CC BY
52
УДК 543.94
Вестник СПбГУ. Сер. 4. 2013. Вып. 2
А. А. Шадрина, В. В. Малев, Т. Г. Никифорова, В. В. Зигель, А. Г. Пилип
ИСПОЛЬЗОВАНИЕ НАНОКОМПОЗИТОВ НА ОСНОВЕ ПОЛИ(3,4-ЭТИЛЕНДИОКСИТИОФЕНА) В ФЕРМЕНТНЫХ АМПЕРОМЕТРИЧЕСКИХ БИОСЕНСОРАХ*
Специфической физиологической особенностью нейротоксинов (фосфорорганиче-ских соединений, карбаматов и др.) является их способность влиять на передачу нервных импульсов, ингибируя ферменты холинэстеразы (ацетилхолинэстеразу и бутирил-холинэстеразу), катализирующие гидролиз ацетилхолина в нервной ткани и в эритроцитах. На этом свойстве ферментов основаны многие биоаналитические устройства [1—4].
Общая схема анализа объектов на присутствие нейротоксинов амперометрическим методом с использованием холиноксидазных ферментных электродов заключается в следующем. Проба, содержащая фермент бутирилхолинэстеразу (БХЭ), находится в контакте с потенциальным ингибитором в течение определённого времени. При этом часть БХЭ ингибируется, оставшаяся часть при добавлении пробы в ячейку катализирует гидролиз бутирилхолина (БХ) до холина и масляной кислоты по реакции
Бутирилхолин + H2O ВХЭ> холин + масляная кислота. (1)
(БХ гидролизуется и в отсутствие фермента, но в гораздо меньшей степени).
Накопившийся холин окисляется кислородом воздуха с образованием пероксида водорода:
Холин + H2O + 2O2 — бетаин + 2H2O2. (2)
Этот процесс катализирует холиноксидаза (ХО), иммобилизированная на электроде.
Аналитический отклик пропорционален току анодного окисления пероксида водорода:
H2O2 ^ O2 + 2H+ + 2e-. (3)
Результат сравнивается с откликом для пробы, не содержащей ингибитор, с такой же концентрацией БХЭ. Чем выше концентрация токсина, тем меньше остаточная активность БХЭ, а значит, меньше выделяется холина и пероксида водорода, следовательно, ниже аналитический отклик электрода [5].
В работе [6] описана следующая конструкция холиноксидазного биосенсора. На пла-нарный графитовый электрод (G), выполненный методом трафаретной печати ("screen printed"), наносится пероксидчувствительный слой диоксида марганца, далее формируются полиэлектролитные плёнки методом послойного нанесения [7] (рис. 1).
Анна Анатольевна Шадрина — аспирантка, Санкт-Петербургский государственный университет; e-mail: [email protected]
Валерий Вениаминович Малев — доктор химических наук, Санкт-Петербургский государственный университет; e-mail: [email protected]
Тамара Григорьевна Никифорова — кандидат химических наук, Санкт-Петербургский государственный университет; e-mail: [email protected]
Владислав Владимирович Зигель — кандидат химических наук, Санкт-Петербургский научно-исследовательский центр экологической безопасности Российской академии наук (НИЦЭБ РАН); e-mail: [email protected]
Анна Георгиевна Пилип — младший научный сотрудник, Санкт-Петербургский научно-исследовательский центр экологической безопасности Российской академии наук; e-mail: [email protected]
* Работа выполнена при поддержке гранта РФФИ № 10-08-00895-а.
