CC BY
261
Е. Б. Морошкина
ИНТЕРКАЛЯЦИЯ КАК СПОСОБ СВЯЗЫВАНИЯ БИОЛОГИЧЕСКИ АКТИВНЫХ СОЕДИНЕНИЙ С ДВУСПИРАЛЬНОЙ ДНК
Способность многих низкомолекулярных соединений образовывать комплексы с молекулой ДНК была известна ещё до того, как Уотсон и Крик предложили модель двойной спирали. После описания вторичной структуры ДНК, естественно, возник интерес к способу связывания этих соединений с двойной спиралью ДНК и их влиянию на структуру макромолекулы. В 1961 г. Лерман [1] выдвинул интеркаляционную гипотезу для описания взаимодействия двуспиральной ДНК с аминоакридиновыми красителями (рис. 1), соединениями, обладающими плоским гетероциклическим хромофором. Согласно его гипотезе, хромофор лиганда встраивается между парами азотистых оснований ДНК. В месте встраивания происходят локальные изменения структуры двойной спирали: раскручивание и увеличение расстояния между соседними парами азотистых оснований на толщину гетероциклического хромофора, которая составляет 3,4 А.
О ОН
сн3 сн3
актиномицин D
Рис. 1. Примеры химической структуры соединений, интеркалирующих в двойную спираль ДНК
© Е. Б. Морошкина, 2011
Основными предпосылками для такой модели послужили увеличение вязкости растворов ДНК, уменьшение её коэффициента седиментации и характер изменения линейного дихроизма ДНК при взаимодействии с акридиновыми красителями.
В то же время возникали и альтернативные модели связывания, согласно которым молекулы лиганда размещались в малой бороздке ДНК [2]. Согласно этим моделям, наблюдаемые изменения гидродинамических и оптических свойств растворов ДНК, содержащих акридиновые красители, вызваны увеличением термодинамической жёсткости двойной спирали ДНК.
Для строгого экспериментального подтверждения существования интеркаляции различными косвенными методами потребовалось почти 20 лет. За это время было предложено несколько методик, позволяющих зафиксировать предсказываемые моделью удлинение и раскручивание двойной спирали ДНК при связывании с некоторыми соединениями, обладающими плоским гетероциклическим хромофором. Среди них можно назвать определение удлинения цепи ДНК в работах Райнерта [3] по измерению характеристической вязкости комплексов лигандов с ДНК различной молекулярной массы, определение угла раскручивания двойной спирали ДНК в работах Уоринга [4] по измерению коэффициента седиментации кольцевых ДНК в комплексе с различным содержанием лиганда.
В лаборатории молекулярной биофизики на физическом факультете Ленинградского государственного университета под руководством Э. В. Фрисман в 1970 г. была выработана методика определения удлинения цепи ДНК при связывании с использованием методов вискозиметрии и динамического двойного лучепреломления [5]. Параллельное определение характеристической вязкости
I 1 ЬА>3/2 3
м = ф^- у3
(где Ь — контурная длина; А — длина статистического сегмента; М — молекулярная масса; Ф — коэффициент Флори; у — коэффициент линейного набухания) и оптической анизотропии статистического сегмента ДНК
(<Х1 — а2) = (ам — о,±) —
1 а
(где (ац — а±) — разность поляризуемостей пары нуклеотидов вдоль и перпендикулярно оси статистического сегмента макромолекулы; а — толщина пары нуклеотидов) в составе комплексов с различным содержанием лиганда позволяет установить, изменяется ли контурная длина (Ь) макромолекулы при комплексообразовании, как это следует из интеркаляционной гипотезы Лермана. Кроме того, данная методика даёт информацию об изменении термодинамической жёсткости цепи макромолекулы (А) при связывании, которое не следует из модельных представлений и которое не определяется другими методами.
Она позволила не только различать интеркаляционное и бороздочное связывания лигандов с ДНК, но и фиксировать появление вторичного связывания с образованием димеров [6]. Так, при интеркаляционном связывании наблюдалось увеличение характеристической вязкости и оптической анизотропии макромолекулы пропорционально количеству связанного лиганда, при бороздочном связывании изменений в параметрах макромолекулы не наблюдается, при образовании димеров рост характеристической вязкости прекращается, а оптическая анизотропия продолжает расти, как при интер-каляционном связывании (рис. 2).
