CC BY
19DOI https://doi.org/10.47612/1999-9127-2021-31-53-61 УДК 634.11:632.25
К. Ю. Песоцкая, А. Л. Лагоненко, А. Н. Евтушенков
ИЗУЧЕНИЕ РОЛИ ТРАНСКРИПЦИОННОГО РЕГУЛЯТОРА MARR В ВИРУЛЕНТНОСТИ ФИТОПАТОГЕННЫХ БАКТЕРИЙ
ERWINIA AMYLOVORA
Белорусский государственный университет Республика Беларусь, 220030, г. Минск, пр-т Независимости, 4 e-mail: karina345678@mail.ru
В данном исследовании нами было показано, что мутация в гене транскрипционного регулятора MarR E. amylovora имеет плейотропный эффект. Бактерии E. amylovora hmarR характеризуются сниженной вирулентностью по отношению к вегетирующим растениям груши, сниженной продукцией экзополисахарида левана и подвижностью. Кроме того, показано, что клетки мутанта синтезируют большее количество целлюлозы по сравнению с клетками бактерий дикого типа. Таким образом, MarR является важным регулятором транскрипции, участвующим в регуляции синтеза большой группы факторов, связанных с вирулентностью E. amylovora.
Ключевые слова: Erwinia amylovora, транскрипционный регулятор, бактериальный ожог, факторы вирулентности, делеционный мутант.
Введение
Бактериальные болезни растений, в частности бактериозы овощных, технических и плодовых культур ведут к значительным потерям урожая, что наносит огромный ущерб мировой экономике. Бактериальный ожог яблони и груши, возбудителем которого является Erwinia amylovora, вызывает не только потери сельскохозяйственной продукции, но и гибель плодовых деревьев. Так, в США ежегодные убытки от распространения данного заболевания оцениваются в более 100 млн долларов [1]. В настоящий момент бактериальный ожог обнаружен в 40 странах мира, в том числе и Республике Беларусь [2].
Основные факторы вирулентности бактерий E. amylovora (сидерофор десферриоксамин, эффекторы системы секреции третьего типа, экзополисахариды амиловоран и леван) изучены достаточно хорошо, однако механизм регуляции их экспрессии до конца не определен [3, 4].
Белки семейства MarR (Multiple Antibiotic Resistance) составляют группу транскрипционных регуляторов, изменяющих экспрессию генов, отвечающих за вирулентность, стрессовые реакции, формирование биопленок и выведение из бактериальной клетки широкого спектра токсичных веществ: антибиотиков,
фенольных соединений, активных форм кислорода, а также бытовых моющих и дезинфицирующих средств [5, 6, 7, 8, 9]. Принцип действия белков семейства MarR основан на детекции изменений условий окружающей среды (связывание с лигандами или окисление специфических цистеиновых остатков) и последующей активации или репрессии транскрипции подконтрольных генов [11]. Типовым представителем семейства является белок MarR Escherichia coli — негативный регулятор транскрипции marRAB-оперона [7, 10]. В отсутствие индукторов (слабых органических кислот, фенольных соединений, таких как салициловая кислота, плюмбагин, 2,3-диги-дроксибензоат) белок MarR связывается с ДНК в промоторной области marRAB-оперона, таким образом препятствуя началу транскрипции. В том случае, если лиганд присутствует в клетке, он связывает молекулу MarR, что приводит к ослаблению его связывания с ДНК и активации транскрипции путем связывания белка MarA с промоторной областью marRAB-оперона [10, 12]. У бактерий Erwinia amylovora функциональная роль белков семейства MarR остается невыясненной.
Целью настоящего исследования явилась физиолого-биохимическая, молекулярно-биологическая, а также фитопатологическая
характеристика штамма Е^Ша ату1о\ота, мутантного по гену транскрипционного регулятора МаЛ.
