CC BY
0
© Коллектив авторов, 2024
Масютина А.М.1, Пащенков М.В.1' 2, Пинегин Б.В.1
Клеточное старение: механизмы и клиническое значение
1 Федеральное государственное бюджетное учреждение «Государственный научный центр «Институт иммунологии» Федерального медико-биологического агентства, 115522, г. Москва, Российская Федерация
2 Федеральное государственное автономное образовательное учреждение высшего образования «Российский национальный исследовательский медицинский университет имени Н.И. Пирогова» Министерства здравоохранения Российской Федерации, 117997, г. Москва, Российская Федерация
Резюме
Клеточное старение - один из фундаментальных биологических процессов, который заключается в необратимой блокировке деления клетки под действием внешних или внутренних факторов. Клеточное старение необходимо для формирования и поддержания нормальной структуры тканей и органов, а также для предотвращения развития злокачественных опухолей. Однако в пожилом возрасте накопление стареющих клеток в тканях становится важным повреждающим фактором, способствующим развитию возраст-ассоциированных заболеваний. Негативное влияние стареющих клеток реализуется через секрецию провоспалительных цитокинов в рамках особого секреторного фенотипа, ассоциированного со старением (СФАС). Увеличение числа стареющих клеток иммунной системы способствует генерализации повреждения тканей, снижению защиты от инфекционных заболеваний. Удаление стареющих клеток в эксперименте позволяет отсрочить развитие заболеваний, связанных со старением, увеличивает продолжительность жизни животных. Ведутся интенсивные доклинические и клинические исследования сенотерапевтических препаратов, предназначенных для лечения возраст-ассоциированных заболеваний путем элиминации стареющих клеток или модуляции СФАС.
Ключевые слова: клеточное старение; стареющие клетки; иммуностарение; Т-клетки; цитокины; сенотера-певтические препараты
Статья получена 23.11.2023. Принята в печать 31.01.2024.
Для цитирования: Масютина А.М., Пащенков М.В., Пинегин Б.В. Клеточное старение: механизмы и клиническое значение. Иммунология. 2024; 45 (2): 221-234. Б01: https://doi.org/10.33029/1816-2134-2024-45-2-221-234
Финансирование. Работа выполнена при поддержке гранта Российского научного фонда № 23-25-00451.
Конфликт интересов. Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.
Вклад авторов. Анализ литературы, написание статьи - Масютина А.М.; анализ литературы, редактирование статьи - Пащенков М.В.; анализ литературы, написание статьи, одобрение окончательной версии статьи - Пинегин Б.В.
Для корреспонденции
Пащенков Михаил Владимирович -доктор медицинских наук, заведующий лабораторией клинической иммунологии ФГБУ «ГНЦ Институт иммунологии» ФМБА России, Москва, Российская Федерация E-mail: mvpashenkov@yandex.ru https://orcid.org/0000-0002-6995-1790
Masyutina A.M.1, Pashenkov M.V.1' 2, Pinegin B.V.1
Cellular senescence: mechanisms and clinical implications
1 National Research Center Institute of Immunology of the Federal Medical-Biological Agency, 115522, Moscow, Russian Federation
2 N.I. Pirogov Russian National Research Medical University, Ministry of Health of the Russian Federation, 117997, Moscow, Russian Federation
Abstract
Cellular senescence is a fundamental biological process which consists of an irreversible blocking of cell division induced by extrinsic or intrinsic factors. Cellular senescence is required for development and maintenance of normal structure of tissues and organs as well as for prevention of malignant transformation. However, in an aged organism, accumulation of senescent cells in tissues becomes an important factor contributing to tissue damage and aging-associated diseases. Negative effects of senescent cells are mediated by secretion of pro-inflammatory cytokines in the context of the so-called senescence-associated secretory
For correspondence
Mikhail V. Pashenkov - MD, PhD, Head of the Clinical Immunology Lab., NRC Institute of Immunology, FMBA of Russia, Moscow, Russian Federation E-mail: mvpashenkov@yandex.ru https://orcid.org/0000-0002-6995-1790
phenotype (SASP). In immune system, increased numbers of senescent cells contribute to generalization of tissue damage and compromises defense against pathogens. In experimental models, elimination of senescent cells results in delayed development of aging-associated pathologies, increases life span of animals. Senotherapeutic drugs, designed to treat age-associated diseases by eliminating senescent cells or modulating SASP, are a subject of intense pre-clinical and clinical research.
Keywords: cellular senescence; senescent cells; immunosenescence; T cells; cytokines; senotherapeutics
Received 23.11.2023. Accepted 31.01.2024.
For citation: Masyutina A.M., Pashenkov M.V., Pinegin B.V. Cellular senescence: mechanisms and clinical implications. Immunologiya. 2024; 45 (2): 221-34. DOI: https://doi.org/10.33029/1816-2134-2024-45-2-221-234 (in Russian)
Funding. This work was supported by the Russian Science Foundation grant No. 23-25-00451. Conflict of interests. The authors declare no conflict of interests.
Authors' contribution. Analysis of literature, writing the article - Masyutina A.M.; analysis of literature, editing of the article - Pashenkov M.V.; analysis of literature, writing the article and approval of its final version - Pinegin B.V.
Введение
Старение - это постепенная утрата функциональных возможностей организма с течением времени. Одно из основных проявлений старения - повышение риска атеросклероза, сахарного диабета 2-го типа, болезни Альцгеймера и ряда других органоспецифических и системных заболеваний. Несмотря на разнообразие клинических проявлений, в основе всех этих заболеваний лежит схожий патогенетический процесс -малоинтенсивное стерильное хроническое воспаление. Такое воспаление, ассоциированное со старением, в англоязычной литературе обозначается термином «inflammaging», от сочетания слов «inflammation» (воспаление) и «aging» (старение) [1-3].
Процессы старения интенсивно изучаются. В настоящее время очевидно, что старение организма - это многофакторный процесс, включающий накопление повреждений ядерной и митохондриальной ДНК, эпигенетические изменения, нарушения энергетического и белкового обмена, истощение пула стволовых клеток, кишечный дисбиоз [4].
Одним из ключевых аспектов старения организма является так называемое клеточное старение (cellular senescence), приводящее к накоплению стареющих клеток (senescent cells) в различных тканях и органах [4]. Клеточное старение - это стресс-индуциро-ванная необратимая остановка митотического цикла клеток, способных к делению, в стадии G1, реже в стадии G2. Клеточное старение необходимо отличать от двух других состояний, сопровождающихся остановкой цикла деления: от обратимого состояния покоя (quiescence) и от терминальной дифференци-ровки клеток для выполнения ими определенных функций [5]. Накапливается все больше данных о причинно-следственных связях между повреждением ДНК, клеточным старением, хроническим воспалением и развитием возраст-ассоциированных заболеваний.
Основные причины клеточного старения
В зависимости от причин, вызвавших клеточное старение, выделяют несколько его разновидностей: репликативное, стресс-индуцированное, онкоген-инду-цированное, физиологическое [6, 7].
Репликативное старение. Понятие «клеточное старение» впервые было введено в работе L. Hayflick и P.S.S. Moorhead, (1961) по отношению к фиброблас-там человека, которые по прошествии определенного числа делений (от 40 до 60) теряли способность к митозу [8]. Причиной старения, описанного L. Hayflick и P.S.S. Moorhead, является критическое укорочение концевых участков хромосом - теломер, которое впервые предположил в своей работе А.М. Оловников [9]. Укорочение теломер происходит в каждом клеточном цикле, оно обусловлено особенностями репликации отстающей цепи ДНК. Концевые участки хромосом в норме представлены теломерными повторами и ассоциированными с ними белками (так называемый шелтериновый комплекс). Этот комплекс необходим, для того чтобы клеточные системы защиты не распознавали концы своих хромосом как двуце-почечные разрывы ДНК и не инициировали ответ на повреждение ДНК (DNA damage response, DDR)
[10]. Когда теломеры становятся слишком короткими, они перестают выполнять свою функцию, в результате чего запускается DDR, который, в свою очередь, является сигналом для запуска программы старения
[11]. Данный тип старения называют репликативным, так как его причиной является репликация ДНК.
Стресс-индуцированное преждевременное старение (stress-induced premature senescence) не связано с укорочением теломер и запускается любыми факторами, вызывающими повреждение ДНК: ионизирующим и ультрафиолетовым излучением, химиотерапев-тическимипрепаратами, активнымиформамикислорода (АФК) [12]. Интересно, что теломеры, независимо от их длины, наиболее чувствительны к этим повреждающим
воздействиям [13]. Кроме того, хотя DDR запускается при повреждении ДНК в любых участках генома, повреждения теломерной ДНК в силу стерических особенностей с трудом поддаются репарации, вследствие чего вызванный ими DDR приобретает устойчивый характер. Ключевая роль повреждений ДНК в развитии старения подчеркивается тем обстоятельством, что практически все известные в настоящее время синдромы ускоренного старения (прогероидные синдромы) обусловлены наследственными нарушениями систем репарации ДНК или общей архитектоники ядра [14].
Физиологическое старение. Клеточное старение имеет место не только в пожилом возрасте, но и в течение всей жизни индивидуума. Так, клеточное старение, не связанное с повреждением ДНК, играет важную роль в удалении лишних клеток в эмбриогенезе [15]. При заживлении ран стареющие фибробласты стимулируют регенерацию и предотвращают формирование избыточной соединительной ткани - фиброз [16].
Онкоген-индуцированное старение запускается в ответ на активацию определенных онкогенных белков, например RAS [17] и RAF [18], что позволяет заблаговременно остановить клеточный цикл при угрозе опухолевой трансформации.
Из вышесказанного следует, что клеточное старение может протекать в любом возрасте, и, по сути, оно представляет собой эволюционно закрепленный процесс, который дает определенные выгоды его обладателю. Клеточное старение необходимо для формирования и поддержания нормальной структуры тканей и органов (физиологическое старение), а также для предотвращения развития злокачественных опухолей (онкоген-индуцированное старение). Однако программа клеточного старения состоит не только в остановке деления, но и в быстрой иммуноопосредованной элиминации потенциально опасных или ненужных стареющих клеток. В пожилом возрасте процесс удаления стареющих клеток замедляется [19], тогда как образование стареющих клеток с возрастом увеличивается вследствие репликативного и стресс-индуцированного старения. Увеличению числа стареющих клеток способствуют острые вирусные инфекции [20], хронические инфекционные и аутоиммунные заболевания, перенесенная химио- и радиотерапия, гиперкалорийная диета. Сочетание повышенного образования и пониженной элиминации стареющих клеток приводит к их накоплению в различных тканях, в результате чего роль клеточного старения меняется с положительной на отрицательную (см. ниже). Ситуации, когда эволюци-онно закрепленный процесс приносит потери в пострепродуктивном возрасте, получили название «антагонистической плейотропии» [6].
Особенности стареющих клеток
Помимо утраты способности к делению, стареющие клетки имеют много других фенотипических и функциональных отличий от нормальных клеток того же типа (см. рисунок).
Маркеры повреждения ДНК. Повреждение ДНК, являющееся причиной старения, вызывает изменения в структуре хроматина и образование так называемых очагов гетерохроматина, связанных со старением (senescence-associated heterochromatic foci, SAHF) и обогащенных гистоном Н3, триметилированным по остатку лизина-9 (H3K9me3) [21]. Также для стареющих клеток характерны процессы, ассоциированные с повреждением ДНК - связывание белка HP1 (hetero-chromatin protein 1) с ДНК, фосфорилирование гистона H2AX [14].
К морфологическим особенностям относятся увеличенный размер, выраженный секреторный аппарат (шероховатый эндоплазматический ретикулум, комплекс Гольджи), накопление митохондрий и лизосом. Лизосомы стареющих клеток содержат липофусцин -комплекс ковалентно сшитых белков, липидов и углеводов.
Р-галактозидазная активность. С лизосомами связан один из маркеров стареющих клеток - повышенная активность фермента Р-галактозидазы, ассоциированной со старением (senescence-associated P-galactosidase или SA-P-Gal). Однако данный признак не является причиной клеточного старения, поскольку ингибирование фермента не способно обратить процесс старения [22].
Устойчивость к апоптозу. Важной особенностью стареющих клеток является способность избегать апоптоза при помощи антиапоптотических путей, ассоциированных со старением (senescent cell anti-apoptotic pathways, SCAPs). Ключевую роль здесь играют анти-апоптотические белки семейства Bcl-2 (Bcl-2, Bcl-xL, Mcl-1, Bcl-W, Bfl1). Вклад конкретных представителей семейства Bcl-2 в выживание стареющих клеток зависит от типа клеток и факторов, запустивших старение.
Так, в работе C. Spaulding и соавт. было показано, что репликативное старение СП8+-Т-клеток было связано со значительным увеличением устойчивости к апоптозу, что коррелировало с увеличением экспрессии Bcl-2 [23]. В некоторых случаях за резистентность к апоптозу отвечают белки Bcl-xL и Bcl-W [24] или Bcl-2 и Bcl-xL [25]. Вклад в резистентность к апоптозу может вносить снижение активности проапоптотического белка p53 с возрастом [26], а также активация протеинтирозин-киназы SRC. Интересно, что активность SRC зависит от выраженности повреждения ДНК. При умеренном количестве повреждений происходит активация SRC, что способствует выживанию клеток и приобретению ими фенотипа стареющих клеток через активацию МАП-киназы p38 (см. ниже) [27]. Если же количество повреждений ДНК слишком велико, SRC не активируется и развивается апоптоз [27]. Ингибирование SRC в клетках с умеренным повреждением ДНК также приводит к развитию апоптоза.