г
Рис. 2. Зависимость [п]/[п]о (1) и (ах — а2)/(а1 -- а2)о (2) от г = С^ед./Сднк для комплекса ДНК с интеркалирующими про изводными феноксазона
В первых же экспериментах было установлено, что при связывании акридиновых красителей с ДНК и контурная длина, и длина статистического сегмента макромолекулы увеличиваются пропорционально количеству связанного лиганда (см. [5]):
Ьг = Ьо(1 + г); Аг = Ао(1 + г).
Здесь индексы «г» и «0» характеризуют комплекс и свободную ДНК соответственно.
Позднее, когда было установлено, что в процессе интеркаляции изменение макро-молекулярных параметров ДНК имеет некоторые вариации, соединения, подобные акридиновым красителям, стали называть классическими интеркаляторами.
Свидетельства об интеркаляции хромофора в двойную спираль ДНК, полученные с помощью прямого метода рентгеноструктурного анализа, опубликованы только в 1987 г., когда была получена структура комплекса олигонуклеотида с антрацикли-новым антибиотиком дауномицином [7]. Собственно, именно тогда и была поставлена точка в вопросе о существовании интеркаляционного связывания лигандов с ДНК.
Постепенно интерес исследователей сместился от простых модельных соединений — акридинов, фенантридинов, ксантонов, феназинов — к соединениям, обладающим различной биологической активностью: противоопухолевой, противомикробной, мутагенной. Прежде всего это были антибиотики: антрациклины, актиномицины, блео-мицин и другие, содержащие в своей структуре плоский гетероциклический хромофор различной природы.
Используя описанную выше методику, мы показали, что антрациклиновый антибиотик дауномицин интеркалирует в двойную спираль ДНК [8]. Термодинамическая жёсткость макромолекулы при этом возрастает гораздо сильнее, чем это наблюдалось для акридиновых красителей. Позже методом рентгеноструктурного анализа [7] было показано, что при интеркаляции молекулы дауномицина образуются две водородные связи, ориентированные вдоль оси двойной спирали ДНК, что может служить причиной увеличения её термодинамической жёсткости.
Ещё более сложная ситуация возникла при изучении взаимодействия ДНК с актино-мицином D. Несмотря на наличие плоского гетероциклического хромофора, различные косвенные методы давали весьма противоречивые результаты, которые не укладывались в рамки ни интеркаляционной [9], ни бороздочной модели [10]. Так, раскручивание двойной спирали при связывании свидетельствовало об интеркаляции [4], но в то же время увеличения характеристической вязкости не происходило [9], т. е. не фиксировалось увеличения контурной длины макромолекулы.
Исследование взаимодействия актиномицина D с помощью наших методов показало, что оптическая анизотропия комплекса была заметно меньше, чем у свободной ДНК [11]. Единственное предположение, которое можно было тогда сделать для согласования гидродинамических и оптических результатов, заключалось в том, что при образовании комплекса возникают изгибы двойной спирали ДНК в месте связывания антибиотика. Эти регулярные изгибы (кинки) приводят к тому, что плоскости всех азотистых оснований оказываются под некоторым углом, отличным от 90°, к оси статистического сегмента макромолекулы, которая в этом случае не совпадает с осью двойной спирали. Примерно 10 лет спустя появились работы по рентгеноструктурному анализу комплексов ДНК с актиномицином D, в которых было показано, что одновременно с интеркаляцией хромофора имеет место взаимодействие пентапептидных колец молекулы антибиотика в малой бороздке ДНК, что приводит к изгибу оси макромолекулы в месте связывания [12].
Таким образом, оказалось, что разработанная нами методика позволяет не только выявлять интеркаляцию хромофора, но и отслеживать дополнительные эффекты, возникающие при взаимодействии с ДНК сложных молекул лигандов, обладающих различными функциональными группами.
Обнаружение того факта, что многие соединения, обладающие противоопухолевой активностью, являются интеркаляторами, инициировало исследования молекулярных биологов и биохимиков, посвящённые поиску молекулярных механизмов такой активности. В частности, нужно было ответить на вопрос, почему классические интерка-ляторы, такие как простые аминоакридины, феназины, ксантоны, противоопухолевой активностью не обладают.