© А. А. Шадрина, В. В. Малев, Т. Г. Никифорова, В. В. Зигель, А. Г. Пилип, 2013
графит MnÜ2 ПДДА ПАСК ПДДА ПАСК ПДДА ХО ПДДА ХО ПДДА ХО
Рис. 1. Схематическое изображение холиноксидазного электрода: ПДДА — полидиаллилдиметиламмоний хлорид; ПАСК — полианетолсульфокислота; ХО — холиноксидаза
Такая конструкция биосенсора обеспечивает его высокую чувствительность и воспроизводимость. Данные электроды обладают быстрым аналитическим откликом и хорошими техническими характеристиками. Это делает возможным их использование для оценки влияния ингибиторов на активность бутирилхолинэстеразы. Отклик электрода пропорционален концентрации выделяющегося в процессе ферментативных реакций (1), (2) пероксида водорода. Вместе с тем изготовление такого электрода достаточно трудоёмко, и желательно упрощение его композиционного состава за счёт той или иной модификации процедуры его подготовки.
Полимерные материалы и различные композиты на их основе давно применяются для модификации электродов. В литературе описано множество примеров использования проводящих полимеров в амперометрических, потенциометрических, колориметрических и оптических биосенсорах, служащих для селективного определения глюкозы, лактатов, холестерина, в иммуносенсорах, ДНК биосенсорах, биосенсорах для экологического мониторинга [8, 9]. Основной задачей нашего исследования являлась разработка конструкции холиноксидазного биосенсора для определения нейро-токсинов, с использованием полимерных плёнок поли(3,4-этилендиокситиофена) (PE-DOT). Эти плёнки обладают стабильными электрохимическими откликами, что имеет практическое значение для их применения в биосенсорах [10, 11]. На основе PEDOT синтезированы различные нанокомпозитные материалы, в частности PEDOT/Au [12] и PED0T/Mn02 [13, 14], которые могут быть использованы в качестве пероксидчув-ствительного слоя и (или) служить основой для иммобилизации молекул фермента, так как известно, что наночастицы золота способствуют иммобилизации ферментов [15, 16], а диоксид марганца катализирует процесс окисления пероксида [6, 17].
Экспериментальная часть. В работе использовали следующие реактивы: холиноксидаза (Е.С. 1.1.3.17), активность 11,6 U/мг (Fluka); бутирилхолинэстераза из плазмы крови лошади (ЕС 3.1.1.8), активность 264 U/мг (Sigma-Aldrich); холин хлорид (Sigma-Aldrich); глутаровый альдегид — водный раствор 50 мас. % (Sigma-Aldrich); HEPES — буферный раствор (0,005М HEPES + 0,003М KCl, рН = 7,5) (Sigma-Ald-rich); полидиметилдиаллиламмоний хлорид — водный раствор 20 мас. % (ПДДА, Mr = 400000 + 500000 г/моль) (Sigma-Aldrich); полианетолсульфонат натрия (ПАСН) (Serva) и 3,4-этилендиокситиофен (EDOT) (Sigma-Aldrich).
Исследования проводили на потенциостате IPC2000 с программным управлением по двух- или трёхэлектродной схеме в ячейке без разделения анодного и катодного пространств. Подложкой для рабочих электродов служили графитовые электроды, выполненные методом трафаретной печати ("screen printed"). Площадь рабочей поверхности электродов ограничивалась с помощью диэлектрического скотча и составляла 0,03 см2. В случае использования трёхэлектродной схемы вспомогательным электродом служила запаянная в стеклянную трубку платиновая проволока. При измерениях по двухэлек-тродной схеме вспомогательным электродом и электродом сравнения выступал хлорсе-ребряный электрод (серебряная проволока площадью 1,5 см2, покрытая слоем AgCl), опущенный в рабочий раствор. Все значения потенциала в работе приводятся относительно хлорсеребряного электрода сравнения (х.с.э.).
Плёнку PEDOT синтезировали по трёхэлектродной схеме в гальваностатическом режиме при плотности тока 0,6 мА/см2 в течение 20-300 с в растворе, содержащем 0,05М мономера EDOT и 0,5М безводного LiClO4 в ацетонитриле (область изменения потенциала при этом была 1,02-0,92 В) [18]. Композит G/PEDOT/Au получали путём внедрения частиц золота из раствора, содержащего 1 • 10~3М HAuCl4 + 0,1М H2SO4, в течение 60 с бестоковым методом в предварительно восстановленную (в растворе 0,1М H2SO4 в течение 100 с при потенциале —0,45 В) плёнку PEDOT, за счёт высокой окислительной способности катионов Au3+ [19].
