CC BY
15беременных женщин, выявление случаев краснухи среди них, безусловно, важное мероприятие по предупреждению рождения детей с патологией, но есть более надежное мероприятие, которое обходится значительно дешевле и семье, и государству — это вакцинация. Практическое здравоохранение и служба надзора за краснухой должны искать пути увеличения числа вакцинированных против краснухи и, в первую очередь, молодых женщин.
Таким образом, проведенные исследования показали, что ежегодно около 30% женщин прерывают беременность на разных сроках по причине заболевания краснухой. Заболевшие краснухой беременные женщины в основном оказались не привитыми против этой инфекции. Профилактика рождения детей с ВКИ/СВК во многом зависит от санитарно-просветительской работы среди населения (прежде всего девушек и женщин детородного возраста) и медицинских работников.
ЛИТЕРАТУРА
1. Бичурина М.А., Лялина Л.В., Лаврентьева И.Н. и др. Краснуха: эпидемиология, лабораторная диагностика и профилактика в условиях спорадической заболеваемости. В: Аналитический обзор. НИИЭМ им.Пастера, 2010, с. 14-22.
2. Заргарьянц А.И., Селезнева Т.С., Титова Н.С. Краснуха: современная ситуация. Эпидемиология и вакцинопрофилактика, 2001, 1: 28.
3. Зверев В.В., Десятскова Р.Г. Врожденная краснуха. Вакцинация. Новости вакцинопрофилактики. 2004, 6: 7-8.
4. Методические указания «Эпидемиологический надзор за врожденной краснухой». МУ 3.1.2.235608, 2008.
5. Кущ Н.С., Герасимова А.Г., Цвиркун О.В., Тихонова Н.Т. Состояние заболеваемости краснухой в Российской Федерации на современном этапе. Жизнь без опасностей. Здоровье. Профилактика. Долголетие. 2011, VI (3): 82-85.
6. Селезнева ТС., Заргарьянц А.И., Яковлева И.В., Белевская А.А.. Современная ситуация по заболеваемости краснухой на территории Российской Федерации. Эпидемиология и вакцинопро-филактика. 2009, 5 (48): 9-19.
7. Учайкин В.Ф. Почему надо прививать от краснухи. Вакцинация. Новости вакцинопрофилактики. 1999, 1: 4.
8. Поляков В.Е., Смирнова ТН., Казакова С.И. и др. Актуальные проблемы краснушной инфекции. Педиатрия. 2004, 1: 84-90.
Поступила 12.06.13 С переработки 24.10.13
Контактная информация: Кущ Н.С.,
125212, Москва, ул. адмирала Макарова, 10, р.т. (495)452-18-09
© КОЛЛЕКТИВ АВТОРОВ, 2014
С.И.Сыромятникова, В.Б.Пантюхов, И.В.Шатохина, М.А.Тимофеев, Т.Е.Сизикова, С.В.Борисевич
ИЗУЧЕНИЕ ЧУВСТВИТЕЛЬНОСТИ ЛАБОРАТОРНЫХ ЖИВОТНЫХ К ВОЗБУДИТЕЛЮ АРГЕНТИНСКОЙ ГЕМОРРАГИЧЕСКОЙ ЛИХОРАДКИ
НИЦ 33 Центрального научно-исследовательского испытательного института, Сергиев Посад, Московская обл.
Цель. Изучение чувствительности лабораторных животных к возбудителю Аргентинской геморрагической лихорадки. Материалы и методы. Вирус Хунин штамм XJ P37 получен из Государственной коллекции возбудителей вирусных геморрагических лихорадок I группы патогенности НИЦ 33 ЦНИИИ. В опытах была использована культура вируса Хунин штамм XJ P37 с биологической активностью 5,2 lg БОЕхмл-1. Мыши (2 — 4 и 7 — 14-дневного возраста), морские свинки массой 250 — 300 г, кролики породы шиншилла массой 1,8 — 2,5 кг, обезьяны яванские макаки мaccой 2,0 — 3,0 кг получены из вивария НИЦ 33 ЦНИИИ. Культуры клеток Vero (B) и GMK-AH-ЦД) получены из коллекции культур клеток НИЦ 33 ЦНИИИ. Расчет биологической активности вируса Хунин проводили по методике Кербера в модификации И.П. Ашмарина. Результаты. После интраназально-го и внутрибрюшинного инфицирования морских свинок, внутримышечного, внутрибрюшинного
и подкожного способа инфицирования кроликов, внутримозгового и интраназального инфицирования мышей в дозах от 0,4 до 1,0х105 БОЕ летальность животных составила от 12,5 до 50%. Гибели инфицированных обезьян после внутримышечного введения вируса в дозе 1,0х104 БОЕ не наблюдали. У 100 % выживших животных регистрировали формирование вируснейтрализующих антител. Заключение. В результате оценки чувствительности лабораторных животных к вирусу Хунин выявлено, что интрацеребрально зараженные мыши могут быть использованы для поддержания культур возбудителя, инфицированные морские свинки — для получения вируссодержащих культур и моделирования проявления инфекции у человека. Внутримышечно инфицированные кролики могут быть использованы для получения гипериммунных сывороток.