Материалы и методы
Использованные в работе штаммы бактерий, плазмиды и праймеры приведены в таблицах 1 и 2. Бактерии выращивались при 28 °С в полноценной питательной среде LB и синтетической минимальной среде М9 с добавлением глюкозы (2 г/л) в качестве источника углерода. Состав среды LB (г/л): пептон — 10; дрожжевой экстракт — 5; №С1 — 8,5. Состав среды М9 (г/л): Ш2НР04 х 7Н20 — 12,8; КН2Р04 — 3; КИ4а — 1,0; ШС1 — 0,5; MgSO4 х 7Н20 — 0,246; СаС12 — 0,011 [13].
Поиск генов, кодирующих регуляторы семейства МаЖ в геноме Е. ату1оуога Е2 (код
доступа в GenBank NZ_CP024970.1) осуществляли с помощью программы SigmoID [15]. Поиск гомологичных последовательностей в базах данных осуществляли с использованием пакета программ BLAST [16].
Для получения делеционного мутанта E. amylovora по гену marR была использована техника «PCR-based one-step inactivation of chromosomal genes» (Datsenko and Wanner, 2000).
ПЦР проводили в объеме 20 мкл. Состав смеси: 10 пмоль каждого праймера; 0,2 ед. Taq ДНК-полимеразы; по 0,2 мМ дАТФ, дГТФ, дЦТФ и дТТФ; 16 мМ сульфата аммония; 10 мМ Tris-HCl (pH 8,3); 1,5 мМ MgCl2; 50 мМ KCl; 10 нг ДНК (либо 1 мкл суспензии клеток Erwinia amylovora в дистиллированной воде). Параметры амплификации с праймера-
Таблица 1
Использованные в работе штаммы бактерий и плазмиды
Штаммы, плазмиды Характеристика Источник или ссылка
Штаммы Erwinia amylovora
E. amylovora E2 Штамм дикого типа, выделен из Malus sp. в Беларуси в 2007 году Коллекция кафедры молекулярной биологии
E. amylovora AmarR AmarR мутант, KmR Это исследование
Плазмиды
pKD46 ApR, PBAD gam bet exo pSC101 oriTS [14]
pKD13 KmR, FRT cat FRT PS1 PS2 oriR6K rgbN [14]
Примечание. Ктк, Арк — устойчивость к канамицину и ампициллину соответственно
Таблица 2
Использованные в работе праймеры
Название праймера Последовательность (5'-3') Назначение/ссылка
MarRF tggtgaacttagatagacccataataatcaggcatcacataatttgaac GCGATTGTGTAGGCTGGAGCT Внесение делеции в ген та^
MarRR cacgctgcgcataagggttttgttgcttacccgacacgttatttcgccc ATTCCGGGGATCCGTCGACC Внесение делеции в ген та^
MarPRF CCGCTCGAGtctacccctcatggcatagggtgag Детекция делеции гена та^
Km2 CGGTGCCCTGAATGAACTGC Детекция делеции гена та^ [14]
ми MarRF/MarRR: 1 цикл: 94 °С — 5 мин; 30 циклов: 94 °С — 30 с, 55 °С — 30 с, 72 °С — 90 с; 1 цикл: 72 °С — 5 мин.
Параметры амплификации с праймерами MarPRF/Km2: 1 цикл: 94 °С — 5 мин; 30 циклов: 94 °С — 30 с, 58 °С — 30 с, 72 °С — 60 с; 1 цикл: 72 °С — 5 мин. В работе был использован амплификатор SureCycler 8800 Thermal Cycler («Agilent Technologies», США). Продукты амплификации разделяли электрофорезом в 0,8-1% агарозном геле.
Для искусственного заражения бактериями Erwinia amylovora использовали однолетние растения груши, выращенные ex vivo на базе отдела биотехнологии РУП «Институт плодоводства НАН Беларуси». У каждого растения самый молодой лист разрезали поперек (должна быть затронута центральная жилка) ножницами, предварительно погруженными в суспензию клеток E. amylovora (OD600 = 0,1) [17]. Инокулированные растения инкубировали при 25 °С, относительной влажности 70%, 16-и часовом световом фотопериоде. Учет результатов проводился на 8-ые, 11-ые, 14-ые и 19-ые сутки с момента заражения. Интенсивность развития болезни выражали в % пораженной некрозом части побега от его общей длины.