Секреторный фенотип, ассоциированный со старением (СФАС). С точки зрения воздействия на окружающие ткани наиболее важным свойством стареющих клеток является приобретение ими особого
224 Обзоры
Рис. 1. Основные свойства стареющих клеток (подробнее см. текст)
Маркеры повреждения ДНК
| фосфо-р53
т pl6INK4A
I p2lwaf1/cip1
Сигнальные белки:
/— Резистентность *
к апоптозу J
Необратимая остановка клеточного цикла
Морфология: Т Размер клетки Т Лизосомы Т Митохондрии Т ЭПР и Гольджи
Дефектные митохондрии источники АФК
С-V
Угнетение
аутофагии/митофагии
Секреторный фенотип,
ассоциированный со старением (СФАС)
Лиганды для рецептора
NKG2D Ч_/
секреторного фенотипа, ассоциированного со старением (англ. Senescence-Associated Secretory Phenotype, SASP). Под этим термином понимают усиленную секрецию стареющими клетками более 100 веществ, в том числе: 1) провоспалительных цитокинов и хемокинов (ИЛ-1а, ИЛ-1Р, ИЛ-6, ИЛ-8, MCP-2, MIP-За и др.); 2) факторов роста (ГМ-КСФ, IGFBP-3, ЭФР, ФРФ и др.); 3) протеаз внеклеточного матрикса; 4) небелковых соединений -эйкозаноидов, активных форм кислорода и азота [28, 29].
Состав СФАС может отличаться в зависимости от стимула, который вызвал старение, от типа клеток, а также может изменяться со временем. Как компонент эволюционно закрепленного процесса клеточного старения СФАС, вероятно, выполняет две основные функции: 1) привлечение и активация клеток иммунной системы, задачей которых является уничтожение стареющих клеток; 2) активация репарационных процессов. Однако в пожилом организме СФАС становится основным звеном, связывающим накопление стареющих клеток и повреждение тканей.
Экспрессия лигандов для активационных рецепторов НК-клеток. На поверхности стареющих клеток экспрессируются белки MIC-A, MIC-B и ULBP2, которые служат лигандами активационного рецептора NKG2D НК-клеток. Этот же рецептор присутствует на субпопуляции цитотоксических CD8+-Т-клеток и может функционально заменять Т-клеточный рецептор [7]. Связывание NKG2D с лигандами инициирует литичес-кую атаку НК-клеток и NKG2D+-Т-лимфоцитов против клеток-мишеней.
Механизмы клеточного старения
Механизмы остановки клеточного цикла
Несмотря на разнообразие стимулов, программа старения клеток сводится к активации нескольких основных сигнальных путей (см. рисунок). В ответ на повреждение ДНК в клетке активируются киназы ATM и ATR
[30, 31]. Их субстратами являются киназы СНК2 и СНК1 соответственно. СНК2 и СНК1 фосфорилируют белок р53, что приводит к его активации. Будучи фактором транскрипции, р53 индуцирует экспрессию гена СБШМ, кодирующего белок р21тп/С1Р1 [32]. р21тп/С1Р1 связывается с циклин-зависимой киназой СБК2 и инги-бирует ее. Кроме того, СНК2 и СНК1 фосфорилируют фосфатазы семейства СБС25, что приводит к их инги-бированию. В свою очередь, ингибирование СБС25 блокирует продвижение через клеточный цикл, так как эти фосфатазы необходимы для активации различных циклин-зависимых киназ [33].
Еще одним участником, обеспечивающим остановку клеточного цикла и делающим ее перманентной, является белок р16ШК4А [34]. Экспрессия гена СБКЫ2Л, кодирующего белок р16ШК4А, индуцируется факторами транскрипции семейств АР-1 и БТ8 [35]. Активация этих факторов транскрипции, в свою очередь, происходит в результате активации сигнальных путей с участием митоген-активируемых протеинкиназ: ЯаБ-Яа^МБК-БКК [36] и МКК3/6-р38 [37]. Белок р16ШК4А является ингибитором циклин-зависимых киназ СБК4 и СБК6. Это так называемые ранние циклин-зависимые киназы, которые регулируют переход клетки из в1-фазы в 8-фазу клеточного цикла. СБК4 и СБК6, образуя гете-родимеры с циклином Б, гиперфосфорилируют ингиби-торный белок ИВ, в результате чего тот отделяется от своего «партнера» - фактора транскрипции Б2Б1 [21]. Освободившись от ИВ, Б2Б1 поступает в ядро и инициирует экспрессию генов, необходимых для подготовки к делению. Если киназы СБК4 и СБК6 блокированы белком р16ШК4А, вступление стареющей клетки в следующий цикл деления отменяется.
Роль митохондрий
Как отмечено выше, стойкие нерепарируемые повреждения ДНК могут вызывать старение даже в клетках с достаточно длинными теломерами. Ключевая
роль в повреждении ДНК, приводящем к старению, отводится АФК митохондриального происхождения [38, 39]. Как известно, митохондриальные АФК образуются в результате дисфункции электрон-транспортной цепи (ЭТЦ) - так называемого обратного транспорта электронов. В стареющих клетках происходит накопление таких неправильно функционирующих митохондрий, что обусловлено сочетанием нескольких факторов.
Угнетение митофагии. Дефектные митохондрии в норме удаляются путем митофагии - одной из разновидностей аутофагии. Однако аутофагия в стареющих клетках угнетена [4], что обусловлено активацией сигнального комплекса шТ0ЯС1. При наличии факторов роста и избытка аминокислот шТ0ЯС1 стимулирует анаболические процессы и подавляет аутофагию. Недостаток питательных веществ приводит к ингиби-рованию шТ0ЯС1 и запуску аутофагии. Показано, что в стареющих клетках комплекс шТ0ЯС1 конститутивно активен и не реагирует на аминокислотное голодание [40]. Такая конститутивная активация шТ0ЯС1 может быть следствием повреждения ДНК и опосредоваться сигнальным каскадом АТМ-АЙ-шТ0КС1 [38, 39].
Усиление биогенеза митохондрий. Образование новых митохондрий тоже регулируется комплексом шТ0ЯС1, который активирует РвС-1а и РвС-1р -ключевые белки, запускающие биогенез митохондрий [38, 39].
Повреждение митохондриальной ДНК. Митохон-дриальная ДНК кодирует ряд белков, входящих в состав ЭТЦ, однако она не защищена гистонами и в большей степени, чем ядерная ДНК, подвержена оксидативному повреждению. Таким образом, формируется порочный круг, в котором дисфункция ЭТЦ усиливает образование митохондриальных АФК, которые дополнительно повреждают гены, кодирующие компоненты ЭТЦ.
В целом, дисфункция большого числа митохондрий через усиление продукции АФК приводит к повреждению ДНК и остановке клеточного цикла [39].
Механизмы регуляции СФАС
Механизмы развития СФАС и остановки клеточного цикла тесно связаны между собой. Ключевыми регуляторами экспрессии генов, кодирующих компоненты СФАС, являются факторы транскрипции семейств №-кВ и АР-1 [41, 42]. К их активации могут приводить несколько механизмов. Во-первых, избыточная продукция АФК в стареющей клетке способствует активации митоген-активируемых протеинкиназ (МАП-киназ). Полагают, что АФК инактивируют фос-фатазы, являющиеся негативными регуляторами МАП-киназных сигнальных каскадов [42]. Эти фосфатазы имеют в своем каталитическом центре свободные сульф-гидрильные группы, которые окисляются АФК. Также АФК активируют КЬИР3-инфламмасому, что способствует секреции ИЛ-1 р и ИЛ-18 [43]. В стареющих клетках происходит активация ретротранспозонов, что сопровождается выходом ДНК из ядра в цитозоль. Цитозольная
ДНК распознается системой c-GAS/STING, которая при посредстве факторов транскрипции NF-kB и IRF (Interferon response factors) активирует экспрессию провоспалительных генов и интерферонов I типа [7]. Важными противовоспалительными регуляторами являются белки семейства сиртуинов (НАД-зависимых деацетилаз), однако их активность в стареющих клетках снижена в результате дефицита никотинамиддинуклео-тида (НАД). Причинами дефицита НАД могут быть его расходование поли-АДФ-рибозополимеразой, которая активируется в рамках DDR, а также деплеция внеклеточного НАД ферментом НАДазой (CD38) макрофагов [5, 40].
Важным регулятором синтеза компонентов СФАС является транскрипционный фактор GATA4. Он активируется киназами ATM и ATR независимо от p53. В норме GATA4 нестабилен, связывается с белком p62 и деградирует. Однако в стареющих клетках связывание GATA4 и p62 нарушено, в результате чего транскрипционный фактор накапливается и усиливает активность NF-KB [45].
Высокая анаболическая активность стареющих клеток поддерживается комплексом mTORCl (см. выше).
Негативные эффекты накопления стареющих клеток в пожилом возрасте
Как отмечено выше, стареющие клетки должны быть удалены из тканей с помощью иммунной системы. Основную роль в этом процессе играют клетки врожденного иммунитета - НК-клетки и макрофаги [46, 47]. Благодаря экспрессии NKG2D-лигандов и СФАС стареющие клетки становятся «видимыми» для клеток иммунной системы. НК-клетки инициируют перфорин-гранзим-зависимый апоптоз стареющих клеток, после чего убитые клетки поглощаются и перевариваются макрофагами путем эффероцитоза. Однако с возрастом процессы элиминации стареющих клеток становятся менее эффективными [19], что может быть обусловлено несколькими факторами. Так, стареющие клетки экспрессируют неклассическую молекулу MHC HLA-E, которая взаимодействует с ингибирующим рецептором NKG2A на поверхности НК-клеток и на некоторых CD8+-Т-клетках, что приводит к блокировке цитотоксического ответа [7]. Кроме того, стареющие клетки могут экспрессировать белок PD-L1, который взаимодействует с ингибиторным рецептором PD-1 CD8+-Т-клеток и блокирует их активацию [7]. С возрастом также происходит общее снижение цитотоксичности НК-клеток [48].
Повышенное образование и сниженная элиминация стареющих клеток приводят к их накоплению в различных органах и тканях. Клеточное старение наиболее выражено в популяциях фибробластов, эндо-телиоцитов, адипоцитов и клеток иммунной системы. Предполагают, когда локальное содержание стареющих клеток превышает определенный порог, процессы клеточного старения становятся самоподдерживающимися [6]. Стареющие клетки, секретируя провоспалительные
цитокины, паракринно индуцируют оксидативный стресс и запускают процессы старения в соседних «нормальных» клетках (вторичное старение), замыкая порочный круг [45-47]. Общий провоспалительный фон, создаваемый стареющими клетками благодаря СФАС, является одним из основных механизмов хронического стерильного воспаления, связанного со старением (inflammaging) [52]. Хроническое воспаление уменьшает функциональные возможности тканей путем повреждения клеток и нарушения процессов регенерации вследствие истощения пула стволовых клеток.
Одними из первых негативную роль накопления стареющих клеток продемонстрировали D. Baker и соавт. [53, 54]. Эти авторы создали генетическую конструкцию, в которой под промотором гена p16INK4A находятся открытые рамки считывания маркерного зеленого флуоресцентного белка (eGFP) и каспазы-8, слитой с FK506-связывающим доменом. Интеграция такой конструкции в геном мышей позволяет визуализировать стареющие клетки, в которых активирована экспрессия p16INK4A, а также вызывать их апоптоз путем введения вещества AP20187, активирующего каспазу-8 через гомодимеризацию FK506-связывающих доменов. Данная конструкция вначале была введена в геном мышей, гомозиготных по гипоморфному аллелю гена BubRl (линия BubR1H/H). Мыши BubR1H/H страдают от прогероидного синдрома (преждевременного старения), который характеризуется катарактой, саркопенией, аритмией, нарушением заживления ран, а также накоплением в различных тканях р^^^-положительных клеток.
На этой модели было показано, что непрерывное удаление стареющих клеток, экспрессирующих p16INK4A, задерживает развитие преждевременного старения [53]. В более поздней работе D. Baker и соавт. подтвердили свои результаты, использовав вместо мышей линии BubR1H/H животных дикого типа. Было показано, что регулярное удаление рШ^^-положительных клеток увеличивало продолжительность жизни на 25-30 %, смягчало ассоциированное с возрастом ухудшение функций внутренних органов и при этом не оказывало видимых побочных эффектов [54].
Эти работы демонстрируют негативное влияние стареющих клеток на организм в целом, а также положительный эффект от их элиминации. Схожие результаты были получены и на других экспериментальных моделях. Так, трансплантация стареющих фибробластов в область коленного сустава здоровой мыши провоцирует развитие остеоартроза, характерного для пожилых животных [55]. Хроническое стерильное воспаление, возникающее в результате накопления стареющих клеток и продукции ими провоспалительных факторов, способно ухудшать течение кардиомиопатии [56].
У человека чрезмерное накопление стареющих клеток в тканях ассоциировано с ухудшением течения заболеваний, например диабета 2-го типа [57] и COVID-19 [58]. Во многих работах показана корреляция между повышенной продукцией компонентов
СФАС и неблагоприятным прогнозом в отношении продолжительности жизни, когнитивных и физических способностей пожилых людей. Так, в когорте лиц старше 90 лет было обнаружено, что у тех, кто умер в течение 2 лет после исследования, уровень ИЛ-6 в плазме был в 2 раза выше, чем у тех, кто выжил [59].
