CC BY
95. Assanasen P., Naclerio R.M. // Clin. Allergy Immunol. 2002. Vol.17. P. 101 - 139.
6. Burne tt CA, Lushniak BD., McCarthy W, Kaufman J. // Am. J. Ind.Med. 1998. Vol.34. P. 568 - 573.
7. Cvetkovski R.S., Zachariae R., Jensen H. et al. // Contact Dermatitis. 2006. Vol.54. P. 106 - 111.
8. Eisen M., Kaur S., Rehema A. et al. // Biomed. Pharmacother. 2004. Vol.58. P. 260 - 263.
9. Hutchings C.V., Shum K.W., Gawkrodger D.J. // Contact Dermatitis. 2001. Vol.45. P. 17 - 20.
10. Jutel M, Blaser K, Akdis CA. // Int. Arch. Allergy Immunol. 2005. Vol.137. P. 82 - 92.
11. Kadyk D.L., McCarter K, Achen F., Belsito D.V. // J. Am. Acad. Dermatol. 2003. Vol. 49. P. 1037 - 1048.
12. Meding B, Lantto R., Lindahl G. et al. // Contact Dermatitis. 2005. Vol. 53. P. 308 - 313.
13. Mizuashi M, Ohtani T, Nakagawa S, Aiba S. // J. Invest. Dermatol. 2005. Vol.124. P. 579 - 586.
14. Nethercott J.R., Holness D.L. // J. Am. Acad. Dermatol. 1994. Vol. 30. P.569 - 574.
15. Prasad A.S. // Exp. Gerontol. 2008. Vol.43. P. 370 - 377.
16. Prasad A.S., Bao B, Beck F.W. et al. // Free Radic. Biol. Med. 2004. Vol. 37. P. 1182 - 1190.
17. Skoet R., Zachariae R., Agner T. // Br. J. Dermatol. 2003. Vol. 149. P. 452 - 456.
18. Vocanson M., Hennino A., Rozieres A. et al. // Allergy. 2009. Vol. 64. P. 1699 - 1714.
Поступила 31.05.10
УДК 615.453.87:616-084:547.284.3
С.Е. Фоменко, Н.Ф. Кушнерова
ИСПОЛЬЗОВАНИЕ ЭКСТРАКТОВ ЗЕЛЕНОГО И ЧЕРНОГО ЧАЯ ДЛЯ ПРОФИЛАКТИКИ ТОКСИЧЕСКОГО ВОЗДЕЙСТВИЯ АЦЕТОНА
Тихоокеанский океанологический институт им. В.И. Ильичева ДВО РАН, г. Владивосток
Показана возможность профилактики нарушений метаболических реакций углеводного и ли-пидного обмена печени крыс при интоксикации ацетоном с помощью водно-спиртовых экстрактов из зеленого и черного чая. Введение животным комплексов полифенолов из чая до интоксикации ацетоном способствовало сохранению уровня глюкозы крови, фракционного состава фосфолипидов и нейтральных липидов, снижению холестерина, триацилглицеринов, насыщенных жирных кислот в ткани печени.
Ключевые слова: ацетон, экстракты зеленого и черного чая, печень, углеводы, липиды.
S.E. Fomenko, N.F. Koushnerova. Using green and black tea extracts to prevent toxic effects
of acetone. The authors demonstrated use of water-alcohol extracts of green and black tea for possible prevention of carbohydrates and lipid metabolism disorders in rats liver due to acetone intoxication. Polyphenols obtained from tea and injected into the animals before acetone intoxication resulted in preserved serum glucose level, phospholipid and neutral lipid contents, lower levels of cholesterol, triacylglycerines, saturated fatty acids in liver.
Key words: acetone, green and black tea extracts, liver, carbohydrates, lipids.