Количество бактерий в растительном материале определяли по стандартной методике. Растительная ткань (80 мг) гомогенизировалась в 1 мл физиологического раствора. Высев бактерий осуществляли на поверхность 1,5% полноценной агаризованной среды [18, 19].
Количественная оценка интенсивности формирования биопленок проводилась методом, описанным в работе [20], с некоторыми модификациями. Ночная культура E. amylovora разводилась средой инкубации (полноценной средой LB и минимальной средой M9) до оптической плотности 0,05. Полученные суспензии вносились в лунки стерильного 96-луночного планшета и инкубировались при 28 °С в течение 48 и 72 ч. Для окрашивания клеток биопленки использовался 1%-ный раствор генцианового фиолетового. Для экстракции связавшегося красителя лунки планшета заполнялись 96% этанолом, после чего измерялась оптическая плотность при длине волны 595 нм. Полученные значения пересчи-тывались на значения оптической плотности культуры для каждой из лунок соответственно.
Уровень синтеза экзополисахарида амилово-рана определялся путем измерения мутности опытного раствора при взаимодействии хлорид-ионов цетилпиридиума с карбоксильной группой глюкуроновых кислот в структуре амиловорана, что вызывает его преципитацию. Для этого суспензия бактериальных клеток осаждалась центрифугированием при 10 000 g, после чего к супенатанту добавлялся раствор хлорид цетилпиридиниума в концентрации 50 мг/мл. Оптическая плотность раствора измерялась при длине волны 600 нм [17].
Продукция экзополисахарида левана клетками E. amylovora оценивалась по активности фермента левансукразы, отвечающего за синтез полисахарида. После осаждения бактериальных клеток к надосадочной жидкости добавлялся LS-буфер (50 мМ K-фосфатный буфер, pH 7,0; 2 М сахароза; 0,05% NaN3) в соотношении 1:1. После инкубации при 28 °С в течении 24 ч измерялась оптическая плотность раствора при 600 нм [21].
Изучение продукции целлюлозы клетками дикого типа и мутантных штаммов E. amylovora осуществлялось с использованием красителей Конго красный и Кумасси бриллиантовый синий G-250. Ночные культуры исследуемых штаммов наносились на поверхность агаризованной среды (1,5%-ный LB-агар без добавления NaCl), содержащей красители в соответствующей концентрации. Учет результатов проводился визуально после инкубации в течение 24 ч при 28 °С [22].
Подвижность клеток E. amylovora изучалась с использованием полноценной и минимальной (M9) полужидких агаризованных сред. Суспензия бактериальных клеток в объеме 10 мкл наносилась на поверхность необходимой агаризованной среды. Диаметр макроколонии бактерий учитывался через 24, 48 и 72 ч инкубации при 28 °С на полноценной среде LB, через 48, 72 и 96 ч инкубации при 28 °С на минимальной среде M9 [23].
Статистическая обработка результатов проводилась в программе GraphPad Prism 8. Для проверки отклонения распределения от нормального применяли обладающий наибольшей мощностью тест Шапиро-Уилка. При выявлении нормального распределения для оценки достоверности различий был применен t-критерий Стьюдента для независимых выбо-
рок в модификации Уэлча (сравнение средних без какого-либо предположения о равенстве дисперсий). При выявлении распределения, отличного от нормального, для оценки достоверности различий был применен U-критерий Манна-Уитни. Различия считались значимыми при уровне P < 0,05.
Результаты исследования и их обсуждение
Транскрипционные факторы семейства MarR широко распространены у бактерий и архей. Предыдущие исследования показали, что представители семейства регулируют вирулентность многих патогенных бактерий животных и растений. Например, SlyA Salmonella enterica, Rv1404 Mycobacterium tuberculosis, PecS Dickeya dadantii, SarZ Staphylococcus aureus и др [6, 9, 11]. Геном Erwinia amylovora кодирует несколько транскрипционных факторов семейства MarR, но ни один из них не был охарактеризован экспериментально.
