CC BY
6
УДК 543.544.628.31
Г. М. Белоклейцева, кандидаты хим. наук А. Н. Король и Г. В. Филоненко
ГАЗОХРОМАТОГРЛФИ ЧЕСКОЕ ОПРЕДЕЛЕНИЕ НИЗШИХ АЛЬДЕГИДОВ
И КЕТОНОВ В ВОДЕ
Институт физической химии им. Л. В. Писаржевского АН УССР, Киев
Содержание низших альдегидов и кетонов в окружающей среде лимитируется санитарными нормами вследствие их мутагенного и канцерогенного (формальдегид) действия (Fishbein). Особенно низкая ПДК (0,05 мг/л) установлена для формальдегида.
Учитывая, что в природных водах содержатся примеси тысяч органических соединений, единственно пригодным методом для определения низших карбонильных соединений на фоне остальных загрязнений служит селективное химическое выделение карбонильных соединений из всей гаммы примесей. Для этого наиболее широко используется перевод карбонильных соединений в 2,4-динитрофенилгидразоны (2,4-ДНФГ), не растворимые в воде (Barber и Lodge; Dhont и Dijkman). Однако после такого химического превращения необходимо разделить смесь ДНФГ и количественно оценить их содержание на уровне ПДК. Ряд работ (А. Д. Семенов и соавт., и др.) посвящен решению задачи методом тонкослойной хроматографии (ТСХ) со спектральным сканированием пятен, однако эти методы обладают невысокой точностью и разделяющей способностью (Jones и Monroe). Как правило, низшие альдегиды и кетоны (по С4) разделяются с помощью ТСХ плохо, пропионовый альдегид и ацетон вообще не разделяются; чувстви-( тельность детектирования пятен составляет 15—40 мкг/л. Пожалуй, к наиболее чувствительным методам следует отнести хемилюминесценцию (Sla-winska и Slawinski), позволяющую обнаружить до 1 мкг/л формальдегида в воде; однако при этом определению мешает ряд сопутствующих соединений, в частности гуминовые кислоты и фенолы.
Газожидкостная хроматография (ГЖХ) является наиболее высокоэффективным из всех хроматографических методов,, который по чувствительности ненамного уступает хемилюминесцентному методу, поэтому нам казалось целесообразным использовать ГЖХ для количественного раздельного определения низших карбонильных соединений (С:—С3) в воде на уровне ПДК. Разделение смесей 2,4-ДНФГ данным методом описано в ряде работ (Pias и Gaseo), однако мы не нашли сведений о количественном газо-хроматографическом определении альдегидов и кетонов на уровне ПДК.
Методика разработана на хроматографе «Хром-31» (ЧССР) с пламенно-ионизационным детектором и применима к любому хроматографу с тем же детектором. Ввиду возможного термического распада реактива и ДНФГ при контакте с нагретыми металлическими поверхностями использованы стеклянные колонки, а в дозатор помещен стеклянный вкладыш.
Согласно результатам предварительных испытаний, наиболее пригодной для разделения фенилгндразонов низших карбонильных соединений оказалась колонка длиной 1,2 м, заполненная хроматоном NAW — HMDS (ЧССР) с 10% силиконового эластомера Е-301. Эта колонка позволяет при 196°С надежно отделять целевые продукты от фонового пика растворителя и за сравнительно короткое время наблюдать выход фенилгндразонов низших альдегидов (Cj—С3). Температуру дозатора поддерживали на уровне 260—270°С для быстрого испарения ДНФГ без их термического разложения (Pais и Gaseo).
Исходные реактивы готовили следующим образом: 2,4-ДНФГ, из-• готовленный химическим заводом им. Войкова, дважды перекристаллизо-вывали из предварительно очищенного диоксана 1 для устранения фоновых
1 Препаративная органическая химия. М., Госхимиздат, 1958, с. 161.
Воздух Z
Рис. 1. Схема отдувки низкокипящих альдегидов и кетонов воздухом из барботера.
1 — редуктор; 2 — фильтр; 3 — игольчатый вентиль; 4 — водяная баня; 5 — барботер; 6 — обратный холодильник; 7 — поглотители Зайцева.
30 20 Юмин
Рис. 2. Хроматограмма
конденсата урины. 1 — хлороформ; 2 — антрацен (20 мг/л); 3 — формальдегид 2.4 ДНФГ (0.025 мг на 1л СН.О); 4 — не идентифицирован; 5 — уксусный альдегид 2,4-ДНФГ (0.34 мг на 1 л С.Н/Э); 6 — пропионовый альдегид 2,4-ДНФГ (1.2 мг на 1 л С.Н.О).
время полной реакции
пиков. Пики, соответствующие 2,4-ДНФГ формальдегида, после этой очистки резко уменьшались. Для калибровки по низшим альдегидам и кетонам приготовили ряд стандартных водных растворов разных концентраций (от 0,05 до 7 мг/л), содержащих формальдегид, уксусный и пронионовый альдегиды. Данные альдегиды переводили в 2,4-ДНФГ стандартным методом (А. Д. Семенов и соавт.). В качестве внутреннего стандарта использовали -антрацен.
Поскольку, согласно данным литературы, карбонильных соединений с реактивом от 5 мин до 24 ч, а температура реакции от 4 до 100°С (И. А. Пинигина; А. Д. Семенов и соавт.), мы построили график зависимости hjhst для холостого раствора и различных концентраций формальдегида в дистиллированной воде от времени отстаивания раствора. Материалы показали, что при времени реакции 10 ч получаются максимальные величины JiJhtt, т. е. достигается максимальная чувствительность определения.