Воздействию органическими растворителями, в частности ацетонсодержащими, подвергаются работники различных профессиональных категорий: маляры, слесари, монтажники, рабочие химической и бытовой отраслей промышленности. Органические растворители попадают в организм в виде аэрозолей через органы дыхания, частично проникают через кожные покровы. Хорошо растворяясь в липидах, они легко проходят через мембраны клеток и преодолевают ге-матоэнцефалический барьер. При существенном превышении ПДК в воздушной среде вызывают легкий наркотический эффект (головокружение, головная боль, слабость, неустойчивость
походки) [13]. Длительное воздействие органических растворителей приводит к появлению нейроповеденческих симптомов, так называемый синдром органических растворителей, который включает изменение личностных характеристик, психолого-эмоциональную неустойчивость, утрату инициативы, ослабление памяти, неспособность сосредоточиться, повышенную утомляемость и др. [10]. При этом развиваются неврологические, гематологические, сердечно-сосудистые нарушения, признаки дисфункции печени, нарушаются метаболические процессы в организме [6]. Кроме того, остается проблемой злоупотребление органическими растворителями
среди подростков, которые используют газовые зажигалки, клей, бытовые химические препараты, чтобы получить приподнятое настроение, легкий наркотический эффект.
Потенциальная опасность, исходящая от данного класса органических соединений, делает необходимым углубленное изучение биохимических механизмов действия органических растворителей на организм с целью профилактики и купирования последствий их токсического воздействия.
Наиболее перспективными с точки зрения фармакологии и биохимии являются комплексы природных полифенолов, а именно, катехины и их производные, которые широко распространены в растениях и плодах, традиционно используемых в пищу. Богатым источником катехинов является зеленый чай. В черном чае в процессе ферментации катехины превращаются в комплексные продукты конденсации, а именно теафлавины и теарубигеновые полимеры. Из литературных данных [17] известно о широком спектре биологической активности растительных полифенолов благодаря проявлению ими антиокислительных свойств и способности выступать ловушками свободных радикалов различного типа. Полифенолы защищают организм от проявлений оксида-тивного стресса, образуют комплексы с ионами переходных металлов, влияют на активность металлозависимых ферментов, блокируют процессы перекисного окисления липидов, взаимодействуют с биологическими мембранами, меняя их структурные характеристики [19].
В предыдущих исследованиях нами был установлен гепатозащитный эффект растительных экстрактов, выделенных из зеленого и черного чая при интоксикации этиловым спиртом [5]. Входящий в состав экстрактов комплекс растительных полифенолов, в частности катехинов и их полимеров, обусловливает мембрано- и ге-патопротекторные свойства препаратов, их анти-оксидантное действие [23]. В связи с этим представляет интерес изучение профилактического эффекта экстрактов из черного и зеленого чая в условиях ингаляционного воздействия ацетона на метаболические реакции печени, которая, как известно, является главным органом детоксикации ксенобиотиков в организме.
Целью работы явилось использование экстрактов из зеленого и черного чая для профилактики нарушений углеводного и липидного обмена печени при моделировании у животных интоксикации ацетоном.
М а т е р и а л ы и м е т о д и к и. Эксперимент проведен на крысах самцах линии Ви-стар массой 180 — 200 г. Экстракты готовили
из высушенного сырья зеленого и черного чая с использованием в качестве экстрагента 40 % этиловый спирт. В процессе многократной пер-коляции из 1 кг сырья выход экстракта составлял 1 л. Полученные водно-спиртовые экстракты (40 %) относятся к малотоксичным (DL50 = 30,5 мл/кг) для организма животных (крысы линии Вистар). Химический состав препаратов был исследован с помощью жидкостного хроматографа «Controller LCC 500» (Pharmacia). Полифенолы флавоноидной природы (преимущественно катехины) составляют свыше 60 % сухого остатка. Готовые экстракты освобождали от спирта путем упаривания в вакууме, затем доводили дистиллированной водой до концентрации общих полифенолов 100 мг в 2 мл раствора. Выбор дозировки чайных экстрактов осуществлялся исходя из оптимальных терапевтических доз, разработанных на крысах и мышах при введении в желудок, и составлял для растительных полифенольных гепатопротекторов — 100 мг/кг массы животного [1]. В связи с этим полученные водные растворы чайных комплексов вводили животным внутрижелудочно в течение 2 нед в дозе 0,2 мл на 100 г массы 1 раз в сутки.