Журн. микробиол., 2014, № 4, С. 53—57
Ключевые слова: вирус Хунин, Аргентинская геморрагическая лихорадка, лабораторные животные, определение биологической активности вируса
S.I.Syromyatnikova, V.B.Pantyukhov, I.V.Shatokhina, M.A.Timofeev, T.E.Sizikova, C.V.Borisevich
STUDY OF SENSITIVITY OF LABORATORY ANIMALS TO A CAUSATIVE AGENT OF ARGENTINE HEMORRHAGIC FEVER
Scientific Research Center of the 33rd Central Scientific Research Test Institute, Sergiev Posad, Moscow Region, Russia
Aim. Study sensitivity of laboratory animals to a causative agent of Argentine hemorrhagic fever. Materials and methods. Junin virus strain XJ P37 was obtained from the State Collection of Causative Agents of Viral Hemorrhagic Fevers of the Pathogenicity Group I ofScientific Research Center of the 33rd Central Scientific Research Test Institute (SRC of the33rd CSRTI). Junin virus strain XJ P37 culture with biological activity of 5.2 lg PFU x ml was used in the experiments. Mice (2 — 4 and 7 — 14 days old), guinea pigs (250 — 300 g), 1.8 — 2.5 kg shinshilla breed rabbits, 2.0 — 3.0 kg javanese macaque monkeys were obtained from vivarium of the SRC of the 33rd CSRTI. Vero (B) and GMK-AH-1 (D) cell cultures were obtained from cell culture collection of the SRC of the 33rd CSRTI. Biological activity calculation of Junin virus was carried out by Kerber in I.P. Amsharin modification. Results. Lethality in animals was from 12.5 to 50% after intranasal and intraperitoneal infection of guinea pigs, intramuscular, intraperitoneal and subcutaneous infection of rabbits, intracerebral and intranasal infection of mice at the doses from 0.4 to 1.0 x 105 PFU. Death of infected monkeys after intramuscular administration of the virus at 1.0 x 104 PFU dose was not observed. In 100% of surviving animals formation of virus-neutralizing antibodies was registered. Conclusion. Evaluation of sensitivity of laboratory animals to Junin virus has shown that intracerebrally infected mice may be used to maintain causative agent culture, infected guinea pigs — to prepare virus-containing cultures and modelling infection exacerbation in humans. Intramuscularly infected rabbits may be used to obtain hyper-immune sera.
Zh. Mikrobiol. (Moscow), 2014, No. 4, P. 53—57
Key words: Junin virus, Argentine hemorrhagic fever, laboratory animals, virus biological activity determination
Анализ данных литературы свидетельствует о чувствительности ряда лабораторных животных (новорожденные мыши BALB/с, крысята 10-дневного возраста, морские свинки, обезьяны (Cebus paello, Callihrix jacchus, Macaca mulatus)) к возбудителю Аргентинской геморрагической лихорадки (АГЛ) [4 — 10, 12]. Однако зарубежными специалистами до настоящего времени не был предложен наиболее адекватный вид животных для изучения эффективности создаваемых медицинских средств защиты (вакцина, иммуноглобулин, химиопрепарат, интерферон и его индуктор).
Целью данной работы явилось изучение чувствительности лабораторных животных к вирусу Хунин.
В эксперименте использовали вирус Хунин штамм XJ P37, полученный из Государственной коллекции возбудителей вирусных геморрагических лихорадок I группы пато-генности НИЦ 33 ЦНИИИ с исходной биологической активностью 3,0 lg БОЕхмл-1. После освежения исходной культуры вируса Хунин в культуре клеток Vero (B) была получена биомасса возбудителя с биологической активностью 5,2 lg БОЕхмл-1.