Старение клеток иммунной системы
С возрастом иммунная система постепенно утрачивает свои функциональные возможности. Одной из самых важных причин изменений, происходящих в адаптивном иммунитете с возрастом, является инволюция тимуса. Тимус участвует в созревании, диффе-ренцировке и селекции Т-клеток. С возрастом ткань этого органа замещается соединительной и жировой тканью, что приводит к остановке образования наивных Т-клеток и постепенному сокращению их числа в крови и во вторичных лимфоидных органах [60]. Уменьшается и образование наивных В-клеток в костном мозге вследствие сдвига гематопоэза в сторону клеток миело-идной линии.
Параллельно в результате перенесенных за время жизни антигенных воздействий в популяциях Ти В-клеток накапливаются и начинают преобладать клетки памяти. Экспансия клеток памяти приводит к сокращению разнообразия репертуаров Т- и В-кле-точных рецепторов. Все это уменьшает возможности иммунной системы отвечать на новые антигены, что обусловливает повышенную восприимчивость к патогенам, повышенный риск онкологических заболеваний, снижение эффективности вакцинации у пожилых людей. Этот комплекс изменений получил название «иммуностарение» (дттипоБепеБсепсе) [61].
Клетки иммунной системы, как и другие клетки организма, претерпевают процесс клеточного старения и участвуют в поддержании общего провоспалитель-ного фона (inflammaging). В то же время хроническое воздействие провоспалительных цитокинов негативно влияет на функциональную активность Т- и В-клеток, стимулирует их старение.
Процессы клеточного старения лучше всего изучены для Т-клеток. С возрастом в популяции Т-клеток экспоненциально возрастает экспрессия р16ШК4А [62], а также увеличивается активность 8А-0-ва1 (в СБ8+-Т-клетках сильнее, чем в СБ4+) [63]. Также для мононуклеаров периферической крови наблюдали снижение способности клеток к гибели путем апоптоза у пожилых по сравнению с молодыми людьми, что косвенно может указывать на увеличение числа стареющих мононуклеаров [64].
Старение Т-клеток в пожилом возрасте может быть обусловлено несколькими факторами: 1) критическим укорочением теломер вследствие антиген-индуциро-ванной и гомеостатической пролиферации (реплика-тивное старение) [23]; 2) повреждением ДНК вследствие угнетения аутофагии, накопления дефектных митохондрий и гиперпродукции АФК; 3) повреждением ДНК вследствие неблагоприятных внешних воздей-
ствий (ионизирующее излучение, химиотерапия и т.д.); 4) вторичным старением в результате действия компонентов СФАС. В силу первого из вышеназванных факторов стареющие Т-клетки являются преимущественно Т-клетками памяти. Клеточное старение существенно снижает эффективность адаптивного иммунного ответа, который принципиально зависит от пролиферации редких антиген-специфических клонов.
Специфические поверхностные маркеры стареющих Т-клеток не определены, однако существует ряд маркеров, ассоциированных с некоторыми признаками старения, например со сниженной способностью к пролиферации. Большинство стареющих Т-клеток имеют фенотип СБ45ЯА-реэкспрессирующих эффекторных Т-клеток памяти (Т • ССК7СБ45КА+).
4 ЕМКА' '
Кроме того, стареющие Т-клетки экспресси-руют СБ57 и КЬЯ01, но утрачивают маркеры СБ27 и СБ28 [65]. Определяющими признаками стареющих Т-клеток являются повышенная экспрессия белков р21тг1/С1Р1 и р16ШК4А [62, 65] и повышенная активность 8А-р-ва1 [63]. Хотя стареющие Т-клетки не способны пролиферировать, они вырабатывают повышенные количества ИФН-у и ФНО (в рамках СФАС), их цито-токсичность также усилена по сравнению с обычными Т-клетками. Таким образом, стареющие Т-клетки могут выполнять функции антиген-специфических эффекторных клеток.
Схожим поверхностным фенотипом (ССЯ7-СБ27-СВ28 СВ45КА+СБ57+) обладают также истощенные Т-клетки. В отличие от стареющих Т-клеток, у истощенных Т-клеток заблокирован как пролиферативный ответ, так и эффекторные функции. Истощение развивается в результате длительной и непродуктивной стимуляции антигеном при хронических инфекциях и злокачественных новообразованиях, в результате чего на поверхности Т-клеток начинает экспрессироваться ингибиторная молекула РБ-1 [66]. Фенотип истощения формируется в результате взаимодействия РБ-1 с лигандом РБ-Ь1, присутствующим на поверхности опухолевых или стареющих клеток. В отличие от старения, истощение обратимо и функции Т-клеток могут быть восстановлены при прекращении взаимодействия РБ-1 : РБ-Ь1, например с помощью терапевтических антител.
Макрофаги могут экспрессировать р16ШК4А, а также демонстрировать повышенную активность р-галак-тозидазы лизосом в отсутствие фенотипа старения в ответ на иммуномодулирующие стимулы (М2-поля-ризующие стимулы усиливают данные признаки, М1-поляризующие стимулы - напротив, уменьшают). Однако при активации сигнального пути белка р53 экспрессия данных маркеров становится конститутивной и необратимой [67]. Независимо от фенотипа старения макрофаги пожилых людей спонтанно секретируют повышенные количества провоспалительных цито-кинов, тогда как ответ на стимуляцию паттерн-распоз-нающих рецепторов снижен [44]. Снижены и другие
эффекторные функции макрофагов, в том числе поглотительная, что негативно сказывается на очищении тканей от стареющих клеток.
Поскольку клетки иммунной системы мигрируют в различные лимфоидные и нелимфоидные ткани, они могут диссеминировать клеточное старение по всему организму. Такая роль стареющих клеток иммунной системы показана в работе M.J. Yousefzadeh и соавт. [68]. Этими авторами получены мыши с селективным нокаутом гена Erccl в гематопоэтических клетках. Белок ERCC1 в комплексе с белком XPF (ERCC4) образует эндонуклеазу, участвующую в репарации ДНК. В результате вышеуказанной генетической модификации удалось запустить стресс-индуцированное старение избирательно в гематопоэтических клетках.
У нокаутных животных по сравнению со здоровыми мышами того же возраста наблюдали снижение общего числа Т-клеток, повышение экспрессии маркера истощения Т-клеток PD-1, ускоренное снижение массы селезенки и тимуса, атрофию лимфатических узлов, что указывало на развитие ускоренного дегенеративного процесса в иммунной системе. Иммунный статус молодых нокаутных мышей был схож с таковым у пожилых мышей дикого типа, что выражалось в сниженном антительном ответе на иммунизацию, сниженной цитотоксичности НК-клеток, в более слабой выраженности признаков воспаления в очаге заражения.
В Т-, В-, НК-клетках и макрофагах была значительно увеличена экспрессия p16INK4A и p21WAF1/CIP1, а также повышен уровень мРНК компонентов СФАС, что подтверждало преждевременное старение клеток иммунной системы. Однако со временем у нокаутных мышей в различных органах накапливались стареющие клетки негематопоэтического происхождения, нарастали признаки повреждения органов, что говорит о диссеминации старения. Продолжительность жизни нокаутных мышей была достоверно ниже, чем у мышей дикого типа. Более того, трансплантация стареющих спленоцитов молодым мышам-реципиентам повышала уровни мРНК p16INK4A и p21WAF1/CIP1 в нескольких нелимфоидных органах, увеличивала содержание компонентов СФАС в сыворотке, а также снижала продолжительность их жизни [68].
Подходы к сенотерапии
Как было показано выше, удаление стареющих клеток у пожилых животных с помощью генетических методов позволяет уменьшить повреждение органов и увеличить продолжительность жизни [53, 54]. Эти исследования положили начало разработке сенотерапии - способов лечения возраст-ассоциированных заболеваний, основанных на удалении стареющих клеток или минимизации их негативных эффектов на окружающие клетки. На данный момент разрабатываются и исследуются несколько групп сенотерапевтических препаратов: сено-литики, сеноморфики, сенотерапевтические иммуно-препараты.
Сенолитики
Сенолитики - это малые молекулы, вызывающие гибель стареющих клеток. Сенолитики временно ингибируют белки антиапоптотических путей, приводя к запуску апоптоза. Однако у стареющих клеток, относящихся к разным типам, могут различаться и антиапоптотические белки, поэтому универсального сенолитика на данный момент не существует. Подбор препаратов с сенолитической активностью проводился на основании анализа сигнальных путей, способствующих выживанию стареющих клеток.
Первыми сенолитиками стали дазатиниб (ингибитор протеинтирозинкиназ) и природные флавоноиды кверцетин и фисетин. Дазатиниб известен как противоопухолевый препарат, в частности, он действует через ингибирование киназ семейства SRC [69]. Механизм действия флавоноидов на данный момент изучается, однако известно их антиоксидантное действие, а также влияние на активность p53 и белков семейства Bcl-2 [70].
Комбинация дазатиниба и кверцетина (D+Q) является наиболее изученной в эксперименте [71]. Сено-литическим действием обладает именно сочетание двух препаратов. Так, на модели болезни Альцгеймера было показано, что удаление стареющих нейронов с помощью комбинации дазатиниб + кверцетин, несмотря на преклонный возраст мышей, приводило к улучшению состояния животных: наблюдалось снижение общей плотности скоплений патогенного т-белка, уменьшение признаков нейродегенерации [72].
Комбинация дазатиниба и кверцетина существенно улучшает исход инфекции SARS-CoV-2 у мышей [20]. В настоящее время ведутся клинические испытания этой комбинации при болезни Альцгеймера (NCT04785300), идиопатическом легочном фиброзе [73] и ряде других заболеваний.
Было показано, что у пациентов с почечной недостаточностью на фоне сахарного диабета 2-го типа, принимающих дазатиниб + кверцетин перорально, уменьшается содержание стареющих клеток и экспрессия маркеров воспаления в жировой ткани [74]. Влияние фисетина исследуется в контексте COVID-19 (NCT04537299). Большое внимание привлекают ингибиторы Bcl-2, в частности навитоклакс [75].
Сенолитик не обязательно представляет из себя ингибитор белка, он также может являться малой интерферирующей РНК (миРНК). В таком случае экспрессия белка, участвующего в антиапоптотическом пути, будет заблокирована на уровне мРНК с помощью РНК-интерференции. Так, для человеческих преадипоцитов и эндотели-альных клеток были подобраны миРНК к участкам генов нескольких белков, из них p21WAF1/CIP1 и Bcl-xL наиболее широко известны [76]. Эффективность данного подхода подтверждается и другими работами по нокдауну генов антиапоптотических белков Bcl-W и Bcl-xL [24].
Сеноморфики
В отличие от сенолитиков, сеноморфики не вызывают гибель стареющих клеток, но предотвращают нега-
тивные воздействия стареющих клеток на окружающие клетки, в первую очередь путем подавления СФАС. Большая часть генов, составляющих СФАС, находится под контролем транскрипционных факторов NF-kB, AP-1, C/EBP р [77]. В этой связи большое внимание в качестве сеноморфиков привлекают ингибиторы NF-kB-зависимого сигнального пути и МАП-киназ [75]. Метформин - препарат, одобренный для лечения диабета 2-го типа, блокирует транслокацию NF-kB в ядро, что ограничивает продукцию компонентов СФАС [78]. Хорошо известно, что метформин снижает смертность от сердечно-сосудистых заболеваний и рака, увеличивает продолжительность жизни, причем этот эффект не зависит от сахароснижающих свойств препарата [79].
Иммуноопосредованное удаление стареющих клеток
Ограничением данного подхода является необходимость в идентификации строго специфичных для стареющих клеток поверхностных маркеров. Эта работа еще далека от завершения, однако полученные на данный момент результаты подчеркивают потенциал использования иммунотерапевтических подходов для устранения стареющих клеток. В качестве таковых рассматривается применение CAR-T-клеток [80], сенолитических вакцин [81], терапевтических антител к PD-L1 и CD9 [82, 83]. Так, С. Amor и соавт. обнаружили, что белок uPAR (urokinase-type plasminogen activator receptor, CD87) селективно экспрессируется на поверхности стареющих клеток, и создали для их элиминации CAR-Т-клетки, таргетирующие этот белок [80]. Также были созданы и CAR-T-клетки, таргетирующие NKG2D-лиганды на поверхности стареющих клеток [84].
Предотвращение образования стареющих клеток
Эта цель может быть достигнута путем ослабления оксидативного стресса с помощью антиоксидантов и активаторов аутофагии/митофагии. В качестве стимуляторов аутофагии могут быть использованы ингибиторы mTORC1 (рапамицин и его аналоги), метформин, спермидин, куркумин, ресвератрол [75]. Однако наиболее простым и действенным стимулятором аутофагии и ингибитором клеточного старения и СФАС является гипокалорийная диета [75].