Ингаляционное воздействие ацетона осуществляли в затравочной камере объемом 100 л, сконструированной по типу камер Б.А. Кур-ляндского. Животных помещали в условия относительной влажности воздуха (40—60 %), заданных параметров температуры (20—22 °С), с автономной системой очистки и регенерации воздуха. Расход пропускаемого через камеру воздуха и аэрозольного ацетона составлял не менее 10 л/мин. Концентрация ацетона в камере поддерживалась на уровне 200 мг/м3, что соответствует ПДК для паров ацетона в воздухе рабочей зоны. Время воздействия составляло 6 ч на протяжении 3 нед в монотонном режиме, кроме выходных, и определялось исходя из конкретных параметров моделирования условий труда на производстве. Контролем служили животные, содержащиеся в стандартных условиях вивария. Таким образом, в ходе эксперимента были выделены следующие группы животных по 5 крыс в каждой: 1-я — контроль (интактные), 2-я — ингаляция парами ацетона в течение 3 нед, 3-я — введение экстракта зеленого чая в течение 2 нед с последующей ингаляцией парами ацетона, 4-я группа — введение экстракта черного чая в течение 2 нед с последующей ингаляцией парами ацетона. Крыс выводили из эксперимента декапитацией под легким эфирным наркозом с соблюдением правил и международных рекомендаций Европейской конвенции по
защите позвоночных животных, используемых для экспериментов.
В ткани печени определяли содержание основных показателей липидного (нейтральные липиды, фосфолипиды, жирно-кислотный состав общих липидов) и углеводного обмена (уровень глюкозы крови и кофермента НАД+). Экстракт общих липидов из ткани печени готовили по методу J. Folch et al. [11]. Фракционное разделение фосфолипидов осуществляли методом двумерной микротонкослойной хроматографии [20], количественное определение каждой фракции по методу [21]. Хроматографическое распределение нейтральных липидов и их количественное определение проводили методом одномерной микротонкослойной хроматографии [7]. Результаты выражали в процентах от общей суммы всех фракций нейтральных липидов и фосфолипидов, соответственно. Для определения жирно-кислотного состава липиды подвергали метанолизу с хлористым ацетилом [3]. Эфиры жирных кислот анализировали на хроматографе «Shimadzu» с пламенно-ионизационным детектором. Жирные кислоты идентифицировали путем сравнения как удерживаемых объемов в исследуемой смеси, так и стандартных препаратов метиловых эфиров жирных кислот (С14—С24). Глюкозу крови определяли с помощью стандартных наборов реактивов «Биотес» фирмы «Лахема». Концентрацию никотинамидных коферментов НАД+ в ткани печени определяли по методу M. Klingenberg [15]. Результаты обрабатывали по параметрическому критерию Стьюдента (t), используя статистическую программу Instat (Graph Pad Software Inc. USA).
Р е з у л ь т а т ы и с с л е д о в а н и я. После интоксикации ацетоном в течение 3 нед в крови крыс (2-я группа) отмечалось снижение содержания глюкозы на 22 % (4,41 ± 0,12 против 5,62 ± 0,16 ммоль/л в контроле, p < 0,001). Полученные изменения можно рассматривать как типичную реакцию организма на токсический стресс, сопровождающийся истощением запасов гликогена в печени. Известно, что при ингаляции ацетон быстро распределяется по всем тканям организма, некоторое его количество экскрети-руется в неизменном виде через легкие и с мочой [22]. Метаболизм ацетона происходит, главным образом, в печени путем окисления в ацетат, формиат и диоксид углерода [16] с участием НАДН и НАД+-зависимых ферментов. Это обусловило изучение содержания окисленной формы пиридиннуклеотида (НАД+). Так, после ингаляционного воздействия ацетона содержание НАД+ уменьшилось на 42 % (0,207 ± 0,013 по
сравнению с 0,356 ± 0,016 мкмоль/г в контроле, p < 0,001), что указывает на истощение этих макроэргов в связи с блокированием реакций по их реокислению из НАДН [4].
Исследование содержания фракций нейтральных липидов в печени крыс после интоксикации ацетоном (табл. 1) выявило достоверное увеличение уровня триацилглицеринов (ТАГ) на 22 % ^ < 0,05) по сравнению с контролем. Возросло содержание холестерина (ХС) на 12 % ^ < 0,05) при одновременном снижении его эфиров на 16 % ^ < 0,01). Данные изменения отражают стрессорную реакцию организма на воздействие токсиканта, в частности, активацию липолиза в жировой ткани. Увеличение ТАГ обусловлено их избыточным ресинтезом в печени из жирных кислот и глицерина, мобилизируемых при липолизе. Кроме того, ацетон является мощным индуктором ферментов микросомальной мо-нооксигеназной системы печени [12], в том числе ферментов, ответственных за синтез ТАГ, что приводит к развитию жировой инфильтрации. Повышенное содержание ХС в печени может происходить за счет избыточного накопления ацетата, образующегося при окислении ацетона [16]. Уменьшение уровня ЭХС свидетельствует о нарушении этерифицирующей функции печени под действием ацетона, что также подтверждают изменения в количественном содержании фракций фосфолипидов (табл. 2). Так, отмечалось снижение уровня основного структурного компонента мембран фосфатидилхолина (ФХ) на 11 % ^ < 0,01) и метаболически активного фосфатидилсерина (ФС) на 15 % ^ < 0,05) по отношению к контролю. Кроме того, выражено увеличение количества лизофракций фос-фолипидов — лизофосфатидилхолина (ЛФХ) и лизофосфатидилэтаноламина (ЛФЭ) в среднем на 28—32 % ^ < 0,05), что обусловлено активацией фосфолипазы А2.
