I. et al. Collagenase production in an antarctic
strain Arthrobotrys tortor Jarowaja // Mycopathologia. — 2002. — V. 153, N3. — P. 157-162.
36. Демина H. С., Лысенко С. В. Коллагеноли-тические ферменты, синтезируемые микроорганизмами // Микробиология. — 1996. — T. 65, N3. — С. 293-304.
37. Bond M. D., van Wart H. E. Characterization of the individual collagenases from Clostridium histolyticum // Biochemistry. — 1984. — V. 23, N13. — P. 3085-3091.
38. Bond M. D., van Wart H. E. Purification and separation of individual collagenases of Clostridium histolyticum using red dye ligand chromatography // Biochemistry. — 1984. — V. 23, N13. — P. 3077-3085.
39. Jung C. M., Matsushita O., Katayama S. et al. Identification of metal ligands in the Clostridium histolyticum ColH collagenase // J. Bacte-riol. — 1999. — V. 181. — P. 2816-2822.
40. Matsushita O., Jung C.M., Katayama S. et al. Gene duplication and multiplicity of collage-nases in Clostridium histolyticum // Ibid. — 1999. — V. 181. — P. 923-933.
41. Yoshihara K., Matsushita O., Minami J., Okabe A. Cloning and nucleotide sequence analysis of the colH gene from Clostridium histolyticum encoding a collagenase and a gelatinase // Ibid. — 1994. — V. 176, N21. — P. 6489-6496.
42. Nguyen T. T., Dumas J., Keil-Dlouha V. New Achromobacter collagenase and its immunological relationship with a vertebrate collage-nase // Biochim. Biophys. Acta. — 1988. — V. 955, N1. — P. 43-49.
43. Keil-Dlouha V., Keil B. Subunit structure of Achromobacter collagenase //Ibid. — 1978. — V. 522, N1. — Р.218-228.
44. Демина H. С., Лысенко С. В. Коллагенолитическая активность Streptomyces sp. // Микробиология. — 1992. — T. 61, N4. — С. 629-633.
45. Chakraborty R., Chandra A.L. Collagenolytic activity of a soil actinomycete // Folia Microbiol. (Praha). — 1982. — V. 27, N6. — P. 471-474.
46. Petrova D., Derekova A., Vlahov S. Purification and properties of individual collagenases from Streptomyces sp. strain 3B // Ibid. — 2006. — V. 51, N2. — P. 93-98.
47. Іванко О. В., Варбанець Л. Д. Очистка та фі-зико-хімічні властивості колагенази Streptomyces sp. 1349 і кератинази Streptomyces sp.1382 // Мікробіол. журн. — 2004. — T. 66, N2. — С. 11-24.
48. Miyake R., Shigeri Y., Tatsu Y. et al. Two thimet oligopeptidase-like Pz peptidases
produced by a collagen-degrading ther-mophile, Geobacillus collagenovorans MO-1 // J. Bacteriol. — 2005. — V. 187, N12. — P. 4140-4148.
49. Okamoto M., Yonejima Y., Tsujimoto Y. et al. A thermostable collagenolytic protease with a very large molecular mass produced by thermophilic Bacillus sp. strain MO-1 // Appl. Microbiol. Biotechnol. — 2001. — V. 57, N1-2. — Р.103-108.
50. Murai A., Tsujimoto Y., Matsui H., Watanabe K. An Aneurinibacillus sp. strain AM-1 produces a proline-specific aminopeptidase useful for collagen degradation // J. Appl. Microbiol. — 2004. — V. 96, N4. — P. 810-818.
51. Хайдарова H. В., Руденская Г. H., Степанов В. М., Егоров H. С. Продукция протеи-наз в процессе развития культуры Streptomyces thermovulgaris T-54 // Прикл. биохимия и микробиология. — 1991. — T. 27, N3. — С. 375-380.
52. Tsushiya K., Nakamura Y., Sakashita H., Kimura T. Purification and characterization of a thermostable alkaline protease from alkalophilic Thermoactinomyces sp. HS682 // Biosci. Biotechnol. Biochem. — 1992. — V. 56. — P. 246-250.