Использовали беспородных мышей-сосунков 2 — 4-суточного возраста, беспородных белых мышей отъемышей 1 — 2-недельного возраста; беспородных морских свинок массой от 200 до 250 г обоего пола; кроликов породы шиншилла массой от 1,8 до 2,5 кг обоего пола; обезьян яванских макак массой от 2 до 3 кг. Все виды животных получены из вивария НИЦ 33 ЦНИИИ, Уход за инфицированными животными и работу с ними осуществляли в условиях лаборатории с уровнем биобезопасности Р-4 и с соблюдением «Правил работ с использованием экспериментальных животных». Умерщвление выживших животных осуществляли эфиром для наркоза.
Работу проводили на постоянных линиях клеток Vero (B), GMK-AH 1(Д) трехсуточного возраста, полученных из отдела биотехнологии культур клеток НИЦ 33 ЦНИИИ.
Использовали куриные эмбрионы КЭ трехсуточного возраста от кур породы леггорн.
Использовали различные способы инфицирования лабораторных животных: мыши — интрацеребрально, интраназально; морские свинки — внутрибрюшинно, интраназаль-но; кролики — подкожно, внутрибрюшинно, внутримышечно; обезьяны — внутримышечно.
Специфичность гибели животных подтверждали методом негативных колоний в монослое культуры клеток GMK — AH — 1 (Д) под агаровым покрытием, инфицированной суспензией головного мозга мышей-сосунков или печени морских свинок и кроликов соответственно. Животное считали погибшим специфически, если на инфицированном монослое образовывались негативные колонии.
У морских свинок, кроликов, обезьян измеряли ректальную температуру в течение 21 суток, отбирали пробы крови для определения вирусемии и вируснейтрализующих антител. За клиническими проявлениями инфекции наблюдали в течение 30 суток (период наблюдения).
В динамике оценивали уровень накопления вируса в пробах головного мозга живых и погибших мышей-сосунков и отъемышей при инфицировании в головной мозг и интраназально. Наличие вируса в моче мышей отъемышей определяли через 21 сутки после интраназального введения 2х103 БОЕ вируса Хунин.
Уровень накопления вируса в пробах печени, селезенки, легкого живых и погибших морских свинок оценивали в динамике после внутрибрюшинного и интраназального инфицирования.
В желточный мешок КЭ вводили по 0,5 мл разведений инфицирующего материала. Инкубирование КЭ проводили в течение 10 суток при температуре от 36,5 до 37,5°C и относительной влажности от 50 до 60%. Инфицированные КЭ отбирали на 2, 4, 6, 8, 10 сутки после заражения и хранили в холодильнике при температуре от 2 до 6°C до проведения исследований.
Постановку реакции нейтрализации осуществляли в модификации: разведения сыворотки — постоянная доза вируса [2]. Концентрацию вируса в партиях с иммунной и контрольной сыворотками крови определяли подсчетом негативных колоний на монослое клеток GMK — AH-1 (Д) под агаром. Титр вируснейтрализующих антител (ВНА) определяли как величину наибольшего разведения антисыворотки, подавляющей количество негативных колоний на 50 % и более по сравнению с контролем (нормальной сывороткой крови животного).
Уровень накопления вируса в вируссодержащих материалах определяли подсчетом негативных колоний на монослое клеток Vero (B) или GMK- AH-1 (Д) под агаром. Определение биологической активности вируса Хунин при титровании на культурах клеток проводили по методике Кербера в модификации И.П. Ашмарина [1].
При оценке экспериментальной формы инфекции АГЛ установлено, что лабораторные животные на введение вируса Хунин реагируют различно. У морских свинок, инфицированных внутрибрюшинно или интраназально, лихорадочная реакция была выявлена в 62,5 — 100% случаев. Гибель морских свинок при внутрибрюшинном и интраназальном способах заражения была примерно одинаковой и составляла от 12,5 до 50%. Летальность у кроликов при внутрибрюшинном и подкожном способах инфицирования составила 18,7
и 33,3% соответственно при высоком уровне лихорадки (от 81,3 до 100%). При внутримышечном инфицировании вирусом в очень высокой дозе (1,0х105 БОЕ) у половины взятых в опыт кроликов фиксировали только повышенную до 40,1°C температуру при отсутствии гибели животных. Невысокой летальностью (от 12,5 до 50%) отреагировали мыши отъе-мыши на интраназальное инфицирование вирусом в дозах от 2,0х102 до 2,0х103 БОЕ. При инфицировании в мозг мышей отъемышей вирусом Хунин в дозе 0,4 БОЕ летальность составила 12,5% случаев. Такой же эффект наблюдали у этих животных при интраназаль-ном введении вируса в дозе, в 500 раз превышающей вводимую интрацеребрально. У мышей-сосунков при интрацеребральном способе инфицирования в дозе 2,0х103 БОЕ летальность составила 37,5%, в то время как при интраназальном инфицировании гибель отсутствовала. Обезьяны яванские макаки на внутримышечное заражение вирусом в дозе 1,0х104 БОЕ не отреагировали.