Анализ генома Erwinia amylovora E2 позволил выявить четыре гена, кодирующие регуляторы MarR-семейства: marR (ко-ординаты в геноме 1,533,551..1,533,982 п. н.), mprA (2,834,616..2,835,146 п. н.), ohrR (3,717,873..3,718,340 п. н.) и slyA (1,802,653..1,803,090 п. н.). Ген marR коди-рует белок, состоящий из 143 а. о., массой 16,23 кДа. MarR Erwinia amylovora E2 на 94% идентичен белку MarR Erwinia tasmaniensis Et1/99 (CAO97117.1) и на 62% Pantoea agglomerans (WP_061062124.1). MarR кодируется первым геном marRAB-оперона c очень интересной организацией. Следующие два гена являются паралогами emrB (кодирует MFS транспортер) и emrA (кодирует membrane fusion protein) соответственно, что делает оперон похожим по организации на emrRAB. Однако в состав данного оперона входит еще один ген, кодирующий гомолог TolC (формирует канал во внешней мембране). Вероятнее всего, продукты этого оперона вовлечены в формирование помпы множественной лекарственной устойчивости.
Для инактивации гена marR были сконструированы праймеры для амплификации гена устойчивости к канамицину в составе плаз-миды pKD13, несущие на 5'-конце последовательности (50 н.) соответствующие нача-
лу или концу делетируемой области генома Erwinia amylovora. Полученные с помощью таких праймеров ПЦР-продукты были трансформированы в клетки Erwinia amylovora E2, несущие хелперную плазмиду pKD46 и выращенные в условиях индукции рекомбиназы. В результате проделанной работы был отобран штамм устойчивый к канамицину. Наличие делеции гена marR было подтверждено ПЦР с праймерами к областям, фланкирующим делецию, а также с внутренними праймерами к гену устойчивости к канамицину.
В ряде работ по изучению роли белков семейства MarR было продемонстрировано, что инактивация данных регуляторов вызывает значительное снижение вирулентности у патогенных штаммов [9, 24, 25, 26, 27]. В связи с этим, на первом этапе исследования была проведена оценка вирулентности делеционно-го мутанта E. amylovora. Полученные результаты отображены на рисунке 1.
Из представленных данных видно, что клетки E. amylovora AmarR обладали сниженной вирулентностью при искусственном заражении растений груши, при этом численность клеток штамма дикого типа и мутантного штамма Erwinia amylovora оставалась сравнительно одинаковой — 1,85 х 107 КОЕ/мл и 1,89 х 107 КОЕ/мл соответственно. Данный факт может свидетельствовать о том, что снижение вирулентных свойств у штамма E. amylovora AmarR связано с нарушением экспрессии генов, кодирующих синтез важных факторов патогенности.
На следующем этапе работы нами был изучен уровень продукции экзополисаха-ридов амиловорана, левана и целлюлозы у E. amylovora AmarR. В результате было выявлено снижение количества левана, продуцируемого клетками мутантного штамма, а также увеличение синтеза целлюлозы. Количество амиловорана не отличалось от контрольных значений (рис. 2).
Известно, что индукция многих факторов вирулентности происходит при выращивании фитопатогенных бактерий в минимальных питательных средах — условиях, имитирующих среду апопласта растительной ткани. Поэтому в следующих экспериментах мы использовали как полноценную (LB), так и минимальную питательные среды.
60—1
5* — ^
; з
40-
20-
I- ч
ж
I
i^iBnwMtîn lIcyiDiwipm 14 су i ик рт ушинп 19 суток <и чомт i а иражсинн иражсинн lapaMrciiiii 'u|u»niiii
Wt
□ AmcirR
Ь.
1*10'
I K IQ7-
wt Ameii-R
Рис. 1. Влияние делеции гена marR на вирулентность клеток Erwinia amylovora (А) Интенсивность развития бактериального ожога на молодых растениях груши (Pirus sp.) при заражении клетками E. amylovora E2 и E. amylovora AmarR (U-критерий Манна-Уитни); (Б) Численность жизнеспособных клеток E. amylovora в растительной ткани на 19 сутки с момента заражения (t-критерий Стьюдента в модификации Уэлча). NS — нет достоверных различий; "Р < 0,01; ***Р < 0,001
Л,
3
-
15 ь
и = -
-1 if
0,4-
* k S
а -
0.0-
Na
h.