53. Petrova D. H., Shishkov S. A., Vlahov S. S. Novel thermostable serine collagenase from Thermoactinomyces sp. 21E: purification and some properties // J. Basic Microbiol. — 2006. — V. 46, N4. — P. 275-285.
54. Петрова И. С. Протеолитические ферменты актиномицетов. — М.: Наука, 1976. — 60 с.
55. Narahashi Y., Yoda K. Alkaline Proteinase E of Streptomyces griseus K-11 // J. Biochem. — 1976. — V. 79, N5. — Р. 1119-1122.
56. Galas E., Kaluzewska M. T. Proteinases of Streptomyces fradiae. I. Preliminary characterization and purification // Acta Microbiol. Pol. — 1989. — V. 38, N3. — P. 247-258.
57. Климова О. А., Чеботарев В. Ю. Препараты коллагенолитических протеаз беспозвоночных: биохимические аспекты медицинского и косметологического применения // Бюллетень експерим. биологии и медицины. — 2000. — T. 130, N7. — С. 70-75.
58. Carbonnaux C., Ries-Kautt M., Ducruix A. Relative effectiveness of various anions on the solubility of acidic Hypoderma lineatum collagenase at pH 7,2 // Protein Sci. — 1995. — V. 4. — P. 2123-2128.
59. Chen Y. L., Lu P. J., Tsai I. H. Collagenolytic activity of crusfacean midgut serine proteases. Comparison with the bacterial and mammalian enzymes // Comp. Biochem. Physiol. — 1991. — V. 100, N4. — P. 763-768.
60. Lecroisey A., Boulard C., Keil B. Chemical and enzymatic characterization of the collagenase from insect Hypoderma lineatum // Eur. J. Biochem. — 1979. — V. 101. — P. 385-393.
61. Stolow M. A., Bauzon D. D., Li J. et al. Identification and characterization of a novel collagenase in Xenopus laevis: possible roles during frog development // Mol. Biol. Cell. — 1996. — V. 7. — P. 1471-1483.
62. Lim D. V., Jakson R. J., Pullvongruenigen C. M. Purification and assay of bacterial collagenases // J. Microbiol. Methods. —
1993. — V. 18, N3. — P. 241-253.
63. Qiuhong N., Xiaowei H., Baoyu T. et al. Bacillus sp. B16 kills nematodes with a serine protease identified as a pathogenic factor // Appl. Microbiol. Biotechnol. — 2006. — V. 69, N6. — P.722-730.
64. Hurion N., Fromentin H., Keil B. Specificity of the collagenolytic enzyme from the fungus Entomophthora coronata: comparison with the bacterial collagenase from Achromo-bacter iophagus // Arch. Biochem. Biophys. — 1979. — V.192, N2. — Р. 438-445.
65. Stevenson K. J., Gaucher G. M. The substrate specificity of thermomycolase, an extracellular serine proteinase from the thermophilic fungus Malbranchea pulchella var. Sulfurea // J. Biochem. — 1975. — V. 51, N3. — Р.527-542.
66. Nordwig A., Jahn W. F. A collagenolytic enzyme from Aspergillus oryzae. Purification and properties // Eur. J. Biochem. — 1968. — V. 3, N4. — Р. 519- 529.
67. Kuramitsu H. K., Yoneda M., Madden T. Proteases and collagenases of Porphyromo-nas gingivalis // Adv. Dent. Res. — 1995. — V. 9. — P. 37-40.
68. Hidenori K., Yoshisato H., Sachio H., Tamaki C. Isolation and characteristics of collagenolytic enzyme produced by Candida albicans // Infect. Immunol. — 1986. — V. 53, N2. — P. 312-316.
69. Tsuruoka N., Nakayama T., Ashida M. et al. Collagenolytic serine-carboxyl proteinase from Aliciclobacillus sendaiensis strain NTAP-1: purification, characterization, gene cloning, and heterologous expression // Appl. Environ. Microbiol. — 2003. — V. 69, N1. — P. 162-169.