Изучение жирно-кислотного состава общих липидов печени крыс после интоксикации ацетоном выявило достоверное снижение содержания стеариновой кислоты (18 : 0) на 33 % (11,26 ± 1,14 против 16,93 ± 0,96 % в контроле, p < 0,01), тогда как количество других насыщенных жирных кислот, в частности, миристиновой (14 : 0) и пальмитиновой (16 : 0), увеличилось на 32—39 % ^ < 0,01). Обращает на себя внимание факт значительного увеличения количества мононенасыщенных жирных кислот. Так, содержание пальмитолеиновой кислоты (16 : 1 п-7) повысилось в 2,7 раза (6,90 ± 1,01 против 2,53 ± 0,34 % в контроле, p < 0,001), олеиновой (18 : 1 п-9) — на 64 % (23,14 ± 1,52 против
14,10 ± 1,04 % в контроле, р < 0,01). Среди полиненасыщенных жирных кислот (ПНЖК) отмечалось достоверное снижение уровня ара-хидоновой (20 : 4 п-6) — на 34 % (12,68 ± 1,62 по сравнению с 19,33 ± 1,30 % в контроле, р < 0,05), линолевой (18 : 2 п-6) — на 23 %, докозогексаеновой (22: 6 п-3) — в 3 раза (1,67 ± 0,25 по сравнению с 5,07 ± 0,27 в контроле, р < 0,001). Функциональная значимость этих ПНЖК определяется их высокой ненасыщенностью и преимущественной локализацией в фосфолипидах различных мембранных структур. Таким образом, полученные изменения в жирно-кислотном составе общих липидов печени животных после интоксикации ацетоном свидетельствуют о заметном повышении содержания насыщенных и снижении полиненасыщенных жирных кислот. При расчете индекса ненасыщенности общих липидов отмечалось его снижение до 129, тогда как в контроле он составлял 163. Индекс ненасыщенности представляет собой величину, по возможности полно учитывающую количество двойных связей в жирно-кислотных цепях липи-дов. Снижение индекса существенно влияет на
функциональные свойства мембран гепатоцитов, повышая их «жесткость» и снижая проницаемость. Это согласуется с отмеченными выше изменениями в содержании фракций нейтральных липидов и фосфолипидов печени под действием ацетона (повышение уровня ХС и лизофракций фосфолипидов при одновременном снижении количества ЭХС, ФХ и ФС).