В работе были изготовлены и исследованы электроды нескольких видов, содержащие наночастицы золота:
1) планарные электроды на основе нанокомпозита G/PEDOT/Au (нанесение частиц золота в бестоковом режиме в течение 60 с);
2) электроды, покрытые диоксидом марганца (путём нанесения золя) с наночастица-ми золота G/MnO2/Au, нанесёнными электрохимически из раствора 1 -10~3М HAuCl4 + + 0,1M H2SO4 при потенциале E = —0,2 В в течение 30-300 с. Золь диоксида марганца, смешивая растворы KMnO4 (2,5 • 10~4М) и (Ac)2Mn (3,8 • 10~4М), получали по реакции
3(CH3COO)2Mn • 4H2O + 2KMnO4 ^ 5MnO2 + 2CH3COOK + 4CH3COOH + 2H2O. (4)
Получившийся раствор наносили на электроды по 10 мкл на каждый, высушивали, промывали водой и выдерживали 1 ч при 60 °С;
3) электроды с наночастицами золота G/Au (нанесёнными электрохимически из раствора 1 • 10~3М HAuCl4 + 0,1М H2SO4 при потенциале E = —0,2 В в течение 30-120 с).
На всех золотосодержащих электродах определяли активность в реакции окисления пероксида водорода. Для этого в ячейку объёмом 1 мл наливали 990 мкл буфера HEPES и при перемешивании снимали зависимость тока от времени при потенциале +0,48 В по двухэлектродной схеме. После выхода значения тока на базовый уровень добавляли пероксид водорода. Во всех случаях были получены только слабые отклики на присутствие пероксида в концентрации 10~3М.
В отличие от золотосодержащих электродов на электродах конструкции G/MnO2/ /PEDOT (планарный графитовый электрод, модифицированный диоксидом марганца путём нанесения золя по реакции (4) и затем покрытый плёнкой PEDOT) были получены отклики на присутствие пероксида водорода в концентрации 10~5М.
Далее на электрод такой конструкции G/MnO2/PEDOT наносился слой ХО и проверялась его активность на присутствие холина. Для этого в ячейку наливали 990 мкл буфера HEPES и при перемешивании снимали зависимость тока от времени при потенциале +0,48 В по двухэлектродной схеме. После выхода значения тока на базовый уровень добавляли холин (раствор холина в буфере HEPES готовили непосредственно перед экспериментом) объёмом 10 мкл и концентрацией 10~3М (10~5М в ячейке). При этом наблюдалось резкое увеличение анодного тока, обусловленное окислением перок-сида водорода, образующегося на ферментном электроде из холина. Вид полученной зависимости показан на рис. 2.
Отклик изготовленных электродов G/MnO2/PEDOT/XO на присутствие холина в концентрации 10~5М составлял 1,35 мкА/см2, однако при повторном измерении отклик исчезал, так как ХО смывалась с электрода. Чтобы закрепить слой холинокси-дазы, фермент наносили на предварительно восстановленную или окисленную плёнку PEDOT, а также пробовали закреплять его при помощи глутарового альдегида. Перечисленные способы либо не позволяли достичь нужного результата, либо приводили
Рис. 2. Вид отклика холиноксидазного электрода на присутствие холина в концентрации 10~БМ:
0
200
400
600 t, с
момент введения холина указан стрелкой; г — плотность тока; Ь — время
к снижению чувствительности электрода. Без уменьшения откликов на присутствие холина фермент ХО удерживался только при нанесении его на слой поликатиона (ПД-ДА). Холиноксидаза при значении рН = 7,5 имеет суммарный отрицательный заряд глобулы. ПДДА был нанесён на электрод G/MnO2/PEDOT. Фермент удерживался на сенсоре в течение нескольких измерений. Отклики электрода на присутствие холина в концентрации 10~5М не падали и составляли порядка 0,67 мкА/см2.