Во многих работах было показано, что интеркалирующие соединения, обладающие противоопухолевой активностью, являются ингибиторами ферментов топоизомеразы I [13] и топоизомеразы II [14]. Эти ферменты связываются с ДНК, делают одно- или двухцепочечный разрыв молекулы ДНК (расщепляют фосфодиэфирную связь), «протаскивают» в образовавшийся разрез другую цепь или участок молекулы ДНК, а затем «сшивают» разрыв. Такие процедуры необходимы в процессах репликации и транскрипции. Работают эти ферменты «на грани фола». Дело в том, что накопление разрывов цепи ДНК, особенно двойных разрывов, запускает в клетке процесс «самоуничтожения» — апоптоз. Этот процесс запрограммирован природой, чтобы вовремя удалять дефектные клетки из ткани. Таким образом, ингибирование топоизомеразы на стадии «сшивания» может спровоцировать переход клетки в апоптоз. В опухолевых клетках процессы репликации идут постоянно, так как клетка постоянно делится, поэтому эти клетки наиболее уязвимы для действия ингибиторов топоизомеразы.
Почему же интеркаляторы являются такими ингибиторами? Интеркаляция соединения, приводящая к увеличению расстояния между соседними парами нуклеотидов в месте взаимодействия ДНК и топоизомеразы, не даёт возможности ферменту провести заключительную операцию по сшиванию разрезанных концов [15]. Такой ингибитор должен иметь достаточно высокое сродство к молекуле ДНК и не просто интеркалиро-вать в двойную спираль ДНК, но и иметь группы, придающие соединению специфичность по отношению к месту связывания фермента на ДНК или к самому ферменту.
Знания о механизмах биологической активности, в свою очередь, привели к синтезу большого количества соединений, содержащих помимо интеркалирующего хромофора другие функциональные группы. Такие соединения стали называть гибридными, или бифункциональными. Природный антибиотик актиномицин D тоже можно считать бифункциональным соединением.
ж
№2)6
Рис. 3. Химическая структура диакридина
2,0
1,8
1,6
1,4
1,2
1,0
0,8
Рис. 4. Зависимость [п]/[п]0 (1) и (ах — а2)/ /(ах — а2)о (2) от г = С
соед.
/СдДНК для комплекса ДНК с диакридином
Разновидностью бифункциональных соединений стали так называемые бисинтер-каляторы, соединения, содержащие два плоских гетероциклических хромофора (моно-и гетеродимеры). В случае одновременной интеркаляции обоих хромофоров константа связывания соединения с ДНК повышалась на несколько порядков, что увеличивало эффективность соединения как комплексона ДНК. Для бисинтеркаляционного связывания необходима линкерная цепочка между хромофорами оптимальной длины, поскольку, несмотря на то, что любой промежуток между парами оснований может стать местом интеркаляции хромофора (специфичность к последовательности, как правило, отсутствует), встраивание хромофора в двойную спираль не может происходить через каждую пару нуклеотидов, а только через две пары (правило «исключённого соседа»
[16]). Следовательно, минимальная длина линкера должна составлять примерно 10 А
[17]. Многочисленные исследования показали, что при длине линкера менее 8 А интер-калирует только один из хромофоров, а при длине линкера в 11 А и более интеркали-руют оба хромофора [17-20]. А вот при промежуточных значениях длины линкерной цепочки параметры комплекса и изменения в структуре ДНК не соответствуют ни бис-, ни моноинтеркаляции [19, 20]. Возникло даже предположение, что в этом случае нарушается правило «исключения соседа» [20].
Применение нашей методики к исследованию взаимодействия с ДНК диакридина с линкерной цепочкой длиной 8,8 А (рис. 3) продемонстрировало, что значительное увеличение характеристической вязкости сопровождается некоторым падением оптической анизотропии (рис. 4). Анализ полученных результатов показал, что это соединение является бисинтеркалятором, однако, как и в случае с актиномицином D, происходит изгиб двойной спирали, в результате которого несколько уменьшается оптическая анизотропия статистического сегмента, но при этом длины линкера в 8,8 А достаточно для интеркаляции обоих хромофоров без нарушения правила «исключённого соседа» [21].