Для выявления вируса Хунин в головном мозге белых мышей в динамике инфекции оценивали накопление возбудителя на 6, 7 и 8 сутки после заражения. У мышей-сосунков и отъемышей возбудитель накапливался не выше 3,3 lg БОЕхг-1.
У инфицированных морских свинок возбудитель выявляли в крови, тканях печени, селезенки, легкого. При интраназальном заражении дозой 2,5х104 БОЕ в печени погибших животных вирус накапливался до 4,0 lg БОЕхг-1, в селезенке и в легком — до 2,4 — 2,5 lg БОЕхг-1. Максимальный уровень накопления (5,3 lg БОЕхг-1) вируса Хунин был выявлен в печени погибших и умерщвленных морских свинок на 8 сутки при внутрибрюшинном заражении. В селезенке морских свинок уровень накопления вируса составил 4,2 lg БОЕхг-1.
При оценке накопления вируса Хунин в КЭ было выявлено, что репродукции вируса в КЭ практически не происходит: даже после введения в желточный мешок 5,3 lg БОЕ концентрация вируса в пределах срока наблюдения постоянно снижалась.
Изучение чувствительности лабораторных животных к возбудителю АГЛ и выбор наиболее чувствительного вида животного необходимы для оценки эффективности создаваемых медицинских средств защиты в отношении данной аренавирусной инфекции.
В связи с невысоким уровнем накопления вируса Хунин в головном мозге мышей их целесообразно использовать лишь для поддержания возбудителя в лабораторных условиях и приготовления музейных культур, поскольку эти животные наиболее близки к естественным хозяевам возбудителя АГЛ [6].
В наших экспериментах при инфицировании мышей вирус Хунин выделялся от животных с мочой в течение, как минимум, 21 суток (срок наблюдения). Полученные результаты согласуются с данными литературы [3], свидетельствующими о том, что при интраназальном инфицировании взрослых Сalomus musculinus с 21 по 150 день у половины животных выявлены персистенция вируса и его выделение с мочой и слюной. Это свидетельствует о высокой эпидемиологической опасности инфицированных грызунов как распространителей АГЛ в естественных условиях.
У яванских макаков при внутримышечном инфицировании вирусом Хунин штамм XJ P37 в течение всего периода наблюдения не было выявлено внешних признаков заболевания. Это обстоятельство свидетельствует о том, что данный штамм вируса Хунин ави-рулентен для обезьян яванских макаков. В то же время, в зарубежной литературе [12] представлены данные о выраженной реакции обезьян Cebus paello, Callihrix jacchus, Macaca mulatus на инфицирование культурами штаммов XJ и Romero, из чего следует, что использование яванских макаков для моделирования АГЛ с использованием культуры штамма XJ P37 вируса Хунин нецелесообразно.
Обезьяны, кролики и морские свинки отреагировали выработкой вируснейтрализую-щих антител в сыворотке крови, взятой на 21 день после инфицирования, что согласуется с данными литературы [11] об иммунном ответе животных на введение вируса Хунин.
Проведенные исследования по оценке чувствительности лабораторных животных к возбудителю АГЛ позволяют сделать следующие выводы: интрацеребрально зараженные мыши могут быть использованы для поддержания культур штаммов возбудителя; внутри-брюшинно или интраназально инфицированные морские свинки вирусом Хунин в высоких дозах могут использоваться для получения вируссодержащих культур и моделирования
проявления инфекции у человека; внутримышечно инфицированные кролики могут использоваться для получения гипериммунных сывороток.
ЛИТЕРАТУРА
1. Ашмарин И.П., Воробьев А.А. Статистические методы в микробиологических исследованиях. Л., 1962.
2. Руководство по лабораторной диагностике вирусных и риккетсиозных болезней. П.Ф. Здродовский (ред.). М., 1965.
3. Alche L.E., Coulombie F.C., Coto C.E. Isolation of Junin virus from blood and peripheral lymphocytes of infected Calomus musculinus. Rev. Argent. Microbiol. 1985, 17 (3): 177-181.