Для увеличения чувствительности ферментного электрода был использован другой способ нанесения пероксидчувствительного слоя диоксида марганца, а именно, диоксид марганца был введён в плёнку PEDOT по следующей методике. Пленку PEDOT восстанавливали в растворе 0,1М H2SO4 в течение 300 с при потенциале —0,45 В. Затем электрод с восстановленной плёнкой PEDOT быстро переносили в 1 • 10~2М раствор KMnO4, где она подвергалась окислению в течение 10 мин. Наночастицы MnO2 формировались при восстановлении KMnO4 и, по-видимому, распределялись в порах матрицы PEDOT [13, 14]. Были получены электроды G/PEDOT/MnO2 с различной толщиной полимерной плёнки PEDOT и проведено исследование активности полученных электродов в реакции окисления пероксида водорода. Варьировалось время посадки плёнки PEDOT (от 20 до 300 с). На рис. 3 приведена зависимость отклика электрода G/PEDOT/MnO2 на введение в систему пероксида водорода в концентрации 10~5М от времени нанесения плёнки PEDOT на графитовую подложку. Как видно на графике, наблюдается зависимость с выраженным максимумом. В дальнейшем при изготовлении электродов плёнку PEDOT наносили в течение 50 с.
Измерения, проведённые при различных потенциалах электрода G/PEDOT/MnO2 при введении пероксида водорода в концентрации 10~5-10~3М, показали, что величина отклика на присутствие пероксида водорода не зависит от потенциала.
Была исследована зависимость токового отклика электрода с нанесённым пероксид-чувствительным слоем G/PEDOT/MnO2 от концентрации пероксида водорода. Отклик линейно возрастает с увеличением концентрации пероксида. Наименьшая концентрация пероксида, на которую реагирует данный электрод, — 10~7М (рис. 4).
Методом атомно-силовой микроскопии (АСМ) с помощью сканирующего зондового микроскопа Solver P47 (НТ-МДТ, Россия) в режиме полуконтактной АСМ на воздухе проведены исследования рельефа поверхности плёнок PEDOT и PEDOT/MnO2, нанесённых на высокоориентированный пиролитический графит (ВОПГ) (рис. 5 a, б). Были получены изображения методом сканирующей электронной микроскопии (СЭМ) c помощью сканирующего электронного микроскопа Carl Zeiss Supra 40 (Германия) (рис. 5 в, г). На всех изображениях видна ровная поверхность ВОПГ. Полимер покры-
Рис. 3. Зависимость отклика электрода G/PEDOT/MnO2 на введение в систему пероксида водорода в концентрации 10~БМ от времени нанесения плёнки PE-DOT:
г — плотность тока; Ь — время нанесения плёнки PEDOT
108-
20
40
60
г, с
80
100
4-
3-
3
И т 2 2
1-
0,6
С(Ы202)-10-3, м
Рис. 4. Зависимость отклика электрода G/PEDOT/MnO2 на введение в систему пероксида водорода от концентрации пероксида при потенциале +0,48 В (отн. х.с.э.): г — плотность тока; С(Ы2О2) — концентрация пероксида водорода; на врезке начальный участок зависимости
6
вает поверхность островковой плёнкой толщиной около 1 нм с утолщениями разной высоты, не превышающей 20 нм. На образцах с Мп02 присутствуют частицы разных размеров, возможно агрегаты. Высота самых больших объектов — до 200 нм. Фотографии позволяют полагать, что пероксидчувствительный слой PED0T/Mn02, благодаря подобной морфологии, имеет достаточно большую площадь активной поверхности, что немаловажно для гетерогенного катализатора.