Другой вариант создания бифункциональных гибридных соединений — объединение в одной молекуле двух известных по своим способностям специфически связываться с ДНК групп. Так, химиками Технологического института в процессе поиска
биологически активных аналогов антибиотика актиномицина D созданы соединения, содержащие гетероциклический хромофор актиномицина, а вместо пеп-тидлактонных группировок — фрагменты другого антибиотика, дистамицина, специфично связывающегося с молекулой ДНК по малой бороздке (рис. 5). Такие соединения названы дистакцинами.
Наши исследования дистакцинов показали, что присоединение больших фрагментов дистамицина, у которых число метилпиррольных колец достигает трёх, приводит к связыванию соединения в малой бороздке двойной спирали ДНК подобно дистамицину, а интеркаляции актиноцинового хромофора не происходит [22]. Этот результат показал, что объединение в одной молекуле различных способных к индивидуальному взаимодействию с ДНК групп, не всегда приводит к их одновременному связыванию с ДНК.
С группой химиков кафедры органической химии Технологического института, которую возглавлял Евгений Николаевич Глибин, мы проводили совместную работу в 1982-2005 гг. Группа занималась синтезом аналогов актиномицина D с целью создания более эффективного противоопухолевого препарата, лишённого побочных эффектов, свойственных актиномицину [23]. Многочисленные исследования аналогов акти-номицина, у которых варьировалась структура пептидлактонных колец, находящихся в 1-м и 9-м положениях хромофора, показали, что структура заместителей в этих положениях очень сильно влияет на сродство и способ связывания молекулы аналога с ДНК. В связи с этим были синтезированы и исследованы производные актиноцина (хромофор актиномицина), содержащие в 1-м и 9-м положениях группировки различной природы (рис. 6) [24].
В процессе совместной работы мы получили возможность проводить систематические исследования влияния отдельных химических групп и их положения на
Рис. 6. Химическая структура производных актиноцина:
1. И.1 = И2 = NHC(CH2OH)з, И3 = И4 = СН3; 2. И = И2 = N^6^1 OБ, И3 = И4 = СН3;
3. И.1 = И.2 = NHC6HlзO5, И.3 = И.4 = СН3; 4. И = И = NH(CH2)2N(C2H5)2, И.3 = И.4 = СН3;
5. И1 = И2 = N^^^N(^3)^ И.3 = И.4 = СН3; 6. И1 = И2 = №И(СН2)3^СН3)2, И3 = И4 = СН3; 7. И1 = ОН, И2 = №И(СН2)3^СН3)2, И3 = ОСН3, И4 = СН3; 8. И1 = ОН, И2 = NH(CH2)3N(CH3)2, И3 = ОСН3, И4 = Н; 9. И1 = ОН, И2 = NH(CH2)3N(CHз)2, И3 = С1, И4 = СН3; 10. И1 = ОН,
И2 = №Н(СН2)3^СН3)2, И3 = Н, И4 = СН3; 11. И1 = NH(CH2)3N(CH3)2, И2 = ОН, И3 = ОСН3, И4 = Н; 12. И1 = NH(CH2)БCOOH, И2 = NH(CH2)БCONH(CH2)3N(CHз)2, И3 = ОСН3, И4 = Н
СОИ
СОИ
сн3 сн3
я
-ны-
N
I
сн
со-
-ын- (сн2)- Ы(сн3)2
Рис. 5. Химическая структура дистакцинов
хромофоре на способ связывания соединения с ДНК. Прежде всего, было показано, что феноксазоновый и фенотиазоновый хромофоры являются классическими интеркалято-рами [11]. Однако целый ряд факторов может препятствовать интеркаляции хромофора в двойную спираль ДНК. Так, например, положение аминогруппы на хромофоре не влияет на способность хромофора интеркалировать. В то же время в отсутствие этой группы хромофор не интеркалирует в двойную спираль ДНК [25]. Этот факт позволяет сделать вывод, что наличие плоского гетероциклического хромофора не является достаточным условием интеркаляционного связывания лиганда с ДНК. Для интеркаляции необходима определённая электронная структура хромофора, на которую значительное влияние оказывает электронно-донорная аминогруппа. Другой причиной отсутствия интеркаляционного связывания являются стерические препятствия, создаваемые громоздкими заместителями. Так, оказалось, что громоздкий заместитель в 7-м положении хромофора затрудняет интеркаляцию фенотиазона в двойную спираль ДНК [25].