Проблемы сенотерапии
Клиническую эффективность сенотерапевтичес-ких препаратов еще предстоит доказать. Вместе с тем высказываются обоснованные опасения о побочных эффектах сенотерапии. Так, поскольку клеточное старение участвует в защите от рака и заживлении ран, его ингибирование представляется опасным. С этой точки зрения более безопасны подходы, направленные на удаление уже образовавшихся стареющих клеток. Однако, поскольку в состав СФАС входят не только провоспалительные цитокины, но и ростовые факторы, подавление СФАС может отрицательно сказаться на регенеративных возможностях тканей [75]. Необходимы препараты, которые селективно подавляли бы
продукцию провоспалительных факторов стареющими клетками, не влияя на выработку ростовых факторов. Также ингибирование СФАС может дополнительно затруднять удаление стареющих клеток с помощью естественных иммунных механизмов. Что касается стареющих Т-клеток, как было показано выше, они входят в пул эффекторных Т-клеток памяти и вносят вклад в защиту от повторной инфекции теми патогенами, с которыми организм уже встречался. С этой точки зрения, элиминация стареющих Т-клеток нежелательна, хотя этот вопрос требует дальнейшего изучения в эксперименте.
Заключение
Клеточное старение - один из фундаментальных процессов, протекающих в организме человека. Клеточное старение выполняет множество полезных
■ Литература
1. Franceschi C., Bonafe M., Valensin S., Olivieri F., Luca M. De, Ottaviani E., Benedictis G. De. Inflamm-aging. An evolutionary perspective on immunosenescence. Ann. N. Y. Acad. Sci. 2000; 908 (1): 244-54. DOI: https://doi.org/10.1111/j.1749-6632.2000.tb06651.x
2. Насаева Е.Д., Хасанова Е.М., Ганковская Л.В. Иммунопа-тогенез и таргетная терапия болезни Альцгеймера. Иммунология. 2023; 44 (2): 231-42. DOI: https://doi.org/10.33029/0206-4952-2023-44-2-231-242
3. Артемьева О.В., Греченко В.В., Громова Т.В., Ганковская Л.В. Синдром старческой астении: неодназначная роль воспалительного старения. Иммунология. 2022; 43 (6): 746-56. DOI: https:// doi.org/10.33029/0206-4952-2022-43-6-746-756
4. Lopez-Otin C., Pietrocola F., Roiz-Valle D., Galluzzi L., Kroemer G. Meta-hallmarks of aging and cancer. Cell Metab. 2023; 35 (1): 12-35. DOI: https://doi.org/10.1016/j.cmet.2022.11.001
5. Alessio N., Aprile D., Cappabianca S., Peluso G., Bernardo G. Di, Galderisi U. Different stages of quiescence, senescence, and cell stress identified by molecular algorithm based on the expression of ki67, rps6, and beta-galactosidase activity. Int. J. Mol. Sci. 2021; 22 (6): 1-13. DOI: https://doi.org/10.3390/ijms22063102
6. Childs B.G., Durik M., Baker D.J., Deursen J.M. van. Cellular senescence in aging and age-related disease: from mechanisms to therapy. Nat. Med. 2015; 21 (12): 1424-35. DOI: https://doi.org/10.1038/nm.4000
7. Kell L., Simon A.K., Alsaleh G., Cox L.S. The central role of DNA damage in immunosenescence. Front. Aging. 2023; 4: 1-21. DOI: https:// doi.org/10.3389/fragi.2023.1202152
8. Hayflick L., Moorhead P.S.S. The serial cultivation of human diploid cell strains. Exp. Cell Res. 1961; 25 (3): 585-621. DOI: https://doi. org/10.1016/0014-4827(61)90192-6
9. Olovnikov A.M. A theory of marginotomy. The incomplete copying of template margin in enzymic synthesis of polynucleotides and biological significance ofthe phenomenon. J. Theor. Biol. 1973; 41 (1): 181-90. DOI: https://doi.org/10.1016/0022-5193(73)90198-7
10. Lange T. De. Shelterin-mediated telomere protection. Annu. Rev. Genet. 2018; 52 (September): 223-47. DOI: https://doi.org/10.1146/ annurev-genet-032918-021921
11. IJpma A.S., Greider C.W. Short Telomeres Induce a DNA Damage Response in Saccharomyces cerevisiae. Mol. Biol. Cell. 2003; 14 (3): 987-1001. DOI: https://doi.org/10.1091/mbc.02-04-0057
12. Dierick J.F., Eliaers F., Remacle J., Raes M., Fey S.J., Lar-sen P.M., Toussaint O. Stress-induced premature senescence and replicative senescence are different phenotypes, proteomic evidence. Biochem. Pharmacol. 2002; 64 (5-6): 1011-17. DOI: https://doi.org/10.1016/S0006-2952(02)01171-1
13. Hewitt G., Jurk D., Marques F.D.M., Correia-Melo C., Hardy T., Gackowska A., Anderson R., Taschuk M., Mann J., Passos J.F. Telomeres are favoured targets of a persistent DNA damage response in ageing and stress-induced senescence. Nat. Commun. 2012; 3 (1): 708. DOI: https:// doi.org/10.1038/ncomms1708
14. Cox L.S., Faragher R.G.A. From old organisms to new molecules: integrative biology and therapeutic targets in accelerated human ageing.
для организма функций: участвует в эмбриональном развитии и в заживлении ран, предотвращает опухолевую трансформацию. Однако с возрастом и/или под действием неблагоприятных факторов внешней среды происходит чрезмерное накопление стареющих клеток в тканях. Стареющие клетки секретируют повышенные количества провоспалительных цитокинов и хемо-кинов. Устойчивость к апоптозу, а также способность паракринно индуцировать старение и повреждение в здоровых клетках ставит перед учеными задачу по поиску подходов к эффективной элиминации стареющих клеток или к модуляции их функций. Несмотря на обнадеживающие экспериментальные данные, к клиническому применению сенотерапии следует подходить с осторожностью, чтобы минимизировать отрицательные эффекты стареющих клеток, но сохранить положительные.
Cell. Mol. Life Sci. 2007; 64 (19-20): 2620. DOI: https://doi.org/10.1007/ s00018-007-7123-x
15. Muñoz-Espín D., Cañamero M., Maraver A., Gómez-López G., Contreras J., Murillo-Cuesta S., Rodríguez-Baeza A., Varela-Nieto I., Ruberte J., Collado M., Serrano M. Programmed Cell Senescence during Mammalian Embryonic Development. Cell. 2013; 155 (5): 1104-18. DOI: https://doi.org/10.1016/j.cell.2013.10.019
16. Demaria M., Ohtani N., Youssef S.A., Rodier F., Toussaint W., Mitchell J.R., Laberge R.-M., Vijg J., Steeg H. Van, Dollé M.E.T., Hoeijmakers J.H.J., Bruin A. de, Hara E., Campisi J. An Essential Role for Senescent Cells in Optimal Wound Healing through Secretion of PDGF-AA. Dev. Cell. 2014; 31 (6): 722-33. DOI: https://doi.org/10.1016/j. devcel.2014.11.012
17. Serrano M., Lin A.W., McCurrach M.E., Beach D., Lowe S.W. Oncogenic ras provokes premature cell senescence associated with accumulation of p53 and p16(INK4a). Cell. 1997; 88 (5): 593-602. DOI: https://doi.org/10.1016/S0092-8674(00)81902-9 PMID: 9054499
18. Zhu J., Woods D., McMahon M., Bishop J.M. Senescence of human fibroblasts induced by oncogenic Raf. Genes Dev. 1998; 12 (19): 2997-3007. DOI: https://doi.org/10.1101/gad.12.19.2997
19. Karin O., Agrawal A., Porat Z., Krizhanovsky V., Alon U. Senescent cell turnover slows with age providing an explanation for the Gompertz law. Nat. Commun. 2019; 10 (1): 5495. DOI: https://doi. org/10.1038/s41467-019-13192-4
20. Lee S., Yu Y., Trimpert J., Benthani F., Mairhofer M., Richter-Pechanska P., Wyler E., Belenki D., Kaltenbrunner S., Pammer M., Kausche L., Firsching T., Dietert K., Schotsaert M., Martínez-Romero C., Singh G., Kunz S., Niemeyer D., Ghanem R., Salzer H., Paar C., Mülleder M., Uccellini M., Michaelis E., Khan A., Lau A., Schönlein M., Habringer A., Tomasits J., Adler J., Kimeswenger S., Gruber A., Hoetzenecker W., Steinkellner H., Purfürst B., Motz R., Di Pierro F., Lamprecht B., Osterrie-der N., Landthaler M., Drosten C., García-Sastre A., Langer R., Ral-ser M., Eils R., Reimann M., Fan D., Schmitt C. Virus-induced senescence is a driver and therapeutic target in COVID-19. Nature. 2021; 599 (7884): 283-89. DOI: https://doi.org/10.1038/s41586-021-03995-1
21. Narita M., Nuñez S., Heard E., Narita M., Lin A.W., Hearn S.A., Spector D.L., Hannon G.J., Lowe S.W. Rb-Mediated Heterochromatin Formation and Silencing of E2F Target Genes during Cellular Senescence. Cell. 2003; 113 (6): 703-16. DOI: https://doi.org/10.1016/S0092-8674(03)00401-X
22. Lee B.Y., Han J.A., Im J.S., Morrone A., Johung K., Goodwin E.C., Kleijer W.J., DiMaio D., Hwang E.S. Senescence-associated ß-galac-tosidase is lysosomal ß-galactosidase. Aging Cell. 2006; 5 (2): 187-95. DOI: https://doi.org/10.1111/j.1474-9726.2006.00199.x
23. Spaulding C., Guo W., Effros R.B. Resistance to apoptosis in human CD8+ T cells that reach replicative senescence after multiple rounds of antigen-specific proliferation^. Exp. Gerontol. 1999; 34 (5): 633-44. DOI: https://doi.org/10.1016/S0531-5565(99)00033-9
24. Yosef R., Pilpel N., Tokarsky-Amiel R., Biran A., Ovadya Y., Cohen S., Vadai E., Dassa L., Shahar E., Condiotti R., Ben-Porath I., Krizhanovsky V. Directed elimination of senescent cells by inhibition of
BCL-W and BCL-XL. Nat. Commun. 2016; 7 (1): 11190. DOI: https://doi. org/10.1038/ncomms11190
25. Chang J., Wang Y., Shao L., Laberge R., Demaria M., Campisi J., Jana-kiraman K., Sharpless N., Ding S., Feng W., Luo Y., Wang X., Aykin-Burns N., Krager K., Ponnappan U., Hauer-Jensen M., Meng A., Zhou D. Clearance of senescent cells by ABT263 rejuvenates aged hematopoietic stem cells in mice. Nat. Med. 2016; 22 (1): 78-83. DOI: https://doi.org/10.1038/nm.4010
26. Feng Z., Hu W., Teresky A.K., Hernando E., Cordon-Cardo C., Levine A.J. Declining p53 function in the aging process: A possible mechanism for the increased tumor incidence in older populations. Proc. Natl. Acad. Sci. 2007; 104 (42): 16633-38. DOI: https://doi.org/10.1073/ pnas.0708043104
27. Anerillas C., Herman A.B., Rossi M., Munk R., Lehrmann E., Martindale J.L., Cui C.-Y., Abdelmohsen K., De S., Gorospe M. Early SRC activation skews cell fate from apoptosis to senescence. Sci. Adv. 2022; 8 (14): 1-16. DOI: https://doi.org/10.1126/sciadv.abm0756
28. Coppé J.-P., Patil C.K., Rodier F., Sun Y., Muñoz D.P., Goldstein J., Nelson P.S., Desprez P.-Y., Campisi J. Senescence-Associated Secretory Phenotypes Reveal Cell-Nonautonomous Functions of Oncogenic RAS and the p53 Tumor Suppressor. PLoS Biol. 2008; 6 (12): e301. DOI: https://doi.org/10.1371/journal.pbio.0060301
29. Basisty N., Kale A., Jeon O.H., Kuehnemann C., Payne T., Rao C., Holtz A., Shah S., Sharma V., Ferrucci L., Campisi J., Schilling B. A proteomic atlas of senescence-associated secretomes for aging biomarker development. PLoS Biol. 2020; 18 (1): e3000599. DOI: https:// doi.org/10.1371/journal.pbio.3000599
30. Bakkenist C.J., Kastan M.B. DNA damage activates ATM through intermolecular autophosphorylation and dimer dissociation. Nature. 2003; 421 (6922): 499-506. DOI: https://doi.org/10.1038/nature01368