На электрод с композитной плёнкой PED0T/Mn02 нанесены слои поликатиона ПД-ДА и холиноксидазы. На полученных электродах определены отклики на присутствие
Рис. 5. АСМ-изображения плёнок РЕБОТ (а) и РЕБ0Т/Мп02 (б) и СЭМ-изображения плёнок РЕБОТ (в) и РЕБ0Т/Мп02 (г) на поверхности ВОПГ:
двумерное представление поверхности, где высота показана цветом согласно приведённой справа линейке
холина в концентрации 10~5М (по 4 отклика в течение часа), уменьшение активности на следующий день на всех электродах было одинаковым.
Были сделаны электроды с композитом PEDOT/MnO2 с разным количеством слоёв холиноксидазы, закрепленной с помощью поликатиона (схемы 1-3), и их отклики на присутствие холина в концентрации 10~5М (по 4 отклика в течение часа) сравнивались с аналогичными откликами, полученными на электродах, выполненных по схеме 4 (см. рис. 1). Полученные данные приведены в табл. 1. Видно, что на всех электродах наблюдается приблизительно одинаковое уменьшение активности при хранении электродов в течение 14 дней при пониженной температуре (в холодильнике) в герметичной упаковке с осушителем.
Отклики на присутствие холина в концентрации 10~5М, полученные на электродах с двумя слоями холиноксидазы (схема 2), были примерно равны откликам, полученным на биосенсорах, выполненных по схеме 4 (см. рис. 1) и содержащих три слоя ХО. При этом электроды, изготовленные по схеме 2, значительно стабильнее [20].
На полученных электродах G/PED0T/Mn02/(ПДДА/Х0)2 определили ингибиторы ХЭ. Ферментные электроды, изготовленные по схеме 2, были протестированы с использованием растворов ингибиторов холинэстераз известной концентрации (хлорпи-рифос и диазинон).
Относительная остаточная активность фермента бутирилхолинэстеразы (БХЭ), которая пропорциональна содержанию ингибитора, определялась следующим образом:
Таблица 1
Средние отклики электродов на присутствие холина в концентрации 10-5М
Отклики, нА/см2
Время измерения Схема 1 (1 слой фермента) Схема 2 (2 слоя фермента) Схема 3 (3 слоя фермента) Схема 4 (3 слоя фермента)
В день изготовления 1300 ±170 2000 ± 300 1330 + 300 2000 + 600
Через день 630 ± 30 ИЗО ± 300 670 + 170 770 + 170
Через 5 дней 370 ± 30 670 + 170 400 + 100 500 + 170
Через 7 дней 170 ± 30 670 ± 30 200 + 30 270 + 60
Через 17 дней 130 ± 30 430 ± 30 130 + 30 230 + 30
Схема 1: G/PED0T/Mn02/ПДДА/Х0; схема 2: G/PEDOT/MnO2/(ПДДА/ХО)2; схема 3: О/РЕБОТ/МпО2/(ПДДА/ХО)з; схема 4: G/Mn02/(ПДДа/пАСК)2/(ПДДА/ХО)з (см. рис. 1).
в ячейку вводили раствор бутирилхолина (БХ) в буфере НЕРЕБ (БХ в концентрации 6 • 10~5М) и снимали зависимость тока от времени при потенциале +0,48 В. После выхода кривой, характеризующей спонтанный гидролиз БХ (участок аЬ на рис. 6), на постоянный уровень вводили в ячейку пробу, при этом сначала, как видно, наблюдается резкое уменьшение тока, связанное с разбавлением раствора, а затем угловой коэффициент зависимости тока от времени резко возрастает (участок е^.
Проба представляла собой раствор токсина определённой концентрации с добавкой фермента БХЭ в концентрации 10~10М в буфере НЕРЕБ. Время инкубации пробы составляло 30 мин. Часть БХЭ в пробе была ингибирована токсином, оставшаяся часть при добавлении пробы в ячейку катализирует гидролиз БХ до холина и масляной кислоты согласно реакции (2). Из зависимости тока от времени получали угловые коэффициенты наклона прямолинейных участков до и после ^ф) введения пробы в ячейку. Затем рассчитывали величины Дtg = tgф — tgc (ферментативная скорость гидролиза БХ) и Е = Д tg/К, где Е — остаточная активность фермента БХЭ, а К — значение токового отклика (нА) данного электрода на присутствие холина в концентрации 10~5М (определялось предварительно).