п
Wt ¿цнигК
i\nitirü
1$.
Е2 AmurR
Рис. 2. Продукция экзополисахаридов клетками штаммов E. amylovora E2 (wt) и AmarR (А) Продукция амиловорана (t-критерий Стьюдента в модификации Уэлча); (Б) Активность левансукразы (t-критерий Стьюдента в модификации Уэлча). NS — нет достоверных различий; ***p < 0,001; (В) Качественное определение продукции целлюлозы
Развитие многих бактериальных инфекций, в том числе бактериозов растений, связано с формированием биопленок — сообществ микроорганизмов, клетки которых прикреплены к различной биотической и абиотической поверхности и погружены в биополимерный матрикс [4]. Образование биопленок микроорганизмами служит универсальным фактором защиты от внешних воздействий. Бактерий, находящихся в составе самой биопленки, называют сессильными или оседлыми. При дисперсии оседлых форм бактерий из биопленки, они переходят к планктонному образу жизни. В последующем при фиксации на биотическом или абиотическом субстрате планктонные бактерии способны образовывать биоплен-
ки — то есть переходить в оседлую форму [28, 29]. У Е. ату^ога, наряду с продукцией экзополисахаридов и системой секреции третьего типа, одним из факторов вирулентности также является формирование клетками биопленок. Проведенные нами эксперименты по определению интенсивности формирования биопленок в полноценной и минимальной средах культивирования не выявили достоверных отличий между клетками штамма дикого типа и делеционного мутанта (рис. 3).
В исследовании M. J. Ferrandiz et а1. было показано, что транскрипционный регулятор HosA, принадлежащий к семейству МаЛ, положительно регулирует экспрессию генов, продукты которых вовлечены в подвижность
Рис. 3. Интенсивность формирования биопленок клетками штамма Ата^ и штамма дикого типа в полноценной среде LB (А) (^критерий Стьюдента в модификации Уэлча) и минимальной среде М9 (Б) (^критерий Стьюдента в модификации Уэлча). № — нет достоверных различий
Рис. 4. Подвижность клеток бактерий Erwinia ату^ога Е2 и Erwinia ату^ога Ата^ на полноценной среде LB (А) ^-критерий Стьюдента в модификации Уэлча) и минимальной среде М9 (Б) ^-критерий Стьюдента в модификации Уэлча). **Р < 0,01; ***Р < 0,001; ""Р < 0,0001. (В) Фотография бактериальных макроколоний спустя 24 ч инкубации при 28 °С на полноценной среде LB. (Г) Фотография бактериальных макроколоний спустя 48 ч инкубации при 28 °С на минимальной среде М9
клеток Escherichia coli [30]. Также было показано, что делеция гена slyA у Dickeya zeae приводила к увеличению подвижности клеток патогена [9]. Поэтому на заключительном этапе нами была исследована подвижность клеток исследуемых штаммов E. amylovora. Как видно из рисунка 4, клетки E. amylovora AmarR образовывали макроколонии намного меньшего диаметра как на полноценной, так и на минимальной средах культивирования по сравнению со значениями, полученными для E2.
Заключение
В настоящем исследовании мы сконструировали делеционный мутант E. amylovora по гену транскрипционного регулятора MarR и изучили его фенотип. Согласно нашим результатам, MarR прямо или косвенно контролирует подвижность клеток, продукцию экзополисахари-дов левана и целлюлозы. Нарушение подвижности и синтеза левана клетками AmarR может
быть причиной снижения их вирулентности по отношению к растениям груши. В совокупности наши результаты подтверждают идею о том, что MarR является плейотропным регулятором, контролирующим уровень вирулентности E. amylovora.
Список использованных источников
1. Development of a novel biological control agent targeting the phytopathogen Erwinia amylovora / F. Dagher [et al.] // Heliyon. - 2020. -Vol. 6, № 10.
2. First Report of Erwinia amylovora Fire Blight in Belarus / А. L. Lagonenko [et al.] // Journal of Phytopathology. - 2008. - Vol. 156, № 10. - P. 638-640.