4. Berria M.I., Caccuri R.L., Blejer J.L., Iacono R.F. Neural spread of Junin virus in intraperitoneally inoculated rats. Medicina. 1994, 54 (4): 331-339.
5. Boxaca M.C., Gomez M.M., Malumbres E. Congenital guinea pig infection with attenuated Junin virus strains. Intervirology. 1985, 23 (4): 190-198.
6. Lassere A., Cebral E., Vitullo A.D. Superevoluation in vesper mice, Calomus laucha — an important biomedical model for hantavirus and arenavirus (Rodentia — Sigmodontinae). Lab. Anim. 1999, 33 (4): 372-379.
7. Mills J.N., Ellis B.A., Childs J.E. et al. Prevalence of infection with Junin virus in rodent populatios in the epidemic arca of Argentine hemorrhagic fever. Am. J. Trop. Med. Hyg. 1994, 51 (5): 554-562.
8. Peters E.L., Jahrling P.B., Liu C.T et al. Experimental studiens of arenaviral hemorrhagic fevers. Curr. Top. Microbiol. Immunol. 1987, 134: 5-68.
9. Remesar M.C., Blejer J.L., Nejamkis M.R. Immunophatology induced in the rad by Junin virus. Rev. Argent. Microbiol. 1990, 22 (4): 208-211.
10. Weissenbacher M.C., Lascano E.E., Avila M.M., Berria M.I. Chronic neurologic disease in Junin virus-infected rats. J. Med.Virol. 1986, 20 (1): 57-65.
11. Weissenbacher M.C., De Guerrero L.B., Boxaca M.C. Experimental biology and pathogenesis of Junin virus infection in animals and man. Bull. World Health Organ. 1975, 52: 507-515.
12. Yun N.E., Linde N.S., Dziuba N. et al. Pathogenesis of XJ and Romero strains of Yunin virus in two strains of guinea pigs. Am. J. Trop. Med. Hyg. 2008, 79 (2): 275-282.
Поступила 17.10.13
Контактная информация: Сыромятникова Светлана Ивановна, к.б.н.,
141306, Сергиев Посад-6 Московской области, р.т. (496)552-12-06
©КОЛЛЕКТИВ АВТОРОВ, 2014
О.А.Рыковская1, А.Б.Мазрухо1, Л.М.Смоликова1, Е.В.Монахова1, О.С.Чемисова1, О.А.Подойницына1, А.В.Алленов2, Т.В.Хоменко2, А.Я.Жиров2, Е.М.Санамянц1, Н.Е.Гаевская1, Т.А.Кудрякова1, Р.Р.Даликова1, М.М.Сагакянц1
VIBRIO PARAHAEMOLYTICUS СЕРОГРУППЫ О3:К6 - ВОЗБУДИТЕЛЬ ВСПЫШЕК ПИЩЕВОЙ ТОКСИКОИНФЕКЦИИ В ПРИМОРСКОМ КРАЕ РОССИЙСКОЙ ФЕДЕРАЦИИ
!Ростовский-на-Дону противочумный институт, 2Приморская противочумная станция, Уссурийск
Цель. Сравнительная оценка биологических свойств парагемолитических вибрионов, обусловивших вспышки и спорадические случаи пищевой токсикоинфекции в Приморском крае в 2012 году и в предыдущие годы. Материалы и методы. Изучено 40 клинических штаммов Vibrio parahae-molyticus, выделенных в 2012 г., в сравнении с 62 штаммами из этого региона, охарактеризованных нами ранее. Вирулентность оценена комплексным методом: гемолитическую активность определяли в тесте Канагава (КР), уреазную — на среде Кристенсена. Серотипирование осуществляли с помощью коммерческого набора О/К-сывороток. ПЦР-генотипирование проведено по маркерным генам семи островов патогенности (VPaI-1—7). Результаты. Все штаммы, выделенные от больных в 2012 г., обладали КР-позитивным и уреазонегативным фенотипом, принадлежали к серогруппе О3:К6 и содержали маркерные гены семи VPaI, что позволило считать их представителями «пан-демичного» клона, как и другие клинические штаммы из этого региона. Однако среди штаммов 2012 г. выявлено увеличение числа антибиотикорезистентных вариантов по сравнению с изолятами 1997 г. Заключение. Полученные данные свидетельствуют о риске распространения «пандемичного» клона V. parahaemolyticus в Дальневосточном регионе России, об опасной тенденции формирования