У животных 3-й и 4-й групп интоксикация ацетоном на фоне профилактического введения экстрактов зеленого и черного чая сопровождалась сохранением содержания глюкозы в крови (5,76± 0,23 и 5,37 ± 0,17 ммоль/л, соответственно). Это обусловлено способностью чайных катехинов нормализовать глюконеогенез [18] и тем самым противостоять истощению запасов гликогена. Протонофорные свойства катехинов [23] обеспечивают сохранение содержания НАД+ в печени крыс 3-й группы, получавших экстракт зеленого чая (0,310 ± 0,024 мкмоль/г). Содержание НАД+ у животных 4-й группы, получавших экстракт черного чая, было несколько ниже — 0,256 ± 0,028 мкмоль/г, но в то же время данная величина превышала
Т а б л и ц а 1
Изменение содержания нейтральных липидов в печени крыс при интоксикации ацетоном на фоне профилактического введения чайных экстрактов (в % от суммы всех фракций, М ± m)
Нейтральные липиды 1-я группа. Контроль (интактные) 2-я группа. Ацетон 3-я группа. Экстракт зеленого чая + ацетон 4-я группа. Экстракт черного чая + ацетон
Триацилглицерины 22,74 ± 1,73 27,65 ± 0,83* **22,32 ± 0,91 **22,93 ± 0,66
Свободные жирные кислоты 12,26 ± 0,76 12,29 ± 0,57 13,82 ± 0,62 12,35 ± 0,82
Эфиры жирных кислот 13,24 ± 0,67 13,14 ± 0,18 13,54 ± 0,91 12,84 ± 0,56
Холестерин 13,50 ± 0,13 15,18 ± 0,51* 14,18 ± 0,51 15,74 ± 0,72*
Эфиры холестерина 15,92 ± 0,15 13,37 ± 0,67** *15,98 ± 0,63 15,57 ± 0,73
Остаточная фракция 22,34 ± 1,47 18,37 ± 0,76 20,16 ± 0,77 20,57 ± 1,10
Фосфолипиды 1-я группа. Контроль 2-я группа. Ацетон 3-я группа. Экстракт зеленого чая + ацетон 4-я группа. Экстракт черного чая + ацетон
Фосфатидилхолин 43,87 ± 1,07 39,17 ± 0,58** 43,98 ± 0,49 45,40 ± 0,73
Лизофосфатидил холин 3,27 ± 0,29 4,17 ± 0,24* 3,87 ± 0,20 **3,09 ± 0,21
Сфингомиелин 6,22 ± 0,31 6,78 ± 0,37 5,97 ± 0,24 5,98 ± 0,27
Фосфатидилэтаноламин 26,22 ± 0,89 28,42 ± 0,80 26,13 ± 0,94 22,97 ± 1,84
Лизиофосфатидил этаноламин 2,49 ± 0,22 3,29 ± 0,25* 2,73 ± 0,47 2,79 ± 0,25
Фосфатидилсерин 5,00 ± 0,20 4,24 ± 0,19* *5,24 ± 0,32 ***5,94 ± 0,21*
Фосфатидилинозит 6,79 ± 0,45 7,32 ± 0,44 6,30 ± 0,38 7,13 ± 0,17
Дифосфатидил глицерин 6,14 ± 0,82 6,61 ± 0,42 5,78 ± 0,31 6,70 ± 0,11
Примечание. Здесь и в табл. 2 различия статистически значимы по сравнению с контролем (звездочки справа) и по сравнению со 2-й группой (звездочки слева).
* р < 0,05; ** р < 0,01; *** р < 0,001.
Т а б л и ц а 2
Изменение содержания фосфолипидов в печени крыс при интоксикации ацетоном на фоне профилактического введения чайных экстрактов (в % от суммы всех фракций, М ± m)
на 24 % (р < 0,05) аналогичный показатель у крыс 2-й группы (ацетон). Катехины могут включаться в качестве переносчиков электронов в электронно-транспортную цепь, что позволяет освобождать восстановленные никотина-мидные коферменты от протонов, нормализуя окислительно-восстановительный потенциал клетки, и тем самым восстанавливая нарушенные токсикантом реакции с участием НАД+.
Введение экстрактов до интоксикации ацетоном способствовало сохранению величин большинства липидных фракций на уровне контроля (см. табл. 1 и 2). В то же время при сравнении полученных результатов с показателями 2-й группы (интоксикация ацетоном) следует отметить снижение количества ТАГ в печени животных 3-й и 4-й групп, в среднем, на 17 —19 % (р < 0,01). По-видимому, комплекс чайных катехинов, вводимый животным до интоксикации, снимал состояние токсического стресса, чем обусловливал торможение липолиза в жировой ткани и препятствовал накоплению ТАГ в печени. Полученные данные свидетельствуют о способности чайных катехинов подавлять липолиз триглицеридов путем ингибирования липазной активности [14]. Повышение уровня ЭХС в печени животных 3-й и 4-й групп, в среднем, на 16—19 % (р < 0,05) по сравнению с соответствующими показателями во 2-й группе свидетельствует о сохранении этерифицирующей функции печени под действием чайных экстрактов. Известно, что полифенолы активируют эфи-рообразование холестерина [2]. Однако следует отметить, что в 3-й группе крыс, получавших экстракт зеленого чая, отмечалось снижение уровня ХС в печени до контрольной величины, в то время как у животных 4-й группы, получавших экстракт черного чая, данный показатель все еще достоверно превышал контрольные значения на 17 % (р < 0,05). Это обусловлено способностью катехинов и их производных, являющихся основными компонентами зеленого чая в отличие от черного, к эффективному ингибированию синтеза холестерина [8]. Анализ величин фос-фолипидных фракций печени животных обеих групп, получавших экстракты чая, показал отсутствие статистически достоверных различий относительно контроля в 3-й группе, а также в 4-й группе, за исключением повышенного уровня ФС. Известно, что ФС является основой для синтеза фосфатидилэтаноламина (ФЭ), и, следовательно, этот феномен предполагает участие чайных катехинов в регуляции метаболических реакций. Это подтверждается при сравнении показателей фосфолипидных фракций в 3-й и 4-й
группе с таковыми во 2-й группе, где отмечалось повышение содержания ФХ (на 12 —16 %) и ФС (на 24—40 %). Тот факт, что количество лизофракций фосфолипидов сохранялось на уровне контрольных значений свидетельствует о том, что катехины чайных экстрактов ингибиру-ют фосфолипазу А2 [9].