3. Virulence Factors of Erwinia amylovora: a Review / N. Pique [et al.] // International Journal of Molecular Sciences - 2015. - Vol. 16, № 6. -P. 12836-12845.
4. Castiblanco, L. F. New insights on molecular regulation of biofilm formation in plant-associated
bacteria / L.F. Castiblanco, G.W. Sundin // Journal of Integrative Plant Biology. - 2016. - Vol. 58, № 4. - P. 362-372.
5. The multiple antibiotic resistance regulator MarR is a copper sensor in Escherichia coli / Z. Hao [et al.] // Nature Chemical Biology. -2014. - Vol. 10, № 1. - P. 21-28.
6. Gupta, A. Redox-sensitive MarR homolog BifR from Burkholderia thailandensis regulates biofilm formation / A. Gupta, S. M Fuentes, A. Grove // Biochemistry. - 2017. - Vol. 56, № 17. - P. 2247-2348.
7. Vila, J. Salicylate increases the expression of marA and reduces in vitro biofilm formation in uropathogenic Escherichia coli by decreasing type 1 fimbriae expression / J. Vila, S. M. Soto // Virulence. - 2012. - Vol. 3, № 3. - P. 280-285.
8. TolC Promotes ExPEC Biofilm Formation and Curli Production in Response to Medium Osmolarity / B. Hou [et al.] // Biomed research international. - 2014. - P. 1-10.
9. SlyA regulates phytotoxin production and virulence in Dickeya zeae EC1 / J. N. Zhou [et al.] // Molecular Plant Pathology. - 2016. - Vol. 17, № 9. - P. 1398-1408.
10. Prajapat, M. K. Control of MarRAB Op-eron in Escherichia coli via Autoactivation and Autorepression / M.K. Prajapat, K. Jain, S. Saini // Biophysical Journal. - 2015. - Vol. 109, № 7.
- P. 1497-1508.
11. MarR Family Transcription Factors from Burkholderia Species: Hidden Clues to Control of Virulence-Associated Genes / A. Gupta [et al.] / Microbiology and Molecular Biology Reviews.
- 2018. - Vol. 83, № 1. - P. 1-19.
12. McMurry, L. M. Amino acid residues involved in inactivation of the Escherichia coli multidrug resistance repressor MarR by salicylate, 2,4-dinitrophenol, and plumbagin / L. M. McMur-ry, S. B. Levy // FEMS Microbiology Letters. -2013. - Vol. 349, № 1. - P. 16-24.
13. Molecular Cloning: A Laboratory Manual : in 3 vol. / ed.: J. Sambrook, D. W. Russel. - New York: Cold Spring Harbor Laboratory Press, 2001.
- Vol. 3. - 1875 p.
14. Datsenko, K. A., Wanner, B. L. One-step inactivation of chromosomal genes in Escherichia coli K-12 using PCR products // PNAS. - 2000.
- Vol. 97, № 12. - P. 6640-6645.
15. Nikolaichik, Y. SigmolD: a user-friendly tool for improving bacterial genome annotation
through analysis of transcription control signals / Y. Nikolaichik, A.U. Damienikan // PeerJ. - 2016.
- e2056. doi:10.7717/peerj.2056.
16. NCBI BLAST: a better web interface / M. Johnson [et al.] // Nucleic Acids Research. -2008. - Vol. 36, № 2, 1. - P. W5-W9. doi:10.1093/ nar/gkn201.
17. AmyR Is a Novel Negative Regulator of Amylovoran Production in Erwinia amylovora / D. Wang [et al.] // PLOS ONE. - 2012. - Vol. 7, № 7. - P. 1-11.
18. Лысак, В. В. Микробиология. Практикум : пособие / В. В. Лысак, Р. А. Желдакова, О. В. Фомина. - Минск: БГУ - 2015. - 115 с.
19. Zhao, Y. The Erwinia amylovora avrRp-t2EA Gene Contributes to Virulence on Pear and AvrRpt2EA Is Recognized by Arabidopsis RPS2 When Expressed in Pseudomonas syrin-gae / Y. Zhao, S.Y. He, G.W. Sundin // Molecular Plant-Microbe Interactions. - 2006. - Vol. 19, № 6. - P. 644-654.