31. Amirifar P., Ranjouri M.R., Yazdani R., Abolhassani H., Aghamohammadi A. Ataxia-telangiectasia: A review of clinical features and molecular pathology. Pediatr. Allergy Immunol. 2019; 30 (3): 277-88. DOI: https://doi.org/10.1111/pai.13020
32. El-Deiry W.S., Tokino T., Velculescu V.E., Levy D.B., Parsons R., Trent J.M., Lin D., Mercer W.E., Kinzler K.W., Vogelstein B. WAF1, a potential mediator of p53 tumor suppression. Cell. 1993; 75 (4): 817-25. DOI: https://doi.org/10.1016/0092-8674(93)90500-P
33. Ou Y.-H., Chung P.-H., Sun T.-P., Shieh S.-Y. p53 C-Terminal Phosphorylation by CHK1 and CHK2 Participates in the Regulation of DNA-Damage-induced C-Terminal Acetylation. Mol. Biol. Cell. 2005; 16 (4): 1684-95. DOI: https://doi.org/10.1091/mbc.e04-08-0689
34. Stein G.H., Drullinger L.F., Soulard A., Dulic V. Differential Roles for Cyclin-Dependent Kinase Inhibitors p21 and p16 in the Mechanisms of Senescence and Differentiation in Human Fibroblasts. Mol. Cell. Biol. 1999; 19 (3): 2109-17. DOI: https://doi.org/10.1128/mcb.19.3.2109
35. Rayess H., Wang M.B., Srivatsan E.S. Cellular senescence and tumor suppressor gene p16. Int. J. Cancer. 2012; 130 (8): 1715-25. DOI: https://doi.org/10.1002/ijc.27316
36. Lin A.W., Barradas M., Stone J.C., Aelst L. van, Serrano M., Lowe S.W. Premature senescence involving p53 and p16 is activated in response to constitutive MEK/MAPK mitogenic signaling. Genes Dev. 1998; 12 (19): 3008-19. DOI: https://doi.org/10.1101/gad.12.19.3008
37. Wang W., Chen J.X., Liao R., Deng Q., Zhou J.J., Huang S., Sun P. Sequential Activation of the MEK-Extracellular Signal-Regulated Kinase and MKK3/6-p38 Mitogen-Activated Protein Kinase Pathways Mediates Oncogenic ras -Induced Premature Senescence. Mol. Cell. Biol. 2002; 22 (10): 3389-403. DOI: https://doi.org/10.1128/MCB.22.10.3389-3403.2002
38. Summer R., Shaghaghi H., Schriner D., Roque W., Sales D., Cuevas-Mora K., Desai V., Bhushan A., Ramirez M.I., Romero F. Activation ofthe mTORC1/PGC-1 axis promotes mitochondrial biogenesis and induces cellular senescence in the lung epithelium. Am. J. Physiol. Cell. Mol. Physiol. 2019; 316 (6): L1049-60. DOI: https://doi.org/10.1152/ajplung.00244.2018
39. Correia-Melo C., Marques F., Anderson R., Hewitt G., Hewitt R., Cole J., Carroll B., Miwa S., Birch J., Merz A., Rushton M., Charles M., Jurk D., Tait S., Czapiewski R., Greaves L., Nelson G., Bohlooly-Y M., Rodriguez-Cuenca S., Vidal-Puig A., Mann D., Saretzki G., Quarato G., Green D., Adams P., von Zglinicki T., Korolchuk V., Passos J. Mitochondria are required for pro-ageing features of the senescent phenotype. EMBO J. 2016; 35 (7): 724-42. DOI: https://doi.org/10.15252/embj.201592862
40. Carroll B., Nelson G., Rabanal-Ruiz Y., Kucheryavenko O., Dunhill-Turner N.A., Chesterman C.C., Zahari Q., Zhang T., Conduit S.E., Mitchell C.A., Maddocks O.D.K., Lovat P., Zglinicki T. von, Korol-chuk V.I. Persistent mTORC1 signaling in cell senescence results from defects in amino acid and growth factor sensing. J. Cell Biol. 2017; 216 (7): 1949-57. DOI: https://doi.org/10.1083/jcb.201610113
41. Chien Y., Scuoppo C., Wang X., Fang X., Balgley B., Bolden J.E., Premsrirut P., Luo W., Chicas A., Lee C.S., Kogan S.C., Lowe S.W. Control
of the senescence-associated secretory phenotype by NF-kB promotes senescence and enhances chemosensitivity. Genes Dev. 2011; 25 (20): 2125-36. DOI: https://doi.org/10.1101/gad.17276711
42. Anerillas C., Abdelmohsen K., Gorospe M. Regulation of senescence traits by MAPKs. GeroScience. 2020; 42 (2): 397-408. DOI: https://doi.org/10.1007/s11357-020-00183-3
43. Ганковская Л.В., Артемьева О.В., Греченко В.В., НасаеваЕ.Д., Хасанова Е.М. Возраст-ассоциированные заболевания: роль инфлам-масомного комплекса. Иммунология. 2023; 44 (5): 640-52. DOI: https:// doi.org/10.33029/1816-2134-2023-44-5-640-652
44. Yarbro J.R., Emmons R.S., Pence B.D. Macrophage Immunome-tabolism and Inflammaging: Roles of Mitochondrial Dysfunction, Cellular Senescence, CD38, and NAD. Immunometabolism. 2020; 2 (3): e200026. DOI: https://doi.org/10.20900/immunometab20200026
45. Kang C., Xu Q., Martin T.D., Li M.Z., Demaria M., Aron L., Lu T., Yankner B.A., Campisi J., Elledge S.J. The DNA damage response induces inflammation and senescence by inhibiting autophagy of GATA4. Science. 2015; 349 (6255): 1459. DOI: https://doi.org/ 10.1126/science.aaa5612
46. Xue W., Zender L., Miething C., Dickins R.A., Hernando E., Krizhanovsky V., Cordon-Cardo C., Lowe S.W. Senescence and tumour clearance is triggered by p53 restoration in murine liver carcinomas. Nature. 2007; 445 (7128): 656-60. DOI: https://doi.org/10.1038/nature05529
47. Prata L.G.P.L., Ovsyannikova I.G., Tchkonia T., Kirkland J.L. Senescent cell clearance by the immune system: Emerging therapeutic opportunities. Semin. Immunol. 2018; 40. 101275. DOI: https://doi. org/10.1016/j.smim.2019.04.003
48. Manser A.R., Uhrberg M. Age-related changes in natural killer cell repertoires: impact on NK cell function and immune surveillance. Cancer Immunol. Immunother. 2016; 65 (4): 417-26. DOI: https://doi. org/10.1007/s00262-015-1750-0
49. Acosta J., BanitoA.,WuestefeldT., GeorgilisA., Janich P., Morton J., Athineos D., Kang T., Lasitschka F., Andrulis M., Pascual G., Morris K., Khan S., Jin H., Dharmalingam G., Snijders A., Carroll T., Capper D., Pritchard C., Inman G., Longerich T., Sansom O., Benitah S., Zender L., Gil J. A complex secretory program orchestrated by the inflammasome controls paracrine senescence. Nat. Cell Biol. 2013; 15 (8): 978-90. DOI: https://doi.org/10.1038/ncb2784
50. Senturk S., Mumcuoglu M., Gursoy-Yuzugullu O., Cingoz B., Akcali K.C., Ozturk M. Transforming growth factor-beta induces senescence in hepatocellular carcinoma cells and inhibits tumor growth. Hepatology. 2010; 52 (3): 966-74. DOI: https://doi.org/10.1002/hep.23769
51. Covre L., Martins R., Devine O., Chambers E., Vukmanovic-Ste-jic M., Silva J., Dietze R., Rodrigues R., de Matos Guedes H., Falqueto A., Ak-bar A., Gomes D. Circulating Senescent T Cells Are Linked to Systemic Inflammation and Lesion Size During Human Cutaneous Leishmaniasis. Front. Immunol. 2019; 9 (JAN): 1-12. DOI: https://doi.org/10.3389/fimmu.2018.03001
52. Fulop T., Larbi A., Pawelec G., Khalil A., Cohen A.A., Hiroka-wa K., Witkowski J.M., Franceschi C. Immunology of Aging: the Birth of Inflammaging. Clin. Rev. Allergy Immunol. 2021.
53. Baker D., Wijshake T., Tchkonia T., Lebrasseur N., Childs B., Van De Sluis B., Kirkland J., Van Deursen J. Clearance of p16 Ink4a-positive senescent cells delays ageing-associated disorders. Nature. 2011; 479 (7372): 232-6. DOI: https://doi.org/10.1038/nature10600
54. Baker D., Childs B., Durik M., Wijers M., Sieben C., Zhong J.A., Saltness R., Jeganathan K., Verzosa G., Pezeshki A., Khazaie K., Miller J., Van Deursen J. Naturally occurring p16 Ink4a-positive cells shorten healthy lifespan. Nature. 2016; 530 (7589): 184-9. DOI: https://doi.org/10.1038/nature16932
55. Xu M., Bradley E.W., Weivoda M.M., Hwang S.M., Pirtskhalava T., Decklever T., Curran G.L., Ogrodnik M., Jurk D., Johnson K.O., Lowe V., Tchkonia T., Westendorf J.J., Kirkland J.L. Transplanted Senescent Cells Induce an Osteoarthritis-Like Condition in Mice. J. Gerontol. A. Biol. Sci. Med. Sci. 2017; 72 (6): 780-5. DOI: https://doi.org/10.1093/gerona/glw154
56. Papaconstantinou J. The Role of Signaling Pathways of Inflammation and Oxidative Stress in Development of Senescence and Aging Phenotypes in Cardiovascular Disease. Cells. 2019; 8 (11): 1383. DOI: https://doi.org/10.3390/cells8111383
57. Aguayo-Mazzucato C., Andle J., Lee T.B., Midha A., Talemal L., Chipashvili V., Hollister-Lock J., Deursen J. van, Weir G., Bonner-Weir S. Acceleration of ß Cell Aging Determines Diabetes and Senolysis Improves Disease Outcomes. Cell Metab. 2019; 30 (1): 129-42.e4. DOI: https://doi. org/10.1016/j.cmet.2019.05.006
58. Nehme J., Borghesan M., Mackedenski S., Bird T.G., Demaria M. Cellular senescence as a potential mediator of COVID-19 severity in the elderly. Aging Cell. 2020; 19 (10): 1-14. DOI: https://doi.org/10.1111/ acel.13237
59. Wikby A., Nilsson B.O., Forsey R., Thompson J., Strindhall J., Löfgren S., Ernerudh J., Pawelec G., Ferguson F., Johansson B. The
immune risk phenotype is associated with IL-6 in the terminal decline stage: Findings from the Swedish NONA immune longitudinal study of very late life functioning. Mech. Ageing Dev. 2006; 127 (8): 695-704. DOI: https://doi.org/10.1016/j.mad.2006.04.003
60. Pawelec G. T cells and aging: January 2002 update. Front. Biosci. 2002; 7 (4): A831. DOI: https://doi.org/10.2741/A831
61. Costantini E., D'Angelo C., Reale M. The Role of Immunosenescence in Neurodegenerative Diseases. Mediators Inflamm. 2018; 2018: 6039171. DOI: https://doi.org/10.1155/2018/6039171
62. Liu Y., Sanoff H.K., Cho H., Burd C.E., Torrice C., Ibrahim J.G., Thomas N.E., Sharpless N.E. Expression of p16 INK4a in peripheral blood T-cells is a biomarker of human aging. Aging Cell. 2009; 8 (4): 439-48. DOI: https://doi.org/10.1111/j.1474-9726.2009.00489.x
63. Martinez-Zamudio R.I., Dewald H.K., Vasilopoulos T., Gittens-Williams L., Fitzgerald-Bocarsly P., Herbig U. Senescence-associated ß-galactosidase reveals the abundance of senescent CD8+ T cells in aging humans. Aging Cell. 2021; 20 (5): e13344. DOI: https://doi.org/10.1111/ acel.13344
64. Monti D., Salvioli S., Capri M., Malorni W., Straface E., Cossarizza A., Botti B., Piacentini M., Baggio G., Barbi C., Valensin S., Bonafe M., Franceschi C. Decreased susceptibility to oxidative stress-induced apoptosis of peripheral blood mononuclear cells from healthy elderly and centenarians. Mech. Ageing Dev. 2001; 121 (1-3): 239-50. DOI: https://doi.org/10.1016/S0047-6374(00)00220-7
65. Onyema O.O., Njemini R., Bautmans I., Renmans W., Waele M., De Mets T. Cellular aging and senescence characteristics of human T-lymphocytes. Biogerontology. 2012; 13 (2): 169-81. DOI: https://doi. org/10.1007/s10522-011-9366-z
66. Crespo J., Sun H., Welling T.H., Tian Z., Zou W. T cell anergy, exhaustion, senescence, and stemness in the tumor microenvironment. Curr. Opin. Immunol. 2013; 25 (2): 214-21. DOI: https://doi.org/10.1016/j. coi.2012.12.003