70. Kaminishi H., Hagihara Y., Hayashi S., Cho T. Isolation and characteristics of col-lagenolytic enzyme produced by Candida albicans // J. Infect. Immun. — 1986. — V. 53, N2. — P. 312-316.
71. Lawson D. A., Meyer T. F. Biochemical characterization of Porphyromonas (Bacteroides) gingivalis collagenase // Infect.
Immun. — 1992. — V. 60, N4. — Р. 1524-1529.
72. Sasagawa Y., Kamio Y., Matsubara Y. et al. Purification and properties of collagenase from Cytophaga sp. L43-1 strain // Biosci. Biotechnol. Biochem. — 1993. — V. 57, N11. — P. 1894-1898.
73. Barthomeuf C., Pourrat H., Pourrat A. Collagenolytic activity of a new semi-alkaline protease from Aspergillus niger // J. Ferment. Bioengin. — 1992. — V. 73, N3. — P. 233 -236.
74. Mookhtiar K. A., Mallya S. K., Wart H. E. Properties of radiolabeled type I, II and III collagens related to their use and as substrates in collagenase assays // Anal. Biochem. — 1986. — V. 158. — P. 322 -338.
75. Aubert-Foucher E., Font B., Eichenberger D. et al. Purification and characterization of native type XIV collagen // J. Biol. Chem. — 1992. — V. 267, N22. — P.15759-15764.
76. Леонович С. И., Слука Б. А., Игнатович И. Н., Горанов В. А. Трансплантация культуры островковых клеток поджелудочной железы в красный костный мозг // Белорус. мед. журн. — 2004. — Т. 1, №37. — С. 38-41.
77. Timar F., Botyanszki J., Suli-Vargha H. et al. The antiproliferative action of a melphalan hexapeptide with collagenase-cleavable site // Cancer Chemother. Pharmacol. — 1998. — V. 41, N 4. — P. 292-298.
78. Lisi P., Brunelli L. Extensive allergic contact dermatitis from a topical enzymatic preparation (Noruxol) // Contact Dermatitis. —
2001. — V. 45, N3. — P. 186-187.
79. Гребешова Р. Н., Рышкова Т. М., Федорова Л. Г. и др. Интенсификация процессов обработки кожевенного сырья с использованием щелочной протеазы // Биотехнология. — 1998. — V. 4, N6. — С. 788 -791.
80. Dalev P. G., Simeonova L. S. An enzyme biotechnology for the total utilization of leather waster // Biotechnol. Lett. — 1992. — V. 14, N6. — P. 531-534.
КОЛЛАГЕНОЛИТИЧЕСКИЕ ФЕРМЕНТЫ МИКРООРГАНИЗМОВ
Е. В. Мацелюх Л. Д. Варбанец
Институт микробиологии и вирусологии НАН Украины, Киев
E-mail: [email protected]
Микробные коллагенолитические ферменты гидролизуют белки семейства коллагенов. В работе представлены данные о стособности расщеплять коллаген ферментами, выделенными из разных групп микроорганизмов — бактерий, грибов, актиномицетов и дрожжей. Рассмотрены физико-химические свойства, методы выделения и очистки ферментных препаратов коллагеназ. Проанализированы существующие и возможные пути использования этих ферментов в промышленности и медицине.
Ключевые слова: коллагенолитические ферменты микроорганизмов, физико-химические свойства, методы выделения и очистки, практическое применение.
MICROBIAL COLLAGENOLYTIC ENZYMES
О. V. Matselyukh,
L. D. Varbanets
Institute of Microbiology and Virology of National Academy of Sciences of Ukraine, Kyiv
E-mail : [email protected]
Microbial collagenolytic enzymes are able to hydrolyze such a hard insoluble protein substrate as collagen. In this article are gathered data concerning the ability to degrade collagen amongst various groups of microorganisms, such as bacteria, fungi, actinomycetes and yeasts. The physical and chemical properties of collagenolytic enzyme preparations and methods of their separation and purification have been examined. The possible application ways of these enzymes in industry and medicine have been discussed.
Key words: microbial collagenolytic enzymes, physical and chemical properties, methods of isolation and purification, practical application.