20. Castiblanco, L. F. Cellulose production, activated by cyclic di-GMP through BcsA and BcsZ, is a virulence factor and an essential determinant of the three-dimensional architecture of biofilms formed by Erwinia amylovora Ea1189 / L. F. Castiblanco, G. W. Sundin // Molecular Plant Pathology. - 2018. - Vol. 19, № 1. - P. 90-103.
21. Geier, G. Characterization and influence on virulence of the levansucrase gene from the fireblight pathogen Erwinia amylovora / G. Geier, K. Geider // Physiological and Molecular Plant Pathology. - 1993. - Vol. 42, № 6. - P. 387-404.
22. Kharadi, R. R. Physiological and Microscopic Characterization of Cyclic-di-GMP-Me-diated Autoaggregation in Erwinia amylovora / R. R. Kharadi, G. W. Sundin // Frontiers in Microbiology. - 2019.
23. Lee, J. H. Integration Host Factor Is Required for RpoN-Dependent hrpL Gene Expression and Controls Motility by Positively Regulating rsmB sRNA in Erwinia amylovora / J. H. Lee, Y. Zhao // Phytopathology. - 2016. - Vol. 106, № 1. - P. 29-36.
24. MarR-Family Transcription Factor HpaR Controls Expression of the vgrR-vgrS Operon of Xanthomonas campestris pv. campestris / Y. Pan [et al.] // Molecular Plant-Microbe Interactions.
- 2018. - Vol. 31, № 3.
25. PrhN, a putative marR family transcription-al regulator, is involved in positive regulation of
type III secretion system and full virulence of Ral-stonia solanacearum / Y. Zhang [et al.] // Frontiers in Microbiology. - 2015. - Vol. 6, № 357.
26. SlyA, a MarR Family Transcriptional Regulator, Is Essential for Virulence in Dickeya dadan-tii 3937 / M.M. Haque [et al.] // Journal of Bacteriology. - 2009. - Vol. 191, № 17. - P. 5409-5418.
27. Ellison, D. W. Regulation of virulence by members of the MarR/SlyA family / D. W. Ellison, V. L. Miller // Current Opinion in Microbiology. - 2006. - Vol. 9, № 2. - P. 153-159.
28. Biofilms: Survival and defense strategy
for pathogens / A. Kumar [et al.] // International Journal of Medical Microbiology. - 2017. - Vol. 307, № 8. - P. 481-489.
29. Kharadi, R. R. Dissecting the process of xylem colonization through biofilm formation in Erwinia amylovora / R. R. Kharadi, G. W. Sundin // Journal of Plant Pathology. - 2020. - P. 1-9.
30. HosA, a Member of the SlyA Family, Regulates Motility in Enteropathogenic Escherichia coli / M. J. Ferrandiz [et al.] // Infection and Immunity. - 2005. - Vol. 73, № 3. - P. 1684-1694.
K. Yu. Pesotskaya, A. L. Lagonenko, A. N. Evtushenkov
DISCOVERING THE ROLE OF THE TRANSCRIPTIONAL REGULATOR MARR IN THE VIRULENCE OF PHYTOPATHOGENIC BACTERIA
ERWINIA AMYLOVORA
Belarussian State University 4 Nezavisimosty Ave., 220030 Minsk, Republic of Belarus e-mail: karina345678@mail.ru
In this study, we have demonstrated that a mutation in the transcriptional regulator MarR gene of Erwinia amylovora is of a pleiotropic effect. E. amylovora AmarR bacteria are characterized by reduced virulence in relation to vegetative pear plants, decreased production of levan exopolysaccharide and decreased motility. In addition, it has been shown that mutant's cells synthesize a greater amount of cellulose in comparison with the cells of wild-type bacteria. Thus, MarR is an important transcriptional regulator involved in the regulation of the synthesis of a large group of factors associated with Erwinia amylovora virulence.
Keywords: Erwinia amylovora, transcriptional regulator, fire blight, virulence factors, deletion mutant.
Дата поступления в редакцию: 2 сентября 2021 г.