Ещё одна причина, влияющая на способ связывания феноксазонового хромофора, — его ионное состояние. Было показано, что аналоги актиномицина, находящиеся в цвиттерионной форме (рис. б, соединения 9-11 ), не интеркалируют в двойную спираль ДНК [2б]. Интеркаляция также не происходит, если катионоидная группа или другой центр связывания с ДНК расположены далеко от хромофора из-за длинного линкера (рис. б, соединение 12) [27].
Соединения, содержащие диалкиламиноалкильные группировки различной длины (рис. б, соединения 4, 5), взаимодействуют с ДНК двумя способами: первый — классическая интеркаляция мономера лиганда, второй — внешнее присоединение к двойной спирали за счёт электростатических взаимодействий [б]. Соотношение количества молекул, связанных с ДНК разными способами, при общем равном количестве связанных молекул лиганда зависит от длины аминоалкильной цепи. Соединения, содержащие в аминоалкильной цепи три группы -СН2 (рис. б, соединение б), связывается с ДНК в виде димера, один из мономеров которого интеркалирует в двойную спираль и служит местом связывания для второго мономера (см. рис. 2).
После того как было установлено, что пентапептидлактонные кольца актиномици-на D в положениях 1 и 9 хромофора могут подобно краунсоединениям ассоциировать ионы Na+ [28], в Технологическом институте были синтезированы аналоги актиномицина, содержащие в 1-м и 9-м положениях хромофора краунгруппировки, способные ассоциировать ионы Na+ и K+ (рис. 7). Оказалось, что способ связывания этих соединений с ДНК зависит от структуры краунгруппировки, от размера её полости и от длины линкера, соединяющего краунгруппировку с хромофором [29]. Азакраунсодер-жащие аналоги не связывались с ДНК. А способ связывания (интеркаляционный или бороздочный) соединений, содержащих фрагмент бензо(15-краун-5) (рис. 7, соединения VI, VII), зависит от природы и концентрации противоиона [30].
Следует отметить, что ни один из многочисленных аналогов актиномицина, синтезированных в процессе нашей совместной работы химиками Технологического института, не вызывает тех изменений в структуре ДНК при связывании, какие наблюдаются при взаимодействии с ДНК самого актиномицина D. Тем не менее параллельные исследования биологической активности синтезированных аналогов позволили обнаружить несколько соединений, противоопухолевая активность которых оказалась близкой к активности антибиотика. Все они принадлежат к разным группам рассмотренных выше аналогов (простые аналоги, диалкиламиноалкильные производные и краунсодержащие аналоги), но все являются интеркаляторами.
И
1-УШ
Г О
О О
1 (I)
О У О И
^О
п = 1 (II), п = 2 (III), п = 5 (IV)
И
О
О О
О О
О
3
(У)
И = — (СЫ^СОШ
п = 1 (VI), п = 2 (VII), п = 5 (VIII)
Рис. 7. Химическая структура краунсодержащих производных актиноцина
В заключение коснёмся современного положения дел в области исследований способа связывания различных низкомолекулярных соединений с ДНК. Синтез новых соединений — потенциальных комплексонов ДНК — активно продолжается во всём мире. Соответственно остаётся и проблема определения способа их связывания с ДНК. Нужно отметить, что в качестве экспериментального теста на интеркаляцию, несмотря на огромный прогресс в области рентгеноструктурного анализа, как правило, используют самый простой метод — вискозиметрию [31, 32]. При этом исследуется зависимость вязкости растворов конечной концентрации ДНК от концентрации лиганда в растворе, но не определяется связанная с макромолекулярными параметрами характеристическая вязкость макромолекулы. Увеличение вязкости растворов ДНК в присутствии лиганда является лишь необходимым, но отнюдь не достаточным признаком интерка-ляции, как это было показано в ранних работах по гидродинамическому поведению комплексов ДНК с различными низкомолекулярными соединениями [3, 5, 6, 11]. В результате интеркаляторами объявляется множество соединений, среди которых могут оказаться и не являющиеся таковыми. Ещё один источник появления новых интерка-ляторов — многочисленные исследования по компьютерному моделированию. Согласно некоторым таким исследованиям, интеркаляторами являются соединения, «толщина» которых превышает предполагаемые в модели Лермана 3,4 А [1], а также соединения, не имеющие плоского гетероциклического хромофора [33]. Таким образом, проблема однозначного определения способа связывания низкомолекулярных соединений с молекулой ДНК остаётся актуальной и в настоящее время.