В жирно-кислотном спектре общих липидов печени крыс 3-й и 4-й групп отмечалось сохранение количественного содержания большинства фракций жирных кислот на уровне контроля. При этом статистически достоверные различия с контрольными значениями были выявлены только в содержании пальмитиновой кислоты (16 : 0) в 3-й группе (повышение на 27 %; p < 0,01) и стеариновой кислоты (18 : 0) в 3-й и 4-й группах (повышение на 20 и 22 %, соответственно; p < 0,01). Однако при сравнении полученных величин с таковыми во 2-й группе (ацетон) отмечалось снижение уровня пальмитиновой кислоты (16 : 0) на 9 % в 3-й группе и на 20 % (p < 0,05) в 4-й группе. Количество стеариновой кислоты (18 : 0) при этом, напротив, увеличилось почти в 2 раза (p < 0,001) и составило 20,25 ± 1,98 % (3-я группа) и 20,62 ± 1,39 % (4-я группа) по сравнению с 11,26 ± 1,14 % во 2-й группе. По-видимому, защитный механизм избыточного ее образования под действием чайных катехинов может быть связан с относительно высоким процентом элонгации пальмитиновой кислоты (16 : 0). Известно, что пальмитиновая кислота (16 : 0) трансформируется в стеариновую кислоту (18 : 0) и в небольшом количестве в пальмитолеиновую (16 : 1 n-7). При этом содержание пальмитолеиновой кислоты (16 : 1 n-7) в печени животных 3-й и 4-й групп достоверно снизилось в среднем на 74—80 % (p < 0,001) по отношению к показателям 2-й группы. Содержание другой мононенасыщенной жирной кислоты — олеиновой (18 : 1 n-9) также понизилось на 34 % (p < 0,05) и 45 % (p < 0,001), соответственно. Из полиненасыщенных жирных кислот следует отметить существенное повышение уровня арахидоновой кислоты (20 : 4 n-6) на 57 % (19,90 ± 0,85 %, p < 0,01) под действием экстракта зеленого чая и на 78 % (22,62 ± 1,15 %, p < 0,001) под действием экстракта черного чая по отношению к показателям 2-й группы крыс (12,68 ± 1,62 %). Уровень докозогексаеновой кислоты (22 : 6 n-3) повысился более чем в 2 раза (p < 0,01), что составило 3,40 ± 0,40 % (3-я группа) и 3,85 ± 0,25 % (4-я группа) по сравнению с 1,67 ± 0,25 % во 2-й группе. В связи с изменением количественного соотношения жирных кислот
отмечалось увеличение индекса ненасыщенности до 158 (3-я группа) и 150 (4-я группа), тогда как у животных 2-й группы он составлял 129. Таким образом, действие экстрактов из чайных листьев способствовало восстановлению реакций введения ненасыщенных связей в жирные кислоты, что было нарушено при интоксикации ацетоном. Включение реакций синтеза ПНЖК сопровождается снижением уровня ТАГ, так как липогенез направлен преимущественно в сторону синтеза фосфолипидов с использованием образовавшихся ПНЖК, благодаря чему предотвращается жировое перерождение печени. Подтверждением этого является повышение содержания ФХ и ФС, а также сохранение этерифицирующей функции печени, что проявлялось в возрастании уровня ЭХС под действием чайных экстрактов. Кроме того, поддержание количественного содержания фосфолипидов и жирно-кислотного состава липидов печени на уровне контрольных значений положительно сказывается на структурно-функциональных свойствах мембран гепатоцитов, способствуя восстановлению их проницаемости.