Результат сравнивали с активностью неингибированного фермента Ео, рассчитанной тем же способом для пробы, не содержащей токсина, с такой же концентрацией БХЭ (10~10М). Относительная остаточная ферментативная активность Е/Е0 • 100 %.
Рис. 6. Вид отклика холиноксидазного биосенсора на введение в систему фермента БХЭ в пробе без ингибитора (Е0) и в присутствии ингибитора (Е):
момент введения пробы указан стрелкой; г — плотность тока; Ь — время
14-
12-
¡10-
8-
6-
Е
1000 1500 2000 I, с
В табл. 2 приведены значения остаточной ферментативной активности БХЭ при различных концентрациях хлорпирифоса и диазинона, полученные на электродах, выполненных по схеме 2. В то же время данные ингибиторы были определены при помощи электродов, выполненных по схеме 4 (см. рис. 1). Полученные результаты также приведены в таблице.
Таблица 2
Зависимость относительной остаточной ферментативной активности БХЭ от концентрации ингибиторов
Концентрация Остаточная активность, %
Ингибитор ингибитора С/Мп02/(ПДДА/ПАСК)2/ G/PEDOT/MnOa/
в пробе, 10~9М / (ПДДА/ХО)з /(ПДДА/ХО)2
Хлорпирифос 0,30 78 67
Хлориирифос 0,50 73 61
Хлорпирифос 0,70 57 47
Хлорпирифос 1,00 47 33
Диазинон 0,07 84 86
Диазинон 0,10 80 82
Диазинон 0,30 71 75
Диазинон 0,50 50 38
Результаты исследования показали, что ферментные электроды, модифицированные нанокомпозитом PEDOT/MnO2, реагируют на присутствие ингибиторов БХЭ в пробе в концентрациях порядка 0,1 • 10~9М и выше. Показания электродов, выполненных по схемам 2 и 4, различаются не более чем на 15 %.
Выводы.
1. Отработана технология изготовления ферментных электродов на основе наноком-позита PEDOT/MnO2.
2. Полученные биосенсоры показывали отклики на присутствие холина в концентрации 10~5М. Они обладают хорошей операционной стабильностью, технологичны в изготовлении и могут быть предложены для детекции нейротоксинов.
3. C помощью ферментных электродов, выполненных по схеме G/PEDOT/MnO2/ /(ПДДА/ХО)2, возможно определение ингибиторов БХЭ в концентрации 0,1 • 10~9М и выше.
Выражаем благодарность сотрудникам кафедры химической энзимологии МГУ за проведение экспериментов по исследованию рельефа поверхности плёнок PEDOT и PEDOT/MnO2 методами АСМ и СЭМ.
Литература
1. Makower A., BarminA., Morzunova T., Eremenko A. Affinity enzymometric assay for detection of organophosphorus compounds // Anal. Chim. Acta. 1997. Vol. 357. P. 13-20.
2. Гиндилис А. Л., КурочкинИ. Н. Potentiometric electrodes for determining choline, butyryl-choline and cholinesterase inhibitors // Прикладная биохимия и микробиология. 1998. Т. 34, № 3. С. 326-331.
3. Ерёменко А. В., Курочкин И. Н., Сиголаева Л. В. Автоматический проточно-инжекцион-ный экспресс-анализатор фосфорорганических соединений и других ингибиторов холинэсте-раз // Химическая и биологическая безопасность. 2004. № 3-4. С. 21-29.
4. Xia Qin, Huicai Wang, Xinsheng Wang et al. Amperometric biosensors based on gold na-noparticles-decorated multiwalled carbon nanotubes-poly(diallyldimethylammonium chloride) biocomposite for the determination of choline // Sensors and Actuators. 2010. Vol. 147. P. 593-598.