2' п
1. LermanL. S. Structural considerations in interaction of DNA and acridines // J. Mol. Biol. 1961. Vol. 3. P. 18-30.
2. Рурский Г. В. Взаимодействие акридинов с ДНК // Биофизика. 1966. Т. 11. Вып. 5. С. 737-746.
3. Reinert K. E. DNA stiffening and elongation caused by the binding of ethidium bromide // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) — Nucleic Acids and Protein Synthesis. 1973. P. 135-139.
4. Waring M. Variation of the supercoils in closed circular DNA by binding of antibiotics and drugs: Evidence for molecular models involving intercalation // J. Mol. Biol. 1970. Vol. 54. P. 247-279.
5. Морошкина Е. Б., Шишов А. К, Кривцова М. А. и др. Исследование влияния акридиновых красителей на молекулярную структуру ДНК // Молек. биология. 1975. Т. 9. Вып. 6. С. 836-844.
6. Кривцова М. А., Морошкина Е. Б., РлибинЕ.Н., ФрисманЭ.В. Взаимодействие ДНК с низкомолекулярными лигандами различной структуры. II. Комплексы ДНК с актинамином и его аналогами // Молек. биология. 1982. Т. 16. Вып. 1. С. 149-155.
7. WangA.H.J., Ughetto G., Quigley G. J., Rich A. Interactions between an anthracycline antibiotic and DNA: molecular structure of daunomycin complexed to d(CpGpTpApCpG) at 1.2-.ANG. resolution // Biochemistry. 1987. Vol. 26. P. 1152-1163.
8. Веселков А. Н., Морошкина Е. Б., Соболева О. И., ФрисманЭ.В. Сравнительное исследование взаимодействия ДНК с дауномицином и профлавином в растворе // Молек. биология. 1984. Т. 18. Вып. 2. С. 481-487.
9. Muller W, Crothers D. M. Studies of the binding of actinomycin and related compounds to DNA // J. Mol. Biol. 1968. Vol. 35. P. 251-290.
10. РурскийР. В. Структура комплекса ДНК-актиномицин // Молек. биология. 1969. Т. 3. Вып. 5. С. 749-757.
11. Кривцова М. А., Морошкина Е. Б., ХамманХ. и др. Изучение взаимодействия ДНК с низкомолекулярными лигандами различной структуры. 1. Комплексы ДНК с актиноми-цином и его простыми аналогами // Молек. биология. 1981. Т. 15. Вып. 3. С. 613-621.
12. KamitoriS., TakusagawaF. Crystal structure of the 2:1 complex between d(GAAGCTTC) and the anticancer drug actinomycin D // J. Mol. Biol. 1992. Vol. 225. P. 445-456.
13. Pommier Y. DNA Topoisomerase I Inhibitors: Chemistry, Biology, and Interfacial Inhibition // Chem. Rev. 2009. Vol. 109. P. 2894-2902.
14. McClendon A. K., OsheroffN. DNA topoisomerase II, genotoxicity, and cancer // Mutation Research. 2007. Vol. 623. P. 83-97.
15. Palumbo M., Gatto B., MoroS. et al. Sequence-specific interactions of drugs interfering with thetopoisomerase-DNA cleavage complex // Biochimica et Biophysica Acta. 2002. Vol. 1587. P. 145-154.
16. Mc GheeJ.D., von Hippel P. N. Theoretical aspects of DNA-protein interactions: Cooperative and non-co-operative binding of large ligands to a one-dimensional homogeneous lattice // J. Mol. Biol. 1974. Vol. 86. P. 469-489.