Полученные гидразоны после отстаивания в течение 10 ч экстрагировались двумя порциями хлороформа по 5 мл каждая. Применяемый для экстракции хлороформ очищали от следов этанола. Применение хлороформа обусловлено тем, что другие испытанные растворители (гексан, ацетон) дают значительно больший сигнал на пламенно-ионизационном детекторе и пики низших альдегидов и кетонов маскируются «хвостом» пика растворителя. Поэтому в большинстве работ, посвященных газохроматографи-ческому определению ДНФГ альдегидов и кетонов, в качестве растворителя используют хлороформ (Pias и Gaseo). После отделения водного слоя от хлороформа последний отгоняли с помощью водноструйного насоса при температуре 35—40°С до сухого остатка, который небольшим количеством хлороформа (0,5 мл) переносили в центрифужную пробирку. Затем добавляли 0,1 мл раствора антрацена в хлороформе (20 мг/л) и полученный раствор упаривали при 65°С до объема 0,2 мл. Пробу вводили в хроматограф в количестве 3 мкл. Выбрали следующие условия разделения: температуру колонки 196°С, температуру дозатора 260—270°С, скорость газа-носителя (аргона) 20 мл/мин.
Поскольку в природных водах, кроме карбонильных, присутствует большое количество других органических соединений, пики которых могут маскировать пики ДНФГ, анализируемую пробу следует соответствующим образом подготовить.
Свежеотобранную пробу (50 мл) заливают в барботер, через который пропускают воздух со скоростью 100 мл/мин. Барботер помещают на кипящую водяную баню. Улавливание низкокипящих компонентов происходит в 2 поглотителях, каждый из которых заполнен 10 мл 0,001% водного раствора солянокислого 2,4-ДНФГ (рис. 1).
Как показали результаты исследования, полная отдувка низкокипящих веществ происходит через 1 ч. Из поглотителей раствор сливали в коническую колбу с притертой пробкой и оставляли на 10 ч при комнатной температуре. Последующую обработку пробы проводили так же, как и стандартных водных растворов альдегидов и кетонов разных концентраций.
Содержание отдельных компонентов определяли по калибровочным графикам, построенным для индивидуальных карбонильных соединений по методу внутреннего стандарта. Метод анализа опробован на ряде образцов воды из гермообъектов. На рис. 2_ представлена хроматограмма конденсата урины.
Чувствительность метода по формальдегиду 0,025 мг/л, по уксусному альдегиду 0,1 мг/л, по пропионовому альдегиду 0,35 мг/л, по ацетону 0,35 мг/л. Относительная ошибка определения 7%.
ЛИТЕРАТУРА Пинигина И. А. — Гиг. и сан., 1972, № 4, с. 78.
Семенов А. Д., Брызгало В. А., Лелюшенко Н. В. — В кн.: Методы определены загрязняющих веществ в поверхностных водах. М., 1976, с. 95. Barber Е. D., Lodge J. P. — Analyt. Chem., 1968, v. 35, p. 348. Dhont J. H., Dijkman G. J. C. — Analys. (Lond.), 1967, v. 92, p. 431. Fishbein L. Chromatography of Environmental Hazards. Amsterdam, 1972, v. 1, p. 94-Jones L. A., Monroe R. J. — Analyt. Chem., 1965, v. 37, p. 935. Pi as J. В., Gasco L. — Chromatographia, 1975, v. 8, p. 270. Slawinska D., Slawinski J. — Analyt. Chem., 1975, v. 47, p. 2101.
Поступила 5/XII 1978 r-
УДК 6И.774-07&
Канд. биол. наук А. Ф. Перцовская, Е. В. Филимонова
ОПЫТ ИСПОЛЬЗОВАНИЯ КАПЕЛЬНОГО МЕТОДА ПОСЕВОВ ПРИ САНИТАРНО-МИКРОБИОЛОГИЧЕСКИХ ИССЛЕДОВАНИЯХ ПОЧВЫ
Институт общей и коммунальной гигиены им. А. Н. Сысина АМН СССР, Москва
Для анализов почвы капельный метод посевов" используют в модификации Хирте (Шйе), который рекомендовал применять его при учете-общей численности микроорганизмов и бактерий группы кишечных палочек в загрязненной сточными водами почве. Эта модификация заключалась, в том, что на поверхность питательных сред в чашках Петри, содержащих определенные добавки и подвергнутых специальному режиму высушивания, наносили капли суспензии соответствующего разведения (0,01— 0,03 мл). Для приготовления разведений брали разведенный агар-агар (30 мл 2% агар-агара на 1000 мл воды).
Использование достаточно дефицитных и дорогостоящих реактивов-(паранитрофенилглицерина, твина-80), сложный режим высушивания чашек (чередование хранения в холодильнике и сушильном шкафу), применение разведений агар-агара значительно затрудняли практическое пользование этим методом и обесценивали его значительные преимущества, отмечаемые предложившими его авторами. Сделана попытка разработать упрощенную модификацию.
На первом этапе проведены исследования, показавшие, что предложенная Хирте модификация капельного посева почвенной суспензии обеспечивает результаты одного порядка с получаемыми при стандартном методе