67. Hall B., Balan V., Gleiberman A., Strom E., Krasnov P., Virtuoso L., Rydkina E., Vujcic S., Balan K., Gitlin I., Leonova K., Consiglio C., Gollnick S., Chernova O., Gudkov A. p16(Ink4a) and senescence-associated ß-galactosidase can be induced in macrophages as part of a reversible response to physiological stimuli. Aging (Albany. NY). 2017; 9 (8): 1867-84. DOI: https://doi.org/10.18632/aging.101268
68. Yousefzadeh M., Flores R., Zhu Y., Schmiechen Z., Brooks R., Trussoni C., Cui Y., Angelini L., Lee K., McGowan S., Burrack A., Wang D., Dong Q., Lu A., Sano T., O'Kelly R., McGuckian C., Kato J., Bank M., Wade E., Pillai S., Klug J., Ladiges W., Burd C., Lewis S., LaRusso N., Vo N., Wang Y., Kelley E., Huard J., Stromnes I., Robbins P., Niedernhofer L. An aged immune system drives senescence and ageing of solid organs. Nature. 2021; 594 (7861): 100-5. DOI: https://doi.org/10.1038/s41586-021-03547-7
69. Montero J.C., Seoane S., Ocana A., Pandiella A. Inhibition of Src Family Kinases and Receptor Tyrosine Kinases by Dasatinib: Possible Combinations in Solid Tumors. Clin. Cancer Res. 2011; 17 (17): 5546-52. DOI: https://doi.org/10.1158/1078-0432.CCR-10-2616
70. Sethi G., Rath P., Chauhan A., Ranjan A., Choudhary R., Ramniwas S., Sak K., Aggarwal D., Rani I., Tuli H.S. Apoptotic Mechanisms of Quercetin in Liver Cancer: Recent Trends and Advancements. Pharmaceutics. 2023; 15 (2): 712. DOI: https://doi.org/10.3390/pharma-ceutics15020712
71. Islam M.T., Tuday E., Allen S., Kim J., Trott D.W., Holland W.L., Donato A.J., Lesniewski L.A. Senolytic drugs, dasatinib and quercetin, attenuate adipose tissue inflammation, and ameliorate metabolic function in old age. Aging Cell. 2023; 22 (2): e13767. DOI: https://doi.org/10.1111/acel.13767
72. Musi N., Valentine J.M., Sickora K.R., Baeuerle E., Thompson C.S., Shen Q., Orr M.E. Tau protein aggregation is associated with cellular senescence in the brain. Aging Cell. 2018; 17 (6): e12840. DOI: https://doi.org/10.1111/acel.12840
73. NambiarA., Kellogg D., Justice J., Goros M., Gelfond J., Pascual R., Hashmi S., Masternak M., Prata L., LeBrasseur N., Limper A., Kritchevsky S., Musi N., Tchkonia T., Kirkland J. Senolytics dasatinib
and quercetin in idiopathic pulmonary fibrosis: results of a phase I, single-blind, single-center, randomized, placebo-controlled pilot trial on feasibility and tolerability. eBioMedicine. 2023; 90 104481. DOI: https:// doi.org/10.1016/j.ebiom.2023.104481
74. Hickson L., Langhi Prata L., Bobart S., Evans T., Giorgadze N., Hashmi S., Herrmann S., Jensen M., Jia Q., Jordan K., Kellogg T., Khosla S., Koerber D., Lagnado A., Lawson D., LeBrasseur N., Lerman L., McDonald K., McKenzie T., Passos J., Pignolo R., Pirtskhalava T., Saadiq I., Schaefer K., Textor S., Victorelli S., Volkman T., Xue A., Wentworth M., Wissler Gerdes E., Zhu Y., Tchkonia T., Kirkland J. Senolytics decrease senescent cells in humans: Preliminary report from a clinical trial of Dasatinib plus Quercetin in individuals with diabetic kidney disease. EBioMedicine. 2019; 47 446-56. DOI: https://doi.org/10.1016Zj.ebiom.2019.08.069
75. Chaib S., Tchkonia T., Kirkland J.L. Cellular senescence and senolytics: the path to the clinic. Nat. Med. 2022; 28 (8): 1556-68. DOI: https://doi.org/10.1038/s41591-022-01923-y
76. Zhu Y., Tchkonia T., Pirtskhalava T., Gower A., Ding H., Giorgadze N., Palmer A., Ikeno Y., Hubbard G., Lenburg M., O'hara S., Larusso N., Miller J., Roos C., Verzosa G., Lebrasseur N., Wren J., Farr J., Khosla S., Stout M., McGowan S., Fuhrmann-Stroissnigg H., Gurkar A., Zhao J., Colangelo D., Dorronsoro A., Ling Y., Barghouthy A., Navarro D., Sano T., Robbins P., Niedernhofer L., Kirkland J. The Achilles' heel of senescent cells: from transcriptome to senolytic drugs. Aging Cell. 2015; 14 (4): 644-58. DOI: https://doi.org/10.1111/acel.12344
77. Lopes-Paciencia S., Saint-Germain E., Rowell M.-C., Ruiz A.F., Kalegari P., Ferbeyre G. The senescence-associated secretory phenotype and its regulation. Cytokine. 2019; 117: 15-22. DOI: https://doi. org/10.1016/j.cyto.2019.01.013
78. Moiseeva O., Deschenes-Simard X., St-Germain E., Igelmann S., Huot G., Cadar A.E., Bourdeau V., Pollak M.N., Ferbeyre G. Metformin inhibits the senescence-associated secretory phenotype by interfering with IKK/NF-kB activation. Aging Cell. 2013; 12 (3): 489-98. DOI: https://doi. org/10.1111/acel.12075
79. Campbell J.M., Bellman S.M., Stephenson M.D., Lisy K. Metformin reduces all-cause mortality and diseases of ageing independent of its effect on diabetes control: A systematic review and meta-analysis. Ageing Res. Rev. 2017; 40: 31-44. DOI: https://doi.org/10.1016/j. arr.2017.08.003
80. Amor C., Feucht J., Leibold J., Ho Y., Zhu C., Alonso-Curbelo D., Mansilla-Soto J., Boyer J., Li X., Giavridis T., Kulick A., Houlihan S., Peer-schke E., Friedman S., Ponomarev V., Piersigilli A., Sadelain M., Lowe S. Senolytic CAR T cells reverse senescence-associated pathologies. Nature. 2020; 583 (7814): 127-32. DOI: https://doi.org/10.1038/s41586-020-2403-9
81. Suda M., Shimizu I., Katsuumi G., Yoshida Y., Hayashi Y., Ikegami R., Matsumoto N., Yoshida Y., Mikawa R., Katayama A., Wada J., Seki M., Suzuki Y., Iwama A., Nakagami H., Nagasawa A., Morishita R., Sugimoto M., Okuda S., Tsuchida M., Ozaki K., Nakanishi-Matsui M., Minamino T. Senolytic vaccination improves normal and pathological age-related phenotypes and increases lifespan in progeroid mice. Nat. Aging. 2021; 1 (12): 1117-26. DOI: https://doi.org/10.1038/s43587-021-00151-2
82. Wang T.W., Johmura Y., Suzuki N., Omori S., Migita T., Yamaguchi K., Hatakeyama S., Yamazaki S., Shimizu E., Imoto S., Furukawa Y., Yoshimura A., Nakanishi M. Blocking PD-L1-PD-1 improves senescence surveillance and ageing phenotypes. Nature. 2022; 611 (7935): 358-64. DOI: https://doi.org/10.1038/s41586-022-05388-4
83. Thapa R.K., Nguyen H.T., Jeong J.-H., Kim J.R., Choi H.-G., Yong C.S., Kim J.O. Progressive slowdown/prevention of cellular senescence by CD9-targeted delivery of rapamycin using lactose-wrapped calcium carbonate nanoparticles. Sci. Rep. 2017; 7 (1): 43299. DOI: https://doi.org/10.1038/srep43299
84. Yang D., Sun B., Li S., Wei W., Liu X., Cui X., Zhang X., Liu N., Yan L., Deng Y., Zhao X. NKG2D-CAR T cells eliminate senescent cells in aged mice and nonhuman primates. Sci. Transl. Med. 2023; 15 (709): DOI: https://doi.org/10.! 126/scitranslmed.add1951
■ References
1. Franceschi C., Bonafe M., Valensin S., Olivieri F., Luca M. De, Ottaviani E., Benedictis G. De. Inflamm-aging. An evolutionary perspective on immunosenescence. Ann. N. Y. Acad. Sci. 2000; 908 (1): 244-54. DOI: https://doi.Org/10.1111/j.1749-6632.2000.tb06651.x
2. Nasaeva E.D., Khasanova E.M., Gankovskaya L.V. Immunopatho-genesis and target therapy of Alzheimer's disease. Immunologiya. 2023; 44 (2): 231-42. DOI: https://doi.org/10.33029/0206-4952-2023-44-2-231-242
3. Artemyeva O.V., Grechenko V.V., Gromova T.V., Gankovskaya L.V. Frailty: a controversial role of inflammaging. Immunologiya. 2022; 43 (6): 746-56. DOI: https://doi.org/10.33029/0206-4952-2022-43-6-746-756
4. Lopez-Otin C., Pietrocola F., Roiz-Valle D., Galluzzi L., Kroemer G. Meta-hallmarks of aging and cancer. Cell Metab. 2023; 35 (1): 12-35. DOI: https://doi.org/10.1016/j.cmet.2022.11.001
5. Alessio N., Aprile D., Cappabianca S., Peluso G., Bernardo G. Di, Galderisi U. Different stages of quiescence, senescence, and cell stress identified by molecular algorithm based on the expression of ki67, rps6, and beta-galactosidase activity. Int J Mol Sci. 2021; 22 (6): 1-13. DOI: https://doi.org/10.3390/ijms22063102
6. Childs B.G., Durik M., Baker D.J., Deursen J.M. van. Cellular senescence in aging and age-related disease: from mechanisms to therapy. Nat Med. 2015; 21 (12): 1424-35. DOI: https://doi.org/10.1038/nm. 4000
7. Kell L., Simon A.K., Alsaleh G., Cox L.S. The central role of DNA damage in immunosenescence. Front Aging. 2023; 4: 1-21. DOI: https:// doi.org/10.3389/fragi.2023.1202152
8. Hayflick L., Moorhead P.S.S. The serial cultivation of human diploid cell strains. Exp. Cell Res. 1961; 25 (3): 585-621. DOI: https://doi. org/10.1016/0014-4827(61)90192-6
9. Olovnikov A.M. A theory of marginotomy. The incomplete copying of template margin in enzymic synthesis of polynucleotides and biological significance of the phenomenon. J Theor Biol. 1973; 41 (1): 181-90. DOI: https://doi.org/10.1016/0022-5193(73)90198-7
10. Lange T. De. Shelterin-mediated telomere protection. Annu Rev Genet. 2018; 52 (September): 223-47. DOI: https://doi.org/10.1146/ annurev-genet-032918-021921
11. IJpma A.S., Greider C.W. Short Telomeres Induce a DNA Damage Response in Saccharomyces cerevisiae. Mol Biol Cell. 2003; 14 (3): 987-1001. DOI: https://doi.org/10.1091/mbc.02-04-0057
12. Dierick J.F., Eliaers F., Remacle J., Raes M., Fey S.J., Lar-sen P.M., Toussaint O. Stress-induced premature senescence and replicative senescence are different phenotypes, proteomic evidence. Biochem Pharmacol. 2002; 64 (5-6): 1011-17. DOI: https://doi.org/10.1016/S0006-2952(02)01171-1
13. Hewitt G., Jurk D., Marques F.D.M., Correia-Melo C., Hardy T., Gackowska A., Anderson R., Taschuk M., Mann J., Passos J.F. Telomeres are favoured targets of a persistent DNA damage response in ageing and stress-induced senescence. Nat Commun. 2012; 3 (1): 708. DOI: https:// doi.org/10.1038/ncomms1708
14. Cox L.S., Faragher R.G.A. From old organisms to new molecules: integrative biology and therapeutic targets in accelerated human ageing. Cell. Mol. Life Sci. 2007; 64 (19-20): 2620. DOI: https://doi.org/10.1007/ s00018-007-7123-x
15. Muñoz-Espín D., Cañamero M., Maraver A., Gómez-López G., Contreras J., Murillo-Cuesta S., Rodríguez-Baeza A., Varela-Nieto I., Ruberte J., Collado M., Serrano M. Programmed Cell Senescence during Mammalian Embryonic Development. Cell. 2013; 155 (5): 1104-18. DOI: https://doi.org/10.1016/j.cell.2013.10.019
16. Demaria M., Ohtani N., Youssef S.A., Rodier F., Toussaint W., Mitchell J.R., Laberge R.-M., Vijg J., Steeg H. Van, Dollé M.E.T., Hoeijmakers J.H.J., Bruin A. de, Hara E., Campisi J. An Essential Role for Senescent Cells in Optimal Wound Healing through Secretion of PDGF-AA. Dev. Cell. 2014; 31 (6): 722-33. DOI: https://doi.org/10.1016/j. devcel.2014.11.012
17. Serrano M., Lin A.W., McCurrach M.E., Beach D., Lowe S.W. Oncogenic ras provokes premature cell senescence associated with accumulation of p53 and p16(INK4a). Cell. 1997; 88 (5): 593-602. DOI: https://doi.org/10.1016/S0092-8674(00)81902-9 PMID: 9054499