17. Le PecqJ. B., LebretM., BarbetJ., Roques B. P. DNA polyintercalating drugs: DNA binding of diacridine derivatives // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1975. Vol. 72. P. 2915-2919.
18. KuhlmanK. F., CharveneanN. J., Mosher C. W. Synthesis, DNA-binding and biological activity of a double intercalating analog of ethidium bromide // Nucleic Acids Res. 1978. Vol. 5. P. 2629-2642.
19. Cannelakis E. S., Bono U. E., Bellantone R. A. et al. Diacridines: Bifunctional intercalators. III. Definition of the general site of action // Biochim. et Biophys. Acta. 1976. Vol. 418. P. 300-314.
20. WakelinL. P. G., Romanos M., Chen T. K. et al. Structural limitations on the bifunctional intercalation of diacridines into DNA // Biochemistry. 1978. Vol. 17. P. 5057-5063.
21. Морошкина Е. Б., Степанова Т. Ф., Ракецкая В. В., ФрисманЭ. В. Взаимодействие ДНК с бифункциональным акридиновым красителем // Молек. биология. 1987. Т. 21. Вып. 2. С. 389-394.
22. Кривцова М. А., Морошкина Е. Б., Рлибин Е. Н., ФрисманЭ.В. Взаимодействие ДНК с низкомолекулярными лигандами различной структуры. III. Комплексы ДНК с дистакцина-ми // Молек. биология. 1984. Т. 18. Вып. 4. С. 950-956.
23. Glibin E. N. Biological and Biophysical Aspects of Synthetic Phenoxazone Derivatives // Anti-Cancer Drug Design / ed. A. N. Veselkov, D. B. Davies. Sevastopol, 2002. P. 23-31.
24. Морошкина Е. Б., Кривцова М. А., РлибинЕ. Н. Влияние природы заместителей амидов актиноцина на способ их связывания с ДНК // Биофизика. 2002. Т. 47. С. 444-448
25. МорошкинаЕ. Б., Кривцова М. А. Структура комплексов ДНК с соединениями феноти-азонового ряда // Молек. биология. 1991. Т. 25. Вып. 5. С. 1285-1292.
26. Морошкина Е. Б., Кривцова М. А., Юдина И. Р., Рлибин Е. И. Взаимодействие ДНК
с амфолитными соединениями на основе актиноцина // Молек. биология. 1998. Т. 32.
С. 256-262.
27. МорошкинаЕ. Б., Кузьменко Е. А., Кривцова М. А., РлибинЕ. И. Взаимодействие ДНК с амидами актиноцина, содержащими катионоидные центры в амидных группах // Молек. биология. 2000. Т. 34. С. 448-452.
28. HortiA., Glibin E., Nesterov V. Retention behavior of crown ethers and actinomycin D in reversed-phase HPLC // Chromatographia. 1992. Vol. 34. P. 155-158.
29. Морошкина Е. Б., Загоруйко Н. Е., Овчинников Д. В. и др. Исследование зависимости способа связывания с ДНК бензо-краун-содержащих производных актиноцина от размера и удалённости от хромофора краунгруппировок // Молек. биология. 2002. Т. 36. С. 740-746.
30. Морошкина Е. Б., Богданов А. А., Колонистова М. О. и др. Влияние природы противоионов в растворе на взаимодействие с ДНК производных феноксазона, ксантона и карба-зола, содержащих бензо-краун группировки // Журн. структ. химии. 2009. Т. 50. Вып. 5. С. 1022-1028.
31. Das S., Kumar G. S. Molecular aspects on the interaction of phenosafranine to deoxyribonucleic acid: Model for intercalative drug-DNA binding // Molecular Structure. 2008. Vol. 872. P. 56-63.
32. Ping Zhao, Lian-Cai Xu, Jin-Wang Huang et al. Tricationic pyridium porphyrins appending different peripheral substituents: Experimental and DFT studies on their interactions with DNA. [W. p.], [w. y.].
33. Snyder R. D. Assessment of atypical DNA intercalating agents in biological and in silico systems // Mutation Research. 2007. Vol. 623. P. 72-82.
Статья поступила в редакцию 28 июня 2011 г.