На основании полученных результатов можно заключить, что экстракты зеленого и черного чая проявляли в условиях интоксикации ацетоном гепатопротекторный эффект, который обусловлен как метаболическим (сохранение липидного и углеводного обмена), так и мемраностабилизиру-ющим действием полифенольных комплексов чая.
Таким образом, выявленный эффект чайных экстрактов при экспериментальном моделировании интоксикации ацетоном является основанием для их дальнейшего изучения и использования в качестве компонента комплексной реабилитации и профилактики работников, находящихся в контакте с органическими растворителями.
В ы в о д ы. 1. Интоксикация ацетоном в течение 3 нед вызывает выраженные изменения в содержании фракционного состава фосфолипидов, нейтральных липидов и жирно-кислотного спектра общих липидов печени крыс, а также снижение уровня глюкозы крови и кофермента НАД+. 2. Экстракты из зеленого и черного чая, вводимые животным профилактически до интоксикации ацетоном, активируют реакции глюконеоге-неза в печени и нормализуют окислительно-восстановительный потенциал гепатоцитов, что обеспечивает сохранение содержания глюкозы крови и кофермента НАД+ на уровне контроля. 3. Введение чайных экстрактов в течение 2 нед до интоксикации ацетоном предупреждает жировое перерождение печени
и сохраняет метаболические реакции липидного обмена, что выражается в снижении содержания триацилглицеринов, холестерина, лизофосфолипидов, увеличении уровня фосфа-тидилхолина и фосфатидилсерина, ненасыщенных жирных кислот. 4. Применение водно-спиртовых экстрактов из чайных листьев, особенно зеленого чая, способно защитить печень от агрессивного воздействия ацетона и устранить нарушения метаболических реакций, вызванных им.
СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ
1. Венгеровский А.Н., Маркова И.В., Саратиков А.С. // Ведомости Фарм. комитета. 1999. № 2. С. 9—12.
2. Гаскина Т.К., Курилович С.А., Горчаков В.Н. // Вопр. мед. химии. 1989. Т. 35, № 4. С. 24—28.
3. Кейтс М. Техника липидологии. М.: Мир, 1975.
4. Кушнерова Н.Ф., Спрыгин В.Г., Фоменко С.Е., Рахманин ЮА. // Гиг. и сан. 2005. № 5. С. 17—21.
5. Кушнерова Н.Ф., Фоменко С.Е., Положенцева М.И., Буланов А.Е. // Вопр. мед. химии. 1995. Т. 41, № 2. С. 20—23.
6. Тарасов Л.А., Сорокина Н.С., Лобанова Е.А. и др. // Мед. труда. 1997. № 3. С. 6—9.
7. Amenta J.S. // J. Lipid. Res. 1964. Vol. 5, N 2. P. 270—272.
8. Bursill C.A., Abbey M., Roach P.D. // Atherosclerosis. 2007. Vol. 193, N 1. P. 86—93.
9. Choi J.N., Cha B.K., Rhee S.J. // J. Nutr. Sci. Vitaminol. 1998. Vol. 44, N 5. P. 673—683.
10. Dick F.D. // Occup. Environm. Med. 2006. Vol. 63, N 3. P. 221—226.
11. Folch J., Less M., Sloane-Stanley G.H. // J. Biol. Chem. 1957. Vol. 226, N 1. P. 497—509.
12. Jenner A.M., Timbrell J.A. // Arch. Toxicol. 1994. Vol. 68, N 6. P. 349—357.
13. Jin C.F., Haut M., Ducatman A. // Clin. Occup. Environm. Med. 2004. Vol. 4, N 4. P. 597—620.
14. Juhel C., Armand M., Pafumi Y. et al. // J. Nutr. Biochem. 2000. Vol. 11, N 1. P. 45—51.
15. Klingenberg M. // Methods of Enzymatic Analysis. N.Y.: Academic Press Inc., 1974. Vol. 4. P. 2045—2059.
16. Kumagai S., Matsunaga I. // Occup. Environm.
Med. 1995. Vol. 52. P. 344—352.