18. Zhu J., Woods D., McMahon M., Bishop J.M. Senescence of human fibroblasts induced by oncogenic Raf. Genes Dev. 1998; 12 (19): 2997-3007. DOI: https://doi.org/10.1101/gad.12.19.2997
19. Karin O., Agrawal A., Porat Z., Krizhanovsky V., Alon U. Senescent cell turnover slows with age providing an explanation for the Gompertz law. Nat. Commun. 2019; 10 (1): 5495. DOI: https://doi. org/10.1038/s41467-019-13192-4
20. Lee S., Yu Y., Trimpert J., Benthani F., Mairhofer M., Richter-Pechanska P., Wyler E., Belenki D., Kaltenbrunner S., Pammer M., Kausche L., Firsching T., Dietert K., Schotsaert M., Martínez-Romero C., Singh G., Kunz S., Niemeyer D., Ghanem R., Salzer H., Paar C., Mülleder M., Uccellini M., Michaelis E., Khan A., Lau A., Schönlein M., Habringer A., Tomasits J., Adler J., Kimeswenger S., Gruber A., Hoetzenecker W., Steinkellner H., Purfürst B., Motz R., Di Pierro F., Lamprecht B., Osterrieder N., Landthaler M., Drosten C., García-Sastre A., Langer R., Ralser M., Eils R., Reimann M., Fan D., Schmitt C. Virus-induced senescence is a driver and therapeutic target in COVID-19. Nature. 2021; 599 (7884): 283-89. DOI: https://doi.org/10.1038/s41586-021-03995-1
21. Narita M., Nuñez S., Heard E., Narita M., Lin A.W., Hearn S.A., Spector D.L., Hannon G.J., Lowe S.W. Rb-Mediated Heterochromatin Formation and Silencing of E2F Target Genes during Cellular Senescence. Cell. 2003; 113 (6): 703-16. DOI: https://doi.org/10.1016/S0092-8674(03)00401-X
22. Lee B.Y., Han J.A., Im J.S., Morrone A., Johung K., Goodwin E.C., Kleijer W.J., DiMaio D., Hwang E.S. Senescence-associated ß-galactosidase is lysosomal ß-galactosidase. Aging Cell. 2006; 5 (2): 187-95. DOI: https://doi.org/10.1111/j.1474-9726.2006.00199.x
23. Spaulding C., Guo W., Effros R.B. Resistance to apoptosis in human CD8+ T cells that reach replicative senescence after multiple rounds of antigen-specific proliferation^. Exp. Gerontol. 1999; 34 (5): 633-44. DOI: https://doi.org/10.1016/S0531-5565(99)00033-9
24. Yosef R., Pilpel N., Tokarsky-Amiel R., Biran A., Ovadya Y., Cohen S., Vadai E., Dassa L., Shahar E., Condiotti R., Ben-Porath I., Krizhanovsky V. Directed elimination of senescent cells by inhibition of BCL-W and BCL-XL. Nat. Commun. 2016; 7 (1): 11190. DOI: https://doi. org/10.1038/ncomms11190
25. Chang J., Wang Y., Shao L., Laberge R., Demaria M., Campisi J., Janakiraman K., Sharpless N., Ding S., Feng W., Luo Y., Wang X., Aykin-Burns N., Krager K., Ponnappan U., Hauer-Jensen M., Meng A., Zhou D. Clearance of senescent cells by ABT263 rejuvenates aged hematopoietic stem cells in mice. Nat Med. 2016; 22 (1): 78-83. DOI: https://doi. org/10.1038/nm.4010
26. Feng Z., Hu W., Teresky A.K., Hernando E., Cordon-Cardo C., Levine A.J. Declining p53 function in the aging process: A possible mechanism for the increased tumor incidence in older populations. Proc. Natl. Acad. Sci. 2007; 104 (42): 16633-38. DOI: https://doi.org/10.1073/ pnas.0708043104
27. Anerillas C., Herman A.B., Rossi M., Munk R., Lehrmann E., Martindale J.L., Cui C.-Y., Abdelmohsen K., De S., Gorospe M. Early SRC activation skews cell fate from apoptosis to senescence. Sci Adv. 2022; 8 (14): 1-16. DOI: https://doi.org/10.1126/sciadv.abm0756
28. Coppé J.-P., Patil C.K., Rodier F., Sun Y., Muñoz D.P., Goldstein J., Nelson P.S., Desprez P.-Y., Campisi J. Senescence-Associated Secretory Phenotypes Reveal Cell-Nonautonomous Functions of Oncogenic RAS and the p53 Tumor Suppressor. PLoS Biol. 2008; 6 (12): e301. DOI: https://doi.org/10.1371/journal.pbio.0060301
29. Basisty N., Kale A., Jeon O.H., Kuehnemann C., Payne T., Rao C., Holtz A., Shah S., Sharma V., Ferrucci L., Campisi J., Schilling B. A proteomic atlas of senescence-associated secretomes for aging biomarker development. PLoS Biol. 2020; 18 (1): e3000599. DOI: https:// doi.org/10.1371/journal.pbio.3000599
30. Bakkenist C.J., Kastan M.B. DNA damage activates ATM through intermolecular autophosphorylation and dimer dissociation. Nature. 2003; 421 (6922): 499-506. DOI: https://doi.org/10.1038/nature01368
31. Amirifar P., Ranjouri M.R., Yazdani R., Abolhassani H., Aghamohammadi A. Ataxia-telangiectasia: A review of clinical features and molecular pathology. Pediatr. Allergy Immunol. 2019; 30 (3): 277-88. DOI: https://doi.org/10.1111/pai.13020
32. El-Deiry W.S., Tokino T., Velculescu V.E., Levy D.B., Parsons R., Trent J.M., Lin D., Mercer W.E., Kinzler K.W., Vogelstein B. WAF1, a potential mediator of p53 tumor suppression. Cell. 1993; 75 (4): 817-25. DOI: https://doi.org/10.1016/0092-8674(93)90500-P
33. Ou Y.-H., Chung P.-H., Sun T.-P., Shieh S.-Y. p53 C-Terminal Phosphorylation by CHK1 and CHK2 Participates in the Regulation of DNA-Damage-induced C-Terminal Acetylation. Mol Biol Cell. 2005; 16 (4): 1684-95. DOI: https://doi.org/10.1091/mbc.e04-08-0689
34. Stein G.H., Drullinger L.F., Soulard A., Dulic V. Differential Roles for Cyclin-Dependent Kinase Inhibitors p21 and p16 in the Mechanisms of Senescence and Differentiation in Human Fibroblasts. Mol Cell Biol. 1999; 19 (3): 2109-17. DOI: https://doi.org/10.1128/mcb.19.3.2109
35. Rayess H., Wang M.B., Srivatsan E.S. Cellular senescence and tumor suppressor gene p16. Int J Cancer. 2012; 130 (8): 1715-25. DOI: https://doi.org/10.1002/ijc.27316
36. Lin A.W., Barradas M., Stone J.C., Aelst L. van, Serrano M., Lowe S.W. Premature senescence involving p53 and p16 is activated in response to constitutive MEK/MAPK mitogenic signaling. Genes Dev. 1998; 12 (19): 3008-19. DOI: https://doi.org/10.1101/gad.12.19.3008
37. Wang W., Chen J.X., Liao R., Deng Q., Zhou J.J., Huang S., Sun P. Sequential Activation of the MEK-Extracellular Signal-Regulated Kinase and MKK3/6-p38 Mitogen-Activated Protein Kinase Pathways Mediates Oncogenic ras -Induced Premature Senescence. Mol Cell Biol. 2002; 22 (10): 3389-403. DOI: https://doi.org/10.1128/MCB.22.10.3389-3403.2002
38. Summer R., Shaghaghi H., Schriner D., Roque W., Sales D., Cuevas-Mora K., Desai V., Bhushan A., Ramirez M.I., Romero F. Activation of the mTORC1/PGC-1 axis promotes mitochondrial biogenesis and induces cellular senescence in the lung epithelium. Am J Physiol Cell Mol Physiol. 2019; 316 (6): L1049-60. DOI: https://doi.org/10.1152/ ajplung.00244.2018
39. Correia-Melo C., Marques F., Anderson R., Hewitt G., Hewitt R., Cole J., Carroll B., Miwa S., Birch J., Merz A., Rushton M., Charles M., Jurk D., Tait S., Czapiewski R., Greaves L., Nelson G., Bohlooly-Y. M., Rodriguez-Cuenca S., Vidal-Puig A., Mann D., Saretzki G., Quarato G., Green D., Adams P., von Zglinicki T., Korolchuk V., Passos J. Mitochondria are required for pro-ageing features of the senescent phenotype. EMBO J. 2016; 35 (7): 724-42. DOI: https://doi.org/10.15252/embj. 201592862
40. Carroll B., Nelson G., Rabanal-Ruiz Y., Kucheryavenko O., Dunhill-Turner N.A., Chesterman C.C., Zahari Q., Zhang T., Conduit S.E., Mitchell C.A., Maddocks O.D.K., Lovat P., Zglinicki T. von, Korolchuk V.I. Persistent mTORC1 signaling in cell senescence results from defects in amino acid and growth factor sensing. J. Cell Biol. 2017; 216 (7): 1949-57. DOI: https://doi.org/10.1083/jcb.201610113
41. Chien Y., Scuoppo C., Wang X., Fang X., Balgley B., Bolden J.E., Premsrirut P., Luo W., Chicas A., Lee C.S., Kogan S.C., Lowe S.W. Control of the senescence-associated secretory phenotype by NF-kB promotes senescence and enhances chemosensitivity. Genes Dev. 2011; 25 (20): 2125-36. DOI: https://doi.org/10.1101/gad.17276711
42. Anerillas C., Abdelmohsen K., Gorospe M. Regulation of senescence traits by MAPKs. GeroScience. 2020; 42 (2): 397-408. DOI: https://doi.org/10.1007/s11357-020-00183-3
43. Gankovskaya L.V., Artemyeva O.V., Grechenko V.V., Nasaeva E.D., Khasanova E.M. Age-associated diseases: the role of the inflamma-some complex. Immunologiya. 2023; 44 (5): 640-52. DOI: https://doi. org/10.33029/1816-2134-2023-44-5-640-652
44. Yarbro J.R., Emmons R.S., Pence B.D. Macrophage Immunome-tabolism and Inflammaging: Roles of Mitochondrial Dysfunction, Cellular Senescence, CD38, and NAD. Immunometabolism. 2020; 2 (3): e200026. DOI: https://doi.org/10.20900/immunometab20200026
45. Kang C., Xu Q., Martin T.D., Li M.Z., Demaria M., Aron L., Lu T., Yankner B.A., Campisi J., Elledge S.J. The DNA damage response induces inflammation and senescence by inhibiting autophagy of GATA4. Science. 2015; 349 (6255): 1459. DOI: https://doi.org/10.1126/science. aaa5612
46. Xue W., Zender L., Miething C., Dickins R.A., Hernando E., Krizhanovsky V., Cordon-Cardo C., Lowe S.W. Senescence and tumour clearance is triggered by p53 restoration in murine liver carcinomas. Nature. 2007; 445 (7128): 656-60. DOI: https://doi.org/10.1038/nature 05529
47. Prata L.G.P.L., Ovsyannikova I.G., Tchkonia T., Kirkland J.L. Senescent cell clearance by the immune system: Emerging therapeutic opportunities. Semin. Immunol. 2018; 40. 101275. DOI: https://doi. org/10.1016/j.smim.2019.04.003
48. Manser A.R., Uhrberg M. Age-related changes in natural killer cell repertoires: impact on NK cell function and immune surveillance. Cancer Immunol. Immunother. 2016; 65 (4): 417-26. DOI: https://doi. org/10.1007/s00262-015-1750-0
49. Acosta J., Banito A., Wuestefeld T., Georgilis A., Janich P., Morton J., Athineos D., Kang T., Lasitschka F., Andrulis M., Pascual G., Morris K., Khan S., Jin H., Dharmalingam G., Snijders A., Carroll T., Capper D., Pritchard C., Inman G., Longerich T., Sansom O., Benitah S., Zender L., Gil J. A complex secretory program orchestrated by the inflammasome controls paracrine senescence. Nat Cell Biol. 2013; 15 (8): 978-90. DOI: https://doi.org/10.1038/ncb2784
50. Senturk S., Mumcuoglu M., Gursoy-Yuzugullu O., Cingoz B., Akcali K.C., Ozturk M. Transforming growth factor-beta induces senescence in hepatocellular carcinoma cells and inhibits tumor growth. Hepatology. 2010; 52 (3): 966-74. DOI: https://doi.org/10.1002/ hep.23769
51. Covre L., Martins R., Devine O., Chambers E., Vukmanovic-Stejic M., Silva J., Dietze R., Rodrigues R., de Matos Guedes H., Falqueto A., Akbar A., Gomes D. Circulating Senescent T Cells Are Linked to Systemic Inflammation and Lesion Size During Human Cutaneous Leishmaniasis. Front. Immunol. 2019; 9 (JAN): 1-12. DOI: https://doi.org/10.3389/ fimmu.2018.03001
52. Fulop T., Larbi A., Pawelec G., Khalil A., Cohen A.A., Hirokawa K., Witkowski J.M., Franceschi C. Immunology of Aging: the Birth of Inflammaging. Clin. Rev. Allergy Immunol. 2021.