5. IvanovA., Evtugyn G., BudnikovH. Cholinesterase sensors based on screen-printed electrodes for detection of organophosphorus and carbamic pesticides // Anal. Bioanal. Chem. 2003. Vol. 377. P. 624-631.
6. Dontsova E. A., ZeifmanY.S., Budashov I. A. et al. Screen-printed carbon electrode for choline based on MnO2 nanoparticles and choline oxidase/polyelectrolyte layers // Sensors and Actuators (B). 2011. Vol. 159. P. 261-270.
7. McShane M. J., Lvov Y. M. Layer-by-layer electrostatic self-assembly and biomaterial applications // Encyclopedia of nanoscience & nanotechnology. 2004. P. 1-26.
8. Gerard M., Chaubey A., Malhotra B. D. Application of conducting polymers to biosensors // Biosensors and Bioelectronics. 2002. Vol. 17. P. 345-359.
9. Nambiar S., Yeow J. Conductive polymer-based sensors for biomedical applications // Biosensors and Bioelectronics. 2011. Vol. 26. P. 1825-1832.
10. Jonas F., Heywang G. Technical applications for conductive polymers // Electrochimica Acta. 1994. Vol. 39. P. 1345-1347.
11. Cutler C. A., Bouguettaya M., Reynolds J. R. PEDOT polyelectrolyte based electrochromic films via electrostatic adsorption // Adv. Mater. 2002. Vol. 14. P. 684-688.
12. Sheffer M., Mandler D. Control of locally deposited gold nanoparticle on polyaniline films //J. Electrochimica Acta. 2009. Vol. 54. P. 2951-2956.
13. LiuR., LeeS. B. MnO2/Poly(3,4-ethylenedioxythiophene) coaxial nanowires by one-step co-electrodeposition for electrochemical energy storage // Journal of the American Chemical Society. 2008. Vol. 130. P. 2942-2943.
14. LiuR., DuayJ., LeeS. B. Enriched poly(3,4-ethylenedioxythiophene) nanowires with MnO2 nanoparticles for enhanced electrochemical energy storage capacity // Abstracts of PowerMEMS. Washington DC, USA, 2009.
15. Pingarron J. M., Yafez-Sedeno P., Gonzalez-Cortes A. Gold nanoparticle-based electrochemical biosensors // J. Electrochimica Acta. 2008. Vol. 53. P. 5848-5866.
16. NjagiJ., Andreescu S. Stable enzyme biosensors based on chemically synthesized Au-poly-pyrrole nanocomposites // Biosensors and Bioelectronics. 2007. Vol. 23. P. 168-175.
17. Будашов И. А., Донцова Е. А., Ерёменко А. В., Курочкин И. Н. Пероксид — чувствительный амперометрический сенсор на основе наночастиц диоксида марганца // Российские нано-технологии. 2008. Т. 3. С. 133-143.
18. Kondratiev V. V., Pogulaichenko N. A., Tolstopyatova E. G., Malev V. V. Synthesis and electrochemical properties of PEDOT/Au nanocomposites // Abstr. 9th International Frumkin Symposium "Electrochemical Technologies and Materials for XXI Century". Mostow, 2010. P. 220.
19. Малев В. В., Шадрина А. А., Никифорова Т. Г., ЗигельВ.В. Модификация ферментных электродов на основе холиноксидазы // Тезисы Всероссийской научной конференции с международным участием "Измерительные и информационные технологии в охране здоровья". СПб., 2011. C. 208.
20. Погуляйченко Н. А., Хуэй Co, Малев В. В., Кондратьев В. В. Неэлектролитическое осаждение золота в плёнки поли(3,4-этилендиокситиофена) // Электрохимия. 2009. Т. 45, № 10. С. 1267-1274.
Статья поступила в редакцию 30 декабря 2012 г.