17. Middleton E.J., Kandaswami C., Theoharides T.C. // Pharmacol. Rev. 2000. Vol. 52. P. 673—751.
18. Naftalin R. J., Afzal I., Cunningham P. et al. // Brit. J. Pharmacol. 2003. Vol. 140, N 3. P. 487—499.
19. Pietta P.G. // J. Natur. Prod. 2000. Vol. 63, N 7. P. 1035—1042.
20. Svetashev V.I., Vaskovsky V.E. // J. Chromatography.
1972. Vol. 67, N 2. P. 376—378.
21. Vaskovsky V.E., Kostetsky E.Y, Vasenden I.M. // Ibid. 1975. Vol. 114, N 1. P. 129—141.
22. Wigaeus E, Lof A, Nordqvist M. // Scand. J. Environm. Health. 1982. Vol. 8, N 2. P. 121—128.
УДК 616.12-008.331:612.172.2«3457»
23. Yang B., Kotani A., Arai K., Kusu F. // Chem. Pharm. Bull. (Tokyo). 2001. Vol. 49, N 6. P. 747—751.
Поступила 14.09.09
А.З. Цфасман, Д.В. Алпаев, В.Ф. Пфаф, И.Ф. Старых
СУТОЧНАЯ РИТМИКА АРТЕРИАЛЬНОГО ДАВЛЕНИЯ У РАБОТАЮЩИХ С
НОЧНЫМИ СМЕНАМИ
Центральная клиническая больница № 1, Центр профпатологии и профпригодности ОАО «РЖД», Российская
академия путей сообщения, Москва
Изучение различными методами усредненной суточной (циркадной) динамики артериального давления у работающих с ночными сменами показало: во время ночных смен артериальное давление ниже, чем в дневные. Однако это снижение незначительное и не доходит до уровня у спящих по ночам. Усредненный для большого контингента работающих с ночными сменами суточный профиль артериального давления (по всем часам суток во время работы) относится к категории non-dippers, то есть недостаточного ночного снижения артериального давления. Последнее особенно относится к диастолическому давлению. Недостаточное снижение артериального давления во время ночной работы расценивается как неблагоприятное для здоровья. С другой стороны, все же определенное снижение артериального давления во время ночной смены может, видимо, снижать качество работы.
Ключевые слова: ночная смена, суточный ритм, циркадный профиль артериального давления.
A.Z. Tsfasman, D.V. Alpayev, V.F. Pfaff, I.F. Starykh. Diurnal rhythms of blood pressure in night shift workers. Studies involved various methods of averaged diurnal (circadian) changes of blood pressure in night shift workers and proved that blood pressure is lower during the night shifts, than in the day ones. But this decrease is insignificant and does not reach the level in night sleepers. Diurnal blood pressure profile averaged for large mass of night shift workers (for all hours during the work) could be assigned to non-dippers, i.e. insufficient night decrease of blood pressure, especially of dyastolic pressure. Insufficient decrease of blood pressure during the night shift could be estimated as unfavorable for health. From the other hand, some blood pressure decrease during the night shift could decrease the work quality.
Key words: night shifts, diurnal rhythms, circadian profile of blood pressure.
Существует целый ряд природных временных циклов — ритмов. Жизнь человека как бы вписана в природные временные циклы, имеет согласованные с ними свои биоритмы. Важнейшим биоритмом является суточный (циркадный) ритм. В нем выделяются основные крупные составляющие: день — ночь, бодрствование — сон.
Присутствие в циркадных биоритмах генетической и внешнесредовой составляющих сомнений не вызывает. С общебиологических позиций генетическая составляющая является главной. Клинические наблюдения, в частности за близнецами, во многом это подтверждают [4]. В то же время есть ситуации, когда довлеющими здесь выступают внешнесредовые влияния, а
генетические являются затушеванными [7].
Суточные ритмы различных систем достаточно синхронизированы. Рассогласование — десинхроноз есть нарушение нормальной жизнедеятельности организма. Он может наступать от внешних и внутренних причин. Отсюда выделяются внешний и внутренний десинхроноз. Внешний десинхроноз — рассогласование цир-кадных ритмов организма с циркадными ритмами внешней среды; внутренний — рассогласование внутренних биоритмов между собой.
К внешним социальным факторам относится и работа с ночными сменами. С ночными сменами в развитых странах работает порядка 20 % работающего населения. В подавляющем большинстве это работа, при которой ночные