53. Baker D., Wijshake T., Tchkonia T., Lebrasseur N., Childs B., Van De Sluis B., Kirkland J., Van Deursen J. Clearance of p16 Ink4a-positive senescent cells delays ageing-associated disorders. Nature. 2011; 479 (7372): 232-6. DOI: https://doi.org/10.1038/nature10600
54. Baker D., Childs B., Durik M., Wijers M., Sieben C., Zhong J.A., Saltness R., Jeganathan K., Verzosa G., Pezeshki A., Khazaie K., Miller J., Van Deursen J. Naturally occurring p16 Ink4a-positive cells shorten healthy
lifespan. Nature. 2016; 530 (7589): 184-9. DOI: https://doi.org/10.1038/ nature16932
55. Xu M., Bradley E.W., Weivoda M.M., Hwang S.M., Pirtskhalava T., Decklever T., Curran G.L., Ogrodnik M., Jurk D., Johnson K.O., Lowe V., Tchkonia T., Westendorf J.J., Kirkland J.L. Transplanted Senescent Cells Induce an Osteoarthritis-Like Condition in Mice. J Gerontol A Biol Sci Med Sci. 2017; 72 (6): 780-5. DOI: https://doi.org/10.1093/gerona/ glw154
56. Papaconstantinou J. The Role of Signaling Pathways of Inflammation and Oxidative Stress in Development of Senescence and Aging Phenotypes in Cardiovascular Disease. Cells. 2019; 8 (11): 1383. DOI: https://doi.org/10.3390/cells8111383
57. Aguayo-Mazzucato C., Andle J., Lee T.B., Midha A., Talemal L., Chipashvili V., Hollister-Lock J., Deursen J. van, Weir G., Bonner-Weir S. Acceleration of ß Cell Aging Determines Diabetes and Senolysis Improves Disease Outcomes. Cell Metab. 2019; 30 (1): 129-42.e4. DOI: https://doi. org/10.1016/j.cmet.2019.05.006
58. Nehme J., Borghesan M., Mackedenski S., Bird T.G., Demaria M. Cellular senescence as a potential mediator of COVID-19 severity in the elderly. Aging Cell. 2020; 19 (10): 1-14. DOI: https://doi.org/10.1111/ acel.13237
59. Wikby A., Nilsson B.O., Forsey R., Thompson J., Strindhall J., Löfgren S., Ernerudh J., Pawelec G., Ferguson F., Johansson B. The immune risk phenotype is associated with IL-6 in the terminal decline stage: Findings from the Swedish NONA immune longitudinal study of very late life functioning. Mech Ageing Dev. 2006; 127 (8): 695-704. DOI: https://doi.org/10.1016Zj.mad.2006.04.003
60. Pawelec G. T cells and aging: January 2002 update. Front Biosci. 2002; 7 (4): A831. DOI: https://doi.org/10.2741/A831
61. Costantini E., D'Angelo C., Reale M. The Role of Immuno-senescence in Neurodegenerative Diseases. Mediators Inflamm. 2018; 2018: 6039171. DOI: https://doi.org/10.1155/2018/6039171
62. Liu Y., Sanoff H.K., Cho H., Burd C.E., Torrice C., Ibrahim J.G., Thomas N.E., Sharpless N.E. Expression of p16 INK4a in peripheral blood T-cells is a biomarker of human aging. Aging Cell. 2009; 8 (4): 439-48. DOI: https://doi.org/10.1111/j.1474-9726.2009.00489.x
63. Martinez-Zamudio R.I., Dewald H.K., Vasilopoulos T., Gittens-Williams L., Fitzgerald-Bocarsly P., Herbig U. Senescence-associated ß-galactosidase reveals the abundance of senescent CD8+ T cells in aging humans. Aging Cell. 2021; 20 (5): e13344. DOI: https://doi.org/10.1111/ acel.13344
64. Monti D., Salvioli S., Capri M., Malorni W., Straface E., Cossarizza A., Botti B., Piacentini M., Baggio G., Barbi C., Valensin S., Bonafè M., Franceschi C. Decreased susceptibility to oxidative stress-induced apoptosis of peripheral blood mononuclear cells from healthy elderly and centenarians. Mech. Ageing Dev. 2001; 121 (1-3): 239-50. DOI: https://doi.org/10.1016/S0047-6374(00)00220-7
65. Onyema O.O., Njemini R., Bautmans I., Renmans W., Waele M., De Mets T. Cellular aging and senescence characteristics of human T-lymphocytes. Biogerontology. 2012; 13 (2): 169-81. DOI: https://doi. org/10.1007/s10522-011-9366-z
66. Crespo J., Sun H., Welling T.H., Tian Z., Zou W. T cell anergy, exhaustion, senescence, and stemness in the tumor microenvironment. Curr Opin Immunol. 2013; 25 (2): 214-21. DOI: https://doi.org/10.1016/ j.coi.2012.12.003
67. Hall B., Balan V., Gleiberman A., Strom E., Krasnov P., Virtuoso L., Rydkina E., Vujcic S., Balan K., Gitlin I., Leonova K., Consiglio C., Gollnick S., Chernova O., Gudkov A. p16(Ink4a) and senescence-associated ß-galactosidase can be induced in macrophages as part of a reversible response to physiological stimuli. Aging (Albany. NY). 2017; 9 (8): 1867-84. DOI: https://doi.org/10.18632/aging.101268
68. Yousefzadeh M., Flores R., Zhu Y., Schmiechen Z., Brooks R., Trussoni C., Cui Y., Angelini L., Lee K., McGowan S., Burrack A., Wang D., Dong Q., Lu A., Sano T., O'Kelly R., McGuckian C., Kato J., Bank M., Wade E., Pillai S., Klug J., Ladiges W., Burd C., Lewis S., LaRusso N., Vo N., Wang Y., Kelley E., Huard J., Stromnes I., Robbins P., Niedernhofer L. An aged immune system drives senescence and ageing of solid organs. Nature. 2021; 594 (7861): 100-5. DOI: https://doi.org/10.1038/s41586-021-03547-7
69. Montero J.C., Seoane S., Ocana A., Pandiella A. Inhibition of Src Family Kinases and Receptor Tyrosine Kinases by Dasatinib: Possible Combinations in Solid Tumors. Clin Cancer Res. 2011; 17 (17): 5546-52. DOI: https://doi.org/10.1158/1078-0432.CCR-10-2616
70. Sethi G., Rath P., Chauhan A., Ranjan A., Choudhary R., Ramniwas S., Sak K., Aggarwal D., Rani I., Tuli H.S. Apoptotic Mechanisms of Quercetin in Liver Cancer: Recent Trends and Advancements.
234 Обзоры
Pharmaceutics. 2023; 15 (2): 712. DOI: https://doi.org/10.3390/pharma-ceutics15020712
71. Islam M.T., Tuday E., Allen S., Kim J., Trott D.W., Holland W.L., Donato A.J., Lesniewski L.A. Senolytic drugs, dasatinib and quercetin, attenuate adipose tissue inflammation, and ameliorate metabolic function in old age. Aging Cell. 2023; 22 (2): e13767. DOI: https://doi.org/10.1111/ acel.13767
72. Musi N., Valentine J.M., Sickora K.R., Baeuerle E., Thompson C.S., Shen Q., Orr M.E. Tau protein aggregation is associated with cellular senescence in the brain. Aging Cell. 2018; 17 (6): e12840. DOI: https://doi. org/10.1111/acel.12840
73. Nambiar A., Kellogg D., Justice J., Goros M., Gelfond J., Pascual R., Hashmi S., Masternak M., Prata L., LeBrasseur N., Limper A., Kritchevsky S., Musi N., Tchkonia T., Kirkland J. Senolytics dasatinib and quercetin in idiopathic pulmonary fibrosis: results of a phase I, single-blind, single-center, randomized, placebo-controlled pilot trial on feasibility and tolerability. eBioMedicine. 2023; 90 104481. DOI: https:// doi.org/10.1016/j.ebiom.2023.104481
74. Hickson L., Langhi Prata L., Bobart S., Evans T., Giorgadze N., Hashmi S., Herrmann S., Jensen M., Jia Q., Jordan K., Kellogg T., Khosla S., Koerber D., Lagnado A., Lawson D., LeBrasseur N., Lerman L., McDonald K., McKenzie T., Passos J., Pignolo R., Pirtskhalava T., Saadiq I., Schaefer K., Textor S., Victorelli S., Volkman T., Xue A., Wentworth M., Wissler Gerdes E., Zhu Y., Tchkonia T., Kirkland J. Senolytics decrease senescent cells in humans: Preliminary report from a clinical trial of Dasatinib plus Quercetin in individuals with diabetic kidney disease. EBioMedicine. 2019; 47 446-56. DOI: https://doi.org/10.1016/j. ebiom.2019.08.069
75. Chaib S., Tchkonia T., Kirkland J.L. Cellular senescence and senolytics: the path to the clinic. Nat Med. 2022; 28 (8): 1556-68. DOI: https://doi.org/10.1038/s41591-022-01923-y
76. Zhu Y., Tchkonia T., Pirtskhalava T., Gower A., Ding H., Giorgadze N., Palmer A., Ikeno Y., Hubbard G., Lenburg M., O'hara S., Larusso N., Miller J., Roos C., Verzosa G., Lebrasseur N., Wren J., Farr J., Khosla S., Stout M., McGowan S., Fuhrmann-Stroissnigg H., Gurkar A., Zhao J., Colangelo D., Dorronsoro A., Ling Y., Barghouthy A., Navarro D., Sano T., Robbins P., Niedernhofer L., Kirkland J. The Achilles' heel of senescent cells: from transcriptome to senolytic drugs. Aging Cell. 2015; 14 (4): 644-58. DOI: https://doi.org/10.1111/acel.12344
77. Lopes-Paciencia S., Saint-Germain E., Rowell M.-C., Ruiz A.F., Kalegari P., Ferbeyre G. The senescence-associated secretory phenotype
Сведения об авторах
Масютина Анна Михайловна - мл. науч. сотр. лаб. клинической иммунологии ФГБУ «ГНЦ Институт иммунологии» ФМБА России, Москва, Российская Федерация E-mail: annanikolaeva.msu@gmail.com https://orcid.org/0000-0003-1904-6714
Пащенков Михаил Владимирович - д-р мед. наук, зав. лаб. клинической иммунологии ФГБУ «ГНЦ Институт иммунологии» ФМБА России, Москва, Российская Федерация; проф. каф. иммунологии медико-биологического факультета ФГАОУ ВО РНИМУ им. Н.И. Пиро-гова Минздрава России, Москва, Российская Федерация E-mail: mvpashenkov@yandex.ru https://orcid.org/0000-0002-6995-1790
Пинегин Борис Владимирович - д-р мед. наук, зав. отд. иммунодиагностики и иммунокоррекции ФГБУ «ГНЦ Институт иммунологии» ФМБА России, Москва, Российская Федерация E-mail: bvpinegin@yandex.ru https://orcid.org/ 0000-0002-8329-212X
and its regulation. Cytokine. 2019; 117: 15-22. DOI: https://doi. org/10.1016/j.cyto.2019.01.013
78. Moiseeva O., Deschenes-Simard X., St-Germain E., Igelmann S., Huot G., Cadar A.E., Bourdeau V., Pollak M.N., Ferbeyre G. Metformin inhibits the senescence-associated secretory phenotype by interfering with IKK/NF-kB activation. Aging Cell. 2013; 12 (3): 489-98. DOI: https://doi. org/10.1111/acel.12075
79. Campbell J.M., Bellman S.M., Stephenson M.D., Lisy. K. Metformin reduces all-cause mortality and diseases of ageing independent of its effect on diabetes control: A systematic review and meta-analysis. Ageing Res. Rev. 2017; 40: 31-44. DOI: https://doi.org/10.1016/j. arr.2017.08.003
80. Amor C., Feucht J., Leibold J., Ho Y., Zhu C., Alonso-Curbelo D., Mansilla-Soto J., Boyer J., Li X., Giavridis T., Kulick A., Houlihan S., Peerschke E., Friedman S., Ponomarev V., Piersigilli A., Sadelain M., Lowe S. Senolytic CAR T cells reverse senescence-associated pathologies. Nature. 2020; 583 (7814): 127-32. DOI: https://doi.org/10.1038/s41586-020-2403-9
81. Suda M., Shimizu I., Katsuumi G., Yoshida Y., Hayashi Y., Ikegami R., Matsumoto N., Yoshida Y., Mikawa R., Katayama A., Wada J., Seki M., Suzuki Y., Iwama A., Nakagami H., Nagasawa A., Morishita R., Sugimoto M., Okuda S., Tsuchida M., Ozaki K., Nakanishi-Matsui M., Minamino T. Senolytic vaccination improves normal and pathological age-related phenotypes and increases lifespan in progeroid mice. Nat Aging. 2021; 1 (12): 1117-26. DOI: https://doi.org/10.1038/s43587-021-00151-2
82. Wang T.W., Johmura Y., Suzuki N., Omori S., Migita T., Yamaguchi K., Hatakeyama S., Yamazaki S., Shimizu E., Imoto S., Furukawa Y., Yoshimura A., Nakanishi M. Blocking PD-L1-PD-1 improves senescence surveillance and ageing phenotypes. Nature. 2022; 611 (7935): 358-64. DOI: https://doi.org/10.1038/s41586-022-05388-4
83. Thapa R.K., Nguyen H.T., Jeong J.-H., Kim J.R., Choi H.-G., Yong C.S., Kim J.O. Progressive slowdown/prevention of cellular senescence by CD9-targeted delivery of rapamycin using lactose-wrapped calcium carbonate nanoparticles. Sci Rep. 2017; 7 (1): 43299. DOI: https:// doi.org/10.1038/srep43299
84. Yang D., Sun B., Li S., Wei W., Liu X., Cui X., Zhang X., Liu N., Yan L., Deng Y., Zhao X. NKG2D-CAR T cells eliminate senescent cells in aged mice and nonhuman primates. Sci Transl Med. 2023; 15 (709): DOI: https://doi.org/10.! 126/scitranslmed.add1951
Authors' information
Anna M. Masyutina - Junior Researcher of Clinical Immunology Lab., NRC Institute of Immunology, FMBA of Russia, Moscow, Russian Federation E-mail: annanikolaeva.msu@gmail.com https://orcid.org/0000-0003-1904-6714
Mikhail V. Pashenkov - MD, PhD, Dr.Med.Sci, Head of Clinical Immunology Lab., NRC Institute of Immunology, FMBA of Russia, Moscow, Russian Federation; Prof. of the Immunology Chair, Medical-Biological Faculty, N.I. Pirogov RNRMU, MOH of Russia, Moscow, Russian Federation
E-mail: mvpashenkov@yandex.ru https://orcid.org/0000-0002-6995-1790
Boris V. Pinegin - MD, PhD, Head of Immunodiagnostics and Immunocorrection Dept., NRC Institute of Immunology, FMBA of Russia, Moscow, Russian Federation E-mail: bvpinegin@yandex.ru https://orcid.org/ 0000-0002-8329-212X
